Name: Der Einsatz von Chemostate in Microbial Systems Biology (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-10-14T20:45:00.000+00:00
Duration: 13 min 19 s
Description: Erfahren Sie den Einsatz von Chemostaten in der mikrobiellen Systembiologie. Diese Methode ermöglicht präzise Kontrolle von Zellwachstum und stabile Bedingungen für Studien zur Zellphysiologie.

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Diese Arbeit wurde von Start-up-Fonds der New York University unterstützt. Wir danken Maitreya Dunham und Matt Brauer, die zunächst die Verwendung von Chemostate Sixfors Bioreaktoren entwickelt.

Das Prinzip der kontinuierlichen Kultivierung mit einem Chemostat können in einer Vielzahl von Ausführungen realisiert werden. In allen Chemostate ist es wesentlich, 1) Verfahren zur Aufrechterhaltung der Sterilität aller Komponenten, 2) eine gut gemischte Kultur, 3) geeignete Belüftung des Kulturgefäßes und 4) einer zuverlässigen Medien Zugabe und Entnahme Kultur. Hier beschreiben wir die Verwendung eines Sixfors Bioreaktor (Infors Inc) als Chemostat mit Methoden, die leicht auf alternative Konfigurationen angepasst werden können. 1. Montage der Chemostat Schiffe <ol><li> Schalten Sie die Sixfors über den Hauptschalter. </li><li> Die Chemostatgefäß, Rührer Montage, und die angeschlossenen Schläuche mit entsalztem (VE) Wasser gründlich abspülen. Überprüfen Sie alle Schläuche und O-Ringe und ersetzen Sie abgenutzte aussehende Stücke. </li><li> Sicherzustellen, dass die Antriebswellenstützbasis nach oben gerichtet in das Glasgefäß und die Oberseite der Antriebswelle in ihrem Gehäuse auf der Rühranordnung schnappt. Stellen Sie die stirrer Anordnung in das Glasgefäß Gewährleistung der Unterseite der Antriebswelle in dem Antriebswellenträger gelagert. Verwenden Sie den Haken, um den Rührer Anordnung an der Glasbehälter zu sichern. </li><li> Füllen Sie den Behälter mit etwa 300 ml DI-Wasser. </li><li> Entfernen Sie die Kappen von einem gelösten Sauerstoff (DO 2)-Sonde und überprüfen Sie den Elektrolytstand durch Abschrauben der unteren Gehäuse und dafür sorgen, dass der Boden Gehäuse ist zur Hälfte mit Elektrolytlösung gefüllt. Rescrew den unteren Mantel und stecken in den Anschluss auf der Chemostatgefäß. Schrauben handfest. </li><li> Nehmen Sie eine pH-Sonde und aus seiner Speicherpuffer (3 M KCl). Entfernen Sie den pH-Sonde Kappe und heften sich an ein Fermenter. Mit der Sixfors Steuerbildschirm zu den Fermenter Parametermenü und wählen Sie &quot;Kalibrieren pH&quot;. Setzen Sie den pH-Sonde in eine Standard-pH-7-Puffer und Plattenlese als Hoch lesen. Wiederholen Sie mit pH 4-Puffer und Plattenlese als Low lesen. Nehmen Sie den pH-Sonde aus Fermenter, wäscht mit DI-Wasser und führen Sie die Sonde into der Port auf dem Chemostatgefäß. Schrauben handfest. </li><li> Legen Sie die Chemostatgefäß im Rack. Hinweis auf dem Schiff, die Fermenter (1-6) der pH-Sonde wurde angeschlossen und kalibriert. Setzen Sie die Kappe auf pH-Sonde der pH-Sonde. Mit Folie abdecken dicht die Spitze der DO 2-Sonde. </li><li> Einklappen Folie über die Enden des Schlauchs an den Chemostatgefäß befestigt. