Name: Gleichzeitige Elektroenzephalographie, Real-time Messung der Laktat-Konzentration und optogenetische Manipulation der neuronalen Aktivität in der Nagetier Cerebral Cortex (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-19T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 45 s
Description: Lernen Sie die gleichzeitige Messung von EEG, EMG und zerebraler Laktatkonzentration bei Nagetieren während optogenetischer Stimulation. Diese Methode ermöglicht Echtzeit-Überwachung neuronaler Aktivität und Stoffwechselprozesse im natürlichen Schlaf-Wach-Zyklus.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Forschung durch das Department of Defense (Defense Advanced Research Projects Agency, Young Faculty Award, Grant Number N66001-09-1-2117) und NINDS (R15NS070734) finanziert.

Ein. Chirurgische Vorbereitung der Tiere Ein. Experimentelle Fächer Verwenden Mäuse der B6.Cg-Tg (Thy1-COP4/eYFP) 18Gfng / J transgenen Linie 9; JAX Stamm # 7612) oder andere Mäuse Exprimieren des blauen lichtempfindlichen Kationenkanal, Channelrhodopsin-2, des zerebralen kortikalen Neuronen. Anwendung von blauem Licht zur Hirnrinde des B6.Cg-Tg (Thy1-COP4/eYFP) 18Gfng / J transgenen Linie bewirkt, dass die pyramidalen Neuronen exprimieren Channelrhodopsin-2 zu depolarisieren und dort einer Aktionspotentiale 9,10. Als Folge der pyramidenförmigen Zellaktivierung werden lokale Interneuronen aktiviert, und der Änderung des Potentials an Neuronen ausserhalb des Stimulation 10 propagiert. Durchführung von Operationen unter sterilen Bedingungen unter Einhaltung der gültigen Richtlinien: Autoklaven chirurgische Werkzeuge und Softpacks (OP-Feld, Gaze-Pads), heiße Perle sterilisieren alle hitzeverträglich implantierten Metall-Geräte (Kanülen, Schrauben und Drähte)für 30-sec; Desinfizieren Wärme-intolerant implantierbare Geräte (LWL-Kabel, Kunststoff-Stecker) mit einem 10-Sekunden-Dip in Ethanol; Schlag Ethanol getaucht Artikel trocken Anwendung von Druckluft aus der Dose. 2. Anästhesie, Stereotaktische Platzierung und Abstand von Skull Verwenden Sie die IMPAC 6 Integrierte Multi Patient (Vet Equip Inc)-System, um die Maus zu betäuben. Verwenden Sie 5% Isoflurane/95% Sauerstoff für die Induktion und 3% Isoflurane/97% Sauerstoff für die Wartung während der Operation. Platzieren des Tieres auf einem Umluft-Wasser Decke eingestellt auf 37 C. Es ist nicht erforderlich, um die Körpertemperatur zu überwachen, wenn die Decke auf dieser Temperatur gehalten wird. 3. Vorbereiten der Schädel für Implantation Bereiten Sie die Inzisionsstelle durch Rasieren alle Felle von der Oberseite des Schädels. Der rasierte Bereich sollte sich seitlich von einem Ohr zum anderen und anterior-posterior von den Augen bis zum hinteren Ende des Schädels. Desinfizieren Sie die unbedeckte Haut mit drei AUFEINANDEe Abstriche von betadine gefolgt von Ethanol. Machen Sie eine mediale Inzision auf der Oberseite des Schädels, von zwischen den Augen auf der Rückseite des Schädels. Reinigen Sie den Schädel mit Wasserstoffperoxid und sterile Kochsalzlösung (0,9% NaCl). Blutstillung mit einem Ausbrennen Werkzeug. Suchen und markieren bregma und Lambda zur Bestimmung stereotaktischen Koordinaten. Stereotaktischen Koordinaten für Elektrode / optogenetische Reizkonfigurationen dass wir verwendet haben, sind in Tabelle 1 dargestellt und schematisch in 1A gezeigt. 4. Vorbereitung der Implantation Seiten auf Skull Verwenden Sie ein High-Speed-Dentalbohrer mit einem 0.5mm Ball Grat Bit auf jeden Implantationsstelle in den Schädel zu etablieren. Fasen die externe Marge von jedem Loch mit einem 0,7 mm Kugel Grat Bit Schraube Einführen zu erleichtern. 5. Einsetzen und Sichern von Kanülen, führt EMG-und EEG-Leads Legen EEG Schrauben (0,8 mm in der Länge, mit 2 cm 3 unbeschichtete0-Gauge verzinnten Kupfer-Bus-wire pre-verlötet Zylinderschraube) in die Löcher und fahren sie mit einem geschlitzten Handschraubendreher ca. 4-5 Umdrehungen um die gewünschte Tiefe zu erhalten. Halten Guide Kanülen in Ort mit einer stereotaktischen Kanülenhalter und dann befestigen Sie sie am Schädel und Anker mit Acrylzement. Jedes Führungskanüle sollte eine Dummy Kanüle / Stilett (Plastics Eins, Teil # C312 DC \ 1) von der Zeit der Operation enthalten zur Zeit der Experimente (10-14 Tage), um die Durchgängigkeit aufrechtzuerhalten. 6. Schließen Surgical Website Sobald EEGs und Führung Kanülen in den Schädel positioniert, sie miteinander verbinden mit zahnärztlichen Acrylzement (Lang Dental - Ortho-Jet Zement). Nach Zement-Sets, positionieren Sie den Kunststoff-Stecker (Pinnacle Technologie part # 8402) über dem getrockneten Zement Hügel. Lötmittel die Enden der Drähte, die aus EEG Zuleitungen zu den Kontakten auf der Kunststoff-Buchse. Encase die Drähte in Zement. Dann ziehen die EMG Kabel durch die Nackentransparenz Muskelns durch Einschieben in den Lauf einer 21ga Nadel durchbohrt Muskel. Binden Sie einen Doppel-Chirurgen Knoten 5-0 Nylonfaden um diese Adern nur distal, wo sie verlassen den Muskel. Naht wieder zusammen, die die Haut zurückgezogen, um das Muskelgewebe mit einzelnen Operateur unterbrochen Knoten zuzugreifen wurde, unter Verwendung einer reversen Schneiden P-3 und 5-0 Nadel Nylonnaht. 7. Postoperativen Analgesie und Recovery Verabreichen als Analgetikum Buprenorphin (0,1 mg / kg, subkutan) und Flunixinmeglumin (0,1 mg / kg, subcutan) als einem entzündungshemmenden sofort nach dem Eingriff und täglich an den Tagen 1-2 nach der Operation. Damit sich die Tiere in Standard-Kolonie Wohnbedingungen für mindestens sieben Tage vor dem Experiment zu erholen. Ohne zusätzliche Betreuung über Standard-Kolonie Gehäuse, Kanülen erwartet Patent für mindestens zwei Wochen bleiben, mit dem innewohnenden Stilette in Platz gesichert sein. EEG-und EMG-Sensoren können auch zurückzuhalten erwartetFunktionen für diese Dauer. 