Name: Live-Imaging von apoptotischen Ausverkauf während Drosophila Embryogenese (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 59 s
Description: Lernen Sie die Live-Imaging-Methode zur Untersuchung apoptotischer Zellclearance in Drosophila-Embryonen mittels konfokaler Mikroskopie. Diese Technik ermöglicht Echtzeitbeobachtungen von Phagozytosevorgängen.

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Diese Arbeit wurde durch ein Marie Curie Reintegration Grant (IRG249084) unterstützt. Wir danken allen Mitgliedern der Kurant Labor.

Fresszellen und apoptotischen Zellen: Um die Dynamik des apoptotischen Clearance in vivo zwei Populationen von Zellen markiert werden folgen müssen. Makrophagen, Glia und Ektoderm 8: phagocytic Zellpopulationen verwenden wir eine Drosophila Zeile mit der Simu-cytGFP Marker, die ausschließlich Fresszellen Etiketten im Embryo zu markieren. Man kann verschiedene Marker für Fresszellen, einschließlich Linien, die eine hemocyte-spezifische Gal4 Treiber (crq-Gal4) oder Glia-spezifische Gal4 Treiber (Repo-Gal4) und einem genetisch kodierten fluoreszierenden Reporter unter UAS-Kontrolle (UAS-GFP) verwenden. Um apoptotischen Zellen während apoptotischen Clearance Monitor verwenden wir verschiedene Apoptose / Phagozytose Marker. Annexin V (Molecular Probes) dient als ein früher Marker für apoptotische Zellen 10; Phiphilux (OncoImmunin) eine fluorogene Caspase-3-Substrat, die als später Apoptose verwendet wirdsis Marker und LysoTracker (Molecular Probes) arbeitet als phagosome Marker. Wir injizieren diese Reagenzien mit dem Mikroinjektionssystem PicoPump PV 820. 1. Getting Ready <ol><li> Heptane Kleber: Rollen Sie doppelseitiges Klebeband und legen Sie so viel Sie können in einem Szintillationsfläschchen, mit Heptan füllen, verschließen Sie das Fläschchen mit Parafilm und Rock für 24 Stunden. In Heptan, wenn der Kleber ist zu dick. </li><li> Wir lassen die Fliegen auf einer vorgewärmten Traubensaft Agarplatte + Hefe für 2 Std. fügen lag, und übertragen Sie dann die Platte auf 25 ° C für 10-12 Stunden (abhängig von der gewünschten Stufe) vor der Mikroinjektion und Zeitrafferaufnahmen der injizierten Embryonen. Wir sammeln Embryonen von den Agar-Platten bei 25 ° C gehalten, wodurch Embryonen aus der Stufe 15 bzw. 16 der Entwicklung. </li><li> Needle Zubereitung: Um Nadeln zur Injektion, verwenden wir eine &quot;Sutter Instrument &#39;Nadel Abzieher und dünnwandigen Glasfilamenten (FHC Kapillar-Rohr). Die Spitze der Kapillare gebündelt ist pleiten zu einem Durchmesser von 0,5-2 um. </li><li> Deckglas mit Leim: Mit einer Pipettenspitze dispergieren einen Tropfen der Heptan Klebstoff in einer Linie in der Mitte des Deckglases. Lassen Sie es für ein paar Sekunden trocknen. Bereiten Sie ein paar von diesen Deckgläser. </li></ol> 2. Embryo Vorbereitung <ol><li> Sammeln Embryonen aus Agar-Platten und übertragen sie auf eine Zelle Sieb (SPL Life Sciences) mit einem sauberen Pinsel und fließendes Wasser. Das Sieb wird über ein Becherglas gehalten, um Abwasser zu sammeln. </li><li> Waschen Embryonen in der Zelle Sieb mit Wasser, bis alle die Hefe Paste entfernt wird. </li><li> Trocknen Sie das überschüssige Wasser durch Wischen Sie die Außenseite des Filters mit Kimwipes. </li><li> Legen Sie die Zellsieb in einem sauberen Petrischale und fügen Sie genug 50% Bleichmittel auf Embryonen in der Zelle Sieb abdecken. Dechorionate die Embryonen für 2 min gelegentlich (2-3 mal) Rühren sie. </li><li> Ausgiebig mit Wasser spülen, bis Embryonen lose das Bleichmittel Geruch. </li><li> Legen Sie die Zelle Sieb in eine sauberePetrischale und decken die Embryonen mit Wasser zu verhindern Austrocknen. </li><li> Bevor Embryonen Einstellung, laden 1 ul der gewünschten Reagenz in zwei Nadeln (manchmal eine Nadel kann verstopft sein). Es dauert ca. 5 Minuten für die Flüssigkeit, um die Spitze der Nadel zu erreichen. </li><li> Schneiden Sie ein rechteckiges Stück Traubensaft Agar und legen Sie sie auf einem Objektträger. Übertragen dechorionated Embryonen aus der Petrischale auf dem Agar Stück mit einem sauberen Pinsel. </li><li> Unter einem fluoreszierenden Dissektionsmikroskop richtig wählen inszeniert Embryonen Expression des GFP-Marker mit einem nassen Pinsel und legen jedem Embryo nahe an den Rand des Agar Stück in einer Reihe nacheinander (Abbildung 1A). Die Embryonen sollten mit ihrer Bauchseite nach oben eingelegt werden zur Bildgebung Phagozytose durch Gliazellen im zentralen Nervensystem (ZNS). </li><li> Richten Sie etwa 10 Embryonen in einer Zeile. </li><li> Befestigen der Embryonen auf einem Deckglas in der Mitte mit einem Streifen der Klebstoff Heptan (1B, C beschichtet </strong&gt;). </li><li> Legen Sie das Deckglas in der Dehydratisierung Kammer für ca. 5 min (dies hängt von der Luftfeuchtigkeit des Raumes und der Menge, die injiziert werden). </li><li> Nach dem Trocknen vertuschen die Embryonen mit Halocarbonöl 700 (Sigma) zur Vermeidung weiterer Austrocknung. </li><li> Zeigen das Deckglas auf einem Objektträger mit den Embryonen nach oben. Sie können einen Tropfen Wasser auf der Folie zu verhindern Bewegung des Deckglas gelegt. Embryos sind nun bereit für die Injektion. Injektionsstelle ist typischerweise auf der lateralen Seite in der Mitte des Embryos. </li></ol> 3. Embryo Injection <ol><li> Bringen Sie die Nadel in einem Mikromanipulators. </li><li> Um brechen die Nadelspitze setzen den Rand des Deckglases in das Blickfeld und stellen Sie die Nadel auf die gleiche Bildebene. Sehr vorsichtig bewegen das Deckglas, bis er die Nadelspitze trifft und bricht sie. </li><li> Die Konzentration auf die Embryonen, legen Sie die Nadel in die Öl-und sicherzustellen, dass Sie eine flüssige Tropfen aus der Nadel. Es bedeutet, dass die Nadelspitze hatgebrochen gut. </li><li> Ohne Berührung der Nadelhalter bewegen den Embryo in die Nadel und injizieren einen Tropfen in den Embryo. Bewegen Sie den Embryo entfernt und fahren mit dem nächsten, bis alle Embryonen injiziert werden. </li></ol> 4. Imaging Wir Bild die Embryonen auf einem invertierten konfokalen Mikroskop mit einem 40x oder 100x Objektiv. Wir suchen nach einem schön positioniert Embryo mit dem ZNS in der Mitte, die eine starke GFP-Expression und eine gute Kennzeichnung von apoptotischen Zellen nach der Injektion zeigt. Für Zeitrafferaufnahmen von lebenden Embryonen wählen wir normalerweise 5 oder 6 konfokalen Scheiben (2 um dicke jeweils). Danach machen wir einen Vorsprung von 3 Scheiben (6 um Dicke), um ganze Zellen zu beobachten. Wir verwenden Marker für apoptotische Zellen, die stabil sind und nicht bleichen leicht. Um GFP Bleichen machen wir Aufnahmen in Intervallen von 60 sec zu vermeiden. In einigen Fällen Embryonen können rollenwährend der Zeit der Videoaufnahme. Daher werfen wir einen Blick einmal in eine Weile bei der Aufnahme, um zu stoppen und neu zu starten, wenn nötig.