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 1,2-1,8 für alle Schiffe. </li><li> Sterilisieren der Gefäße durch Autoklavieren sie für 15 Minuten auf einem Flüssigkeitskreislauf. </li></ol> 2. Vorbereiten der Medien <ol><li> Stellen Sie die Begrenzung Konzentrationsbereich für einen Nährstoff durch den Anbau von Batch-Kulturen in verschiedenen Nährstoffkonzentrationen. Der Nährstoff wird in dem Bereich, wo die Begrenzung der endgültige Zelldichte ist eine lineare Funktion des ursprünglichen Nährstoffkonzentration (Fig. 4). Wählen Sie einen Nährstoffkonzentration auch im Grenzbereich. Beispiele für Standardmedien Zusammensetzung für Studien mit Saccharomyces cerevisiae sind in 7-11 zur Verfügung. </li><li> Autoklav eine leere Glasballon, der mit einem Gummistöpsel enthält einen Lufteinlass und Medienunter nach zunächst sicherzustellen, dass das Ende der Medien Schlauch wird in Folie abgedeckt gekappt wird. </li><li> In einem separaten Gefäß vorbereitet 10 l Medium. </li><li> Bringen Sie einen 500-ml-Filtertasse in einen 100 ml-Flasche Medien. Entfernen Sie die Baumwollfilter mit einer Pinzette in Ethanol sterilisiert und sofort an die Filtration Anschluss befestigen auf dem Medienglasballon. </li><li> Befestigen Sie den Medienglasballon mit einer Vakuumquelle und Filtermedien sterilisieren, indem es zu den Filtertopf. </li><li> Wenn Filtration von Medien abgeschlossen ist, schließen Sie den Filter Port mit einer Metallklemme. </li></ol> 3. Kalibrieren dO 2 Sonden und Einrichten Chemostat <ol><li> Nachdem die Chemostat Schiffe wurden autoklaviert und darf Ort das Schiff in die entsprechende Wärmejacke abkühlen. Schließen Sie den Temperaturfühler, pH-Sonde, und DO 2-Sonde. Lassen Sie dieSchiff sitzen mit der Macht für mindestens 6 Stunden, damit die DO 2-Sonden zu polarisieren. </li><li> Legen Sie das Ende jeder Abwasserrohr in einen separaten Auffangbehälter. Schließen Sie die Luftversorgung über ein Filter autoklaviert und schalten Sie Luftstrom. Das Wasser in jedes Schiff sollte aus den Abwasserrohren zu fließen, was bedeutet, dass alle Dichtungen korrekt gebildet werden. </li><li> Einstellen der Höhe des Abwasserrohres gemäß der gewünschten Arbeitsvolumen (z. B. 300 ml). Wir verwenden ein Herrscher, der mit Rohrplatzierungen an verschiedenen Arbeitsvolumen kalibriert gekennzeichnet ist. </li><li> Schließen Sie die Medien auf den Glasballon Chemostatgefäß. Verwenden Ethanol um Rohr zu halten endet so steril wie möglich. Fädeln Sie den Pumpenschlauch durch die Pumpe und offene Klemme. Manuell drücken Sie die Pumpe, bis die Medien beginnt, in der Chemostatgefäß fließen. Lassen Schlauch von der Pumpe, sollten Medien frei in Chemostatgefäß fließen. Wenn die Medien die Abwasserrohr erreicht, bringen Schlauch zu pumpen und zu klemmen. </li><li> Starten running das Basisprogramm mit Laufradsatz bis 400 Umdrehungen pro Minute und die Temperatur auf 30 ° C eingestellt </li><li> Um das zu tun zwei Sonden kalibrieren, schalten Sie Luftversorgung und wechseln Sie zu Stickstoffgas. Warten Sie mindestens eine Stunde und Rekordmesswert als &quot;Low read&quot;. Wechseln Sie wieder zu Luftversorgung (dh haltigen Umgebung Sauerstoffkonzentration), warten Sie mindestens eine weitere Stunde und Plattenmessung als &quot;hohe Lese&quot;. </li><li> Starten Sie die Datenaufzeichnung mit Iris-Software. </li></ol> 