Name: Beschriften einzelner Zellen im zentralen Nervensystem Drosophila melanogaster (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-04T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 33 s
Description: Lernen Sie die Beschriftung einzelner Neuronen im zentralen Nervensystem von Drosophila melanogaster Embryonen. Diese Methode ermöglicht die Analyse neuronaler Morphologie mittels Konfokalmikroskopie.

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Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium der DFG GMT unterstützt

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<li>Whitington, P., Meier, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segmentation%2C+neurogenesis+and+formation+of+early+axonal+pathways+in+the+centipede%2C+Ethmostigmus+rubripes+%28Brandt%29%5BTitle%5D)+AND+%22Development+Genes+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">Segmentation, neurogenesis and formation of early axonal pathways in the centipede, Ethmostigmus rubripes (Brandt).</a> Development Genes and Evolution. 199, 349-363 (1991).</li>
<li>Whitington, P. M., Seifert, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axon+growth+from+limb+motorneurons+in+the+locust+embryo%3A+the+effect+of+target+limb+removal+on+the+pattern+of+axon+branching+in+the+periphery%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Axon growth from limb motorneurons in the locust embryo: the effect of target limb removal on the pattern of axon branching in the periphery.</a> Developmental Biology. 106, 438-449 (1984).</li>
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<li>Williams, D. W., Tyrer, M., Shepherd, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tau+and+tau+reporters+disrupt+central+projections+of+sensory+neurons+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Tau and tau reporters disrupt central projections of sensory neurons in Drosophila.</a> J. Comp. Neurol. 428, 630-640 (2000).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Ein großer Vorteil von Drosophila als Modellsystem ist, dass sie eine Analyse der Entwicklung und Funktion auf der Ebene einzelner Zellen ermöglicht. Dies ist besonders hilfreich in Bezug auf das Nervensystem, wo die Vielfalt von Zelltypen ist außergewöhnlich hoch und die Funktion und Morphologie der benachbarten Zellen können ganz anders sein. Das Verfahren wir hier ermöglicht die Etikettierung von einzelnen Neuronen mit einem Farbstoff, der entweder in eine dauerhafte Färbung oder...

