Name: Dissektion und Immunhistochemie von Larven, Puppen und Erwachsenenbildung Drosophila Netzhäute (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 58 s
Description: Lernen Sie die Präparation und Immunhistochemie von Drosophila-Netzhäuten in drei Entwicklungsstadien. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung von Proteinen und die Untersuchung der Photorezeptor-Differenzierung auf Einzelzellebene.

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Diese Arbeit wurde durch ein Ehrman Stipendium für HY unterstützt. H., Jane Coffin Childs Memorial Fund for Medical Research Postdoc-Stipendium, um RJJ, NIH Grant F32EY016309 auf DV, ein New York University Deans Dissertation Fellowship DJ, NIH GrantR01 EY13010 auf CD und ein DFG-Stipendium für JR (RI 2208/1- 1). Wir danken Nina Vogt und Pamela Boodram für Kommentare zum Manuskript.

Ein. Einführung In diesem Video beschreiben wir Methoden zur Netzhaut Dissektionen und Immunhistochemie an drei definierten Entwicklungszeiten: die dritte Larvenstadium Larvenstadium, das midpupal und die erwachsenen Stadium. Obwohl unser Protokoll auch für andere Puppen Stufen (für Details auf die früheren Stadien, siehe 16), wählten wir die midpupal Bühne, wie es optimal für die Bildgebung ist alles PRs in einer Brennebene und ihre Kerne sind leicht zu identifizieren, die erleichtert die Visualisierung von Transkriptionsfaktor Expressionsmuster. Die Dissektion der späten Puppenstadium Netzhaut ist sehr ähnlich zu der Präparation der erwachsenen Netzhaut. Zuerst zeigen wir, wie man Larven und Puppen an den gewünschten Stufen zu sammeln. Dann erklären wir, wie die optimale Dissektionen der Larven 17-18, midpupal und erwachsenen Netzhaut erhalten. Zweitens zeigen wir, wie man PR Entwicklung in diesen Stadien mittels Immunhistochemie und konfokale Mikroskopie visualisieren. Die Entwicklungszeit von Insekten ist temperaturabhängig. Um reproduzierbare Inszenierung von Larven und Puppen zu erleichtern, empfehlen wir erhöhen alle fly Aktien bei 25 ° C unter einem 12 hr/12 Stunden Licht / Dunkel-Zyklus. Third-Larven: Über 96 Stunden nach der Eiablage (bei ​​25 ° C), späten dritten Larvenstadium Stop Fütterung und wandern an den Wänden der Lebensmittel Fläschchen, wo sie schließlich verpuppen. Verwenden Sie einen weichen Pinsel oder einer Pinzette vorsichtig entfernen wandernden dritten Larvenstadium Larve aus der Wand des Lebensmittel Fläschchen. 50% Puppen (&#39;midpupae&#39;) sind etwa 48 Stunden nach der Verpuppung beobachtet. Für exaktes Timing, können Sie einfach geformten weißen Puppen mit einem Marker auf die Lebensmittel Flasche kreisen. Alternativ dazu können Sie alle weißen Puppen zu einem neuen Fläschchen ein Fläschchen einheitlichen Inszenierung (für die Inszenierung der Puppen anhand morphologischer Kriterien, siehe 19) zu erhalten. Nach 48 Stunden, sorgfältig remove der midpupae aus dem Fläschchen mit einer Pinzette. Erwachsenen Fliegen: Anesthetize jungen erwachsenen Fliegen (2-5 Tage nach Schlüpfen) auf einem CO 2-Pad. Entfernen Kopf mit einer Pinzette und speichern sie in einem Glas gut austeilen mit kaltem 1x PBS. 3. Dissection Procedure (ca. 1-2 h pro Experiment) Nach dem Sammeln der Probe, legen Sie sie in einem Tropfen kaltem PBS auf einem Sylgard Dissektion Gericht. Dissect etwa 10-15 Netzhaut pro Genotyp. Bitte beachten Sie die Material Safety Data Sheets sowie Ihre Institution Environmental Health and Safety Office für die richtige Handhabung der Reagenzien und Geräte (siehe Tabellen am Ende dieses Protokolls). Ein. Larven Eye Imaginalscheiben <ol><li> Suchen Sie das