<ol><li>Kinchen, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+to+die+for%3A+signaling+to+apoptotic+cell+removal+in+worm%2C+fly+and+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Apoptosis%22%5BJournal%5D)">A model to die for: signaling to apoptotic cell removal in worm, fly and mouse.</a> Apoptosis. 15, 998-1006 (2010).</li>
<li>Kinchen, J. M., Ravichandran, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phagosome+maturation%3A+going+through+the+acid+test%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Mol.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Phagosome maturation: going through the acid test.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 9, 781-795 (2008).</li>
<li>Kinchen, J. M., Ravichandran, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phagocytic+signaling%3A+you+can+touch%2C+but+you+can%27t+eat%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Phagocytic signaling: you can touch, but you can't eat.</a> Curr. Biol. 18, 521-524 (2008).</li>
<li>Stuart, L. M., Ezekowitz, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phagocytosis%3A+elegant+complexity%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Phagocytosis: elegant complexity.</a> Immunity. 22, 539-550 (2005).</li>
<li>Lauber, K., Blumenthal, S. G., Waibel, M., Wesselborg, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clearance+of+apoptotic+cells%3A+getting+rid+of+the+corpses%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell%22%5BJournal%5D)">Clearance of apoptotic cells: getting rid of the corpses.</a> Mol. Cell. 14, 277-287 (2004).</li>
<li>Henson, P. M., Hume, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Apoptotic+cell+removal+in+development+and+tissue+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Immunol%22%5BJournal%5D)">Apoptotic cell removal in development and tissue homeostasis.</a> Trends Immunol. 27, 244-250 (2006).</li>
<li>Kurant, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Keeping+the+CNS+clear%3A+glial+phagocytic+functions+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Keeping the CNS clear: glial phagocytic functions in Drosophila.</a> Glia. 59, 1304-1311 (2011).</li>
<li>Kurant, E., Axelrod, S., Leaman, D., Gaul, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Six-microns-under+acts+upstream+of+Draper+in+the+glial+phagocytosis+of+apoptotic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Six-microns-under acts upstream of Draper in the glial phagocytosis of apoptotic neurons.</a> Cell. 133, 498-509 (2008).</li>
<li>Mergliano, J., Minden, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caspase-independent+cell+engulfment+mirrors+cell+death+pattern+in+Drosophila+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Caspase-independent cell engulfment mirrors cell death pattern in Drosophila embryos.</a> Development. 130, 5779-5789 (2003).</li>
<li>van den Eijnde, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+surface+exposure+of+phosphatidylserine+during+apoptosis+is+phylogenetically+conserved%5BTitle%5D)+AND+%22Apoptosis%22%5BJournal%5D)">Cell surface exposure of phosphatidylserine during apoptosis is phylogenetically conserved.</a> Apoptosis. 3, 9-16 (1998).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Apoptotische Clearance ist ein kritischer letzten Stadium der Apoptose, die sehr dynamisch ist. Daher Echtzeit Studien des Verfahrens sind von größter Bedeutung. Hier beschreiben wir ein Protokoll, das die Überwachung des apoptotischen Clearance ermöglicht in lebenden Drosophila Embryonen entwickeln. In diesem Verfahren sind zwei Populationen von Zellen mit spezifischen Markern markiert werden: apoptotischen Zellen und Phagozyten. Die Simulation cytGFP Reporter eignet sich zur Überwachung phagocytic Ma...

