Name: Aufzählung der wichtigsten peripheren Blut Leukozyten Populationen für Multicenter Clinical Trials mit einem Vollblut Phenotyping Assay (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 45 s
Description: Lernen Sie eine standardisierte Methode zur Phänotypisierung von Leukozyten in frischem Vollblut für multizentrische klinische Studien. Dieses Verfahren ermöglicht präzise Immunzell-Analysen mittels Durchflusszytometrie.

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Wir danken Jessica Jones, Erica Clark, Constance Ducar, Donna Smith, Roy Lewis, Lily Apedaile, Joanne Wiesner, Devin Adams, Corey McBain und Stephen Voght für ihre Unterstützung bei der Entwicklung dieser Methode, Manuskript und Video. Diese Arbeit wurde von der Bill and Melinda Gates Foundation CAVD Zuschuss 38.645 (MJM) und National Institutes of Health Zuschüsse UM1 AI068618 und U01 AI069481 (MJM) unterstützt. EA-N. wird durch NIH Grant T32 AI007140 unterstützt. Wir danken dem James B. Pendleton Charitable Trust für ihre großzügige Ausstattung Spende.

Hinweis: Um die Fluorophor-konjugierten Antikörpern vor Licht zu schützen, führen Sie alle Schritte in einer Bio-Sicherheits-Schrank mit dem Licht aus. Ein. Antikörperfärbung Systemsteuerung Vorbereitung <ol><li> Die Antikörper-Färbung Panel kann in Tabelle 1 zu finden. Antikörperkonzentration sollte durch Titration mit Vollblut definiert werden und unter Verwendung des gleichen Durchflusszytometrie Ausrüstungen und Verfahren, die verwendet werden, um die Proben zu erwerben Phänotypisierung gebeizt wird. </li><li> Sobald geeignete Färbung Titer bestimmt werden, kombinieren alle Antikörper in einen einzigen Mischung in einem Lock-Kapselrohr. Hinzufügen Strömung Waschpuffer (Dulbeccos PBS mit 2% hitzeinaktiviertes fötales Rinderserum), um das Gesamtvolumen auf 100 ul zu bringen. Skalieren der Mischung für die Anzahl von Abtastwerten ist angefärbt. Dieses Gemisch kann bei 4 ° C für bis zu acht Wochen gelagert werden. </li></ol> 2. Färbung <ol><li> Wenn das Blut gesammelt wird, ist für andere Zwecke in ad verwendet werdendition diesem Assay, setzen Sie ein Aliquot beiseite, während mehr Zeit-und Kleinschreibung auf die verbleibende Blut durchgeführt werden. Das Aliquot kann bei Raumtemperatur bis zu 4 Stunden nach der Blutabnahme ohne nennenswerte Zellverlust gespeichert. </li><li> Überprüfen, dass es ein intaktes Wulst Pellet am Boden des Rohrs und TruCOUNT Etikett das Rohr zu identifizieren wobei die Probe gefärbt. In HVTN klinischer Studien, deren Laboratory Data Management System (Frontier Science and Technology Research Foundation; Amherst, NY) wird verwendet, um zu kennzeichnen und zu verfolgen gefärbten Proben. </li><li> Notieren Sie die Chargennummern und Verfallsdaten aller Reagenzien. Notieren Sie sich die TruCOUNT tube bead Zählnummer durch den Hersteller auf der Tasche der Rohre vorgesehen, stellen Sie sicher, dass die Chargennummer auf dem Beutel die Lotnummer auf dem Schlauch. </li><li> Verwenden Reverse Pipettieren genau Je 100 ul Vollblut in die TruCOUNT Rohr, knapp oberhalb der Metall-Halterung. Vermeiden Verschmieren Blut an der Seite des Rohres. </li><li&gt; Verwenden von regulären (vorwärts) Pipettiertechnik, Pipette 100 ul des gemischten Antikörperfärbung Panel (siehe Tabelle 1) in die TruCOUNT Röhre. Das Röhrchen und vortexen bei niedriger Drehzahl für ca. 15 Sek. mischen. Sichtprüfen Rohr zu gewährleisten, dass der Wulst Pellet vollständig gelöst ist. </li><li> Inkubieren TruCOUNT Röhrchen für 15 Minuten bei Raumtemperatur (15-30 ° C) im Dunkeln. </li><li> Wenn nötig, Einen aliquoten von 10 × FACS Lyse Lösung 1X mit diH 2 O. Zusatz von 900 ul 1 × FACS Lysing Lösung des Rohres. </li><li> Das Röhrchen verschließen und gründlich vortexen bei niedriger Drehzahl für ca. 15 Sek. mischen. Schieben Sie den Deckel fest in Sperrstellung auf dem Rohr und Dichtung mit Labor-Film. </li><li> Bewahren Sie das Rohr bei -65 ° C bis -95 ° C, bis die Probe für den Versand an die zentrale Analyse Labor oder für die Analyse im Haus bereit. Proben sind in dieser Phase stabil für mindestens vier Wochen. Wenn Versand oder zur quantitativen Bestimmung sofortdiately, kann dieser Schritt weggelassen werden. </li></ol> 3. Versand Hinweis: Die folgenden Anweisungen verwenden einen isolierten Versandsystem von Saf-T-Pak, Inc. speziell für Transportzwecke Kategorie B ausgenommen biologische Stoffe nach International Air and Transport Association (IATA) entworfen. Bei der Analyse der Proben in der gleichen Position wie die Färbung auftrat, Abschnitt 4 gehen. <ol><li> Proben können sofort nach dem Färben oder versendet werden, sobald sie bei -65 ° C eingefroren bis -95 ° C. Wickeln Sie jedes Rohr komplett in Folie und in die gefärbte Probe Box. Legen Sie die gefärbte Probe Box innerhalb einer dichten Poly-Beutel mit einem saugfähigen Material. </li><li> Legen Sie die Dichtheit Poly-Beutel und Inhalt in einen Tyvek Beutel und Dichtung mit so wenig Luft wie möglich in der Tasche. </li><li> Legen Sie die Probe-Paket (Probe innerhalb sekundäre Verpackung) innerhalb des inneren braunen Kasten. </li><li> Setzen Sie den inneren braun box im Styropor Brust, Befestigung in die Vertiefung der Verschiebung zu verhindern. </li><li> Füllen Sie das Styropor Brust mit Trockeneis (ca. 8 kg) und legen Sie den Deckel fest auf der Brust. </li><li> Sicher Band der Versandkarton und Schiff als biologische Substanz, Kategorie B (UN3373) mit der richtigen Trockeneis (UN 1845) Markierungen, folgen IATA PI-650 