2. Generation von Timed Lichtpulse Ein. Programmierung von MC Stimulus Einheit Schließen Sie den MC-Stimulus-Einheit (Multi-Channel Systems) über eine USB-Verbindung zu einem Desktop-Computer. Verwenden Sie die Tabellenkalkulation wie MC-Stimulus Benutzeroberfläche, um die MC Stimulus Gerät zu programmieren. Geben Sie die gewünschte TTL (Transistor-Transistor-Logik)-Spannung für die EIN-Periode, die Dauern der Stimulus-und Aus-Perioden, die Anzahl von Zyklen pro Sekunde gewünscht, und die Gesamtzahl der wiederholten Zyklen für den gesamten Stimulus Sitzung. Für weitere Details siehe MC-Stimulus technisches Handbuch: 3. Herstellung / Montage von Fiber Optic Probes für Light Lieferung an den Cerebral Cortex <ol><li> Bedarfsartikel und Ausrüstung benötigt werden unter: <a href="http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf" target="_blank">http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf</a> </li><li> Schneiden und Polieren von LWL-Kabeln. <a href="http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf" target="_blank">http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf</a> </li></ol> 4. Montage von Rodent optogenetische Stimulations-System Ein. Schnittstelle des MC-Stimulus-Einheit und Laser Sobald das MC-Stimulus-Einheit programmiert ist, führen sie als eigenständige Signalgenerator eines 5-Volt binären EIN / AUS-Signal. Schließen Sie den MC-Stimulus Gerät mit dem TTL-fähigen Netzteil des Lasers mit BNC-Buchsen. 2. Herstellung Laser Ausgabe über Fiber Optic Cable Mit dem digitalen Display und variable Leistung Zifferblatt der Laserleistung Gerät auf manuellely regelt seine Leistung des Lasers. Schließen Sie die Laserleistung Gerät mit dem Laser über ein Flachbandkabel. Verbinden Sie den weiblichen FC (Ferrule Stecker) Glasfaser-Adapter des Lasers auf das männliche FC-Anschluss an der LWL-Patchkabel (a 3 m Länge, 200 Mikrometer Durchmesser Glas Wärmeleitung Faser Licht reflektierenden Acrylatpolymer Verkleidung ummantelt). 3. Fördern der Laser zum Tier: Rotary Kommutator Verbinden Sie den Ursprung Glasfaserkabel (3 m Länge) und die Lieferung Glasfaserkabel (45 cm lang) an gegenüberliegenden Enden der optischen Drehgelenk umschließt zwei Kollimationslinsen (Doric Linsen). Faseroptischer Drehgelenk dient als Kommutator: als das Tier bewegt über dem Käfig dreht sich die Drehverbindung zum Bruch der Lichtwellenleiter verhindern. Verwenden Kunststoffkabelbindern zur Anbringung des Kommutators auf einem Metall stehen, die über dem zylindrischen Käfig, in dem das Tier aufgenommen ist. 4. Anbringen Lieferung Fiber OpticCable to Head Restrain die Maus mit einer Hand die Maus unter einem gewölbten Handfläche Pin. Orient der Kopf zwischen den Experimentator Mittel-und Zeigefinger. Entfernen Sie die Dummy-Kanüle aus dem Führungskanüle für die LWL-Kanüle gelegt. Deaktivieren Sie das Führungskanüle von Schutt mit einer sterilen 25ga Nadel. Legen Sie die LWL-Kabel von Hand und befestigen Sie es an das Glasfasernetz Führungskanüle mit einem Gewinde Schraubverschluss aus einer Dummy-Kanüle geborgen. Steuern die Tiefe der Insertion des Glasfaserkabels im Gehirn durch eine Naht Knoten auf das faseroptische Kabel in einem festen Abstand von der flachen geschnittenen Ende gebunden. Das gesamte experimentelle Vorrichtung ist in 1B gezeigt. 5. Messung von EEG definierten Schlaf und Laktatkonzentration während optogenetische Stimulation Ein. Vorkalibrierung des Lactate Sensor Vorkalibrierung des Lactat-Sensor ist mit einer in vitro durchgeführtenKit (Pinnacle Technologie part # 7000-K1-T). Der Sensor ist äquilibriert in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (pH 7,4), dann belichtet bis drei Konzentrationen von L-Lactat in einer schrittweisen Weise pro Hersteller Protokolle. 2. Einsetzen des Lactate Sensor-und EEG-Kabel Legen Sie die vorkalibrierten Sensors in den Schädel montiert Laktat Führungskanüle in einer Weise identisch mit dem Glasfaserkabel Einführvorgang (Abschnitt 4.4). Schließen Sie das Laktat Sensor zum Vorverstärker des Pinnacle 8.400 Biosensor mit bipolarer Steckverbindern. Bringen Sie diesen Vorverstärker an den 8-poligen Stecker auf der chirurgisch implantiert Headmount. 3. Gründung optogenetische Reizstärke Bevor die Erhebung von Daten, verwenden Sie die Laserintensität Regler, um die Intensität des optogenetische Stimulus anzupassen. Die Amplitude des EEG-Antwort wird über Tiere variieren, aufgrund von Faktoren, die bisher systematisch untersucht, eine<html> d muß durch visuelle Inspektion zu Beginn der Stimulation überprüft werden. In der Praxis wird eine Intensität von 80-120 μWatts typischerweise zu einem Anstieg der EEG-Amplitude von etwa 50% bei der Frequenz der Stimulation. Post-hoc schnelle Fourier-Analyse (siehe Abschnitt 5.5) ist notwendig, um die absolute Stärke der Reaktion zu quantifizieren. 4. Data Collection Sammeln von Daten über die Pinnacle 8400 System: <a href="http://pinnaclet.com/pal-8400.html" target="_blank">http://pinnaclet.com/pal-8400.html</a> . 5. Data Processing mit Neuroscore Klassifizieren schlafen Staaten durch visuelle Inspektion der EEG-und EMG-Daten mit dem Neuroscore Schnittstelle (DataSciences, International: <a href="http://www.datasci.com/products/software/NeuroScore_CNS_Software.asp" target="_blank">http://www.datasci.com/products/software/NeuroScore_CNS_Software.asp</a> ) oder Sirenia Schnittstelle (Pinnacle Technology:f = &quot;http://www.pinnaclet.com/sirenia.html&quot; target = &quot;_blank&quot;&gt; http://www.pinnaclet.com/sirenia.html). Prozeßdaten im Zehn-Sekunden-Epochen wake, non-rapid eye movement sleep oder rapid eye movement sleep auf EEG-und EMG-Basis. Daten speichern, wie Microsoft Excel zur weiteren Analyse und statistische Tests.