Die ordnungsgemäße Beseitigung von unerwünschten oder anomalen Zellen durch Apoptose und anschließende Phagozytose ist von entscheidender Bedeutung für die embryonale Entwicklung sowie Gewebshomöostase beim Erwachsenen. Phagozytose von apoptotischen Zellen Apoptose oder Clearance ist ein sehr dynamischer Prozess, der in vier Stufen verläuft: (1) Rekrutierung von Phagozyten der apoptotischen Zelle (&quot;Find-me&quot;), (2) die Anerkennung der Zelle als Ziel für die Phagozytose ( &quot;eat-me &#39;) und (3) engulfment, gefolgt von (4) Phagosomenreifung und Abbau der apoptotischen Teilchen 1-5. Es gibt zwei Arten von Fresszellen: &quot;professionelle&quot; Makrophagen und unreifen dendritischen Zellen, und die &quot;nicht-professionellen&quot; Gewebe-resident benachbarten Zellen, die entscheidend für apoptotischen Clearance bei Metazoen Entwicklung 6,7 sind. In Drosophila Entwicklung erfolgt die Eliminierung von überflüssigen Zellen durch Apoptose in drei main Phasen, zuerst in der Mitte bis Ende der Embryo, dann in der Mitte der Puppe, und wieder im frühen Erwachsenenalter. Während der Embryogenese apoptotischer Partikel werden durch &quot;professionelle&quot; Phagozyten, Makrophagen und durch die &quot;nicht-professionellen&quot; Ektoderm und Glia 8,9 entfernt. In unserer bisherigen Arbeit haben wir einen phagocytic Rezeptor, Six-Mikron-under (SIMU), die ausschließlich in Fresszellen ausgedrückt während der Embryogenese identifiziert. Mit der Simulations-Promotor erzielten wir ein spezifischer Marker für phagocytic Zellpopulationen (Simu-cytGFP), die uns zu Makrophagen, Ektoderm und Glia gleichzeitig überwachen in einer Live-entwickelnden Embryo 8 ermöglicht. Zusätzlich kann durch Verwendung spezifischer Marker für apoptotische Zellen in verschiedenen Stadien der Apoptose, sind wir in der Lage, um die Dynamik des apoptotischen Clearance in vivo zu folgen.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Reagenz</td></tr><tr><td>Annexin V </td><td>Molekulare Sonden</td><td>A35108</td><td></td></tr><tr><td>PhiPhiLux G2D2</td><td>OncoImmunin</td><td>A304R2G-5</td><td></td></tr><tr><td>LysoTracker</td><td>Molekulare Sonden</td><td>L-7528</td><td></td></tr><tr><td>Halogenkohlenwasserstofföl 700</td><td>Sigma</td><td>H8898<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">Material</td></tr><tr><td>Kapillarschlauch</td><td>FHC</td><td>30-30-0</td><td></td></tr><tr><td>Cell Strainer</td><td>SPL</td><td>93100</td><td></td></tr><tr><td>Pinsel</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

live-imaging von apoptotischen ausverkauf während<em&gt; drosophila</em&gt; embryogenese

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Die ordnungsgemäße Beseitigung von unerwünschten oder anomalen Zellen durch Apoptose und anschließende Phagozytose (apoptotischen Clearance) ist entscheidend für die normale Entwicklung in allen vielzelligen Organismen. Apoptotische Clearance ist ein sehr dynamischer Prozess eng mit Zelltod assoziiert; unengulfed apoptotischen Zellen sind kaum in vivo unter normalen Bedingungen gesehen. Um die verschiedenen Schritte des apoptotischen Spiel zu verstehen und &quot;professionelle&quot; Phagozyten vergleichen - Makrophagen und dendritischen Zellen zu &quot;nicht-professionellen&quot; - Gewebe-resident benachbarten Zellen, in vivo Echtzeit-Bildgebung des Prozesses ist äußerst wertvoll. Hier beschreiben wir ein Protokoll für das Studium apoptotischen Spiel in Live-Drosophila Embryonen. Um die Dynamik der verschiedenen Schritte der Phagozytose verwenden wir spezifische Marker für apoptotische Zellen und Fresszellen folgen. Darüber hinaus können wir überwachen zwei phagocyte Systeme parallel: &quot;professionelle&quot; Makrophagen und &quot;semi-Professional &#39;Glia in der Entwicklung des zentralen Nervensystems (ZNS). Die hier beschriebene Methode nutzt die Drosophila-Embryo als hervorragendes Modell für Echtzeit Untersuchungen des apoptotischen Clearance.