Anweisungen. </li><li> Bei Empfang werden die Proben bei -65 ° C gelagert bis -95 ° C, bis sie analysiert werden. </li></ol> 4. Auftauen und Durchflusszytometrie-Analyse <ol><li> Entfernen der gefärbten Probe aus dem Gefrierschrank bei Raumtemperatur in der Dunkelheit vor dem Sammeln auf dem Durchflusszytometer aufzutauen. Wenn Daten über mehr als eine Probe, standardisieren den Vorgang für alle Rohre durch Staffelung Auftauen, so dass die Rohre nicht sitzen bei Raumtemperatur für mehr als 1 Stunde lang. </li><li> Proben sollten die unter Verwendung eines Durchflusszytometers vier Laser mit geeigneten Filtern, wie dem BD LSR ausgestattet werdenII. Verwenden Sie Standard-Zytometer Kalibrierung und Fluoreszenzkompensation Methoden zur Datenerfassung 4. </li></ol> Hinweis: Nicht nach vorne gesetzt streuen oder Seitwärtsstreuung Schwellenwerte während collection 5. TruCOUNT Kügelchen können unterhalb der niedrigsten möglichen Threshold-Einstellung für diese Parameter bewirken, dass ein Teil der Perlen nicht bei der Analyse berücksichtigt werden fallen. Wenn durch das Gerät erforderlich, um eine Schwelle, die niedrigste mögliche Am Cyan-Kanal Schwelle. Da CD45 + Leukozyten mit dem Panel gefärbt wird Cyan positive Am, und TruCOUNT Perlen auch fluoreszieren im Am Cyan-Kanal, sollte dies für alle relevanten Daten entsprechend gesammelt werden können. <ol start="3"><li> Vortex das Probenröhrchen für 5 Sekunden vor dem Laden auf dem Durchflusszytometer. TruCOUNT Perlen fluoreszieren stark in viele Kanäle. Tor die Perlen während der Sammlung durch Auffinden der Bevölkerung, die stark doppelt positiv für PE Cy5 und APC (die beiden colors, dass die meisten der Perlen leicht unterscheiden von den Zellen können je nach Instrumentierung variieren). Wählen Sie den Wulst Tor als Stoppen Tor, und Daten aufzeichnen, bis mindestens 20.000 Perlen erworben werden. </li><li> Analysieren Sie die Daten mit Hilfe geeigneter Software wie FlowJo (Treestar; Ashland, OR). Abbildung 1 zeigt die Gating-Schema für die Analyse der verschiedenen Leukozyten-Populationen aus einer repräsentativen Kontrolle Blutentnahme verwendet. </li></ol> 5. TruCOUNT Berechnungen <ol><li> Jeder TruCOUNT Röhre enthält eine lyophilisierte Pellet fluoreszierende Kügelchen. Nach Zugabe von Flüssigkeit zu dem Rohr und Vortexen sollten die Perlen sich gleichmäßig über der Probe verteilt. Die Zahl der Raupen in der Pellet variiert leicht durch Losnummer und kann auf der Aufbewahrungstasche für die Rohre zu entnehmen. </li><li> Tor die TruCOUNT Perlen und Zellpopulationen wie in Abbildung 1 gezeigt, Veranstaltung zählt für jede Population zu bestimmen. Vergleicht man die Anzahl der Ereignisse in die Wulst Gate zur Gesamtzahl von Kügelchen ursprünglich in der Röhre erlauben, das Verhältnis der Probe gesammelt, die dann verwendet werden, um die absolute Konzentration (dh Zellen / ul) für jede Population zu bestimmen bestimmen. Zellkonzentration (# Zellen / Mikroliter Vollblut) = [# Bevölkerung events / (# bead events / # total Perlen in Pellet)] / 100 ul: Die folgende Gleichung kann für diesen Zweck verwendet werden. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/4302/4302fig1.jpg" alt="Abbildung 1" fo:content-width="5.5in" fo:src="/files/ftp_upload/4302/4302fig1highres.jpg" /> Abbildung 1. Gating-Schema für die Analyse der wichtige Leukozytenpopulationen zeigt repräsentative Daten von einem gesunden Freiwilligen verwendet. A) TruCOUNT Perlen (i) sind gated und ausgeschlossen von Zellen. Granulozyten (ii) werden abgegrenzt und lympohcytes und Monozyten sind in 3 popluations unterteilt: CD14Lymphozyten negativ (iii), alle CD14-negativen Zellen (iv), und nicht-Lymphozyten (v). B) CD14 negativen Lymphozyten sind gated an CD4 + T-Zellen (vi), CD8 + T-Zellen (vii), B-Zellen (viii), CD56 hell NK-Zellen (ix), CD56 dim NK-Zellen (x), und CD56 negativen NK-Zellen zu unterscheiden (xi). C) Alle CD14 negative Zellen sind gated um myeloide (xii) und plasmazytoiden (xiii) dendritische Zellen zu unterscheiden. D) Non-lympocytes sind gated nicht-klassischen (xiv), Mittelstufe (xv) und klassische (xvi) Monozyten zu unterscheiden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4302/4302fig1large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen</a> . Spezifischere Zelluntergruppen die nicht in 1 (zB NKT-Zellen oder Neutrophile) gezeigt können auch unter Verwendung der Platte unterschieden präsentieren wir werden, und die Gating-Schema kann erweitert oder modifiziert werden, um spezifische Studie Bedürfnisse zu erfüllen. Bestimmte Gating gezeigten Schritte sind einzigartig für diese Methode. Besonders erwähnenswert ist, einer Einbeziehung Tor undAusschluss Gate sind um die Kügelchen TruCOUNT gezogen und auf die Oberseite voneinander ein bis Gate die Perlen zum Zählen und ein um die Kügelchen aus dem zellulären Analyse (Abbildung 1A) auszuschließen. Auch weil Lymphozyten, Monozyten und Granulozyten nicht so leicht in Vollblut unterscheiden, wie sie in peripheren mononukleären Zellen durch Vorwärtsstreuung und seitliche Streuung, Gating diesen Zellen mit CD45-Expression und Seitenstreuung ist oft notwendig (1A) sind. Kontaminierende Granulozyten (eingekreist), die nicht von Lymphozyten und Monozyten mit CD45 und side scatter getrennt werden konnten unterscheidbar sind in einigen Parzellen durch ihre hohe CD16 Expression (Abbildung 1C und 1D). Die Anzahl der kontaminierenden Granulozyten ist üblicherweise klein, und sie nicht mit Monozyten und NK-Zell-Gating stören.