Wissen über neuronale Morphologie auf der Ebene der einzelnen Zellen ist eine wichtige Voraussetzung für das Verständnis neuronaler Verschaltungen und ZNS-Funktion. So wird aus den frühesten Tagen der Neurowissenschaften haben Forscher versucht, einzelne Zelle Kennzeichnung Techniken (siehe 7 für eine historische Aufarbeitung dieser Ausgabe) zu entwickeln. Klassische Methoden wie Golgi-Färbung eine ausgezeichnete Auflösung von neuronale Morphologie jedoch nicht geeignet sind, wenn man eine bestimmte Art von Neuronen in einer gerichteten Weise gekennzeichnet werden, wie Färbung erfolgt in einer zufälligen Weise sucht. Die Entwicklung von Verfahren zum Anfärben einzelner Zellen durch intrazelluläre oder juxtacellular Injektion von Farbstoffen von einer Mikroelektrode adressiert die Anforderung der spezifischen Markierung. Die Anwendung der einzelnen Neurons Farbstoffinjektion zu Drosophila eine große Herausforderung, wegen der geringen Größe der sowohl dem Organismus und seiner Neuronen. Dennoch einzelnen Neurons Färbung von embryonalen Drosophila </em&gt; Neuronen wurde Mitte der 1980er-Jahre im Labor von Corey Goodman 15 erreicht. Während das Verfahren war eminent nützlich und hat einige wichtige Einblicke in Mechanismen für die neuronale Entwicklung in Drosophila in den letzten 20-30 Jahren (z. B. 2, 10), haben viele Arbeitnehmer davon entfernt gescheut, vor allem wegen seiner technischen Anforderungen. Die Verfügbarkeit in den letzten Jahren der genetischen Techniken zur neuronalen Kennzeichnung in Drosophila wurde auch auf die Unbeliebtheit des einzelnen Neurons Farbstoffinjektion beigetragen. GAL4-gerichtete Expression von Membran-gezielte GFP-Konstrukte können eine hervorragende Auflösung von neuronalen Morphologie 1, 20. Allerdings hat diese Methode bestimmte Einschränkungen: die oft unvermeidlichen Expression von GFP in mehrere Zellen können die Struktur der einzelnen Neuronen zu verschleiern und eine GAL4 Fahrerpaarung möglicherweise nicht zur Verfügung, um die Expression in einem bestimmten Neuron von Interesse zu fahren. Die marcm (Mosaic Analyse mit einem Repressible Zellmarker) Methode 8 bieten kann Etikettieren von im Wesentlichen jedem Neuron in der einzelnen Zelle Ebene, aber nicht erfolgreich im Embryo und frühe Larve wegen der langsamen Umsatz des GAL80-Proteins verwendet werden. Angesichts dieser Einschränkungen der genetischen Kennzeichnung, glauben wir, dass einzelne Neuron Farbstoff Injektion in den Drosophila-Embryo bleibt eine wertvolle Technik und verdient eine breitere Anwendung. Um dieses Ziel zu fördern, geben wir hier eine detaillierte Beschreibung des Verfahrens. Eine Abbildung der Leistung wird durch unsere jüngsten Berücksichtigung der Morphologie des kompletten Satz von Interneuronen abdominalen Neuromeren des späten Drosophila-Embryo 14 vorgesehen. Diese Studie, die sowohl die morphologische Variabilität der einzelnen neuronalen Zelltypen und die Prinzipien der Neuromer Organisation im ZNS des Embryos zeigten, wären nicht mit irgendeinem anderen aktuell verfügbaren Markierungsverfahren möglich gewesen.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenz / Material </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> REAGENZIEN </td></tr><tr><td> DAB </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> <a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/d5905" target="_blank">D-5905</a> </td><td> 2-3 mg / ml in 100 mM Tris-HCl, pH 7,4 </td></tr><tr><td> DiI </td><td> Invitrogen / Molecular Probes </td><td> <a href="http://products.invitrogen.com/ivgn/product/D282" target="_blank">D-282</a> </td><td> 1 mg / ml in Ethanol </td></tr><tr><td> <a href="http://www.merckmillipore.com/germany/chemicals/formaldehydloesung-min-37-prozent/MDA_CHEM-104002/p_Wt6b.s1L6pAAAAEWpOEfVhTl" target="_blank">Formaldehyd</a> </td><td> Merck Millipore </td><td></td><td> 7,4% in PBS </td> &lt;/ Tr&gt; <tr><td> Glycerol </td><td> <a href="http://www.carlroth.com/catalogue/" target="_blank">Roth</a> </td><td> 3783 </td><td> 70% in PBS </td></tr><tr><td> Heptan Kleber </td><td> Beiersdorf AG </td><td> Cello 31-39-30 * </td><td> verdünnen ca. 1-1 mit n-Heptan </td></tr><tr><td> PBS </td><td></td><td></td><td> 1x </td></tr><tr><td> TRIS </td><td> <a href="http://www.carlroth.com/catalogue/" target="_blank">Roth</a> </td><td> 4855 </td><td></td></tr><tr><td> Vectashield </td><td> Vector Laboratories </td><td> <a href="http://www.vectorlabs.com/catalog.aspx?prodID=427" target="_blank">H1000</a> </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> EQUIPMENT </td></tr><tr><td> Konfokalen Mikroskop </td><td> Leica </td><td> TCS SP2 </td><td> zu sehen und zu dokumentieren Beschriftungen in der Fluoreszenz </td></tr><tr><td> DC - amplifier </td><td> Dragan Konzern </td><td> Cornerstone ION-100 </td><td> die Markierungen durchzuführen </td></tr><tr><td> Deckgläser </td><td> <a href="http://www.menzel.de/" target="_blank">Menzel</a> </td><td> BB018018A1 </td><td> 18 x 18 mm </td></tr><tr><td> Deckgläser </td><td> <a href="http://www.menzel.de/" target="_blank">Menzel</a> </td><td> BB024060A1 </td><td> 24 x 60 mm </td></tr><tr><td> Seziermikroskop </td><td> Leica </td><td> MZ8 </td><td> vorzubereiten und disect Embryonen </td></tr><tr><td> Flache Kapillaren </td><td> <a href="http://www.hilgenberg-gmbh.de/" target="_blank">Hilgenberg</a> </td><td></td><td> Außendurchmesser 1 mm; Glas Dicke 0,1 mm </td></tr><tr><td> Injektionskapillaren </td><td> Science Products </td><td> GB 100 TF 8P </td><td></td></tr><tr><td> Micromanipulator R </td><td> Leica </td><td></td><td> die Markierungen durchzuführen </td></tr><tr><td> Modell P-97 </td><td> Sutter Instruments </td><td></td><td> Kapillaren ziehen </td></tr><tr><td> Objektträger </td><td> <a href="http://www.marienfeld-superior.com/" target="_blank">Marienfeld Superior</a> </td><td> 1000000 </td><td></td></tr><tr><td> Scientific Mikroskop </td><td> Zeiss </td><td> Axioskop 2 mot </td><td> um Markierungen nach Photokonversion anzeigen </td></tr><tr><td> Scientific Mikroskop </td><td> Olymp </td><td> BX50 </td><td> die Markierungen durchzuführen </td></tr><tr><td> Sony MC3255 Video Camera </td><td> Sony / AVT Horn </td><td> Sony MC3255 </td><td> um Markierungen nach Photokonversion aufzeichnen </td></tr></tbody></table> Tabelle 1.