vordere Ende der Larve, die die Mundhaken enthält. Verwenden Sie eine Zange, um den mittleren Teil der Larve drücken Sie vorsichtig gegen die Basis des Sylgard Gericht. Verwenden Another Zange, um die Mundhaken packen und ziehen Sie vorsichtig und langsam vom Körper weg. Entsorgen Sie die wichtigsten Teil des Körpers und nutzen Sie die Mundwerkzeuge, um den vorderen Teil halten, um fremde Gewebe aus den Imaginalscheiben die beigefügte an das Gehirn bleibt entfernen. </li><li> Übertragen Gehirn mit Imaginalscheiben durch Greifen die Mundhaken mit einer Pinzette auf 1x PBS in einem Drei-well Glasschale. Führen Fixierung (Schritt 4.1.). </li><li> Nach der Fixierung, entfernen Speicheldrüsen, Fettgewebe und ziehen das Gehirn vom Auge weg-antennalen Imaginalscheibe. Um die Zugänglichkeit zu der &quot;schwierig&quot; Antikörper zu verbessern, kann die peripodial Membran, die auf der Oberfläche des Epithels liegt, durch Halten der antennalen Teil der Scheibe und Ablösung der Membran weg mit einem Präpariermikroskop Stift entfernt werden. Als nächstes führen Immunhistochemie (Schritt 5.1.). </li></ol> 2. 50% Verpuppung / Midpupal Netzhäute <ol><li> Halten hinteren Ende des Kokons mit einer Pinzette.Entfernen Sie vorsichtig die vordere Oberfläche des Kokons durch Greifen die Nagelhaut mit einem anderen Pinzette und ziehen weg von der Puparium. Peel entfernt restliche Schuppenschicht, um den Kopf freizulegen. </li><li> Verwenden Sie die Zange &quot;Tipps zum Durchstoßen der zugrunde liegenden, weichen Sack in der dorsalen Frontzahnbereich. Dies ermöglicht den Zugang zum Kopf. Vorsichtig trennen den Kopf aus dem Thorax durch langsames Ansaugen der Kopf mit einem P20 Pipette. Vertreibt Kopf Pipettenspitze in frischem, kaltem 1x PBS und entfernen überschüssiges Gewebe, kaufen Sie den Kopf Nagelhaut und entfernen Rüssel. Gehen Sie zur Fixierung (Schritt 4.1.). </li><li> Pierce die Optik lobe mit einem Sezieren pin zu stabilisieren das Gewebe. Stecken Sie das andere Sezieren Stift zwischen der Lamina und der Retina, um die Netzhaut von der Lamina / optic Lappens trennen. Führen Immunhistochemie (Schritt 5.1.). </li></ol> 3. Adult Augen <ol><li> Besorgen Sie sich die Mitte des hinteren Kopfkapsel mit einer Zange und entfernen Mundwerkzeuge (Rüssel), Fett tissue und Tracheen. </li><li> Besorgen Sie sich die dorsale Kopf Nagelhaut mit einer Zange und mit der anderen die Augen aus Hirngewebe durch leichtes Ziehen seitwärts zu trennen. In den meisten Fällen wird die Lamelle eine dünne und transparente Hülle aus Gehirn Neuropil, zur Retina befestigt bleiben. Es ist einfacher, die Lamina nach Fixierung entfernen. </li><li> Entfernen Cuticula am Auge Rand, sondern lassen ein kleines Stück zurück, um die Übertragung der Netzhaut, verschiedene Lösungen zu erleichtern. Führen Fixierung (Schritt 4.1.). </li><li> Entfernen der Lamina durch Greifen es an einer Seite mit einer Pinzette vorsichtig und seitlich mit der anderen Zange ohne Beeinträchtigung der Netzhaut. Rückstände von Nagelhaut, wie es auf die Netzhaut während der Montage klappen könnte. Diese beiden Schritte sind kritisch für die Visualisierung Photorezeptoren, die andernfalls durch die Lamina verdeckt werden würde und bleibt der Kutikula während des bildgebenden Verfahrens. Gehen Sie zur Immunhistochemie (Schritt 5.1.). </li></ol> 4. Fixierung und Washing (ca. 1 Std.) <ol><li> Bewahren Sie die seziert Netzhaut in 1x PBS in einem Drei-well Glasschale auf Eis gelegt, während frisch bereitet das Fixiermittel (Verdünnung 40 Mikroliter 37% Formaldehyd-Lösung mit 360 ul 1x PBS, vortexen und auf Eis). Wir