<ol><li>Magistretti, P. Brain Energy Metabolism. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMagistretti%2C+P+%22Fundamental+Neuroscience%22">Fundamental Neuroscience</a>. Zigmond, M. J., Bloom, F. E., Landis, S. C., Roberts, J. L., Squire, L. R. , Academic Press. New York. 389-413 (1999).</li>
<li>Maquet, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+glucose+utilization+during+sleep-wake+cycle+in+man+determined+by+positron+emission+tomography+and+%5B18F%5D2-fluoro-2-deoxy-D-glucose+method%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Cerebral glucose utilization during sleep-wake cycle in man determined by positron emission tomography and [18F]2-fluoro-2-deoxy-D-glucose method.</a> Brain Res. 513 (1), 136-143 (1990).</li>
<li>Buchsbaum, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+cerebral+glucose+metabolic+rate+in+human+sleep+assessed+by+positron+emission+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Regional cerebral glucose metabolic rate in human sleep assessed by positron emission tomography.</a> Life Sci. 45 (15), 1349-1356 (1989).</li>
<li>Kennedy, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+cerebral+glucose+utilization+in+non-rapid+eye+movement+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Local cerebral glucose utilization in non-rapid eye movement sleep.</a> Nature. 297 (5864), 325-327 (1982).</li>
<li>Pappenheimer, J. R., Koski, G., Fencl, V., Karnovsky, M. L., Krueger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extraction+of+sleep-promoting+factor+S+from+cerebrospinal+fluid+and+from+brains+of+sleep-deprived+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Extraction of sleep-promoting factor S from cerebrospinal fluid and from brains of sleep-deprived animals.</a> J. Neurophysiol. 38 (6), 1299-1311 (1975).</li>
<li>Borbely, A. A., Achermann, P. Sleep homeostasis and models of sleep regulation. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBorbely%2C+AA+%22Principles+and+Practice+of+Sleep+Medicine%22">Principles and Practice of Sleep Medicine</a>. Kryger, M. H., Roth, T., Dement, W. C. , 3rd, W.B. Saunders. Philadelphia. 377-390 (2004).</li>
<li>Destexhe, A., Contreras, D., Steriade, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+analysis+of+local+field+potentials+and+unit+discharges+in+cat+cerebral+cortex+during+natural+wake+and+sleep+states%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal analysis of local field potentials and unit discharges in cat cerebral cortex during natural wake and sleep states.</a> J. Neurosci. 19 (11), 4595-4608 (1999).</li>
<li>Astrup, J., Sorensen, P. M., Sorensen, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+and+glucose+consumption+related+to+Na%2B-K%2B+transport+in+canine+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Oxygen and glucose consumption related to Na+-K+ transport in canine brain.</a> Stroke. 12 (6), 726-730 (1981).</li>
<li>Arenkiel, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+light-induced+activation+of+neural+circuitry+in+transgenic+mice+expressing+channelrhodopsin-2%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">In vivo light-induced activation of neural circuitry in transgenic mice expressing channelrhodopsin-2.</a> Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).</li>
<li>Mateo, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vivo+Optogenetic+Stimulation+of+Neocortical+Excitatory+Neurons+Drives+Brain-State-Dependent%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">In Vivo Optogenetic Stimulation of Neocortical Excitatory Neurons Drives Brain-State-Dependent.</a> Curr. Biol. , (2011).</li>
<li>Wisor, J. P., Clegern, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+short-term+slow+wave+sleep+homeostasis+and+its+disruption+by+minocycline+in+the+laboratory+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Lett%22%5BJournal%5D)">Quantification of short-term slow wave sleep homeostasis and its disruption by minocycline in the laboratory mouse.</a> Neurosci. Lett. 490 (3), 165-169 (2011).</li>
<li>El Yacoubi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral%2C+neurochemical%2C+and+electrophysiological+characterization+of+a+genetic+mouse+model+of+depression%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Behavioral, neurochemical, and electrophysiological characterization of a genetic mouse model of depression.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (10), 6227-6232 (2003).</li>
<li>Tsunematsu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+optogenetic+silencing+of+orexin%2Fhypocretin+neurons+induces+slow-wave+sleep+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Acute optogenetic silencing of orexin/hypocretin neurons induces slow-wave sleep in mice.</a> J. Neurosci. 31 (29), 10529-10539 (2011).</li>
<li>Le, S., Gruner, J. A., Mathiasen, J. R., Marino, M. J., Schaffhauser, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+between+ex+vivo+receptor+occupancy+and+wake-promoting+activity+of+selective+H3+receptor+antagonists%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Correlation between ex vivo receptor occupancy and wake-promoting activity of selective H3 receptor antagonists.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 325 (3), 902-909 (2008).</li>
<li>Burmeister, J. J., Palmer, M., Gerhardt, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((L-lactate+measures+in+brain+tissue+with+ceramic-based+multisite+microelectrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Biosens.+Bioelectron%22%5BJournal%5D)">L-lactate measures in brain tissue with ceramic-based multisite microelectrodes.</a> Biosens. Bioelectron. 20 (9), 1772-1779 (2005).</li>
<li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+optogenetic+stimulation+and+recording+of+neurons+in+vivo+using+cell-type-specific+expression+of+Channelrhodopsin-2%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Targeted optogenetic stimulation and recording of neurons in vivo using cell-type-specific expression of Channelrhodopsin-2.</a> Nat. Protoc. 5 (2), 247-254 (2010).</li>
<li>Destexhe, A., Contreras, D., Steriade, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortically-induced+coherence+of+a+thalamic-generated+oscillation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Cortically-induced coherence of a thalamic-generated oscillation.</a> Neuroscience. 92 (2), 427-443 (1999).</li>
<li>Liu, Z. W., Faraguna, U., Cirelli, C., Tononi, G., Gao, X. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+evidence+for+wake-related+increases+and+sleep-related+decreases+in+synaptic+strength+in+rodent+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Direct evidence for wake-related increases and sleep-related decreases in synaptic strength in rodent cortex.</a> J. Neurosci. 30 (25), 8671-8675 (2010).</li>
<li>Iwai, Y., Honda, S., Ozeki, H., Hashimoto, M., Hirase, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+head-mountable+LED+device+for+chronic+stimulation+of+optogenetic+molecules+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Res%22%5BJournal%5D)">A simple head-mountable LED device for chronic stimulation of optogenetic molecules in freely moving mice.</a> Neurosci. Res. 70 (1), 124-127 (2011).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Die hier vorgestellten Methoden erlauben es, die Beziehung zwischen Schlaf und Veränderungen im Gehirn Konzentration des glykolytischen Zwischenprodukt Lactat auf einer Zeitskala bisher nicht möglich zu messen. Tiere eine spontane Übergänge zwischen wake, NREMS und REMS. Darüber hinaus sind wir in der Lage, optogenetische Reize gelten, während Tiere diese Übergänge zu unterziehen. Die gesammelten Daten bisher zeigen, dass sowohl spontanen und induzierten Wellen Auswirkungen auf das Auslesen von einem Lactat-Oxidase-Bios...