<ol><li>Taylor, M. J., London, N. J., Thirdborough, S. M., Lake, S. P., James, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cryobiology+of+rat+and+human+dendritic+cells%3A+preservation+and+destruction+of+membrane+integrity+by+freezing%5BTitle%5D)+AND+%22Cryobiology%22%5BJournal%5D)">The cryobiology of rat and human dendritic cells: preservation and destruction of membrane integrity by freezing.</a> Cryobiology. 27, 269-278 (1990).</li>
<li>Reimann, K. A., Chernoff, M., Wilkening, C. L., Nickerson, C. E., Landay, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preservation+of+lymphocyte+immunophenotype+and+proliferative+responses+in+cryopreserved+peripheral+blood+mononuclear+cells+from+human+immunodeficiency+virus+type+1-infected+donors%3A+implications+for+multicenter+clinical+trials.+The+ACTG+Immunology+Advanced+Technology+Laboratories%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Diagn+Lab+Immunol%22%5BJournal%5D)">Preservation of lymphocyte immunophenotype and proliferative responses in cryopreserved peripheral blood mononuclear cells from human immunodeficiency virus type 1-infected donors: implications for multicenter clinical trials. The ACTG Immunology Advanced Technology Laboratories.</a> Clin Diagn Lab Immunol. 7, 352-359 (2000).</li>
<li>Boonlayangoor, P., Telischi, M., Boonlayangoor, S., Sinclair, T. F., Millhouse, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryopreservation+of+human+granulocytes%3A+study+of+granulocyte+function+and+ultrastructure%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Cryopreservation of human granulocytes: study of granulocyte function and ultrastructure.</a> Blood. 56, 237-245 (1980).</li>
<li>Perfetto, S. P., Ambrozak, D., Nguyen, R., Chattopadhyay, P., Roederer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quality+assurance+for+polychromatic+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Quality assurance for polychromatic flow cytometry.</a> Nat Protoc. 1, 1522-1530 (2006).</li>
<li>Brando, B., Barnett, D., Janossy, G., Mandy, F., Autran, B., Rothe, G., Scarpati, B., D'Avanzo, G., D'Hautcourt, J. L., Lenkei, R., Schmitz, G., Kunkl, A., Chianese, R., Papa, S., Gratama, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytofluorometric+methods+for+assessing+absolute+numbers+of+cell+subsets+in+blood.+European+Working+Group+on+Clinical+Cell+Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry%22%5BJournal%5D)">Cytofluorometric methods for assessing absolute numbers of cell subsets in blood. European Working Group on Clinical Cell Analysis.</a> Cytometry. 42, 327-346 (2000).</li>
<li>Bull, M., Lee, D., Stucky, J., Chiu, Y. L., Rubin, A., Horton, H., McElrath, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defining+blood+processing+parameters+for+optimal+detection+of+cryopreserved+antigen-specific+responses+for+HIV+vaccine+trials%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol+Methods%22%5BJournal%5D)">Defining blood processing parameters for optimal detection of cryopreserved antigen-specific responses for HIV vaccine trials.</a> J. Immunol Methods. 322, 57-69 (2007).</li>
<li>Kantor, A. B., Roederer, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKantor%2C+AB+%22The+handbook+of+Experimental+Immunology%22">The handbook of Experimental Immunology</a>. Herzenberg, L., Blackwell, C., Weir, D. 43, 1-49 (1996).</li>
<li>Hulspas, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometry+and+the+stability+of+phycoerythrin-tandem+dye+conjugates%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+A%22%5BJournal%5D)">Flow cytometry and the stability of phycoerythrin-tandem dye conjugates.</a> Cytometry A. 75, 966-972 (2009).</li>
<li>Le Roy, C., Varin-Blank, N., Ajchenbaum-Cymbalista, F., Letestu, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometry+APC-tandem+dyes+are+degraded+through+a+cell-dependent+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+A%22%5BJournal%5D)">Flow cytometry APC-tandem dyes are degraded through a cell-dependent mechanism.</a> Cytometry A. 75, 882-890 (2009).</li>
<li>Mandy, F., Brando, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enumeration+of+absolute+cell+counts+using+immunophenotypic+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Protoc.+Cytom%22%5BJournal%5D)">Enumeration of absolute cell counts using immunophenotypic techniques.</a> Curr. Protoc. Cytom. Chapter 6, Unit 6(2001).</li>
<li>Vuckovic, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+dendritic+cells+in+clinical+practice+using+a+new+whole+blood+single-platform+TruCOUNT+assay%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol+Methods%22%5BJournal%5D)">Monitoring dendritic cells in clinical practice using a new whole blood single-platform TruCOUNT assay.</a> J. Immunol Methods. 284, 73-87 (2004).</li>
<li>Lichtner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circulating+dendritic+cells+and+interferon-alpha+production+in+patients+with+tuberculosis%3A+correlation+with+clinical+outcome+and+treatment+response%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Exp.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Circulating dendritic cells and interferon-alpha production in patients with tuberculosis: correlation with clinical outcome and treatment response.</a> Clin. Exp. Immunol. 143, 329-337 (2006).</li>
<li>Hosmalin, A., Lichtner, M., Louis, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+analysis+of+dendritic+cell+subsets%3A+the+dendritogram%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Clinical analysis of dendritic cell subsets: the dendritogram.</a> Methods Mol. Biol. 415, 273-290 (2008).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