beschriften einzelner zellen im zentralen nervensystem<em&gt; drosophila melanogaster</em

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In diesem Artikel beschreiben wir, wie Sie individuell beschriften Neuronen in den embryonalen ZNS von Drosophila melanogaster durch juxtacellular Injektion des lipophilen fluoreszierende Membran Marker DiI. Diese Methode erlaubt die Visualisierung von neuronalen Zellmorphologie im Detail. Es ist möglich, eine beliebige Zelle im ZNS kennzeichnen: Zellkörper Zielneuronen stehen unter DIC Optik oder durch Expression eines fluoreszierenden genetischen Marker wie GFP visualisiert. Nach der Markierung kann die DiI in einen permanenten braunen Fleck von Photokonversion umgewandelt werden zur Visualisierung der Zellmorphologie mit Durchlicht-und DIC-Optik ermöglichen. Alternativ können die DiI-markierten Zellen direkt mit konfokale Mikroskopie beobachtet werden, wodurch gentechnisch eingeführte fluoreszierenden Reporter-Proteine ​​zu colocalised werden. Die Technik kann bei einem Tier verwendet werden, unabhängig von Genotyp, die es ermöglichen, bei Mutantenphänotypen Einzelzelle Auflösung zu analysieren.

Abbildung 4 zeigt typische Ergebnisse der Technik beschreiben wir hier. 4A zeigt ein Beispiel für eine DiI gefüllt einzelnen Interneuronen, die sauber lichtinduziert wurde. Es schön zeigt die Menge der Details dieser Präparate Angebot. Wenn unter DIC Optik angesehen der räumliche Kontext der markierten Zelle innerhalb der nicht-markierten umgebende Gewebe sichtbar wird, z. B. die Position der Zelle innerhalb des Körpers Cortex und der Faser Vorsprung innerhalb des Neuropil. </p...

Wir stellen eine Technik zur Markierung von einzelnen Neuronen im Zentralnervensystem (ZNS) von<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryonen, die die Analyse der neuronalen Morphologie entweder Durchlicht oder konfokalen Mikroskopie ermöglicht.