<table border="1"><tbody><tr><td> Komponente </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare (optional) </td></tr><tr><td> BASi Maus Führungskanüle </td><td> Pinnacle Technology / BASi Inc </td><td> 7032 </td><td></td></tr><tr><td> Lactate Biosensor </td><td> Pinnacle Technologie </td><td> 7004 </td><td></td></tr><tr><td> Kopfmontage </td><td> Pinnacle Technologie </td><td> 8402 </td><td></td></tr><tr><td> Sleep / Biosensor Recording-System </td><td> Pinnacle Technologie </td><td> 8400-K1-SL </td><td> 2 EEG-Kanäle, 1 EMG-Kanal &amp; 1 Biosensor </td></tr><tr><td> Tethered Mouse in-vitro Calibration Kit </td><td> Pinnacle Technologie </td><td> 7000-K1-T </td><td></td></tr><tr><td> Fiber Optic Führungskanüle </td><td> Plastics One </td><td> C312G </td><td> 21 Gauge Führungskanüle </td></tr><tr><td> Dummy Kanüle </td><td> Plastics One </td><td> C312DC </td><td> 21 Gauge Dummy </td></tr><tr><td> Diamant Fiber Scribe </td><td> Thorlabs </td><td> S90W </td><td></td></tr><tr><td> Fiber Connector Crimp Tool </td><td> Thorlabs </td><td> CT042 </td><td></td></tr><tr><td> Furcation Tubing </td><td> Thorlabs </td><td> FT030 </td><td> 03.0 mm </td></tr><tr><td></td><td> Thorlabs </td><td> T10S13 </td><td> Max Dia. 0,012 </td></tr><tr><td> Furcation Rohr Stripper </td><td> Thorlabs </td><td> FTS3 </td><td></td></tr><tr><td> Bare Harte Cladding Multimode Fiber </td><td> Thorlabs </td><td> BFL37-200 </td><td> 200 &amp;mgr; Core, 0,37 NA </td></tr><tr><td> Draht Snips / Kevlar Schere </td><td> Thorlabs </td><td> T865 </td><td></td></tr><tr><td> Fiber Optic Epoxy </td><td> Thorlabs </td><td> F112 </td><td></td></tr&gt; <tr><td> Fiber Stripper-Tool </td><td> Thorlabs </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Glass Polishing Platte </td><td> Thorlabs </td><td> CTG913 </td><td></td></tr><tr><td> Rubber Polishing Pad </td><td> Thorlabs </td><td> NRS913 </td><td></td></tr><tr><td> Eye Loupe </td><td> Thorlabs </td><td> JEL10 </td><td></td></tr><tr><td> Kim Wipes </td><td> Thorlabs </td><td> KW32 </td><td></td></tr><tr><td> Druckluft </td><td> Thorlabs </td><td> CA3 </td><td></td></tr><tr><td> Polieren Puck </td><td> Thorlabs </td><td> D50-xx </td><td></td></tr><tr><td> Fiber Prüfumfang </td><td> Thorlabs </td><td> CL-200 </td><td></td></tr><tr><td> Polieren Films </td><td> Thorlabs </td><td> LFG5P, LFG3P, LFG1P, LFG03P </td><td></td></tr><tr><td> FC / PC-Stecker Ende </td><td> Thorlabs </td&gt; <td> 30126G2-240 </td><td> 240 um Bore, SS Ferrule </td></tr><tr><td> MC Stimulus Einheit </td><td> Multi-Channel Systems </td><td> STG-4002 </td><td></td></tr><tr><td> MC Stimulus Software </td><td> Multi-Channel Systems </td><td> MC-Stimulus V 2.1.5 </td><td></td></tr><tr><td> Blue Laser </td><td> CrystaLaser </td><td> CL473-050-0 </td><td></td></tr><tr><td> Laser Power Supply </td><td> CrystaLaser </td><td> CL2005 </td><td></td></tr><tr><td> Fiber Optic Rotary Joint </td><td> Doric Lenses </td><td> FRJ-v4 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Tabelle 2. Bedarfsartikel und Ausrüstung. </td></tr></tbody></table>

gleichzeitige elektroenzephalographie, real-time messung der laktat-konzentration und optogenetische manipulation der neuronalen aktivität in der nagetier cerebral cortex