Repräsentative Bilder von einem Film, in dem apoptotischen Zellen mit Annexin V markiert sind, und Glia, Ektoderm und Makrophagen sind mit Simu-cytGFP beschriftet sind in Abbildung 2 dargestellt. Jeder Rahmen ist eine Projektion der 3 Scheiben 2 um jeweils. Der Embryo der Stufe 15 richtig positioniert ist, die die embryonale CNS in der Mitte mit gut markierten Gliazellen (g). Makrophagen (m), die meist außerhalb des ZNS, zeigen starke zytoplasmatische GFP-Expression...

Hier beschreiben wir eine effektive Methode zur Untersuchung der Dynamik apoptotischen Clearance<em&gt; In vivo</em&gt;. Dieses Verfahren verwendet leben<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryonen als leistungsfähiges Modell für die Überwachung der Phagozytose von apoptotischen Zellen mit spezifischen Markierung von apoptotischen Zellen und Fresszellen.

Live-Imaging von apoptotischen Ausverkauf während<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryogenese

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Dynamik des Abbaus apoptotischer Zellen im Drosophila-Embryo zu verfolgen. Dies wird mithilfe transgener Fliegen erreicht, die einen zytoplasmatischen GFP-Marker enthalten, der phagozytierende Zellpopulationen markiert. Embryos mit dem Simio-GFP-Marker werden gesammelt, gewaschen und beschichtet. Anschließend werden die Embryos für die Injektion positioniert, gefolgt von der Überwachung des zentralen Nervensystems (CNS).Der dritte Schritt ist die Markierung von apoptotischen Zellen durch Injektion der Embryonen mit spezifischen Markern für die Phagozytose von Apoptose, wie beispielsweise einem X in fünf; der letzte Schritt besteht darin, Zeitrafferaufnahmen des embryonalen ZNS mittels konfokaler Mikroskopie anzufertigen. Letztendlich können die Ergebnisse die Lokalisation und das Verhalten von apoptotischen Zellen und Phagozyten während verschiedener Stadien des Abbaus apoptotischer Zellen durch fluoreszenzkonfokale Mikroskopie zeigen. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der Immunhistochemie an fixierten Embryonen liegt darin, dass wir die Dynamik des Abbaus apoptotischer Zellen verfolgen können.Der Abbau apoptotischer Zellen ist ein äußerst dynamischer Prozess, der verschiedene Schritte umfasst. Diese Technik ermöglicht es uns, die unterschiedlichen Schritte mithilfe spezifischer Marker für apoptotische Zellen und Phagozyten zu verfolgen. Das Protokoll beginnt damit, einen Kleber aus herkömmlichen Reagenzien herzustellen, indem man doppelseitiges Klebeband abrollt und anschließend wieder aufrollt, um es in ein Szintillationsfläschchen einzupassen.Füllen Sie das Gefäß mit Heptan und verschließen Sie es mit Parafilm. Befestigen Sie anschließend das Gefäß an einem Rüttelblock und schütteln Sie es vorsichtig 24 Stunden lang. Am nächsten Tag wird der hergestellte Kleber bei Raumtemperatur in ein neues Gefäß überführt.Verwenden Sie eine Glas-Pipette, um den hergestellten Klebstoff auf eine neue Datei zu übertragen. Tragen Sie den Klebstoff nach der Vorbereitung mit einer Pipettenspitze auf Deckgläser auf. Verteilen Sie einen Tropfen Heptan-Klebstoff in einer Linie in der Mitte des Deckglases. Lassen Sie den Kleber einige Sekunden trocknen. Die Deckgläser können danach bis zu einem