Name: Das Insekt Galleria mellonella Als leistungsfähiges Infektion Modell zur bakterielle Pathogenität Untersuchen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min
Description: Erfahren Sie, wie Sie Galleria mellonella-Larven mit pathogenen Bakterien infizieren, um bakterielle Virulenzfaktoren zu untersuchen. Diese Methode nutzt das komplexe angeborene Immunsystem des Insekts als ethische Alternative zu Säugetiermodellen.

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Wir möchten Elisabeth Guillemet, Christophe Buisson und Ludovic Bridoux für hervorragende technische Unterstützung danken. Wir sind zu großem Dank verpflichtet Sylvie Salamitou und Sinda Fedhila für die erste System-Setup.

Ein. Insect Aufzucht Der gesamte Zyklus vom Ei bis zum letzten Larvenstadium dauert ca. 5 Wochen bei 25 ° C. Ein oder zwei zusätzliche Wochen sind nötig, um erwachsenen Schmetterlinge zu erhalten. <ol><li> Zeigen mindestens 100 Puppen oder neu fusionierten erwachsenen G. mellonella Schmetterlinge in einem 5-Liter-wire-mesh Käfig. Männlich Schmetterlinge messen 10 bis 15 mm. Der erwachsene männliche Motte ist beige mit schwachen hellen und dunklen Markierungen. Weibliche Schmetterlinge Maß um 20 mm. Die Weibchen sind dunkler als die Männchen mit einem braun / grau. </li><li> Suspend zwei Packungen vierschichtigen Papier in den Käfig für Eiablage. Nach 2 Tagen wird das erwachsene Weibchen Eier auf der Kante zwischen den Papieren lag. </li><li> Zweimal in der Woche, legen Sie die Ei-Papier Packs in neue Kunststoff-Aufzucht-Boxen mit Gittern zu lassen Luft zirkulieren, die Pollen und Bienenwachs. Eier brüten in ungefähr 3 Tage und kleine Larven beginnen, indem auf Wachs und Pollen zu entwickeln. Alternativ können Larven auf einer künstlichen Diät consistin platziert werdeng einer Mischung aus 500 g flüssiger Honig, 400 g Glycerin, 100 g getrocknete Bierhefe, 250 g Weizenmehl, 200 g Magermilchpulver und 400 g Polenta. Um eine angemessene Verhältnis der mit Lebensmitteln pro Larve bieten regelmäßig trennen die Larven in neue Boxen und füllt die Lebensmittel alle zwei Tage. </li><li> Larven werden in den sechs Etappen der Larve Stadion aufgezogen. Jedes Stadion wird vom Schlupf des Kopfkapsel der Larven ist. Wenn Larven die letzte Stufe zu erreichen vor der Verpuppung, stoppen sie Fütterung und dem Bau einer leichte Seide Kokon. </li><li> In ihrer schützenden Kokons, werden die Larven Ruhe und verwandeln sich in Puppen. Wachs Würmer verbleiben im Puppenstadium für ein bis zwei Wochen, in Falter entstehen. Die Falter nicht trinken noch essen. Die Paarung erfolgt und das Wachs Würmer Lebenszyklus beginnt von neuem. </li><li> Um die Pathologie Assay zu standardisieren, nehmen die Larven im letzten Larvenstadium. Während dieser Phase diese Fütterung zu stoppen, an der Abdeckung der Aufzucht zu verschieben und starten, um Seide zu produzieren. Diese stage dauert ca. 5 Tage. </li></ol> 2. Insect Selection für Infektionsforschung <ol><li> Wählen letzten Larvenstadium, die 2-3 cm lang und 180-250 mg im Gewicht sind, 24 Stunden vor Infektionen und steckte sie in ein leeres Feld, um sie verhungern. </li><li> Entfernen Sie die entstehenden Seidenkokon um die Larven. </li></ol> 3. Bakterielle Zubereitung <ol><li> Planen Bacillus Bakteriensuspensionen um Endkonzentrationen im Bereich von 10 4 koloniebildenden Einheiten (KBE) / ml bis 10 8 KBE / ml für intra haemocoelic Injektion und von 3x10 6 CFU / ml bis 1x10 erhalten 8 KBE / ml bei Einnahme (die cfu zu erhalten ein LD 50 hängt von den bakteriellen Spezies). In unserem Fall, B. cereus wird in Luria-Bertani broth Medium (LB, 10 g / l Trypton, 5 g / l Hefeextrakt, 10 g / l NaCl) bei 37 ° C unter Rühren bis zum Eintritt in die stationäre Phase, entsprechend der Einwärtskrümmung des Wachstums Kurve. Messen Sie die OD 600 nm (zwischen 1 und 2 für B. cereus) und es verwenden, um bakterielle Konzentration zu bewerten, mit einem bisherigen Titrationskurve. Ernte Bakterien durch Zentrifugation bei 5.000 xg für 10 min bei Raumtemperatur und resuspendieren in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS: 1 M KH 2 PO 4, 1 M K 2 HPO 4, 5 M NaCl, pH 7,2). Jede Larve wird 10 ul Bakteriensuspension in der gewünschten Konzentration erhalten. </li><li> Alternativ können Sporensuspension für eine Infektion vorbereitet werden. Sporen erhalten durch Kultivieren der Bakterien in dem Sporulationsmedium HCT (5 g / l Trypton, 2 g / L Caseinhydrolysat, 12,5 mM K 2 HPO 4, 12,5 mM MgSO4, 0,05 mM MnSO 4, 1,2 mM ZnSO 4, 1,2 mM Fe 2 (SO 4) 3, 0,5% H 2 SO 4, 25 mM CaCl 2) 20 bis 30 ° C für 3 Tage. Ernte Sporen durch Zentrifugation (10.000 xg, 15 min) und waschen zweimal in sterilem destilliertem Wasser. Resuspendieren spore pelreinlassen sterilem destilliertem Wasser und Wärme für 15 min bei 78 ° C, um die verbleibenden vegetativen Bakterien zu entfernen. Numerate die Suspension durch Ausplattieren serielle Verdünnungen auf LB-Agarplatten. Jede Larve wird 10 ul Sporensuspension in der gewünschten Konzentration erhalten. </li></ol> 4. Cry Toxin Vorbereitung <ol><li> Bereiten Sie die Cry1C Toxin aus dem B. thuringiensis Stamm 407 mit dem Plasmid pHTF31C 21, die das Gen kodiert Cry1C transformiert. Kultur der Stamm in 100 ml HCT-Medium bei 30 ° C für 72 Stunden mit Antibiotika (Erythromycin 10mg/ml) in voller Sporulation, Toxin crystal Produktion und Befreiung in den Kulturüberstand zu ermöglichen. </li><li> Entschlacken Kristalle aus der Überstand auf 72% -79% Saccharose-Gradienten. Fügen Sie zunächst 17 ml 79% Saccharose in einer 40 ml Tube. Vorsichtig 17 ml 72% Saccharose auf dem 79% Saccharose. Schließlich schließen Schicht 5-6 ml des 10X konzentrierter sporulierten Kultur und das Rohr. Zentrifugieren für 14 h bei 20,000 × g, 4 ° C, um die Kristalle von den Sporen getrennt. Sammle die Kristalle bei der Gradient-Schnittstelle. Resuspendieren des Kristalls Pellet in 25 ml kaltem sterilem Wasser zu waschen. Zentrifuge bei 8.000 xg für 20 min. Dieser Schritt wird dreimal wiederholt, um alle Saccharose Kleben an den Kristallen zu entfernen. Resuspendieren die Kristalle in 5 ml sterilem Wasser und beobachten unter dem Mikroskop, um die Reinheit zu bewerten. </li><li> Bewerten Toxinprotein Konzentration durch klassische Bradford Färbung auf Kristall-Lösung in 50 mM NaOH presolubilized. Toxin Kristalle können bei -20 ° C bis zur Verwendung gelagert werden. </li></ol> 5. Injector Vorbereitung <ol><li> Um die genaue Injektionsvolumen steuern, verwenden Sie eine automatisierte Spritzenpumpe (zB KD Scientific KDS 100) mit dem Setup auf 1 ul / sec (Abbildung 1A). </li><li> Füllen Sie eine 1 ml Spritze mit 300 ul Wasser oder die bakterielle Lösung (1 Spritze pro Bedingung) für die Infektion von 20-25 Larven. Entfernen Sie die Luftblasen durch vorsichtiges tapping der Spritze, dann fügen Sie eine 0,45 x 12 mm Nadel an der Spritze. </li><li> Legen Sie die Spritze in den Injektor. </li><li> Führen Sie eine leere Injektion von 10 ul in einem leeren Rohr, um das injizierte Volumen steuern. </li></ol> 6. Insect Intrahaemocoelic Injection <ol><li> Legen Sie die Insekten manuell zwischen Daumen und Zeigefinger. Dann führen Sie die Nadel im Injektor in der Larve Haut (Epidermis) (1C) fixiert. </li><li> Halten Sie das Insekt an Ort und Stelle während der Injektion die 10 ul bakterieller Lösung (Sporen oder vegetativen Bakterien). </li><li> Entfernen Sie vorsichtig das Insekt von der Nadel. </li><li> Legen Sie die infizierten Insektenzellen in einer kleinen Petrischale (5 cm Durchmesser), 5 Larven pro Gericht. </li><li> Infect mindestens 20 Larven für jede experimentelle Bedingung. </li><li> Die Schalen werden bei 37 ° C im Brutschrank für 48 Stunden. </li></ol> 7. Insect Zwangsernährung (Verschlucken) <ol><li> In einem 2 ml Eppendorf-Röhrchen, mischen 0,2 ug / &amp; mu; l Cry1C Toxin entweder mit Sporen oder vegetative Zellsuspension in Endkonzentrationen im Bereich von 3x10 4 bis 1x10 7 je 10 ul erhalten. </li><li> Füllen Sie eine 1 ml Spritze mit einer 30G, 25 mm Injektionsnadel mit 300 ul des bakteriellen Cry1C Toxinlösung für die Infektion von 20-25 Larven. Entfernen Sie die Luftblasen aus der Spritze. </li><li> Legen Sie die Insekten manuell, so dass der Mündung der Nadel fixiert im Injektor (1D) und Kraft-füttern mit 10 ul der bakteriellen Lösung unter Verwendung der automatischen Spritzenpumpe betritt. </li><li> Infect mindestens 20 Larven für jede experimentelle Bedingung. </li><li> Legen Sie die infizierten Insektenzellen in einem kleinen 5 cm Petrischale (5 Larven pro Gericht). Die Schalen werden bei 37 ° C im Brutschrank für 48 Stunden. </li></ol> 8. Recording Insektenmortalität <ol><li> Nach der Zwangsernährung oder Injektion Versuche, halten die Larven in der Petrischale ohne Nahrung bei 25 ° C oder 37 ° C. Überprüfen Larven mortality regelmäßig über einen 48-Stunden-Zeitraum. Tote Larven sind inert und in der Regel schwarz werden (Abbildung 1B). </li><li> Mortality Daten können analysiert mit Hilfe des Log-Probit Programm 14 werden. Dieses Programm testet die Linearität der Dosis Sterblichkeit Kurven und bietet letalen Dosen (LD 50). Alternativ können auch andere Programme, wie Prism (Graph Pad), Analyse Überleben oder Mortalität Daten verwendet werden. </li></ol>