empfehlen, mit der Fixierung Protokoll vorzugehen und lange Lagerzeiten auf Eis (&gt; 15 min) zu vermeiden. </li><li> Ersetzen 1x PBS mit 200 ul 3,7% Formaldehyd-Lösung. Stellen Sie sicher, dass das Gewebe in Fixierlösung eingetaucht ist. Dies ist kritisch, da es sonst nicht richtig befestigt werden. Falls notwendig, entfernen Luftblasen und Tracheen mit der Pinzette. </li><li> Inkubieren am Schüttler für 15 min bei Raumtemperatur. </li><li> Ersetzen Fixiermittel mit 1x PBS und spülen zweimal mit 1x PBS. Weiterhin Waschen in PBS 30 min (auf Schüttelmaschinen, bei Raumtemperatur). </li><li> Ersetzen PBS mit PBST. Spülen zweimal mit PBST. </li><li> Fahren Sie mit dem Entfernen der peripodial Membran von Larven Auge Discs (3.1.3.) Und die Lamellen aus midpupal / Erwachsene Netzhaut &lt;strong&gt; (3.2.3., 3.3.4.). </li></ol> 5. Immunhistochemie <ol><li> Sperrung: Ersetzen PBS mit 200 ul 5% normalem Serum in PBST und inkubieren Netzhaut für 20 min auf Schüttler bei Raumtemperatur. </li><li> Ersetzen Blockierungslösung mit primärer Antikörperlösung. Verschließen Sie die Drei-Well-Platte mit Parafilm und über Nacht auf Schüttler bei Raumtemperatur. </li><li> Ersetzen Lösung mit PBST und spülen 3 mal. Weiterhin Waschen mit PBST für mindestens 1 Stunde am Schüttler bei Raumtemperatur. </li><li> Transfer in sekundären Antikörper-Lösung und Inkubation in einem Parafilm verschlossenen Glas gut Schale auf Schüttler über Nacht bei Raumtemperatur. </li><li> Ersetzen Antikörper-Lösung mit PBST und spülen dreimal. Weiterhin Waschen mit PBST für mindestens ein hr am Schüttler bei Raumtemperatur. Die Proben können in PBST für mehrere Tage aufbewahrt werden, aber es ist wichtig, an die frische PBST mindestens einmal pro Tag hinzu, um sie vor dem Austrocknen zu verhindern. </li></ol> 6. Montage <ol><li> Für die Montage Larven und midpupal Netzhaut, mit der P20 Netzhaut in die Mitte eines sauberen Glasobjektträger übertragen. Entfernen Sie überschüssiges PBST. Verwenden Sie eine Pinzette Netzhaut auszurichten, um Bildgebung erleichtern. </li><li> Fügen Sie 10 ul Eindeckmedium auf der Netzhaut. Cover sie vorsichtig mit einem 24x40-1 Deckglas und Dichtung mit klarem Nagellack. </li><li> Für die Montage erwachsenen Netzhaut, bereiten &quot;Brücken&quot; 20: In zwei 5 ul Tröpfchen von 50% Glycerin an beiden Enden eines Glases Seite und decken Sie sie mit 22x22-1 Deckgläser (0,13 bis 0,17 mm dick). </li><li> Entfernen Sie die PBST mit einem P20-Pipette, stellen Sie sicher, dass die Netzhaut nicht austrocknen. Fügen Sie 20 ul Eindeckmedium zum Brunnen. Verwenden Eindeckmedium auf Netzhaut mit dem P20 der &quot;Brücke&quot; Glasträger übertragen. </li><li> Verwenden Sie eine Zange zu orientieren (Linsen sollte das Glas Gleitfläche) und richten Netzhaut, um Bildgebung erleichtern. Falls notwendig, entfernen Luftblasen mit dem P20. </li><li> LangsamOrt 24x40-1 Deckglas (0,13 bis 0,17 mm dick) von einer Seite auf die Kanten und dichten mit klarem Nagellack oder Klebeband. Proben bei 4 ° C in einem Objektträger saver box (halten im Dunkeln). </li></ol> 7. Repräsentative Ergebnisse Als ein Beispiel für die Anwendung dieses Protokolls, zeigen wir repräsentative Ergebnisse zur Visualisierung Photorezeptor Differenzierung bei den drei Entwicklungsstadien in dem Video. Ein larvalen Auge antennalen Scheibe und eine midpupal Netzhaut wurden mit Antikörpern, die verschiedene Typen beschriften Photorezeptor während der Entwicklung (1A, B) und ein Erwachsener Netzhaut wurde mit zwei Rhodopsin-Antikörper angefärbt, um zwei Subtypen Photorezeptor (1C) visualisieren angefärbt.