In diesem Bericht stellen wir eine Bead-basierte Verfahren zum Aufzählen Leukozytenpopulationen in frischem Vollblut mittels Durchflusszytometrie und decken die notwendigen Parameter für den Einsatz in einer multizentrischen klinischen Studie mit zentraler Probenanalyse. Diese Methode baut auf und optimiert die BD TruCOUNT Protokoll und ermöglicht seinen zuverlässigen Einsatz in einer multizentrischen klinischen Studie. Die Färbung Test ist einfach und dauert etwa 45 Minuten in Anspruch, so dass es möglich ist für Blut ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Reagent Name </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> TruCOUNT Absolute Counting Tubes </td><td> BD Biosciences </td><td> 340334 </td></tr><tr><td> 10X FACS Lyselösung </td><td> BD Biosciences </td><td> 349202 </td></tr><tr><td> Kategorie B &amp; Exempt Shipping System, isoliert </td><td> Saf-T-Pak </td><td> STP-320 </td></tr><tr><td> CD45 monoklonalen Antikörpers AmCyan </td><td> BD Biosciences </td><td> 339192 </td></tr><tr><td> CD3 monoklonaler Antikörper FITC </td><td> BD Biosciences </td><td> 349201 </td></tr><tr><td> CD8-PerCP Cy 5,5 monoklonalen Antikörpers </td><td> BD Biosciences </td><td> 341051 </td></tr><tr><td> Alexa Fluor 700 CD4 monoklonalen Antikörperndy </td><td> BD Biosciences </td><td> 557922 </td></tr><tr><td> HLA-DR-ECD monoklonalen Antikörpers </td><td> Beckman Coulter </td><td> IM3636 </td></tr><tr><td> CD14 monoklonalen Antikörper V450 </td><td> BD Biosciences </td><td> 560349 </td></tr><tr><td> CD19 PE monoklonalen Antikörpers </td><td> BD Biosciences </td><td> 555413 </td></tr><tr><td> APC-CD16 monoklonaler Antikörper H7 </td><td> BD Biosciences </td><td> 560195 </td></tr><tr><td> CD56 PE-Cy7 monoklonalen Antikörpers </td><td> BD Biosciences </td><td> 335791 </td></tr><tr><td> CD11c APC monoklonalen Antikörpers </td><td> BD Biosciences </td><td> 559877 </td></tr><tr><td> CD123 PE-Cy5 monoklonalen Antikörpers </td><td> BD Biosciences </td><td> 551065 </td></tr></tbody></table>

aufzählung der wichtigsten peripheren blut leukozyten populationen für multicenter clinical trials mit einem vollblut phenotyping assay

Enumeration of Major Peripheral Blood Leukocyte Populations for Multicenter Clinical Trials Using a Whole Blood Phenotyping Assay

Kryokonservierung von Leukozyten des peripheren Blutes wird häufig verwendet, um Zellen für die Immunantwort Auswertungen in klinischen Studien erhalten und bietet viele Vorteile für eine einfache und Standardisierung von immunologischen Einschätzungen, aber nachteilige Auswirkungen dieses Prozesses haben auf einigen Zellpopulationen, wie Granulozyten, B-Zellen beobachtet und dendritischen Zellen 1-3. Untersuchung frischen Leukozyten gibt ein genaueres Bild der in vivo Zustand der Zellen, sondern ist oft schwierig, im Rahmen der großen klinischen Studien durchzuführen. Frische Zell-Assays sind abhängig von freiwilligen Verpflichtungen und Fristen und wenn zeitaufwendig, ihre Anwendung kann unpraktisch aufgrund der Arbeitszeiten von Laborpersonal erforderlich. Zusätzlich, wenn Prüfungen in mehreren Zentren durchgeführt, können Labors die Mittel und Ausbildung erforderlich, die Assays durchzuführen, die nicht in ausreichender Nähe zu klinischen Standorten befinden. Um diese Probleme anzugehen, haben wir develwickelt einen 11-farbe Antikörperfärbung Panel, das mit TruCOUNT Röhrchen (Becton Dickinson, San Jose, CA) verwendet werden, um Phänotyp und Auflisten der großen Leukozytenpopulationen im peripheren Blut, wodurch stabilere zelltypspezifisch Informationen als Assays, wie ein komplettes Blutbild (CBC) oder Assays mit kommerziell erhältlichen Platten für TruCOUNT Rohre, die nur für ein paar Zelltypen Flecken entwickelt. Die Färbung ist einfach, erfordert nur 100 ml frisches Vollblut, und dauert etwa 45 Minuten, so dass es möglich ist für Standard-Blut-Verarbeitung Labors durchzuführen. Es ist aus dem BD TruCOUNT Rohr technisches Datenblatt (angepasst <a href="http://www.bdbiosciences.com/external_files/is/doc/tds/Package_Inserts_CE/live/web_enabled/23-3483-06_PI_Trucount tubes_CE_EN.pdf" target="_blank">Version 8/2010</a> ). Die Färbung Antikörper-Cocktail können im Voraus in der Masse an einem zentralen Assay Labor hergestellt und versendet die Verarbeitung vor Ort Labors. Stained Rohren befestigt werden kannund eingefroren für den Versand an die zentrale Assay Labor für multicolor Durchflusszytometrie. Die Daten aus dieser Färbung Panel generiert werden verwendet, um Veränderungen in Leukozytenkonzentrationen im Laufe der Zeit in Bezug auf Intervention verfolgen und könnte leicht weiter entwickelt werden, um die Aktivierung Staaten von spezifischen Zelltypen des Interesses zu beurteilen. In diesem Bericht zeigen wir, das Verfahren durch den Blut-Verarbeitung Laboranten zur Färbung von frischem Vollblut und die Schritte, um diese gefärbten Proben an einem zentralen Test-Labor Unterstützung einer multizentrischen klinischen Studie zu analysieren durchzuführen. Die Video-Informationen das Verfahren, wie es im Rahmen einer klinischen Studie Blutentnahme in der HIV Vaccine Trials Network (HVTN) durchgeführt wird.

In diesem Bericht zeigen wir, die Färbung und Analyse Schritte eines Phänotypisierung Assay auf frischem Vollblut durchgeführt, um wichtige angeborenen und adaptiven Leukozytenpopulationen aufzuzählen. Wir betonen, Überlegungen für die Durchführung dieser Verfahren im Rahmen einer multizentrischen klinischen Studie.