4. Impfung <ol><li> 70% Ethanol zu verwenden, um die Oberseite des Kulturgefäßes zu sterilisieren. </li><li> Schraube auf Behälterdecke und Pipette 1 ml einer Übernachtkultur in die Chemostatgefäß. Ziehen Sie die Schraube. </li><li> Geben Sie die Zeit der Impfung in Iris. </li><li> Warten Sie etwa 24 Stunden für Kulturen frühen stationären Phase zu erreichen. Wie die Kultur wächst, werden gelösten Sauerstoff und pH-Wert verringern. Im Falle von Glucose-Begrenzungsmittel, wird gelöster Sauerstoff auf ~ 100% im stationären pha zurückse. Für andere Nährstoff Einschränkungen gelöstem Sauerstoff wird in der stationären Phase bleiben &lt;100%. </li></ol> 5. Initiierung von Pumpen und Erreichen Steady State <ol><li> Das Verdünnungsverhältnis wird durch Dividieren der Flussrate durch die Kulturvolumen berechnet (wie viel Medien in den Behälter pro Stunde fließt). Beispielsweise mit einem Volumen von 300 ml einer Verdünnungsrate von 0,1 bedeutet, daß 30 ml Medium zu der Kultur pro Stunde aufgenommen. Da das System unter Überdruck das gleiche Volumen aus dem Behälter sichergestellt wird, dass die Kultur kontinuierlich verdünnt wird entfernt. Eine Reihe von Verdünnungsraten (D) verwendet, die die maximale Wachstumsrate (μ max) der Zellen, über dem Zellen aus dem Chemostat gewaschen werden, nicht überschreiten werden. </li><li> Wählen Pumpeneinstellungen, die die Anzahl der Sekunden, die Pumpe an und aus angeben, um die gewünschte Durchflussmenge zu etablieren. Die Pumpe fördert Medien mit einer Geschwindigkeit von ~ 0,11 ml / sec. </li><li> Definieren Sie ein Programm mit dem Sixfors interface, die die Pumptakt, Temperatur und Geschwindigkeit Flügelrad angibt. Starten Sie das Programm. </li><li> Leeren Sie den Auffanggefäßen von Flüssigkeit und notieren Sie die Zeit. </li><li> Nach mindestens zwei Stunden, mit einem Messzylinder zu messen, wie viel Medien aus dem Gefäß entfernt. Dies wird das Volumen, das in die Chemostatgefäß hinzugefügt wurde gleich. Berechnen Sie die Verdünnungsrate (D = V Abwasser / V Kultur / Zeit). Stellen Pumpeneinstellungen, wenn berechnet Verdünnungsrate nicht gewünschten Verdünnungsrate entsprechen. </li><li> Im stationären Zustand ist die Zelldichte in der Chemostat nicht mit der Zeit ändern. Dies kann ohne Stören der Kultur durch Abtasten des Ausfluss gemessen werden. Wir Erreichen stationärer operativ definiert als identisch Zelldichtemessungen, die durch mindestens eine Verdopplung der Population abgetrennt werden. Erreichen stabilen Zustand wird etwa acht Kultur Generationen nach Beginn der Kultur Verdünnung zu nehmen. Im stationären Zustand Zellen wachsen exponentiell (dhE. konstante Wachstumsrate über die Zeit) in nährstofflimitierten Bedingungen. Die Verdopplungszeit der Population (Generationszeit) ist ln (2) / D. </li><li> Weiterhin periodisch messen Abwassermenge für die Dauer des Experiments, um sicherzustellen, daß ein konstanter Verdünnungsrate aufrechterhalten wird. </li></ol> 6. Anwendung 1: Studieren wachsenden Zellen mit unterschiedlichen Geschwindigkeiten in Steady-State-Bedingungen <ol><li> Im stationären Zustand im Chemostat, ist die Wachstumsrate der Population von Zellen, die gleich der Verdünnungsrate. Durch die systematische Veränderung der