Beschriften einzelner Zellen im zentralen Nervensystem<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, einzelne Neuronen im Zentralnervensystem von Drosophila-Embryonen im Frühstadium 17 zu markieren. Dies wird erreicht, indem man Eier sammelt und ihnen erlaubt, sich bis zum richtigen Stadium zu entwickeln. Der zweite Schritt des Verfahrens besteht darin, die Eier manuell zu chlorieren und auszurichten.Dieser Diva folgend, wird durch die Besiedlung und Filetierung der Embryonen der Nervenstrang zugänglich. Der letzte Schritt ist die Markierung einzelner Zellen durch ionoretische Applikation des lipophilen Matrizenauges. Letztendlich ermöglichen die Ergebnisse die Visualisierung der Morphologie einzelner Neuronen, wenn gewünscht, im Kontext bekannter GFP-Expressionsmuster und/oder im mutierten Hintergrund.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Einzelzellmarkierungsmethoden wie Markum besteht darin, dass sie im Embryo funktioniert und es ermöglicht, identifizierte Zellen absichtlich sichtbar zu machen. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist äußerst hilfreich, da viele Schritte heikel und daher schwer zu erlernen sind. Lassen Sie gesunde Fliegen Embryonen auf Agarplatten legen.Wechseln Sie die Platte alle eineinhalb Stunden bei 25 Grad Celsius und bewahren Sie die Embryonen auf. Inkubieren Sie die Embryonen auf ihren Platten bei 25 oder 18 Grad Celsius, bis sie das erforderliche Entwicklungsstadium erreicht haben. Wenn Sie fertig sind, übertragen Sie die Embryonen auf einen Objektträger, der mit doppelseitigem Klebeband bedeckt ist.Vermeiden Sie es, Agar mit den Embryonen zu übertragen, da dies die Haftung auf dem Band beeinträchtigt. Auf dem Band. Lassen Sie die Embryonen fünf bis 10 Minuten trocknen, während Sie warten.Beschichten Sie ein 24 Millimeter x 60 Millimeter großes Deckglas mit Heptankleber. Geben Sie einen kleinen Tropfen Kleber in die Mitte des Objektträgers und verteilen Sie ihn mit einem 18 Millimeter großen quadratischen Deckglas zu einer sehr dünnen Folie. Sobald die Embryonen getrocknet sind, berühren Sie sie vorsichtig mit einer Nadel.Die Zelle spaltet auf und der Embryo klebt an der Nadel. Übertragen Sie die entchlorten Embryonen sofort in einen Agarblock, um ein Austrocknen zu verhindern. Richten Sie sie dort 10 in einer Reihe mit der Bauchseite nach oben aus.Schneide den überschüssigen Agar mit einem Skalpell vom Block ab. Berühren Sie dann die Embryonen vorsichtig mit dem mit Heptan verklebten Deckglas. Sie sollten mit der Bauchseite nach unten auf dem Deckglas haften.Kleben Sie einen Rahmen aus Klebeband um das Deckglas und befestigen Sie es an einem Objektträger. Halten Sie die Embryonen auf dem Deckglas. Bedecken Sie die Embryonen mit großzügigen Mengen PBS auf der dorsalen Seite jedes Embryos in der Nähe seines hinteren Endes.Dringen Sie mit einer Glasnadel in die Vitelmembran ein, reißen Sie die Membran entlang der dorsalen Mittellinie auf und ziehen Sie den Embryo aus der Membran heraus. Richten Sie nun den Embryo mit der Bauchseite nach unten an einer anderen Stelle auf dem Heptanleimsubstrat neu aus. Feilen Sie den Embryo mit einer Glasnadel, indem Sie die Körperwand vorsichtig perforieren und entlang der dorsalen Mittellinie reißen.Drücken Sie mit der Nadel die Körperwand nach unten, so dass sie an der Rutsche haftet. Reißen Sie den Darm an den vorderen und hinteren Enden durch und heben Sie den Darm weg. Da mehrere Embryonen auf demselben Objektträger abgelegt werden, ist es hilfreich, entweder sehr genau zu orientieren oder eine Zeichnung ihrer Ausrichtung anzufertigen.Als nächstes können die Embryonen 10 bis 15 Minuten lang leicht in 7,4% Formaldehyd in PBS fixiert werden, gefolgt von vier Wäschen in PBS. Dabei ist äußerste Vorsicht geboten, um zu vermeiden, dass die Embryonen die Oberfläche der Lösung berühren. Die Oberflächenspannungskräfte zerstören sie unter einem 10-fach-Objektiv. Zentrieren Sie das Sichtfeld auf einem präparierten Embryo, erhöhen Sie die Vergrößerung und lokalisieren Sie die interessierende Zelle unter DIC-Optik oder unter Fluoreszenz.Wenn die Zielzelle GFP exprimiert, stellen Sie sicher, dass die Feldblende des Mikroskops nur bis zum Rand des Sichtfelds geöffnet ist und nicht über eine schmale Beleuchtung hinaus. Der Strahl hilft bei der Positionierung der Mikropipette, wechselt zurück zum 10-fach-Objektiv und platziert die Badelektrode für den Gleichstromverstärker in der Lösung, die weit vom Embryo und dem Weg der Mikropipette entfernt ist. Montieren Sie die mit Lithiumchloridlösung gefüllte Injektionsmikropipette auf den Halter und befestigen Sie sie