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</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Der Einsatz von Insekten und vor allem das Larvenstadium, wie Infektionen Modelle für mehrere Erreger, wird immer häufiger. Ein Modell der Wahl für einige Aspekte ist Drosophila (die Fliege Modell) und Erwachsene Larvenstadium 1,2 verwendet. Die Lepidoptera G. mellonella wurde auch hauptsächlich zum Testen bakteriellen Virulenz durch Injektion verwendet. Der Vorteil tolerieren höheren Temperaturen (über 37 ° C) als Drosophila (maximal 25 ° C) ist wichtig, wenn Säuger Erreger zu unte...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare (optional) </td></tr><tr><td> Wachs und Pollen </td><td> La Ruche Roanaise </td><td> 303000 </td><td> Jede Honigproduzent </td></tr><tr><td> Automatisierte Spritzenpumpe </td><td> KD Scientific </td><td> KDS 100 </td><td></td></tr><tr><td> Spritze 1 ml </td><td> Terumo </td><td> BS 01T </td><td></td></tr><tr><td> Needle 0,45 x 12 mm </td><td> Terumo </td><td> NN 2613R </td><td></td></tr><tr><td> Petrischale 5 cm </td><td> VWR </td><td> 89000-300 </td><td></td></tr><tr><td> Needle 30G, 25 mm hypodermic </td><td> Burkard Mfg Co. Ltd </td><td> PDE0005 </td><td></td></tr></tbody></table>