Verdünnungsrate ist es möglich, Zellen mit unterschiedlichen Raten wachsen. Dies ermöglicht die systematische Untersuchung von physiologischen Parametern, die mit Wachstumsrate einschließlich Zellvolumen, Zellzyklus-Stadium und Stressresistenz variieren. Zusätzlich können stationäre Profile der globalen mRNA, Protein und Metabolitenspiegel in Zellen, die mit unterschiedlichen Geschwindigkeiten getestet werden. Es gibt zwei Möglichkeiten, um Proben zu erwerben: </li><li> Kleine Proben kann passiv sein, obindem das Ende des Rohrs in einem Abwasser 1,5 ml oder 15 ml-Röhrchen enthaltene. Eine Probe von 1-5 ml in wenigen Minuten (in Abhängigkeit von der Durchflussmenge) erhalten werden. Viele physiologische Parameter aus diesen Proben gemessen werden. </li><li> Genexpression oder Metaboliten Analysen erfordern größere Proben, die so schnell wie möglich erreicht werden muss. Das Ende des Abwassers Rohr in ein 15 ml konischen Röhrchen. Lösen Sie die Schraube, mit der Metall Ende des Abwasserrohres und sanft nach unten drücken. A ~ 10 ml Probe rasch füllen Sie Ihre Röhre. Beachten Sie, dass das Volumen in der Chemostatgefäß geändert hat. Wenn viele aufeinander folgende Proben entnommen werden, kann es notwendig sein, um die Strömung zu verringern, um ein konstantes Verdünnungsverhältnis zu erhalten. </li></ol> 7. Anwendung 2: Präzise Messung der Unterschiede in den Wachstumsraten zwischen den Genotypen in Controlled Environments mittels Durchflusszytometrie-basierte Assays Wettbewerb <ol><li> Chemostaten verwendet werden, um die Wirkung der Nährstoffkonzentration genau zu quantifizierenauf Unterschiede in den Wachstumsraten (dh Fitness) zwischen verschiedenen genetischen Hintergründen. Durch Co-Kultivieren Stämme mit verschiedenen fluoreszierenden Proteinen markiert die Änderungsrate der relativen Häufigkeit während des exponentiellen Wachstums bestimmt. Durchführung dieses Tests bei verschiedenen Verdünnungsraten (D) ermöglicht die Untersuchung der Auswirkungen der Nährstoffkonzentration (e) auf Fitness Unterschiede. </li><li> Stellen stationären Kulturen der beiden Stämme in separaten Chemostat Gefäße mit identischen Verdünnungsraten und einem Volumen von 300 ml. </li><li> Passiv Probe 1 ml aus jedem Gefäß. Spin down Zellen resuspendieren in phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) und bei 4 ° C Diese Proben enthalten homogenen Zellproben, die Steuerelemente für die nachfolgende Durchflusszytometrie sind. </li><li> Setzen Sie den Abwasserrohr von einem Behälter in einen Messzylinder autoklaviert. Lösen Sie die Schraube, mit der Metall Ende des Abwasserrohres und sanft nach unten drücken, um Zellen aus dem Chemostat zu vertreiben. Wanndas Volumen erreicht 150 ml, senden Sie das Metall Ende des Abwasserrohres in seine ursprüngliche Position (300 ml). Wiederholen, mit dem zweiten Behälter, mit einem anderen Messzylinder. </li><li> 70% Ethanol zu verwenden, um die Sterilität aufrecht zu erhalten, während das Entfernen Schraube an der Oberseite der Chemostatgefäß. Zeigen Trichter in Öffnung und gießen Sie 150 ml von der anderen Kultur in die Chemostatgefäß. Ziehen Sie die Schraube. Wiederholen, mit dem zweiten Behälter mit dem zweiten Trichter. Jede Chemostatgefäß enthält nun eine