<ol><li>Ready, D. F., Hanson, T. E., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+Drosophila+retina%2C+a+neurocrystalline+lattice%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Development of the Drosophila retina, a neurocrystalline lattice.</a> Dev. Biol. 53, 217-240 (1976).</li>
<li>Hardie, R. C. Functional organization of the fly retina. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHardie%2C+RC+%22Sensory+Physiology%22">Sensory Physiology</a>. D, O. ttoson 5, Springer-Verlag. 1-79 (1985).</li>
<li>O'Tousa, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+ninaE+gene+encodes+an+opsin%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The Drosophila ninaE gene encodes an opsin.</a> Cell. 40, 839-850 (1985).</li>
<li>Zuker, C. S., Cowman, A. F., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+structure+of+a+rhodopsin+gene+from+D.+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Isolation and structure of a rhodopsin gene from D. melanogaster.</a> Cell. 40, 851-858 (1985).</li>
<li>Rister, J., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+retinal+mosaics+of+opsin+expression+in+invertebrates+and+vertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">The retinal mosaics of opsin expression in invertebrates and vertebrates.</a> Dev. Neurobiol. 71, 1212-1226 (2011).</li>
<li>Chou, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+novel+Drosophila+opsin+reveals+specific+patterning+of+the+R7+and+R8+photoreceptor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Identification of a novel Drosophila opsin reveals specific patterning of the R7 and R8 photoreceptor cells.</a> Neuron. 17, 1101-1115 (1996).</li>
<li>Chou, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterning+of+the+R7+and+R8+photoreceptor+cells+of+Drosophila%3A+evidence+for+induced+and+default+cell-fate+specification%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Patterning of the R7 and R8 photoreceptor cells of Drosophila: evidence for induced and default cell-fate specification.</a> Development. 126, 607-616 (1999).</li>
<li>Papatsenko, D., Sheng, G., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+rhodopsin+in+R8+photoreceptors+of+Drosophila%3A+evidence+for+coordinate+expression+with+Rh3+in+R7+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A new rhodopsin in R8 photoreceptors of Drosophila: evidence for coordinate expression with Rh3 in R7 cells.</a> Development. 124, 1665-1673 (1997).</li>
<li>Wolff, T., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+beginning+of+pattern+formation+in+the+Drosophila+compound+eye%3A+the+morphogenetic+furrow+and+the+second+mitotic+wave%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The beginning of pattern formation in the Drosophila compound eye: the morphogenetic furrow and the second mitotic wave.</a> Development. 113, 841-850 (1991).</li>
<li>Roignant, J. Y., Treisman, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pattern+formation+in+the+Drosophila+eye+disc%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Pattern formation in the Drosophila eye disc.</a> Int. J. Dev. Biol. 53, 795-804 (2009).</li>
<li>Tsachaki, M., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+and+developmental+mechanisms+underlying+the+formation+of+the+Drosophila+compound+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Genetic and developmental mechanisms underlying the formation of the Drosophila compound eye.</a> Dev. Dyn. 241, 40-56 (2012).</li>
<li>Tomlinson, A., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+differentiation+in+Drosophila+ommatidium%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Neuronal differentiation in Drosophila ommatidium.</a> Dev. Biol. 120, 366-376 (1987).</li>
<li>Zipursky, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+genetic+analysis+of+Drosophila+eye+development%3A+sevenless%2C+bride+of+sevenless+and+rough%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Molecular and genetic analysis of Drosophila eye development: sevenless, bride of sevenless and rough.</a> Trends Neurosci. 12, 183-189 (1989).</li>
<li>Basler, K., Hafen, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specification+of+cell+fate+in+the+developing+eye+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Bioessays%22%5BJournal%5D)">Specification of cell fate in the developing eye of Drosophila.</a> Bioessays. 13, 621-631 (1991).</li>
<li>Charlton-Perkins, M., Cook, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Building+a+fly+eye%3A+terminal+differentiation+events+of+the+retina%2C+corneal+lens%2C+and+pigmented+epithelia%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Top+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Building a fly eye: terminal differentiation events of the retina, corneal lens, and pigmented epithelia.</a> Curr. Top Dev. Biol. 93, 129-173 (2010).</li>