Simultaneous Electroencephalography, Real-time Measurement of Lactate Concentration and Optogenetic Manipulation of Neuronal Activity in the Rodent Cerebral Cortex

Obwohl das Gehirn macht weniger als 5% des Körpers Massenteile, nutzt sie etwa einem Viertel der Glucose durch den Körper in Ruhe 1 verwendet. Die Funktion des non rapid eye movement sleep (NREMS), der größte Teil der Schlaf durch die Zeit, ist ungewiss. Allerdings ist ein herausragendes Merkmal der NREMS eine signifikante Reduktion der Rate der zerebralen Glucoseverwertungsstörungen relativ zu Wachheit 2-4. Diese und andere Erkenntnisse haben zu der weit verbreiteten Meinung, dass der Schlaf eine Funktion im Zusammenhang mit zerebralen Metabolismus dient geführt. Dennoch bleiben die zugrunde liegenden Mechanismen der Reduktion des zerebralen Glukosestoffwechsels während NREMS aufgeklärt werden. Ein Phänomen, das mit NREMS zerebralen Stoffwechsel auswirken könnten einhergeht, ist das Auftreten der langsamen Wellen, Schwingungen mit Frequenzen von weniger als 4 Hz, im Elektroenzephalogramm 5,6. Diese langsame Wellen auf der Ebene des Schädels oder zerebraler kortikalen Oberfläche detektiert spiegeln dieSchwingungen des zugrunde liegenden Neuronen zwischen einem depolarisiert / up Staat und einem hyperpolarisierten / down Zustand 7. Während der ausgeschaltete Zustand, noch nicht erfahren Zellen Aktionspotentiale bei Intervallen von bis zu einigen hundert Millisekunden. Restaurierung von ionischen Konzentrationsgradienten im Anschluss an Aktionspotentiale stellt eine bedeutende metabolische Belastung der Zelle 8, Fehlen von Aktionspotentialen während sich Staaten mit NREMS verbunden sein mit einem verminderten Metabolismus relativ zu wecken beitragen. Zwei technische Herausforderungen mussten, damit diese hypothetische Beziehung zu testenden adressiert werden. Zuerst war es notwendig, cerebralen Metabolismus glykolytischen mit einer zeitlichen Auflösung reflektierenden der Dynamik des zerebralen EEG messen (das heißt über Sekunden statt Minuten). Dazu maßen wir die Konzentration von Lactat, das Produkt der aerobe Glycolyse und daher ein Auslesen der Geschwindigkeit des Glukosemetabolismus in den Gehirnen der Mäuse. Lactatgemessen mit einem Lactatoxidase basierte Echtzeit-Sensor im frontalen Kortex eingebettet. Der Sensormechanismus aus einem Platin-Iridium-Elektrode durch eine Schicht aus Lactatoxidase Moleküle umgeben. Metabolismus von Lactat von Lactatoxidase produziert Wasserstoffperoxid, die einen Strom erzeugt in der Platin-Iridium-Elektrode. So ein Hochfahren der zerebralen Glykolyse gibt einen Anstieg in der Konzentration des Substrats für Lactat-Oxidase, die dann in erhöhten Strom an der Meßelektrode reflektiert wird. Es war darüber hinaus notwendig, diese Variablen zu messen, während die Manipulation der Erregbarkeit der Hirnrinde, um diese Variable von anderen Facetten NREMS isolieren. Wir entwickelten ein experimentelles System zur gleichzeitigen Messung der neuronalen Aktivität über den elecetroencephalogram, Messung der glykolytischen Fluss über einen Biosensor Lactat, und Manipulation von zerebralen Kortex neuronale Aktivität über optogenetische Aktivierung pyraMIDAL Neuronen. Wir haben dieses System genutzt werden, um die Beziehung zwischen Schlaf-bezogenen EEG-Wellenformen und die Moment-zu-Moment Dynamik der Laktat-Konzentration in der Großhirnrinde zu dokumentieren. Das Protokoll kann für jeden einzelnen an einem Studium Interesse nützlich, in frei verhalten Nagetiere, die Beziehung zwischen neuronaler Aktivität bei der zellulären Ebene und elektroenzephalographischen Energetik innerhalb des Gehirns gemessen.

<html> Wie in 2 gezeigt ist, eine Maus für optogenetische Stimulation und Laktat / EEG / EMG Datenerfassung ausgestattet erfuhr spontane Schlaf / Wach-Zustandsübergänge während EEG, EMG und zerebrale Laktatkonzentration kontinuierlich überwacht wurden. Strom am Lactat Sensors erhöht während Perioden niedriger Amplitude EEG und nahm während Perioden hoher Amplitude EEG. Wie in 3 gezeigt, sind beide Kanäle des EEG in Reaktion auf Reize optogenetische im frontalen Kortex ...

Es wird ein Verfahren zur Manipulation der Aktivität der zerebralen kortikalen Pyramidenzellen optogenetically während das Elektroenzephalogramm, Elektromyogramm, und zerebrale Laktatkonzentration überwacht werden beschrieben. Experimentelle Aufnahmen werden auf Kabel-tethered Mäusen durchgeführt, während sie spontane Schlaf / Wach-Zyklen. Optogenetische Ausrüstung wird in unserem Labor zusammengebaut; Kontrollgerät ist kommerziell erhältlich.