Mischung der beiden Stämme. </li><li> Besorgen Sie sich eine 1 ml Probe aus jedem Gefäß mit passiven Probenahme alle 2-6 Stunden. Spin down Zellen in PBS resuspendieren und bei 4 ° C Nimmt die Proben für 2-3 Tage sorgfältig Aufzeichnen der Zeit wurde jede Probe gemacht. </li><li> Am Ende des Experiments beschallen und verdünnte Proben auf ~ 2 × 10 6 Zellen / ml. Verwendung der Durchflusszytometrie messen den Anteil der beiden Stämme in jeder Probe. Da beide Stämme sind exponentiell wächst, ist die relative Wachstumsrate Unterschieddurch lineare Regression ln (strain1/strain2) gegen die Zeit (in Generationen gemessen) bestimmt. Die Steigung der Regression ist die proportionale Differenz in der Wachstumsrate (dh die Eignung Vorteil) einer Belastung gegenüber dem anderen. </li><li> Da die Mischkultur kann einige Zeit, um einen neuen stationären Zustand zu erreichen nimmt, kann frühen Zeitpunkten schlecht auf der Regressions passen. Dieses Problem ist am besten, indem 2-3 Generationen vor Beginn Probenahme oder Entfernen von Punkten, die früh klar Ausreißer verstreichen gelöst. Umgekehrt, wenn ein Stamm dem anderen outcompeted die Daten nicht mehr sinnvoll und diese Punkte sollten ausgeschlossen werden. </li></ol> 8. Anwendung 3: Experimentelle Entwicklung <ol><li> Experimentelle Entwicklung in Chemostate durchgeführt wählt für Mutanten, die in Fitness im nährstoff begrenzt Umwelt erhöht. Die Auswahl erfolgt in der Regel über Hunderte von Generationen durchgeführt. </li><li> Stellen Sie eine Steady-State-Chemostatkultur mit einem Stammvon bekannten Genotyp (und vorzugsweise bekannte Genomsequenz) und eine definierte Nährstoffbeschränkung. </li><li> Um ein &quot;Fossilien&quot; der Bevölkerung zu erhalten Anpassung passiv probieren Chemostat alle 2-3 Tage und speichern Sie die Probe in 15% Glycerin bei -80 ° C </li><li> Überwachen Sie den Medienspeicher wieder aufzufüllen und mit frischem Medium wie nötig. </li><li> Pflegen Sie die exponentiell wachsenden Kultur für mehrere hundert Generationen. </li><li> Nach Beendigung des Selektionsplatte eine Probe von Zellen auf festen Agar-Platten. Nach der Zellen zu Kolonien gewachsen, nehmen eine unvoreingenommene Stichprobe von Kolonien mit Zahnstochern und impfen Klone in einzelne Wells einer 96-Well-Platte mit 100 ul Medium. Lassen klonalen Proben über Nacht wachsen, werden 100 ul von 30% Glycerin und Speicher in -80 ° C </li><li> Charakterisieren Klone durch Sequenzierung ganzer Genome und die Durchführung phänotypische Tests einschließlich der Beurteilung von Eignung, mit einem gemeinsamen fluoreszenzmarkierten Referenzstamm, wie in Anwendungs ​​2 beschrieben. &lt;/ Li&gt; </ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Chemostate ermöglichen den Anbau von Mikroben in Wachstumsgesteuerten stationären Bedingungen. Die Zellen wachsen kontinuierlich mit einer konstanten Geschwindigkeit, was zu einem unveränderlichen äußeren Umgebung. Dies steht im Gegensatz zur Batch-Kultur Methoden, bei denen das äußere Umfeld kontinuierlich verändert und die Rate des Zellwachstums wird durch die komplexe Wechselwirkung von Genotyp und Umgebung bestimmt. Somit ist ein Hauptvorteil der Kultivierung von Mikroben in Chemostaten über Batch-Kulturen die Mögli...