Aufzählung der wichtigsten peripheren Blut Leukozyten Populationen für Multicenter Clinical Trials mit einem Vollblut Phenotyping Assay

Die Kryokonservierung von peripheren Blutleukozyten wird weit verbreitet eingesetzt, um Zellen für Bewertungen der Immunantwort in klinischen Studien zu erhalten, und bietet zahlreiche ...

Dieses Video beschreibt das Verfahren, das vom HIV Vaccine Trials Network am Fred Hutchinson Cancer Research Center für die Färbung von frischem Vollblut in multizentrischen klinischen Studien entwickelt wurde, das anschließend in einem zentralisierten Labor analysiert wird. Das Verfahren verwendet Tru-Count-Röhrchen von Becton Dickinson Biosciences, von denen jedes ein lyophilisiertes Pellet enthält, das sich während der Probenvorbereitung auflöst und eine bekannte Anzahl fluoreszierender Kügelchen freisetzt. Fluoreszierende Antikörper werden verwendet, um Oberflächenmarker zu färben, die für verschiedene Zellpopulationen spezifisch sind.Die Anzahl der Zellen in diesen verschiedenen Populationen kann im Durchflusszytometrie-Analysen mit der Anzahl fluoreszierender Kügelchen verglichen werden, und die absoluten Konzentrationen verschiedener Leukozytenpopulationen im Vollblut können im Verlauf der Zeit in Bezug auf eine Intervention verfolgt werden. Hallo, mein Name ist Erica Anderson Nissan und ich bin Wissenschaftlerin im HIV-Vaccine-Trials-Network. Das Verfahren, das Sie gleich sehen werden, haben wir für den Einsatz in unseren multizentrischen klinischen Studien entwickelt.In diesen Studien erhalten Laborfachkräfte für die Blutverarbeitung frische Vollblutproben, färben diese mit fluoreszenzmarkierten Antikörpern und versenden anschließend die Proben an ein zentrales Labor, das in der Lage ist, sie mittels Durchflusszytometrie zu analysieren. Frisches Vollblut wird im Kontext klinischer Studien aufgrund von Kosten- und Machbarkeitsproblemen häufig nicht analysiert, doch wir haben ein Einzel-Antikörper-Färbepanel entwickelt, das die wichtigsten Leukozytenpopulationen im peripheren Blut identifizieren kann, wobei die Färbung für diese Populationen weniger als 45 Minuten in Anspruch nimmt, was den Einsatz in klinischen Studien im HVTN praktikabel macht. Wir verwenden dieses Panel, um die frühen Ereignisse nach der Impfung mit HIV-Kandidatenimpfstoffen zu verstehen, doch dieses PI-Panel könnte weiter modifiziert werden, um sich auf für den einzelnen Forscher interessante Zelltypen zu konzentrieren. Vielen Dank fürs Zuschauen, und wir hoffen, dass dies für Sie in Zukunft nützlich sein wird.Tabelle Eins zeigt ein 11-Farben-Antikörperfärbepanel, das zur Phänotypisierung und Zählung der wichtigsten Leukozytenpopulationen im peripheren Blut entwickelt wurde. Die Antikörpercocktails werden vom zentralen Analyselabor hergestellt und an die bearbeitenden Labore versandt, um eine Konsistenz zwischen den Standorten sicherzustellen und es zu ermöglichen, die Cocktails vor der Anwendung auf Proben aus klinischen Studien an einer Kontrollblutprobe zu testen. Jeder fluoreszenzmarkierte Antikörper wird separat titriert, anschließend werden die Antikörper in geeigneten Titerkonzentrationen zu einer einzigen Mischung kombiniert, die in einem Flow-Waschpuffer enthalten ist, bestehend aus Delcos-PBS mit 2 % hitzeinaktiviertem fetalem Kälberserum.Das Antik&ouml;rpercocktail wird mit einer Chargennummer und einem Verfallsdatum gekennzeichnet und mit einem Verpackungssystem, das w&auml;hrend des Transports eine Temperatur von vier Grad Celsius aufrechterh&auml;lt, vom zentralen Testlabor an die Bearbeitungslabore versandt. Nach Erhalt kann das Antik&ouml;rperf&auml;rbe-Panel bis zu acht Wochen lang bei vier Grad Celsius im Dunkeln gelagert werden. Nach der F&auml;rbung wird BD-Facs-L&ouml;sung verwendet, um die roten Blutk&ouml;rperchen zu lysieren und die Antik&ouml;rperf&auml;rbungen zu fixieren, wobei die Leukozyten erhalten bleiben.Die Lösung wird vom Hersteller in einer 10-fachen Konzentration geliefert und durch das zentrale Testlabor im Verhältnis 1:10 mit entionisiertem Wasser verdünnt. Die verdünnte Lösung wird anschließend mit einer Chargennummer und einem Verfallsdatum gekennzeichnet und nach Erhalt bei Raumtemperatur an die bearbeitenden Labore versandt. Die Fax-Lacing-Lösung wird vor der Blutentnahme zur True-Count-Färbung bei Raumtemperatur zwischen 15 und 30 Grad Celsius gelagert.Das Verarbeitungslabor muss sicherstellen, dass alle erforderlichen Reagenzien vom zentralen Testlabor bezogen wurden. Dazu gehören BD TRU-Zählr&ouml;hrchen, das kombinierte Antik&ouml;rper-F&auml;rbepanel und eine x-Fax-Lizenzl&ouml;sung. Die HVTN nutzt ein Labor-Datenmanagementsystem, um alle relevanten Informationen f&uuml;r jede Probe zu erfassen.Ein eindeutiger Identifikationscode wird auf ein Etikett gedruckt, das an dem True-Count-Röhrchen angebracht wird. Um die Probe während des gesamten Prozesses verfolgen zu können, beschriften Sie ein Kryoröhrchen, um die zu färbende Probe zu kennzeichnen. Dies beinhaltet normalerweise einen Patienten- oder Probanden-Identifier, einen Besuchs-Identifier und das Datum der Blutentnahme. Portionieren Sie die erforderliche Menge Blut unter aseptischen Bedingungen in das beschriftete Kryoröhrchen.Die Menge an Blut, die für die Färbung verwendet wird, hängt von dem verwendeten Färbepanel ab, beträgt jedoch üblicherweise 50 oder 100 Mikroliter pro Panel. Das Kryoröhrchen kann dann bis zu vier Stunden bei Raumtemperatur beiseitegestellt werden, bevor die Färbung erfolgt. Einmal mehr werden zeitaufwändige Verfahren mit dem verbleibenden Blut durchgeführt.