Monat bei Raumtemperatur in einer geschlossenen Box aufbewahrt werden, nachdem die Fliegen mit Kohlendioxid betäubt wurden. Sammeln Sie etwa 400 Fliegen in einem Sammelbehälter mit einer erwärmten Traubensaft-Legescheibe, die für zwei Stunden bei 25 Grad Celsius ausgetauscht wird. Sammeln Sie die Traubensaft-Legescheibe ein und decken Sie den Behälter mit einer neuen Scheibe ab, um die Fliegen zufriedenzustellen.Die gesammelte Platte enthält Embryonen, die null bis zwei Stunden alt sind. Stellen Sie die Sammelplatte mit Traubensaft und den Embryonen in einen Inkubator bei 25 Grad Celsius zurück, bis sie den gewünschten Entwicklungszeitpunkt erreicht haben. In diesem Beispiel werden die Embryonen zwischen 10 und 12 Stunden inkubiert, sodass sie sich bis zum Stadium 15 oder 16 weiterentwickeln.Verwenden Sie Leitungswasser und einen sauberen Pinsel, um die Embryonen von der Platte auf ein Zell-Sieb zu übertragen. Halten Sie das Sieb über einen Behälter, damit eventuell überschüssige Embryonen aufgefangen werden können. Spülen Sie die gesammelten Embryonen, bis sämtliche Hefepaste entfernt ist.Entfernen Sie anschließend das überschüssige Wasser, indem Sie die Außenseite des Siebs abwischen. Stellen Sie das Zellsieb in eine saubere Petrischale, um die Chorionhülle vollständig zu entfernen. Geben Sie 50 % Bleiche, um die Embryonen im Zellsieb zu bedecken, und warten Sie zwei Minuten, wobei Sie sie zwei- bis dreimal umrühren.Als Nächstes spülen Sie die Embryonen gründlich ab, bis sie nicht mehr nach Bleiche riechen. Geben Sie die Embryonen in den Zellbehälter in eine saubere Petrischale und bedecken Sie sie mit Wasser, um Austrocknung zu verhindern. Zum Injizieren der Embryonen.Bereiten Sie Injektionsnadeln im Voraus mithilfe eines Nadelpullers und dünner Glasfilamente vor. Füllen Sie ein Mikroliter des gewünschten Reagenz in zwei Nadeln, wobei eine Nadel als Ersatz dient. Ein stabiles Markierungsmittel, das nicht leicht ausbleicht, wie beispielsweise ein X aus fünf, eignet sich gut als Reagenz.Platzieren Sie nun ein rechteckiges Stück Traubensaft-Agar auf einem Mikroskopobjektträger und übertragen Sie die Embryonen vom Sieb auf das Agar. Wählen Sie mithilfe eines sauberen Pinsels unter einem fluoreszierenden Stereomikroskop die korrekt entwickelten Embryonen für die Injektion anhand des GFP-Markers aus.Bringen Sie die ausgewählten Embryonen mit einem angefeuchteten Pinsel in eine Reihe von 10 Exemplaren mit ihren ventralen Seiten nach oben. Positionieren Sie die Reihe am Rand des Agar-Blocks. GFP ist im zentralen Nervensystem des Embryos sichtbar.Befestigen Sie nun die Embryonen mit einem Streifen Heptan-Klebstoff auf einem Deckglas. Die richtige Position der Embryonen ist entscheidend für den Erfolg der Injektion. Nehmen Sie sich Zeit und stellen Sie sicher, dass die Embryonen exakt in der richtigen Orientierung ausgerichtet sind.Als Nächstes das Deckglas etwa fünf Minuten lang in die Dehydrierungskammer geben. Nach dem Trocknen der Embryonen diese mit Hello-Kohlenstofföl 700 bedecken, um eine weitere Dehydrierung zu vermeiden. Zuletzt einen Tropfen Wasser auf einen Objektträger geben.Danach die Deckfolie mit den Embryonen nach oben auf die feuchte Mikroskopiepräparat setzen. Die Embryonen sind nun