am Mikromanipulator.Mit den Kurssteuerungen wird die Mikropipette unterhalb des Objektivs und weit über dem Embryo positioniert. Ist der Winkel des Micro Peppe zu steil, wird die Spitze nicht scharf. Wenn er zu flach ist, verschmutzt der Schacht an der Wannenwand, die Spitze im Sichtfeld zentriert.Senken Sie nun die Mikropipette ab und fokussieren Sie abwechselnd, bis sich die Pipette im PBS befindet und nicht zu weit über dem Embryo. Wechseln Sie nun zum Hochleistungsobjektiv und zentrieren Sie die Pipette innerhalb des Sichtfeldes. Wenn der Schaft scharf gestellt ist, bewegen Sie die Mikropipette in der X-Achse, bis ihre Spitze in der Mitte des Sichtfelds liegt.Die Spitze der Mikropipette sollte sich deutlich über der Höhe des Embryos befinden. Schalten Sie auf Fluoreszenzbeleuchtung um und untersuchen Sie die Spitze. Prüfen Sie, ob das Färbeauge ausläuft.Stellen Sie den Gleichstrom so ein, dass sich an der Spitze kein Farbstoffaugenkristall ansammelt. Senken Sie nun die Mikropipette in der Z-Achse in Richtung Embryo ab. Schrittweise Anpassung des Fokus, wenn der Embryo in den Fokus kommt.Wechseln Sie zur Verwendung der Feinsteuerung. Fokussieren Sie die zu injizierende Zelle in der Mitte des Feldes und fokussieren Sie dann erneut auf die Mikropipettenspitze. Von diesem Zeitpunkt an kann es bequemer sein, den Embryo mit der Tischsteuerung des Mikroskops relativ zur Mikropipette zu bewegen.Bringen Sie die Mikropipetspitze in Kontakt mit der Zelle und machen Sie eine Vertiefung auf ihrer Oberfläche. Lassen Sie einige Sekunden lang mehrere Nanoampere depolarisierenden Strom durch. Auf der Zelle bildet sich ein kleiner Kristall aus Farbstoffauge, um zu bestätigen, dass die Zelle markiert wurde.Öffnen Sie kurz die Blende, um das Feld mit Leuchtstoffröhren zu beleuchten. Wenn der Körper der Zelle Anzeichen von Markierungen aufweist, wenden Sie noch einige Sekunden lang Strom an. Schalten Sie dann den Strom aus und ziehen Sie den Embryo mit den Tischreglern schnell von der Mikropipette weg.Wenn keine D-Augen-Markierung erkennbar war, war die Mikropipette möglicherweise verstopft und muss ausgetauscht werden. Wenn die Spitze der Pipette anderes Gewebe an der Wurzel der Zelle verfängt und dieses Gewebe verfärbt, versuchen Sie, die Mikropipette leicht zurückzuziehen und sich der Zelle erneut zu nähern, bevor Sie die Mikropipette bei Bedarf austauschen. Fahren Sie mit der Markierung anderer Zellen im selben Embryo oder in anderen Embryonen auf demselben Objektträger fort.Bewegen Sie die Spitze an den Rand des Sichtfelds und wiederholen Sie den Vorgang. Entfernen Sie den größten Teil der Lösung in der Injektionskammer. Fixieren Sie dann die Embryonen, indem Sie 10 Minuten lang 7,4% Formaldehyd PBS hinzufügen, gefolgt von vier Waschgängen mit PBS.Das Präparat kann nun photokonvertiert oder für die konfokale Mikroskopie unter Verwendung des skizzierten Protokolls montiert werden. Ein mit Dai gefülltes Interneuron wurde unter DIC-Optik einwandfrei photokonvertiert. Der räumliche Kontext der markierten Zelle innerhalb des unmarkierten umgebenden Gewebes war gut aufgelöst.Zum Beispiel konnten die Positionen des Zellkörpers innerhalb der Hirnrinde und der Faserprojektion innerhalb der Neuropille in diesem Präparat gesehen werden. Der Farbtropfen war etwas zu groß. Mehrere benachbarte Zellen wurden gleichzeitig markiert, was es schwierig macht, einzelne Projektionen mit unterschiedlichen Zellkörpern in Verbindung zu bringen.Beachten Sie auch, dass unter dem Fluoreszenzmikroskop die Hintergrundauflösung ohne Fotokonvertierung viel geringer ist. In dieses Präparat können auch mehrere Zellen in benachbarten Segmenten injiziert werden, ein Antikörper gegen schnell zwei Flecken von Fales in der Neuropille. Trotz der klaren Zellkörper zeigt das Präparat eine mögliche Nebenwirkung von verlängerten Photokonversionsperioden.Die intensiver markierten Zellen neigen dazu, sich zu verfärben und anzuschwellen, verglichen mit der Markierung einer einzelnen Zelle mit konfokaler Optik. Die Markierung von Farbstoffaugen in Embryonen, die GFP-Reporterkonstrukte tragen, kann den räumlichen Kontext und die Identität der D-gefüllten Zelle innerhalb spezifischer Populationen von GFP-positiven neuronalen oder glialen Zelltypen liefern. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die Markierung einzelner Neuronen im embryonalen ZNS nach einer Oph vorbereitet und durchführt.Aber wenn Sie dieses Verfahren versuchen, denken Sie bitte daran, dass jeder einzelne Schritt anspruchsvoll ist, also rechnen Sie mit ein paar Wiederholungen, bis das gesamte Verfahren reibungslos verläuft.