das insekt<em&gt; galleria mellonella</em&gt; als leistungsfähiges infektion modell zur bakterielle pathogenität untersuchen

The Insect Galleria mellonella as a Powerful Infection Model to Investigate Bacterial Pathogenesis

Das Studium der bakteriellen Virulenz erfordert oft einen geeigneten Tiermodell. Mammalian Modelle Infektion sind kostspielig und können ethische Probleme aufwerfen. Die Verwendung von Insekten-Infektion Modelle bietet eine wertvolle Alternative. Im Vergleich zu anderen nicht-Vertebraten Modell Hosts wie Nematoden, Insekten haben ein relativ fortgeschrittenes System der antimikrobiellen Abwehr und sind somit eher einschlägigen Informationen zu den Säugetieren Infektion herzustellen. Wie bei Säugetieren besitzen Insekten eine komplexe angeborene Immunsystem 1. Zellen in der Hämolymphe der Lage sind, phagozytierenden oder Einkapseln mikrobielle Invasoren und humorale Reaktionen gehören die induzierbare Produktion von Lysozym und kleine antibakterielle Peptide 2,3. Darüber hinaus werden Analogien zwischen den Epithelzellen von Insekten Larven Mitteldärmen und Darmzellen von Säugetieren Verdauungssystem gefunden. Schließlich mehreren Basiskomponenten essentiell für die bakterielle Infektion Verfahren wie Zelladhäsion, Resistenz gegenantimikrobielle Peptide, Gewebeabbau und Anpassung an oxidativem Stress sind wahrscheinlich in beiden Insekten und Säugern 1 wichtig. Somit sind Insekten polyvalenten Werkzeuge für die Identifizierung und Charakterisierung mikrobieller Virulenzfaktoren in Säugetier Infektionen beteiligt. Larven des größeren Wachsmotte Galleria mellonella ist gezeigt worden, um eine nützliche Einblick in die Pathogenese einer Vielzahl von mikrobiellen Infektionen, einschließlich Säuger-Pilz (Fusarium oxysporum, Aspergillus fumigatus, Candida albicans) und bakterieller Pathogene, wie Staphylococcus aureus, Proteus vulgaris bereitzustellen , Serratia marcescens Pseudomonas aeruginosa, Listeria monocytogenes oder Enterococcus faecalis 4-7. Unabhängig von den Bakterienarten, die Ergebnisse mit Galleria Larven durch direkte Injektion durch die Kutikula infiziert konsistent mit denen von simi korrelieren erhaltenlar Säugetieren Studien: Bakterienstämme, die gedämpft in Säugetierzellen Modelle sind zu demonstrieren niedrigerer Virulenz in der Galleria und Stämme verursacht schwere Infektionen beim Menschen sind auch sehr virulent in der Galleria-Modell 8-11. Oral Infektion Galleria ist viel weniger genutzt und zusätzliche Verbindungen, wie bestimmte Toxine, sind erforderlich, um die Sterblichkeit zu erreichen. G. mellonella Larven vorhanden mehrere technische Vorteile: Sie sind relativ groß (letzten Larvenstadium vor der Verpuppung sind etwa 2 cm lang und Gewicht 250 mg), so dass die Injektion von definierten Dosen von Bakterien, sie können bei verschiedenen Temperaturen gehalten werden (20 ° C bis 30 ° C) und Infektionsstudien kann zwischen 15 ° C werden über 37 ° C 12,13 durchgeführt, so dass Versuche, das eine Säuger-Umgebung nachahmen. Darüber hinaus ist Insekt Aufzucht leicht und relativ billig. Infektion der Larven ermöglicht die Überwachung bakteriellen Virulenz durch verschiedene Mittel, including Berechnung der LD 50 14, Messung der Überlebensrate der Bakterien 15,16 und Prüfung der Infektion 17. Hier beschreiben wir die Aufzucht der Insekten, die alle Lebensphasen von G. mellonella. Wir bieten Ihnen ein detailliertes Protokoll der Infektion auf zwei Wegen der Impfung: mündliche und intra haemocoelic. Die bakterielle Modell in diesem Protokoll ist Bacillus cereus, einem Gram-positive Erreger in gastrointestinalen sowie in andere schwere lokale oder systemische opportunistische Infektionen 18,19 verwickelt.