<li>Walther, R. F., Pichaud, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunofluorescent+staining+and+imaging+of+the+pupal+and+adult+Drosophila+visual+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Immunofluorescent staining and imaging of the pupal and adult Drosophila visual system.</a> Nat. Protoc. 1, 2635-2642 (2006).</li>
<li>Wolff, T. Histological Techniques for the Drosophila Eye Part I: Larva and Pupa. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWolff%2C+T+%22Drosophila+Protocols%22">Drosophila Protocols</a>. Sullivan, W. ea , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. (2000).</li>
<li>Wolff, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+techniques+for+pupal+and+larval+Drosophila+eyes%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+Protoc%22%5BJournal%5D)">Dissection techniques for pupal and larval Drosophila eyes.</a> CSH Protoc. 2007, pdb prot4715(2007).</li>
<li>Bainbridge, S. P., Bownes, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Staging+the+metamorphosis+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Embryol.+Exp.+Morphol%22%5BJournal%5D)">Staging the metamorphosis of Drosophila melanogaster.</a> J. Embryol. Exp. Morphol. 66, 57-80 (1981).</li>
<li>Morante, J., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+and+staining+of+Drosophila+optic+lobes+at+different+stages+of+development%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Protoc%22%5BJournal%5D)">Dissection and staining of Drosophila optic lobes at different stages of development.</a> Cold Spring Harb Protoc. , 652-656 (2011).</li>
<li>Williamson, W. R., Hiesinger, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+Developing+and+Adult+Drosophila+Brains+and+Retinae+for+Live+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging.</a> J. Vis. Exp. (37), e1936(2010).</li>
<li>Stowers, R. S., Schwarz, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+genetic+method+for+generating+Drosophila+eyes+composed+exclusively+of+mitotic+clones+of+a+single+genotype%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">A genetic method for generating Drosophila eyes composed exclusively of mitotic clones of a single genotype.</a> Genetics. 152, 1631-1639 (1999).</li>
<li>Newsome, T. P., Asling, B., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+Drosophila+photoreceptor+axon+guidance+in+eye-specific+mosaics%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Analysis of Drosophila photoreceptor axon guidance in eye-specific mosaics.</a> Development. 127, 851-860 (2000).</li>
<li>Sood, P., Johnston, R. J., Kussell, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stochastic+De-repression+of+Rhodopsins+in+Single+Photoreceptors+of+the+Fly+Retina%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Comput.+Biol%22%5BJournal%5D)">Stochastic De-repression of Rhodopsins in Single Photoreceptors of the Fly Retina.</a> PLoS Comput. Biol. 8, e1002357(2012).</li>
<li>Johnston, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interlocked+feedforward+loops+control+cell-type-specific+Rhodopsin+expression+in+the+Drosophila+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Interlocked feedforward loops control cell-type-specific Rhodopsin expression in the Drosophila eye.</a> Cell. 145, 956-968 (2011).</li>
<li>Jukam, D., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Binary+regulation+of+Hippo+pathway+by+Merlin%2FNF2%2C+Kibra%2C+Lgl%2C+and+Melted+specifies+and+maintains+postmitotic+neuronal+fate%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Cell%22%5BJournal%5D)">Binary regulation of Hippo pathway by Merlin/NF2, Kibra, Lgl, and Melted specifies and maintains postmitotic neuronal fate.</a> Dev. Cell. 21, 874-887 (2011).</li>
<li>Vasiliauskas, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feedback+from+rhodopsin+controls+rhodopsin+exclusion+in+Drosophila+photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Feedback from rhodopsin controls rhodopsin exclusion in Drosophila photoreceptors.</a> Nature. 479, 108-112 (2011).</li>
<li>Kumar, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Building+an+ommatidium+one+cell+at+a+time%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Building an ommatidium one cell at a time.</a> Dev. Dyn. 241, 136-149 (2012).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Ein. Fehlerbehebung Nach unserer Erfahrung erfordern Dissektionen Praxis (bis zu mehreren Wochen) und werden durch das Erreichen eine bequeme Handhaltung 21 durch ruhen die Ellenbogen und Unterarme auf den Tisch und mit den Fingern in Kontakt mit der Dissektion Gericht erleichtert. Auf diese Weise wird nur der Daumen, Zeigefinger und Mittelfinger durchführen subtilen Bewegungen. Entfernen der Lamina ohne Beschädigung der Photorezeptoren ist wahrscheinlich...