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Quelle: Inal, M. A. et. al., Retrograde Verfolgung von Drosophila embryonalen Motoneuronen unter Verwendung lipophiler fluoreszierender Farbstoffe. J. Vis. Exp. (2020)Dieses Video zeigt die Methode der retrograden Markierung von Drosophila Motoneuronen unter Verwendung lipophiler Farbstoffe. Der Farbstoff dringt in das Axon ein, wandert rückwärts und markiert die Neuronen grün, was eine detaillierte Visualisierung ihrer Morphologie und Projektionen unter einem konfokalen Mikroskop ermöglicht.

Retrograde Markierung von Drosophila-Motoneuronen mit fluoreszierenden lipophilen Farbstoffen

Dieses Protokoll Details eine optimierte Methode verwendet, um Live-Cell-Imaging im Rahmen eines intakten Larven Gehirn durchzuführen. Live-Cell-Imaging Ansätze sind von unschätzbarem Wert für die Erforschung der neuronalen Stamm asymmetrische Zellteilungen sowie andere neurogene und Entwicklungsprozesse konsequent aufzudecken Mechanismen, die bisher übersehen wurden.

Live-Imaging von<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven Neuroblasten

Dieses Protokoll beschreibt die Dissektion und Immunostaining von Erwachsenen Drosophila Melanogaster Gewebe des Gehirns. Insbesondere unterstreicht dieses Protokoll die Verwendung von Drosophila Pilz Körper und Photorezeptor Neuronen als Beispiel neuronale Teilmengen, die genau verwendet werden, um die allgemeinen Grundsätze für viele Aspekte der neuronalen Entwicklung aufzudecken.

Dissektion, Immunofluorescent Färbung der Pilz Körper und Photorezeptor Neuronen im Gehirn Erwachsener Taufliege melanogaster

Zellen zeigen unterschiedliche Morphologien und eine Vielzahl von Interaktionen mit ihren Nachbarn zu etablieren. Dieses Protokoll beschreibt, die Morphologie der Einzelzellen zu offenbaren und Zell-Zell-Interaktion mithilfe der etablierten Gal4/UAS-Expressionssystem zu untersuchen.

Anwendung von mehrfarbigen FlpOut Technik, hochauflösende Einzelzelle Morphologien und Zell-Interaktionen der Glia in Drosophila studieren

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zum Aufzeichnen der absteigenden elektrische Aktivität von Drosophila Melanogaster Zentralnervensystems ermöglichen kostengünstige und praktische Erprobung von pharmakologischen Wirkstoffen, Genmutationen neuronaler Proteine, und/oder die Rolle der unerforschten physiologischen Wege.

Elektrophysiologische Aufnahme der zentralen Nervensystems Tätigkeit der dritte Instar Drosophila Melanogaster

Die Zellzyklusanalyse mit 5-Ethynyl-2'-desoxyuridin (EdU) und Phospho-Histon H3 (pH3) Markierung ist ein mehrstufiges Verfahren, das eine umfangreiche Optimierung erfordern kann. Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll vor, das alle Schritte für dieses Verfahren einschließlich Bildanalyse und Quantifizierung beschreibt, um Zellen in verschiedenen Zellzyklusphasen zu unterscheiden.

5-Ethynyl-2'-Desoxyuridin/Phospho-Histon H3 Dual-Labeling Protocol for Cell Cycle Progression Analysis in Drosophila Neural Stem Cells

Dieser Artikel beschreibt ein effizientes Protokoll zur dissektion der imaginären Bandscheiben und zur Färbung von Antikörpern, das mit Reagenzien sparsam ist und den Umgang mit imaginären Bandscheiben in kleinen Mengen erleichtert.

Kleinskalige Dissektion und Antikörperfärbung der Augen-, Antennen- und Flügel-Imaginalscheiben von Drosophila melanogaster

Lernen Sie die Beschriftung einzelner Neuronen im zentralen Nervensystem von Drosophila melanogaster Embryonen. Diese Methode ermöglicht die Analyse neuronaler Morphologie mittels Konfokalmikroskopie.

Beschriften einzelner Zellen im zentralen Nervensystem

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