Intra haemocoelic Injektion von Bakterien in G. mellonella ist erwiesen sehr nützlich für die Identifizierung vieler Virulenzfaktoren Umgang mit Gewebebeschädigung und Beständigkeit gegen angeborene Immunsystem Faktoren mehrerer menschlicher Pathogene. Als Beispiel stellt Figur 2A Insektenmortalität nach Injektion von verschiedenen Dosen von B. cereus Bakterien (Wildtyp und Mutanten) 22. 2B stellt die Überlebensrate der Bakterien nach der Infektion G. me...

Mündliche und intra haemocolic Infektion der Larven der größeren Wachsmotte<em&gt; Galleria mellonella</em&gt; Beschrieben. Das Insekt kann verwendet werden, um Virulenzfaktoren entomopathogener sowie Säugetierzellen opportunistische Bakterien zu untersuchen. Aufzucht der Insekten, Methoden der Infektion und Beispiele<em&gt; In vivo</em&gt; Analyse beschrieben.

Das Insekt<em&gt; Galleria mellonella</em&gt; Als leistungsfähiges Infektion Modell zur bakterielle Pathogenität Untersuchen

Die Untersuchung der bakteriellen Virulenz erfordert häufig ein geeignetes Tiermodell. Säugetiermodelle für Infektionen sind kostspielig und können ethische Fragen aufwerfen. Die Verwendung von ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Insektenlarven Galleria mellonella mit pathogenen Bakterien zu infizieren. Dazu werden die Insektenlarven bis zum geeigneten Wachstumsstadium herangezogen und eine bakterielle Lösung hergestellt. Anschließend werden die Larven entweder durch intra-hämocoelische Injektion oder durch Zwangsfütterung mit den Bakterien infiziert. Die Larvenmortalität wird dann über einen Zeitraum von 48 Stunden überwacht.Die Analyse der resultierenden Daten beschreibt die bakterielle Virulenz in einem Insektenmodell der Infektion. Insekten bieten den Vorteil, über ein ausgeprägtes System antimikrobieller Abwehrmechanismen zu verfügen, insbesondere über ein komplexes angeborenes Immunsystem, wodurch die Kosten und ethischen Probleme vermieden werden, die bei der Verwendung von Säugetiermodellen auftreten können. Insekten stellen daher ein hervorragendes alternatives Modell für Säugetierinfektionen dar.Wir arbeiten mit den Larven der Großen Wachsmotte G me, die relativ groß sind und für Infektionsstudien im Temperaturbereich von 15 bis über 37 Grad verwendet werden können. Um eine Säugetierumgebung nachzuahmen, wird Carina NI das Aufzuchtverfahr

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Dieses Video zeigt eine Methode zur Etablierung eines Mycobacterium bovis-Infektionsmodells in den Larven der Großen Wachsmotte, Galleria mellonella. Ein biolumineszierender Stamm von Mycobacterium bovis BCG wird in die Hämolymphe der Larve injiziert, um eine Infektion zu etablieren, und die Biolumineszenz wird in vordefinierten Intervallen gemessen, um den Fortschritt der Infektion zu untersuchen.