<table border="1"><tr><td></td><td></td><td></td><td> Reagens </td></tr><tr><td> Phosphat-gepufferte Salzlösung (PBS1x, pH 7,4) </td><td> Sigma </td><td></td><td> Bereiten 10x Stammlösung 20. Verdünnen mit destilliertem Wasser auf 1x PBS und bei Raumtemperatur lagern zu erhalten. Kühlen auf Eis, bevor Dissektionen. </td></tr><tr><td> Triton X-100 </td><td> Sigma </td><td> 9002-93-1 </td><td> Achtung: Reizend Handschuhe tragen. Planen 50 ml 1xPBS mit 0,3% Triton X-100 (PBST). Lagerung bei Raumtemperatur. </td></tr><tr><td> 37% Formaldehyd-Lösung </td><td> Fisher Scientific </td><td> F75P1GAL </td><td> Achtung: Giftig, wahrscheinlich krebserzeugend für den Menschen Handschuhe tragen. Vor der Fixierung, frisch zubereiten 3,7% ige Lösung in einer chemischen Abzugshaube durch Verdünnen mit PBS, auf Eis lagern. </td></tr><tr><td> 5% normalem Pferdeserum </td><td> Jackson Immuno Research </td><td> 008-000-001 </td><td> Planen 5% v / v verdünnt in PBST. Bewahren Sie bei vier Grad. </td></tr><tr><td> Primäre und sekundäre Antikörper (zB Esel anti-Schaf Alexa Fluor 488, Esel-Anti-Kaninchen-Alexa Fluor 555, Esel anti-Maus Alexa Fluor 647) </td><td> Invitrogen Molecular Probes </td><td> A11015 A31572 A31571 </td><td> Verdünnen Sekundärantikörper 1:800 in PBST und lagern bei vier Grad. </td></tr><tr><td> Alexa Fluor 488 Phalloidin </td><td></td><td> A12379 </td><td> Verdünnen 1:100 in sekundären Antikörper-Lösung. </td></tr><tr><td> Slowfade Gold-Antifade Reagenz </td><td> Invitrogen Molecular Probes </td><td> S36936 </td><td> Eindeckmedium. Lagerung bei -20 Grad. </td></tr><tr><td> Glycerol </td><td> Fisher Scientific </td><td> G31-1 </td><td> Für die Montage. Bereiten 10 ml 50% iger Verdünnung mit destilliertem Wasser, Lagerung bei Raumtemperatur. </td></tr><tr><td> CO 2 </td><td></td><td></td><td> Für Betäubung erwachsenen Fliegen. </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Ausrüstung </td></tr><tr><td> Zwei scharfe Pinzette (Dumont # 55) </td><td> Fine Science Tools </td><td> 11255-20 </td><td></td></tr><tr><td> Sylgard 184 Silikon-Elastomer Kit </td><td> Dow Corning </td><td></td><td> Planen Sylgard Dissektion Schale durch Füllen einer Kunststoff-Petrischale mit Sylgard Mischung. </td></tr><tr><td> Drei-well Glas Dissektion Gerichten </td><td> Fisher Scientific </td><td> 21-379 </td><td></td></tr><tr><td> Two minutien Sezieren Stifte (0,1 mm Durchmesser) und zwei pinholders (12 cm) </td><td> Fine Science Tools </td><td> 26002-10 </td><td> Legen ein minutien Stiftes in jeder der beiden pinholders und beugen einer der Stifte, um einen Haken zu bilden. </td></tr><tr><td> Microscope Deckgläschen (22x22-1 und 24x40-1) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 12-542A </td><td></td></tr><tr><td> Objektträger (25x75x1.0 mm; vorgereinigt) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 12-550-143 </td><td></td></tr><tr><td> 1,5 ml Reaktionsgefäße </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Klaren Nagellack oder Klebeband </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Kreisschüttler </td><td> Bellco </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Diahalter box </td&gt; <td> Fisher Scientific </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Parafilm </td><td> Bemis </td><td> PM996 </td><td></td></tr><tr><td> Dünnen Pinsel </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> P20 und P200 Mikropipetten und Tipps </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Seziermikroskop </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Kleine Eimer mit Eis </td><td></td><td></td><td> Zur Kühlung der Glas-Well-Platten, seziert Netzhaut und Lösungen. </td></tr></table>