Gleichzeitige Elektroenzephalographie, Real-time Messung der Laktat-Konzentration und optogenetische Manipulation der neuronalen Aktivität in der Nagetier Cerebral Cortex

Obwohl das Gehirn massenmäßig weniger als 5 % des Körpers ausmacht, verbraucht es im Ruhezustand etwa ein Viertel der vom Körper genutzten Glukose1. Die ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die EEG-definierte Schlafphase und die Lactatkonzentration während einer optogenetischen Stimulation an präzisen stereotaktischen Koordinaten zu messen. Operativ implantieren Sie die erforderlichen elektroenzephalographischen Ableitungen sowie Kanülen für einen Lactatsensor und ein Lichtleiterkabel. Anschließend führen Sie das Lichtleiterkabel und den vorkalibrierten Lactatsensor in ihre Führungskanülen im Schädel des Tieres ein.Als Nächstes stellen Sie die Intensität des blauen Lichtreizes so ein, dass die gewünschte elektrophysiologische Antwort erzielt wird. Anschließend erfassen Sie die elektroenzephalographischen, elektromyographischen und Lactatkonzentrationsdaten, während das Tier frei verhalten oder schlafen kann. Im Vergleich zu anderen Methoden wie pharmakologischen EEG-Studien bietet dieser experimentelle Ansatz den Vorteil, dass die Hirnbiochemie und -elektrophysiologie überwacht werden können, während die Aktivität von Neuronen in Echtzeit auf einer subsekundären Zeitskala manipuliert wird.Das Potenzial, neue Erkenntnisse für die Schlafforschung zu gewinnen, ist daher hoch. Beispielsweise lassen sich metabolische und elektrophysiologische Begleiterscheinungen des Tiefschlafes identifizieren. Dieser Experimenttyp kann auch in anderen Bereichen der Neurowissenschaften angewendet werden, wie zum Beispiel beim Lernen und Gedächtnis, der synaptischen Plastizität oder bei Anfallsstörungen.Die chirurgische Technik ist technisch anspruchsvoll. Sie erfordert eine große Geschicklichkeit, die jedoch durch Übung erworben werden kann. In dieser visuellen Demonstration werde ich die kritischen Schritte einiger komplizierter chirurgischer Verfahren erläutern, die die schriftliche Beschreibung ergänzen.Nachdem sich ein Tier von der Operation erholt hat, besteht die Herausforderung darin, den Lactatsensor und das Lichtleiterkabel korrekt einzusetzen. Jonathan und ich werden demonstrieren, wie man das Tier mit fester Hand fixiert, um diese beiden empfindlichen Geräte einzuführen. Schließlich zeigen wir, wie man die EEG-Antwort optimiert, indem man die Stimulationsintensität in Echtzeit anpasst.Verwenden Sie für dieses Experiment transgene Mäuse, die den auf blaues Licht empfindlichen Kationenkanal exprimieren. Der Kanal wird in zwei Typen zerebraler kortikaler Neuronen exprimiert. Betäuben Sie zunächst die Maus zur Induktion mit 5 % Isofluran und 95 % Sauerstoff und erhalten Sie die Narkose mit 3 % Isofluran und 97 % Sauerstoff aufrecht.Führen Sie einen medianen Schnitt auf der Schädeloberseite von zwischen den Augen bis zum Hinterkopf durch. Reinigen Sie den Schädel mit Wasserstoffperoxid und steriler Kochsalzlösung. Lokalisieren und markieren Sie B und Lambda, um die stereotaktischen Koordinaten für die Elektroden-Optogenetik-Stimulationskonfigurationen zu bestimmen; bohren Sie zunächst mit einem Hochgeschwindigkeits-Zahnbürstgerät mit einem 0,5-Millimeter-Kugelfräser und anschließend mit einem 0,7-Millimeter-Kugelfräser die Schraubenlöcher vor.Setzen Sie die Elektrodenschrauben mit einem Schlitzschraubendreher in die Bohrungen ein. Drehen Sie sie etwa vier bis fünf Umdrehungen ein, um die gewünschte Tiefe zu erreichen. Halten Sie die Leitungskanülen mit einer stereotaktischen Kanüle an Ort und Stelle und befestigen Sie sie dann mit Acrylzement am Schädel und an den Ankerpunkten. Um die Durchgängigkeit aufrechtzuerhalten, sollte jede Leitungskanüle von der Operation bis zur Experimentierung eine Platzbosonde oder einen Innenstab enthalten.Nachdem die EEGs und Leitungskanülen im Schädel positioniert sind, verbinden Sie diese mit einer dünnen Schicht aus zahnärztlichem Acrylzement. Nachdem der Zement erstarrt ist, positionieren Sie den Kunststoffverbinder über dem getrockneten Zementvorsprung und verlöten die Enden der Drähte, die von den EEG-Leitungen ausgehen, mit den Kontakten auf dem Kunststoffverbinder, falls die Drahtleitungen im Zement liegen. Ziehen Sie anschließend die Elektromyogramm-Drähte durch die Nackenmuskulatur, indem Sie sie in den Schaft einer 21-Gauge-Nadel einführen.Durch die Muskulatur hindurch wird eine doppelte chirurgische Schlinge aus Nylonfaden der Stärke 5-0 um diese Drähte geknotet, und zwar unmittelbar distal zu der Stelle, an der sie aus dem Muskel austreten. Die Haut, die zur Zugänglichmachung des Muskelgewebes zurückgezogen wurde, wird mit einzelnen unterbrochenen chirurgischen Knoten unter Verwendung einer rückwärts schneidenden P-3-Nadel und Nylonfaden der Stärke 5-0 wieder zusammengenäht. Sobald die mc-Reizungseinheit programmiert ist, wird sie