Das Wachstum der Zellen wird durch komplexe Netzwerke von zusammenwirkenden genetischen und Umweltfaktoren 1,2 geregelt. Die multifaktorielle Regulation von Zellwachstum erfordert einen System-Level-Ansatz für ihre Studie. Jedoch ist die strenge Untersuchung regulierten Zellwachstum durch die Schwierigkeit der experimentell Steuern der Rate, mit der Zellen wachsen in Frage. Darüber hinaus wird in selbst die einfachsten Experimente extrazellulären Bedingungen sind häufig dynamisch und komplex wie Zellen zu verändern ständig ihre Umwelt, wie sie sich vermehren. Ein Verfahren zur Kultivierung von Zellen, die experimentelle Kontrolle der Zellwachstumsraten definiert, unveränderlich und kontrollierten Umgebungen ermöglicht: Eine Lösung für diese Probleme wird durch die Chemostat zur Verfügung gestellt. Die Methode der kontinuierlichen Kultivierung mit einem Chemostat wurde unabhängig von Monod 3 und Novick &amp; Szilard 4 im Jahr 1950 beschrieben. Wie ursprünglich konzipiert, werden die Zellen in einem festen Volumen von Medien, die con ist gewachsenlaufend durch Zugabe von neuen Medien und gleichzeitiger Entfernung des alten Medien und Zellen (Fig. 1) verdünnt. Gekoppelten Differentialgleichungen (2) beschreiben die Änderungsrate der Zelldichte (x) und die Konzentration des Wachstums-limitierende Nährstoff (e) in dem Chemostatgefäß. Wichtig ist, dass dieses System von Gleichungen, sagt eine einzige (nicht Null) stabil stationären (Abbildung 3) mit der bemerkenswerten Implikation, dass im stationären Zustand, gleich der Rate ist die spezifische Wachstumsrate der Zellen (dh die exponentielle Wachstumsrate konstant) bei der die Kultur verdünnt wird (D). Durch Variation der Verdünnungsrate ist es möglich, stationäre Populationen von Zellen in unterschiedlichen Wachstumsraten und unter verschiedenen Bedingungen von Nährstoffmangel zu etablieren. Die experimentelle Kontrolle der Wachstumsrate mit Chemostate war entscheidend für die Entwicklung des Verständnisses, wie Veränderungen der Zellphysiologiemit Wachstumsraten 5,6. Das ehemalige Hauptstütze der mikrobiologischen Methoden wurde jedoch bei der Explosion in der molekularbiologischen Forschung während des späten zwanzigsten Jahrhunderts zunehmend unklar. Heute, erneutes Interesse in der Wachstumskontrolle in beiden Mikroben und vielzelligen Organismen und dem Aufkommen der genomweiten Methoden zur Analyse auf Systemebene hat die Motivation für den Einsatz von Chemostate erneuert. Hier beschreiben wir drei Anwendungen, die auf die präzise Steuerung von Zellwachstumsraten und der äußeren Umgebung, die eindeutig mit Chemostate möglich zu nutzen. Zunächst beschreiben wir die Verwendung von Chemostate zu untersuchen, wie die Fülle von Tausenden von Biomolekülen - wie Transkripte und Metaboliten - sind koordinativ mit Wachstumsrate geregelt. Zweitens beschreiben wir, wie Chemostate verwendet werden, um eine präzise Schätzung der Wachstumsrate Unterschiede zwischen den verschiedenen Genotypen in nährstoff beschränkt Umgebungen mit Konkurrenzversuchen zu erhalten. Drittens werden wir beschreiben, wie Chemostate kannverwendet werden, um adaptive Evolution der Zellen, die in konstanter nährstoffarmen Umgebungen zu untersuchen. Diese Beispiele veranschaulichen, in welcher Weise Chemostate ermöglichen es Systemebene Untersuchungen von Zellwachstumsregulierung, durch Gen-Umwelt-Interaktionen und adaptive Evolution.