dissektion und immunhistochemie von larven, puppen und erwachsenenbildung<em&gt; drosophila</em&gt; netzhäute

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

Das Facettenauge von Drosophila melanogaster besteht aus etwa 750 Ommatidien (Einheit Augen). Jeder Ommatidium wird von etwa 20 Zellen, einschließlich Objektiv-sezernierenden Zapfenzellen, Pigmentzellen, einer Borste Zelle und acht Photorezeptoren (PRs) R1-R8 2 zusammen. Die PRs spezialisiert haben microvillar Strukturen, die Rhabdomeren, die lichtempfindliche Pigmente, die Rhodopsine (RHS) enthalten. Die Rhabdomere sechs PRs (R1-R6) ein Trapez bilden und enthalten Rh1 3 4. Die Rhabdomere von R7 und R8 im Tandem in die Mitte des Trapezes positioniert und den gleichen Weg des Lichtes. R7 und R8 PRs stochastisch exprimieren verschiedene Kombinationen von Rhs in zwei Subtypen 5: Im &#39;p&#39; Subtyp, Rh3 in p R7s mit RH5 in p R8S gekoppelt ist, während in der &#39;y&#39; Subtyp, Rh4 in y R7s zugeordnet ist Rh6 in y R8S 6 7 8. Frühe Angabe PRs und Entwicklung Ommatidien beginnt in der larvalen Auge antennalen Imaginalscheibe eine Monoschicht von Epithelzellen. Eine Welle der Differenzierung fegt über die Scheibe 9 und initiiert den Aufbau von undifferenzierten Zellen in Ommatidien 10-11. Die Gründer Zelle R8 wird in erster angegebenen rekrutiert R1-6 und dann R7 12-14. Anschließend, während Puppenentwicklung führt PR Differenzierung umfangreiche morphologische Veränderungen 15, einschließlich rhabdomere Bildung, Synaptogenese und schließlich rh Ausdruck. In diesem Protokoll beschreiben wir Methoden zur Netzhaut Dissektionen und Immunhistochemie an drei definierten Zeiträume der Netzhaut Entwicklung, die Anwendung auf eine Vielzahl von Fragen Netzhaut Bildung und Entwicklungswege angesprochen werden können. Hier verwenden wir diese Methoden, um die schrittweise PR Differenzierung am Ebene einzelner Zellen in whole mount Larven, midpupal und erwachsenen Netzhaut visualisieren ( <sTrong&gt; Abbildung 1).

Die<em&gt; Drosophila</em&gt; Netzhaut ist eine kristallartige Gitter aus einer kleinen Anzahl von Zelltypen, die in einer stereotypen Art und Weise erzeugt werden zusammengesetzt<sup&gt; 1</sup&gt;. Seine Eignung für anspruchsvolle genetische Analyse ermöglicht die Untersuchung von komplexen Entwicklungs-Programme. Dieses Protokoll beschreibt Dissektionen und Immunhistochemie von Netzhaut an drei diskrete Entwicklungsstufen, mit einem Fokus auf Photorezeptor Differenzierung.

Dissektion und Immunhistochemie von Larven, Puppen und Erwachsenenbildung<em&gt; Drosophila</em&gt; Netzhäute

Das Komplexauge von Drosophila melanogaster besteht aus etwa 750 Ommatidien (Einzelaugen). Jedes Ommatidium setzt sich aus etwa 20 Zellen zusammen, darunter ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, optimale Präparationen von Drosophila-Netzhäuten zu erhalten und Proteine sichtbar zu machen, die in der sich entwickelnden Netzhaut exprimiert werden. Zunächst werden Netzhautpräparationen in drei Entwicklungsstadien demonstriert: im Larvenstadium, im Puppenstadium und im erwachsenen Stadium. Die nächsten Schritte sind die Fixierung und die Immunhistochemie. Im letzten Schritt werden die Netzhäute zur Visualisierung mittels konfokaler Mikroskopie auf Objektträger aufgebracht. Letztendlich zeigt dieses Protokoll die Entwicklung und Differenzierung von Netzhautzellen auf Einzelzellniveau. Historisch gesehen hat die Fliegen-Netzhaut ein ideales System dargestellt, um ein breites Spektrum an Fragestellungen in der Entwicklungsbiologie zu untersuchen und die zugrundeliegenden genetischen Regulationsmechanismen zu erforschen.Hier zeigen wir Ihnen Techniken, um die Entwicklung von Netzhautzellen von einem pluripotenten Stadium bis zu einem terminal differenzierten Zustand sichtbar zu machen. Ich werde Ihnen zeigen, wie man Larven- oder Netzhautpräparate disseziert. Ich werde die Dissektionen an Netzhäuten im mittleren Pupillenstadiu

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Erstellung von Entwicklungs-und Adult Drosophila Brains und retinae für Live Imaging

Der limitierende Faktor in der Verwendung der...