als eigenständiger Signalgenerator mit einem binären Ein-Aus-Signal von fünf Volt betrieben. Die mc-Reizungseinheit wird über BNC-Stecker mit der TTL-fähigen Stromversorgungseinheit des Lasers verbunden.Verbinden Sie die Laserleistungseinheit über ein Flachbandkabel mit dem Laser. Verbinden Sie außerdem den Laser mit dem männlichen FC-Stecker des ursprünglichen Glasfaser-Patchkabels. Schließen Sie das ursprüngliche Glasfaserkabel an das Drehgelenk an.Das Kommutator-Faseroptik-Drehgelenk fungiert als Kommutator. Während sich das Tier in seinem Käfig bewegt, dreht sich das Drehgelenk, um Bruch der Faseroptikkabel durch Drehmoment zu verhindern. Befestigen Sie den Kommutator mit Kunststoffkabelbindern an einem Metallständer, der über dem zylindrischen Käfig positioniert ist, in dem das Tier untergebracht ist.Halten Sie die Maus fest, indem Sie mit einer Hand die Maus unter einer hohlen Handfläche fixieren. Richten Sie den Kopf zwischen dem Mittel- und Zeigefinger des Experimentators aus. Entfernen Sie nun Verunreinigungen aus der Leitkanüle mit einer sterilen Nadel der Größe 25 Gauge.Bringen Sie dann das Glasfaserkabel manuell ein und befestigen Sie es mit einer verschraubbaren Kappe am Kanülenführungsstück für die Glasfaser. Steuern Sie die Einführtiefe des Glasfaserkabels im Gehirn mittels eines auf dem Glasfaserkabel in einem festgelegten Abstand vom flachen, abgespaltenen Ende angebrachten Nahtknotens. Der Sensor wird in phosphatgepufferter Kochsalzlösung equilibriert und nacheinander drei Konzentrationen von L-Lactat schrittweise ausgesetzt.Gemäß den Herstellervorgaben den vorkalibrierten Sensor genauso in die im Schädel montierte Lactat-Guide-Kanüle einsetzen wie bei der Insertion der Lichtwellenleiterkabel. Den Lactat-Sensor mit dem Vorverstärker des Pinnacle 8,400-Biosensors über bipolare Steckverbinder anschließen. Anschließend diesen Vorverstärker mit dem Acht-Pin-Stecker am chirurgisch implantierten Kopfmontageadapter verbinden.Bevor Sie Daten sammeln, verwenden Sie den Regler zur Laserintensitätskontrolle, um die Intensität des optogenetischen Stimulus einzustellen. Die Amplitude der EEG-Antwort variiert zwischen Tieren aufgrund von Faktoren, die nicht systematisch untersucht wurden. Daher ist es notwendig, die Intensität des optogenetischen Stimulus anzupassen und zu überprüfen, ob die EEG-Antwort ausreichend ist, sobald die gewünschte Reaktion erreicht ist.Sammeln Sie Daten mithilfe des Pinnacle 8, 400-Systems mit dem Neuro-Score. Eine SEIA-Schnittstelle klassifiziert die Schlafzustände durch visuelle Inspektion der EEG- und EMG-Daten. Die Daten werden in Zehn-Sekunden-Epochen als Wachzustand, Nicht-REM-Schlaf oder REM-Schlaf basierend auf dem EEG und EMG eingeteilt.Diese optogenetische Stimulationskonfiguration des Biosensors zeigt chirurgisch implantierte EEG-Elektroden, einen Lactatsensor und eine Kanüle zur optogenetischen Stimulation. In Abwesenheit einer optogenetischen Stimulation durchlief diese Maus spontanen Schlaf. Wachzustandsübergänge wurden erfasst, während E-E-G-E-M-G und die zerebrale Lactatkonzentration kontinuierlich überwacht wurden, und zwar im Wachzustand sowie in den beiden Schlafsubtypen.Schlafphasen mit schnellen Augenbewegungen und solche ohne schnelle Augenbewegungen werden anhand des EEG und des EMG definiert. Interessanterweise steigt der Strom des Laktat-Biosensors in Abhängigkeit von niederamplitudigem EEG an und fällt in Abhängigkeit von hochamplitudigem EEG ab. Beide EEG-Kanäle reagieren auf optogenetische Reize, die im frontalen Kortex appliziert werden.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man eine Maus chirurgisch für die gleichzeitige optogenetische Stimulation und gleichzeitige Messung des Elektroenzephalogramms, Elektromyogramms und der Laktatkonzentration im Gehirn präpariert. Sobald die Technik beherrscht ist, kann dieser chirurgische Eingriff in 90 bis 120 Minuten ordnungsgemäß durchgeführt werden. Denken Sie daran, die Atmung des Tieres ständig als Indikator für die Tiefe der Anästhesie zu überwachen.Wenn das Tier seltener als einmal alle vier bis fünf Sekunden atmet, könnte die Anästhesie zu tief sein. Wenn das Tier häufiger als einmal alle zwei Sekunden atmet, könnte die Anästhesie zu flach sein. Denken Sie daran, die geeigneten Sicherheitsvorkehrungen zu treffen, wenn das gasförmige Anästhetikum Isofluran verwendet wird.Stellen Sie eine ausreichende Belüftung im Operationsbereich sicher, um Ihre Netzhaut vor dem Laser, der für die optogenetische Stimulation verwendet wird, zu sch&uuml;tzen. Tragen Sie entweder Schutzbrille oder stellen Sie das Tier in einen lichtdichten Schrank. Sie sollten das Implantieren des Laktat-Biosensors und des Lichtwellenleiters an einer vollst&auml;ndig wachen Maus &uuml;ben.Mäuse halten sich nicht an diese Verfahren und müssen immobilisiert werden. Die Fixierung darf jedoch nicht so stark sein, dass sie das Tier verletzt oder die Atmung behindert.