Überprüfen Sie, ob sich ein intakter Pellet aus Kügelchen am Boden des Röhrchens befindet, und beschriften Sie das Tru-Count-Röhrchen. Notieren Sie mit den entsprechenden Probendaten die Chargennummern und Verfallsdaten aller Reagenzien. Arbeitsblätter sind hilfreich, um diese Informationen während einer klinischen Studie zu verfolgen.Die Anzahl der Tru Count Tube-Perlen sowie die Chargennummer befinden sich auf der Vorderseite der Verpackung der Tru Count Tubes. Wenn Sie bereit sind, mit dem Tru Count-Färbeprozess zu beginnen, stellen Sie sicher, dass alle Materialien und Reagenzien im biologischen Sicherheitswerkbank bereitliegen. Dazu gehören die mit „Tru Count Tube“ beschriftete Blutprobe, das Röhrchen mit dem kombinierten Antikörper-Färbe-Panel, eine x FACS-Lysing-Lösung, Mikropipetten mit 200 Mikroliter und 1000 Mikroliter sowie Pipettenspitzen, Bleichmittel, Laborfolie und ein Timer nach der Färbung.Sie benötigen außerdem eine gefärbte Präparatschachtel, diese muss sich jedoch nicht im Abzug befinden. Die Menge an Blut und Antikörper, die verwendet wird, variiert je nach den durch das Panel unterschiedenen Zellen und der Anzahl der Zellen, die für eine ordnungsgemäße Analyse benötigt werden. Jedes Panel wird an Kontrollproben getestet, um die optimale Menge an Blut für die Färbung zu bestimmen, und die verwendete Menge an Antikörper entspricht der Menge an Blut, die für das in diesem Video gezeigte Panel verwendet wird.100 Mikroliter Blut und 100 Mikroliter Antikörper werden vor dem Pipettieren verwendet. Mischen Sie das Blut, indem Sie das Röhrchen mehrmals vorsichtig umstülpen, und pipettieren Sie mehrmals vorsichtig auf und ab. Um sicherzustellen, dass das Blut gut vermischt ist.Verwenden Sie anschließend das Rückwärtspipettieren, um Vollblut mittels Pipette präzise aus der Aliquotprobe in das Tru-Count-Röhrchen direkt oberhalb der Metallhalterung zu überführen. Vermeiden Sie es, Blut an der Röhrchenwand zu verschmieren. Ersetzen Sie die Pipettenspitze nach jedem Tru-Count-Röhrchen.Jetzt ist es an der Zeit, das Blut vor dem Pipettieren mit dem Antikörperfärbepanel zu färben. Mischen Sie das Färbepanel, indem Sie es mehrmals vorsichtig auf- und abpipettieren. Geben Sie 100 Mikroliter der Antikörpermischung in das Blut im True-Count-Röhrchen.Pipettieren Sie in diesem Schritt nicht rückwärts, da dies wertvolles Reagenz verschwendet. Verschließen Sie das Röhrchen und wirbeln Sie es etwa 15 Sekunden lang bei niedriger Geschwindigkeit, um es zu mischen. Stellen Sie sicher, dass der Pellet vollständig aufgelöst ist.Bedecken Sie das Röhrchen mit Aluminiumfolie und stellen Sie einen Timer ein, um das Blut 15 Minuten lang zu färben. Die Menge an 1× Fax-Slicing-Lösung, die benötigt wird, beträgt das Neunfache der im Assay verwendeten Blutmenge. In diesem Beispiel werden daher 900 µL 1× Fax-Slicing-Lösung verwendet. Nach der 15-minütigen Inkubation fügen Sie 900 µL der 1× Fax-Slicing-Lösung zu dem gefärbten Blut hinzu, um die Färbung zu fixieren und die roten Blutkörperchen zu lysieren.Das umgekehrte Pipettieren ist in diesem Schritt nicht erforderlich. Verschließen Sie das Röhrchen und wirbeln Sie es etwa 15 Sekunden lang bei niedriger Geschwindigkeit, um es zu mischen. Drücken Sie die Kappe fest in die Verriegelungsposition und verschließen Sie sie. Mit Laborfolie abdecken. Die Röhrchen in einer dunklen Box oder vollständig in Aluminiumfolie eingewickelt bei minus 65 bis minus 95 Grad Celsius lagern, bis sie an das zentrale Analyselabor versandt werden. Bisherige Tests haben gezeigt, dass Proben bei dieser Temperatur bis zu vier Wochen stabil sind. Die gefärbten Proben müssen als biologische Substanzen der Kategorie B gemäß der International Air and Transport Association oder IATA versandt werden.Die Vorschriften sehen vor, dass Proben des HVTN wöchentlich von den Verarbeitungslabors mithilfe eines isolierten Versandsystems von Safety Pack Ink an das zentrale Analyse-Labor geschickt werden, das speziell für diese Anforderungen konzipiert ist. Bei Verwendung dieses Systems wird die innere braune Box in die Styroporkiste eingelegt und in der Aussparung befestigt, um ein Verrutschen zu verhindern. Die Kiste wird vollständig mit Trockeneis gefüllt, und man wartet fünf bis zehn Minuten, damit die Box abkühlen kann.Um Proben für den Versand vorzubereiten, jede Röhre und Folie vollständig einwickeln und in die Box für gefärbte Proben legen. Absorbierendes Material zusammen mit der Box für gefärbte Proben in eine auslaufsichere Polybeutel geben. Überschüssige Luft aus dem Beutel entfernen und diesen fest verschließen.Legen Sie die dichte Polyethylen-Tasche in eine Tyvek-Tasche. Entfernen Sie erneut vollständig die Luft aus der Tasche, bevor Sie sie verschließen. Legen Sie das Probenpaket in die innere braune Schachtel und setzen Sie den Deckel fest auf die Styroporkiste.Verpacken Sie den Versandbehälter sicher und versenden Sie ihn als biologische Substanz der Kategorie B mit den entsprechenden Trockeneis-Kennzeichnungen. Befolgen Sie die IATA-PI-650-Anweisungen bei multizentrischen klinischen Studien. Es ist wichtig, die Proben während der Phasen der kurzfristigen Lagerung, des Versands und der Langzeitlagerung zu verfolgen.Das von dem HVTN verwendete Datenerfassungssystem ermöglicht die Erstellung einer Versandliste, die in die Proben-Datenbank des zentralen Analyse-Labors importiert werden kann, wo die Proben gelagert und analysiert werden. Dadurch wird dokumentiert, wann die Proben versandt und empfangen wurden, wo sie endgültig gelagert wurden und wann sie entnommen wurden. Zum Analysieren entnehmen Sie die Probenprobe dem Gefrierschrank und lassen sie bei Raumtemperatur in einer dunklen Box auftauen.Nicht länger als eine Stunde vor der Probennahme am Durchflusszytometer. Wenn Daten an mehr als einer Probe gesammelt werden, sollte das Auftauen versetzt erfolgen, sodass