Eine Technik zur Etablierung eines bakteriellen Infektionsmodells in Insektenlarven

Die Larve der Wachsmotte Galleria mellon wurde vor kurzem als ein in vivo Modell, um Legionella pneumophila-Infektion zu studieren etabliert. Hier zeigen wir grundlegende Techniken, die Pathogenese von Legionellen in den Larven charakterisieren, einschließlich Impfung, Messung der bakteriellen Virulenz und Replikation sowie die Extraktion und Analyse von infizierten Blutzellen.

Die Verwendung von<em&gt; Galleria mellon</em&gt; Als Modellorganismus zum Studium<em&gt; Legionella pneumophila</em&gt; Infektion

Galleria Mellonella dient als ein Wirbellosen Modell für disseminierter Candidiasis. Hier beschreiben wir die Infektion Protokoll und unterstützende Daten für das Modell Wirksamkeit.

Die Galleria Mellonella Waxworm Infektionsmodell für verbreitet Candidiasis

Hier bieten wir ein detailliertes Protokoll für eine orale Verabreichung Modell mit Galleria Mellonella Larven und wie prägen angeborene Immunantwort induziert. Unter Verwendung dieses Protokolls, werden Forscher ohne praktische Erfahrung der G. Mellonella Zwangsfütterung Methode verwenden können.

Ein Galleria Mellonella mündliche Administrationsmodell zu Study Commensal-Induced angeborene Immunantwort

Galleria mellonella wurde vor kurzem als reproduzierbares, billiges und ethisch akzeptables Infektionsmodell für den Mycobacterium tuberculosis-Komplex etabliert. Hier beschreiben und zeigen wir die Schritte, die unternommen wurden, um eine erfolgreiche Infektion von G. mellonella mit biolumineszierendem Mycobacterium bovis BCG lux zu etablieren.

Verwendung der wirbellosen Galleria mellonella als Infektionsmodell zur Untersuchung des Mycobacterium tuberculosis Complex

In dieser Studie wird ein standardisierter Rahmen zur Optimierung von G. mellonella-Infektionsmodellen für die präklinische antimikrobielle Bewertung vorgestellt. Die Anwendung eines G. mellonella-Modells als Teil einer präklinischen antimikrobiellen Entwicklungspipeline könnte die Anzahl unwirksamer Wirkstoffe, die in klinische Studien übergehen, verringern.

Galleria mellonella als antimikrobielles Screening-Modell

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Mit Bioluminescent Imaging, um Synergie von Untersuchen Streptococcus pneumoniae Und Influenza A Virus in Infant Mäuse

Dieser Artikel beschreibt das Verfahren für die Bildung und Visualisierung eines bakteriellen Biofilms in einem 8-well Kammer schieben...

In-vitro-Bildung von Biofilmen in einem 8-well Chamber Slide

Methoden für die Biolumineszenz-Bildgebung von bakteriellen Infektionen in lebenden Tieren beschrieben. Krankheitserreger werden geändert, um auszudrücken Luciferase ermöglicht optische Ganzkörperbildgebungssysteme von Infektionen in lebenden Tieren. Tiermodelle können mit Luciferase exprimierenden Krankheitserreger infiziert werden und die daraus resultierende Verlauf der Erkrankung visualisiert in Echtzeit durch Biolumineszenz-Bildgebung.

Mit Luciferase to Image Bakterielle Infektionen bei Mäusen

Während der Infektion Prozess ist ein wichtiger Schritt der Adhäsion der Erreger mit Wirtszellen. In den meisten Fällen diese Haftung Schritt erfolgt in Gegenwart von mechanischer Beanspruchung durch fließende Flüssigkeit erzeugt. Wir beschreiben eine Technik, die Schubspannung führt als ein wichtiger Parameter bei der Untersuchung der bakteriellen Adhäsion.

Introducing Schubspannung in der Studie der bakteriellen Adhäsion

Erfahren Sie, wie Sie Galleria mellonella-Larven mit pathogenen Bakterien infizieren, um bakterielle Virulenzfaktoren zu untersuchen. Diese Methode nutzt das komplexe angeborene Immunsystem des Insekts als ethische Alternative zu Säugetiermodellen.

Das Insekt

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