Single Drosophila Ommatidium Dissection und Imaging

Vorbereitung von Adult Drosophila Augen für Thin Schnitte und mikroskopische Untersuchung

Drosophila Puppenstadium Abdomen Immunhistochemie

Dieses Video beschreibt, wie man den Auge-Hirn-Komplex aus Drosophila-Puppen präpariert und isoliert. Das vorgestellte Protokoll zeigt, dass das Verfahren qualitativ hochwertiges Gewebe liefert, das beispielsweise mit Immunfärbung und anderen Genexpressionsexperimenten kompatibel ist.

Dissektion des Auge-Hirn-Komplexes aus Fliegenpuppen: Eine Methode zur Isolierung von Netzhautgewebe

Immunfärbung ist eine effektive Technik zur Visualisierung spezifischer Zelltypen und Proteine innerhalb von Geweben. Durch die Verwendung von Ultraschall verringert das hier beschriebene Protokoll die Notwendigkeit, Drosophila melanogaster-Gewebe von Embryonen und Larven im Spätstadium vor der Immunfärbung zu präparieren. Wir bieten eine effiziente Methodik für die Immunfärbung von Formaldehyd-fixierten Whole-Mount-Larven.

Beschallung-erleichtert Immunfluoreszenzfärbungen der Late-Stage embryonalen und Larven<em&gt; Drosophila</em&gt; Gewebe<em&gt; In-situ</em

Die adulten Strukturen von Drosophila stammen von sackartigen Strukturen ab, die imaginale Scheiben genannt werden. Die Analyse dieser Scheiben bietet Einblicke in viele Entwicklungsprozesse, einschließlich der Gewebebestimmung, der Etablierung von Kompartimentgrenzen, der Zellproliferation, der Spezifikation des Zellschicksals und der planaren Zellpolarität. Dieses Protokoll wird verwendet, um imaginale Scheiben für die Licht-/Fluoreszenzmikroskopie vorzubereiten.

Präparation und Immunfärbung von Imaginalscheiben aus Drosophila melanogaster

Das Ziel dieser Technik ist es, Forschern die Möglichkeit zu geben, Puppenaugenscheiben jeden Alters zu dissektionieren, Immunfärbung  und Montage von Puppenaugenscheiben durchzuführen.

Dissection und Montage<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupal Eye Discs

Dieses Protokoll beschreibt die Dissektion und Immunostaining von Erwachsenen Drosophila Melanogaster Gewebe des Gehirns. Insbesondere unterstreicht dieses Protokoll die Verwendung von Drosophila Pilz Körper und Photorezeptor Neuronen als Beispiel neuronale Teilmengen, die genau verwendet werden, um die allgemeinen Grundsätze für viele Aspekte der neuronalen Entwicklung aufzudecken.

Dissektion, Immunofluorescent Färbung der Pilz Körper und Photorezeptor Neuronen im Gehirn Erwachsener Taufliege melanogaster

Dieses Papier stellt eine Operationsmethode für sezieren Drosophila pupal Netzhaut zusammen mit Protokolle für die Verarbeitung von Gewebe für Immunohistochemistry, westlichen Analyse und RNA-Extraktion.

Dissektion der Drosophila Pupal Netzhaut Immunohistochemistry, westlichen Analyse und RNA-Isolation

Dieses Protokoll beschreibt drei Schritte zur Vorbereitung von Larven und adulten Drosophila-Sehlappen für die Bildgebung: 1) Dissektion des Gehirns, 2) Immunhistochemie und 3) Montage. Der Schwerpunkt liegt auf Schritt 3, da unterschiedliche Montageausrichtungen erforderlich sind, um spezifische Optikkeulenstrukturen sichtbar zu machen.

Dissektion, Immunhistochemie und Montage von Larven und adulten Drosophila-Gehirnen zur Visualisierung des Sehlappens

Lernen Sie die Präparation und Immunhistochemie von Drosophila-Netzhäuten in drei Entwicklungsstadien. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung von Proteinen und die Untersuchung der Photorezeptor-Differenzierung auf Einzelzellebene.

Dissektion und Immunhistochemie von Larven, Puppen und Erwachsenenbildung

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