die Röhrchen jeweils nicht länger als eine Stunde bei Raumtemperatur stehen. Die Proben sollten mit einem Vier-Laser-Durchflusszytometer, das mit geeigneten Filtern ausgestattet ist, beispielsweise dem BD LSR II, analysiert werden. Verwenden Sie standardmäßige Kalibrier- und Fluoreszenz-Kompensationsverfahren des Zytometers für die Datensammlung, falls vom Gerät gefordert. Zum Festlegen einer Schwelle stellen Sie die niedrigstmögliche Schwelle im Am-Cyan-Kanal ein. Vortexen Sie das Probenröhrchen für fünf Sekunden, bevor Sie es auf das Durchflusszytometer aufgeben.Die Tru-Count-Perlen des Durchflusszytometers fluoreszieren in vielen Kanälen stark. Gating der Perlen während der Datenaufnahme durch Identifizierung der stark doppelt positiven Population. Für PE, SCI fünf und a PC beachten Sie, dass die beiden Farben, die die Perlen am leichtesten von den Zellen unterscheiden, je nach Gerät variieren können.Wählen Sie das TruCount-Perlen-Gate als Stopp-Gate und erfassen Sie Daten, bis mindestens 20.000 Perlen aufgezeichnet wurden. Analysieren Sie die Daten mit geeigneter Software, wie beispielsweise FlowJo. Im Folgenden erläutern wir das Gating-Schema, das zur Analyse der wichtigsten Leukozytenpopulationen anhand von Daten einer repräsentativen Kontrollblutentnahme verwendet wird.Spezifischere Zellsubpopulationen können mithilfe des Panels ebenfalls unterschieden werden, wie beispielsweise NKT-Zellen oder Neutrophile; diese werden jedoch in diesem Beispiel nicht dargestellt. Zunächst werden ein Aufnahmegatter und ein Ausschlussgatter um die Tru-Count-Perlen gezeichnet und übereinander platziert, um einerseits die Perlen für die Zählung zu erfassen und andererseits die Perlen von der zellulären Analyse auszuschließen. Anschließend wird die zelluläre Datenmenge, ausgenommen die Perlen, so gegated, dass nur Einzelzellen anhand des Verhältnisses von forward scatter height zu forward scatter area enthalten sind.Dieses Tor schließt außerdem kleine Trümmer aus. Die CD45-positiven Zellen werden anschließend eingegrenzt, wodurch die Granulozyten anhand des Seitenstreus von den Lymphozyten und Monozyten getrennt werden. Die Lymphozyten und Monozyten werden danach anhand von CD14 und dem Seitenstreus in drei unterschiedliche Gruppen unterteilt.Dazu gehören CD14-negative Lymphozyten, alle CD14-negativen Zellen sowie Nicht-Lymphozyten; die Zellen aus dem CD14-negativen Lymphozyten-Gate werden zunächst in drei Gruppen unterteilt: CD3-positiv/CD19-negativ, CD3-negativ/CD19-positiv und CD3-negativ/CD19-negativ. T-Zellen werden aus dem CD3-positiv/CD19-negativ-Gate abgegrenzt. Nach Ausschluss der CD56-positiven und CD16-positiven Zellen können CD4-positive und CD8-positive T-Zellen unterschieden werden. B-Zellen werden aus dem CD3-negativ/CD19-positiv-Gate abgegrenzt, nachdem CD56-positive und CD16-positive Zellen ausgeschlossen wurden, und NK-Zellen werden aus dem CD3-negativ/CD19-negativ-Gate abgegrenzt.Nach Ausschluss möglicherweise kontaminierender Monozyten mittels CD11c und CD4 werden die NK-Zellen in CD56bright-, CD56dim- und CD56-negative Populationen unterteilt. Zur Unterscheidung der dendritischen Zellpopulationen werden alle CD14-negativen Zellen selektiert, um CD3-positive, CD19-positive, CD56-positive und CD16-positive Zellen auszuschließen. Anschließend werden die HLA-DR-positiven Zellen selektiert, und myeloide dendritische Zellen sowie plasmazytoide dendritische Zellen können anhand ihres CD11c- und CD123-Expressionsmusters unterschieden werden.Zuletzt werden, ausgehend vom nicht-lymphozytären Tor, die Monozyt-Subpopulationen abgegrenzt, nachdem mögliche kontaminierende CD56-positive, CD3-positive und CD19-positive Zellen ausgeschlossen wurden. Nicht-klassische, intermediäre und klassische Monozyten werden anhand ihrer Expression von CD16 und CD14 unterschieden. Sobald die Populationen von Interesse abgegrenzt sind, können die Konzentrationen berechnet werden.Der Vergleich der Anzahl von Ereignissen im Bead-Gate mit der Gesamtanzahl der ursprünglich im Röhrchen enthaltenen Beads ermöglicht es Ihnen, das Verhältnis der gesammelten Probe zu bestimmen, das anschließend zur Ermittlung der absoluten Konzentration verwendet werden kann. Unserer Zellen pro Mikroliter für jede Population. Die hier gezeigte Gleichung kann für diesen Zweck verwendet werden.In diesem Video haben wir das Verfahren gezeigt, das von Laborfachkräften zur Blutverarbeitung angewendet wird, um frisches Vollblut anzufärben, sowie die Schritte zur Analyse dieser gefärbten Proben in einem zentralen Analyselabor. Im Rahmen einer multizentrischen klinischen Studie konnten wir nachweisen, dass der Test einfach ist und eine vergleichsweise kurze Dauer aufweist, wodurch es für Laborfachkräfte zur Blutverarbeitung praktikabel ist, ihn durchzuführen und die Proben eingefroren an das zentrale Analyselabor zur Auswertung zu überstellen. Der Schlüssel zur Erzielung genauer und konsistenter Ergebnisse liegt darin, kritische Schritte des Protokolls sorgfältig zu standardisieren und ein Dokumentationssystem einzusetzen, das alle Arbeitsschritte nachverfolgt, sodass eventuell festgestellte Anomalien auf ihre Ursache zurückgeführt werden können.Die mit diesem Färbepanel erzeugten Daten können verwendet werden, um Veränderungen der Leukozytenkonzentrationen über die Zeit zu verfolgen, und ließen sich leicht weiterentwickeln, um Aktivierungszustände spezifischer Zelltypen von Interesse zu bewerten.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Ein automatisiertes mikrofluidischen Gerät wurde für den Umlauf kernhaltigen Zelle Bereicherung aus dem peripheren Blut über Erythrozytenlyse dass die Isolierung von hoher Qualität Probe stellt sicher, ohne Zellverlust entwickelt.