bereit zur Injektion. Beginnen Sie damit, eine Nadel an einen Mikromanipulator und die Pico-Pumpe anzuschließen.Die Pumpe steuert die Menge der injizierten Flüssigkeit, indem sie Stickstoff in die Nadel drückt. Ein Fußpedal steuert die gesteuerte Abgabe des Stickstoffs unter dem Mikroskop. Fokussieren Sie die Nadelspitze und positionieren Sie sie sorgfältig nahe der Kante des Deckglases, wobei sowohl die Nadelspitze als auch das Deckglas scharf im Fokus liegen müssen.Bewegen Sie die Deckglasabdeckung, bis sie die Nadelspitze berührt und diese bricht. Der Öffnungsdurchmesser sollte zwischen einem halben und zwei Mikrometern liegen. Fokussieren Sie nun auf die Embryonen.Führen Sie die Nadel in das Öl ein. Wenn die Nadelspitze korrekt abgebrochen wurde, sollte sich ein Tropfen Flüssigkeit in das Öl hinein verlieren. Wenn Sie das Pedal betätigen, ohne den Nadelhalter zu berühren, bewegen Sie den Objekttisch so, dass die seitliche Kante des Embryos von der Nadel durchbohrt wird.Spritzen Sie schnell einen Tropfen Lösung in den Embryo ein. Bewegen Sie den Embryo beiseite und fahren Sie mit dem nächsten fort, bis alle 10 Embryonen injiziert sind. Bilden Sie die Embryonen auf einem invertierten konfokalen Mikroskop mit einer 40x- oder 100x-Objektivlinse ab.Suchen Sie nach einem gut positionierten Embryo mit dem zentralen Nervensystem in der Mitte, der eine starke GFP-Expression und die Markierung apoptotischer Zellen zeigt. Wählen Sie für die Aufnahme von Zeitrafferaufnahmen fünf oder sechs konfokale Schnittebenen aus, um an diesen Stellen Mikron-Aufnahmen zu erstellen. Führen Sie alle 60 Sekunden eine Aufnahme durch, einem Intervall, bei dem die GFP-Ausbleichung keine Rolle spielen sollte.Anschließend erfolgt eine Projektion von drei Schnitten mit einer Dicke von sechs Mikrometern, um die gesamten Zellen zu beobachten. In einigen Fällen kann sich ein Embryo während der Videobearbeitung zu drehen beginnen. Daher sollte die Aufnahme überwacht werden, um sicherzustellen, dass keine Zeit mit sich bewegenden Embryonen verloren geht.Ein korrekt positioniertes Embryo im Stadium 15 zeigt das embryonale ZNS in der Mitte mit gut gekennzeichneten Gliazellen, markiert durch ein g, sowie Makrophagen M, die sich größtenteils außerhalb des ZNS befinden. Starke zytoplasmatische GFP-Expression. Auch ectodermale Zellen E sind mit zytoplasmatischem GFP markiert.Diese Einzelbilder zeigen apoptotische Zellen, die mit einem ex in five-Gen markiert sind, sowie Ektodermzellen und Makrophagen, die mit cite GFP markiert sind. Jedes Bild stellt eine Projektion aus drei Schichten dar, wobei jede Schicht zwei µm dick ist. Viele ex in five-positive Zellen befinden sich innerhalb und außerhalb des ZNS.Das eingerahmte Ereignis zeigt eine Gliazelle, die ein apoptotisches Partikel aufnimmt. Beachten Sie das abtastende Verhalten der Gliazelle. Sie berührt das apoptotische Partikel mehrmals, bevor sie die Aufnahme der apoptotischen Zelle nach ihrer Entwicklung vollzieht.Die Technik ebnete den Weg für Forscher im Bereich des apoptotischen Zellabbaus, die Phagozytose apoptotischer Zellen während der Entwicklung zu untersuchen. Mithilfe dieser Technik können wir das äußerst dynamische Verhalten des apoptotischen Zellabbaus erforschen.