simultaneous-electroencephalography-real-time-measurement-lactate

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Wir haben eine Methode zur gleichzeitigen funktionellen Kernspintomographie und elektrophysiologischen Aufnahme in das Nagetier Gehirn entwickelt, eine Plattform für die Untersuchung der Beziehung zwischen neuronaler Aktivität und der Blutoxygenierung level dependent (BOLD) MRT-Signal.

Gleichzeitige fMRI und Elektrophysiologie in der Nager Gehirn

Dieses Video zeigt das Verfahren zur gleichzeitigen Aufzeichnung von kolokalisierter Elektroenzephalographie (EEG) und lokalen Feldpotentialen (LFPs) bei einer anästhesierten Ratte. Bei diesem Prozess wird die Ratte vorbereitet und Stimulationselektroden an ihren Schnurrhaarpolstern befestigt. Eine EEG-Spinnenelektrode wird für Oberflächen-EEG-Messungen auf den Schädel der Ratte gelegt. Gleichzeitig wird eine Mehrkanal-Mikroelektrode durch ein Bohrloch im Schädel in eine bestimmte Hirnregion...

Gleichzeitige elektroenzephalographische und lokale Feldpotentialaufzeichnungen bei einer anästhesierten Ratte

Dieses Video zeigt das Verfahren zur Untersuchung der synaptischen Effizienz im lateralen entorhinalen Kortex (LEC) durch optogenetische Stimulation der medialen präfrontalen Kortex (mPFC) Axone und Aufzeichnung der Reaktionen von Pyramidenneuronen im LEC. Diese Methode kombiniert Patch-Clamp-Aufzeichnungen mit synaptischer Aktivierung durch Lichtstimulation, um die synaptische Plastizität zu untersuchen.

Optogenetische Stimulation und elektrophysiologische Aufzeichnung synaptischer Ereignisse in Hirnschnitten von Ratten

Hemmung der neuronalen Aktivität und deren elektrophysiologischer Nachweis bei einer Ratte

Hier stellen wir eine Glaspipette mit doppelter Funktion her: Hemmung tiefer Hirnstrukturen durch Mikroinjektionen von Medikamenten und Echtzeitüberwachung ihrer Wirkung durch gleichzeitige elektrophysiologische Aufzeichnungen.

Gleichzeitige Elektrophysiologische Aufzeichnung und Micro-Injektionen von Hemmstoffe im Gehirn von Nagetieren

Dieses Protokoll beschreibt eine einfache Methode zur gleichzeitigen Erfassung von Co lokalisierte Elektroenzephalographie (EEG) und Multi-laminar lokales Feld bei einem anästhesierten Ratte. Eine Grat-Bohrung im Schädel für das Einfügen von einer Mikroelektrode erweist sich vernachlässigbar Verzerrung des EEG Signals zu produzieren.

Gleichzeitige Aufnahme von Co lokalisierte Elektroenzephalographie und lokales Feld Potential in Nagetier

Wir entwickelten eine Technik, die gleichzeitig Electrocorticography und lokales Feld Potentiale in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten aufzeichnet. Diese Technik hilft, eine direkte Verbindung von Electrocortical Signalen auf mesoskopischen und makroskopischen Ebene aufzubauen, die erleichtert die Untersuchung der nozizeptiven Informationsverarbeitung im Gehirn.

Gleichzeitige Aufnahmen von kortikalen lokales Feld Potentialen und Electrocorticograms in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten

Hier stellen wir ein Protokoll vor, das die virale Transduktion diskreter Hirnregionen mit optogenetischen Konstrukten beschreibt, um eine synapsenspezifische elektrophysiologische Charakterisierung in akuten Nagetierhirnschnitten zu ermöglichen.

Ex vivo Optogenetische Befragung der synaptischen Übertragung und Plastizität über große Entfernungen vom medialen präfrontalen Kortex zum lateralen entohinalen Kortex

Wir haben einen vereinfachten und kostengünstigen Ansatz für die Elektrodenherstellung entwickelt und Aufzeichnungen von Signalen über mehrere Regionen hinweg in frei beweglichen Mäusen durchgeführt. Die Verwendung der Optogenetik in Verbindung mit der Multiregionen-Elektrophysiologie und der Kalziumsignalaufzeichnung ermöglichte die Aufdeckung neuronaler Aktivitäten über Regionen hinweg im Anfallskindling-Modell.

Eine integrierte Methode zur Herstellung flexibler und komfortabler elektrophysiologischer Optroden für die In-vivo-Aufzeichnung in mehreren Regionen

Hier stellen wir zwei Protokolle für die Aufzeichnung von Mikro-Elektrokortikographie (μEcoG) mit hoher Dichte bei Ratten und Mäusen vor, einschließlich chirurgischer, Implantations- und Aufzeichnungsmethoden. μECoG-Aufzeichnungen werden entweder in Kombination mit laminarer Polytrodenaufzeichnung im auditorischen Kortex der Ratte oder mit optogenetischer Manipulation der neuronalen Aktivität im somatosensorischen Kortex der Maus durchgeführt.

Multiskalige Untersuchungen der kortikalen Prozessierung durch Integration laminarer Polytroden und Optogenetik mit Mikroelektrokortikographie bei Nagetieren

Dieses Protokoll bietet eine integrierte Methode, die virale Abgabe, Optrodenimplantation, photothrombotische Induktion, gleichzeitige Aufzeichnung der Astrozyten- und neuronalen Aktivität sowie optogenetische Stimulation von Astrozyten umfasst. Diese integrierte Methode zielt darauf ab, eine parallele Untersuchung der Astrozyten-Neuron-Beziehung über die akuten bis chronischen Stadien des ischämischen Schlaganfalls zu ermöglichen.

Eine integrierte Methode zur photothrombotischen Schlaganfallmodellierung und zur in-vivo-Optrodenerfassung neuronaler und astrozytischer Aktivität bei sich wirkenden Mäusen

Lernen Sie die gleichzeitige Messung von EEG, EMG und zerebraler Laktatkonzentration bei Nagetieren während optogenetischer Stimulation. Diese Methode ermöglicht Echtzeit-Überwachung neuronaler Aktivität und Stoffwechselprozesse im natürlichen Schlaf-Wach-Zyklus.

Gleichzeitige Elektroenzephalographie, Real-time Messung der Laktat-Konzentration und optogenetische Manipulation der neuronalen Aktivität in der Nagetier Cerebral Cortex (Video) | JoVE Journal

Gleichzeitige Elektroenzephalographie, Real-time Messung der Laktat-Konzentration und optogenetische Manipulation der neuronalen Aktivität in der Nagetier Cerebral Cortex

Weitere Videos entdecken