Automatisierte Microfluidic Blut Lysis-Protokoll zur Anreicherung von zirkulierenden Zellen mit Zellkern

Source: Xu, C., et al. An Efficient and Simple Method to Establish NK and T Cell Lines from Patients with Chronic Active Epstein-Barr Virus Infection. J. Vis. Exp. (2018).This video demonstrates the phenotyping of EBV-infected T and NK cell lines using flow cytometry, highlighting the preparation, antibody staining, and analysis steps to identify lineage-specific surface markers. It shows how marker profiles confirm distinct T-cell and NK-cell populations.

Phenotyping EBV-Infected Cell Lines Using Flow Cytometry

Dieses Video demonstriert eine auf Durchflusszytometrie basierende Technik, bei der zwei Fluorochrome verwendet werden, um CD4+ und CD8+ T-Zellen, γδ T-Zellen, B-Zellen, natürliche Killerzellen (NK) und Monozyten in menschlichen mononukleären Zellen des peripheren Blutes (PBMCs) zu identifizieren. Nach der Inkubation der Zellen mit Fluorochrom-konjugierten Antikörpern gegen die Oberflächenmarker werden die Zelluntergruppen mit einer optimalen durchflusszytometrischen Gating-Strategie...

Ein Durchflusszytometrie-Assay zur Identifizierung von Immunzelluntergruppen in mononukleären Zellen des peripheren Blutes

Die Immunphänotypisierung im Vollblut ist für die Überwachung des menschlichen Immunsystems unverzichtbar. Die Anzahl der erforderlichen Reagenzien und die Instabilität bestimmter Fluorochrome in vorgemischten Cocktails erfordern jedoch eine tägliche Vorbereitung der Reagenzien. Hier zeigen wir, dass die halbautomatische Herstellung von Färbeantikörpercocktails dazu beiträgt, eine zuverlässige Immunphänotypisierung zu etablieren, indem sie die Variabilität bei der Reagenzienabgabe minimiert.

Ein Semi-automatisierten Ansatz zur Vorbereitung Antikörper-Cocktails für immunphänotypische Analyse von menschlichem peripherem Blut

Nachweis von minimal oder messbare Resterkrankung (MRD) ist eine wichtige prognostische Biomarker für die Verfeinerung der Risikobewertung und Vorhersage von Rückfällen bei akuter myeloischer Leukämie (AML). Diese umfassende Leitlinien und Empfehlungen mit best Practices für konsistente und genaue Identifizierung und Nachweis von MRD, können helfen, effektive Entscheidungen für AML-Behandlung.

Umfassendes Protokoll zur Probe und Prozess des Knochenmarks zur Messung von messbaren Resterkrankung und leukämischen Stammzellen in der akuten myeloischen Leukämie

Hier beschreiben wir einen Einzellige Proteomic Ansatz um Immune phänotypische und funktionelle (intrazelluläre Zytokin Induktion) bewerten Veränderungen in peripheren Vollblut Proben, über Masse zytometrie analysiert.

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Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Charakterisierung von Monocyte Teilmengen von Vollblut Durchflusszytometrie. Dazu gehören wie Tor die Teilmengen und bewerten ihren Ausdruck der oberflächenmarker skizziert und geben ein Beispiel für die Beurteilung des Ausdrucks (entzündlich) M1 und M2-Marker (entzündungshemmend).

Charakterisierung der menschliche Monocyte Teilmengen von Vollblut Flow Cytometry Analysis

Dieses Protokoll beschreibt die klinisch implementierbare Vorbereitung von hochwertigen PBMC- und Plasma-Bioproben am klinischen Studienort, die für die translationale Biomarkeranalyse verwendet werden können.

Herstellung von peripheren mononukleären Blutzellpellets und Plasma aus einer einzigen Blutentnahme an klinischen Studienstellen für die Biomarkeranalyse

Ein Protokoll zur Messung peripherer Blutleukozyten mit einem POCT-kartenbasierten Leukozytenanalysator wird hier vorgestellt. Dieselben Blutproben wurden von zwei automatisierten Hämatologie-Analysatoren getestet, um die Konsistenz und Genauigkeit der Ergebnisse zu bewerten. Die Ergebnisse zeigten, dass der ausgewertete Analysator eine gute Korrelation mit dem Referenzsystem hatte.

Evaluierung eines Point-of-Care-Testanalysators zur Messung peripherer Blutleukzyten

Um effektiv zu studieren die Funktion des Immunsystems Zellpopulationen ihre Reinigung oft erforderlich ist. Ergänzung Erschöpfung ist eine schnelle und kostengünstige Technik zur Isolierung von Immunzellen Populationen mit hoher Reinheit.

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Aufzählung der wichtigsten peripheren Blut Leukozyten Populationen für Multicenter Clinical Trials mit einem Vollblut Phenotyping Assay (Video) | JoVE Journal

Aufzählung der wichtigsten peripheren Blut Leukozyten Populationen für Multicenter Clinical Trials mit einem Vollblut Phenotyping Assay

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