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Biologie

Drosophila Blutzellen über die Gesamtheit des sich entwickelnden Embryos zu zerstreuen. Dieses Protokoll zeigt, wie die Montage und Bild dieser Migrationen Verwendung von Embryonen mit fluoreszenzmarkierten Blutzellen.

Live-Bildgebung Drosophila melanogaster Embryonale Hemocyte Migrationen

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Der Phagozytose-Assay: eine Immunfärbetechnik zur Visualisierung des apoptotischen Zellengulfments in den embryonalen Zellen von Drosophila melanogaster

Dieses Papier zeigt die Verwendung eines schnellen konfokalen Mikroskop, um Bildzelle Verhalten direkt durch die Puppenhülle. Nach dem Verlassen der Puppenhülle intakt ist, erlaubt dieses Verfahren die Beobachtung und Messung von dynamischen Zellprozesse im Stadium der Drosophila-Entwicklung, die schwer direkt zu studieren.

Imaging Durch die Puppenhülle von<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Dieses Protokoll Details eine optimierte Methode verwendet, um Live-Cell-Imaging im Rahmen eines intakten Larven Gehirn durchzuführen. Live-Cell-Imaging Ansätze sind von unschätzbarem Wert für die Erforschung der neuronalen Stamm asymmetrische Zellteilungen sowie andere neurogene und Entwicklungsprozesse konsequent aufzudecken Mechanismen, die bisher übersehen wurden.

Live-Imaging von<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven Neuroblasten

Dieses Protokoll stellt eine effiziente Methode zur Bildgebung des lebenden Neuroepithels des Puppenaugen von Drosophila dar. Diese Methode kompensiert Gewebebewegungen und ungleichmäßige Topologie, verbessert die Visualisierung von Zellgrenzen durch die Verwendung mehrerer GFP-markierter Verbindungsproteine und verwendet ein einfach zu montierendes Bildgebungsgerät.

Live-Bilder aus dem Drosophila Pupal Augen

Um gesunde Zellen in ganzen Tieren erkennen , die geringe Mengen an Caspase - Aktivität enthalten, die hochempfindliche Biosensor bezeichnet CaspaseTracker wurde für Drosophila erzeugt. Caspase-abhängigen Biosensor-Aktivität wird in langlebigen gesunden Zellen in den inneren Organen der erwachsenen Tiere aufgezogen unter optimierten Bedingungen in Abwesenheit von Tod Stimuli detektiert.

In - vivo - Biosensor - Spuren Non-apoptotischen Caspase - Aktivität in Drosophila

Wir beschreiben hier einen Phagozytose-Assay unter Verwendung der dispergierten embryonalen Zellen von Drosophila . Es ermöglicht uns, in vivo Phagozytose Ebenen einfach und präzise zu quantifizieren und neue Moleküle zu identifizieren, die für die Phagozytose von apoptotischen Zellen erforderlich sind.

Phagozytose - Assay für apoptotische Zellen in Drosophila Embryonen

Hier wird ein Protokoll zur Mikroinjektion und gleichzeitigen Abbildung mehrerer Drosophila-Embryonen während der embryonalen Entwicklung mit einem plattenbasierten, hochinhaltigen Imager vorgestellt.

Drosophila Embryo Vorbereitung und Mikroinjektion für die Live-Zellmikroskopie mit einem automatisierten High Content Analyzer durchgeführt

Die Lichtbogen-basierte Fluoreszenzmikroskopie ist das wertvollste Werkzeug in der Entwicklungsbiologie. Ein wichtiges Thema in vergleichenden Studien ist die Varianz der Umgebung. Unser Protokoll beschreibt ein experimentelles Framework für die gleichzeitige Live-Bildgebung mehrerer Proben und befasst sich daher proaktiv mit diesem Problem.

Gleichzeitige Live-Bildgebung mehrerer Insektenembryonen in probenkammerbasierten Lichtbogenfluoreszenzmikroskopen

Dieses Protokoll beschreibt die maßgeschneiderte antikörperbasierte Fluoreszenzmarkierung und Injektion in frühe Drosophila-Embryonen , um Live-Imaging von Proteinen mit geringer Häufigkeit oder posttranslationalen Modifikationen zu ermöglichen, die mit herkömmlichen GFP/mCherry-Tag-Ansätzen nur schwer zu erkennen sind.

Visualisierung von Proteinen mit geringer Häufigkeit und posttranslationalen Modifikationen in lebenden Drosophila-Embryonen mittels Fluoreszenz-Antikörper-Injektion

Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll zur Verfügung, um Live-Bildgebung der asymmetrischen Teilung von Keimbahnstammzellen (GSCs) in der ovariellen Nische von Drosophila durchzuführen. Wir verwenden eine transgene Linie, die ubiquitär eine grün fluoreszierende Protein (GFP)-Fusion des Spektrosomproteins Par-1 exprimiert.

Erweiterte Live-Bildgebung von weiblichen Drosophila melanogaster Keimbahn-Stammzellnischen

Lernen Sie die Live-Imaging-Methode zur Untersuchung apoptotischer Zellclearance in Drosophila-Embryonen mittels konfokaler Mikroskopie. Diese Technik ermöglicht Echtzeitbeobachtungen von Phagozytosevorgängen.

Live-Imaging von apoptotischen Ausverkauf während

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