<table><tbody><tr><td>Infors-HT Sixfors Chemostat</td><td>Geeignete technische Ressourcen, Inc.</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Glasflasche 9,5 l</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-887-1</td><td>Für Mediengefäß und Schlauch</td></tr><tr><td>Pinchcock</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-867</td><td>Für Medienbehälter und</td></tr><tr><td>Schlauchstopfen, Größe 12, Grünes Neopren</td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-62991-42</td><td>Für Medienbehälter und Schlauch</td></tr><tr><td>Gerader Verbindungsstück</td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-30703-02</td><td>Für Medienbehälter und Schlauch</td></tr><tr><td>Allgemein Spezialbinder 4 Zoll</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9557052</td><td>Für Medienbehälter und</td></tr><tr><td>Schlauch, Silikonkautschuk</td><td>Kleinteile</td><td>B000FMWTDE</td><td>Für Medienbehälter und Schlauch</td></tr><tr><td>, Silikon, 3/8 Zoll Außendurchmesser</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-587-1Q</td><td>Für Medienbehälter und Schlauchschläuche</td></tr><tr><td>, Silikon, 7/32 Zoll Außendurchmesser</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-587-1E</td><td>Für Medienbehälter und Schlauche</td></tr><tr><td>Rohre, Edelstahl, 3/16 Zoll Außendurchmesser</td><td>McMaster-Carr</td><td>6100K164</td><td>Für Medienbehälter und Schlauch</td></tr><tr><td>, Edelstahl, 3/8 Zoll Außendurchmesser</td><td>McMaster-Carr</td><td>6100K161</td><td>Für Medienbehälter und</td></tr><tr><td>Schlauchhakenverbinder</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-66-18Q</td><td>Für Medienbehälter und</td></tr><tr><td>Schlauchratschenklemme</td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-06403-11</td><td>Für Medienbehälter und Schlauch</td></tr><tr><td>Luer, Buchse</td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-45512-34</td><td>für Mediengefäß und Schlauch</td></tr><tr><td>Luer, Außengewinde</td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-45513-04</td><td>für Mediengefäß und Schlauch</td></tr><tr><td>Millipore Aervent MTGR05010 62 mm Filter, 0,2 &mu; m</td><td>Fisher Scientific</td><td>MTGR05010</td><td>Für Medienbehälter und Schläuche</td></tr><tr><td>PTFE Acrodisc CR 13 mm Filter, 0,2 &mu; m</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9131037</td><td>für Medienbehälter und Schläuche</td></tr><tr><td>Direktablesungs-Durchflussrohr für Luft</td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-32047-77</td><td>für Stickstoffgas-Setup</td></tr><tr><td>Direktablesungs-Durchflussrohr für Stickstoff</td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-32048-63</td><td>für Stickstoffgas-Setup</td></tr><tr><td>Gas-Dosierer-Multitube-Rahmen</td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-03218-50</td><td>für Stickstoffgas-Setup</td></tr><tr><td>Regler, zweistufiger analytischer</td><td>Airgas</td><td>Y12-N145D580</td><td>für Stickstoffgas-Setup-Schlauchadapter</td></tr><tr><td>, Edelstahl</td><td>Airgas</td><td>Y99-26450</td><td>für Stickstoff-Gas-Setup-Schlauch</td></tr><tr><td>männlicher Adapter</td><td>Airgas</td><td>WES544</td><td>für Stickstoff-Gas-Setup</td></tr><tr><td>Norprene-Schlauch</td> US <td>Plastics</td><td>57280</td><td>für Stickstoff-Gas-Setup-Stativbasis</td></tr><tr><td></td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-03218-58</td><td>Für</td>Stickstoffgas-Setup-Ventilpatronen</tr><tr><td></td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-03217-92</td><td>Für Stickstoffgas-Setup-Ballons</td></tr><tr><td>10 L</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-963-2A</td><td>Für die Medienvorbereitung</td></tr><tr><td>Steritop Sterile Vakuum-Flaschenaufsatzfilter, 1.000 ml, PES-Membran; für 45 mm</td><td>Halsgröße Fisher Scientific</td><td>SCGP-T10-RE</td><td>Für Medienvorbereitung</td></tr><tr><td>Medienflasche 100 ml, 45 mm Halsgröße</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB-800-100</td><td>für die Medienvorbereitung</td></tr><tr><td>Calciumchlorid & Middot; 2H2O</td><td>Fisher Scientific</td><td>C79-500</td><td>Medienreagenzien</td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP358-1</td><td>Medienreagenzien</td></tr><tr><td>Magnesiumsulfat & Middot; 7H2O</td><td>Sigma Aldrich</td><td>230391</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Kaliumphosphat monobasisch</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC424205000</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Ammoniumsulfat</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC423400010</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Kaliumchlorid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9541</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Borsäure</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B6768</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Kupfersulfat & Middot; 5H2O</td><td>Sigma Aldrich</td><td>209198</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Kaliumiodid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>60400</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Eisenchlorid & Middot; 6H2O</td><td>Fisher Scientific</td><td>I88-100</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Mangansulfat & Middot; H2O</td><td>Sigma Aldrich</td><td>230391</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Natriummolybdat & Middot; 2H2O</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M7634</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Zinksulfat & Middot; 7H2O</td><td>Fisher Scientific</td><td>Z68-500</td><td>Medienreagenzien</td></tr><tr><td>Biotin</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP232-1</td><td>Medienreagenzien</td></tr><tr><td>Calciumpantothenat</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC24330-1000</td><td>Medienreagenzien</td></tr><tr><td>Folsäure</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F7876</td><td>Medienreagenzien</td></tr><tr><td>Inositol (auch bekannt als Myo-Inositol)</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC12226-1000</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Niacin (auch bekannt als Nikotinsäure)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>N4126</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>p-Aminobenzoesäure</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC14621-2500</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Pyridoxin HCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9755</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Riboflavin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>R4500-25G</td><td>Medien Reagenzien</td></tr><tr><td>Thiamin HCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP892-100</td><td>Medienreagenzien</td></tr><tr><td>Leucin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L8000-100G</td><td>Medienreagenzien</td></tr><tr><td>Uracil</td><td>Sigma Aldrich</td><td>U0750</td><td>Medienreagenzien</td></tr><tr><td>Dextrose</td><td>Fisher Scientific</td><td>DF0155-08-5</td><td>Medienreagenzien</td></tr></tbody></table>

der einsatz von chemostate in microbial systems biology

The Use of Chemostats in Microbial Systems Biology

Zellen regulieren ihre Wachstumsrate in Reaktion auf Signale von der Außenwelt. Als die Zelle wächst, müssen diverse zelluläre Prozesse koordiniert einschließlich makromolekulare Synthese, Stoffwechsel und letztlich Einsatz für die Zellteilungszyklus ist. Der Chemostat, eine Methode der experimentell Steuerung der Zellwachstumsrate, liefert ein leistungsfähiges Mittel, systematisch zu untersuchen, wie Wachstumsrate Auswirkungen zelluläre Prozesse - einschließlich der Genexpression und Stoffwechsel - und die regulatorischen Netzwerke, die die Geschwindigkeit von Zellwachstum steuern. Wenn für Hunderte von Generationen Chemostate beibehalten kann zur adaptiven Evolution der Mikroben in Umweltbedingungen, die das Zellwachstum zu begrenzen studieren. Wir beschreiben das Prinzip der Chemostatkulturen, zeigen deren Betrieb und liefern Beispiele für ihre verschiedenen Anwendungen. Nach einer Periode des Stillstands nach ihrer Einführung in der Mitte des zwanzigsten Jahrhunderts, die Konvergenz der genomweiten Methoden mit einer erneutenInteresse an der Regulation von Zellwachstum und die molekularen Grundlagen der adaptiven Evolution ist anregend eine Renaissance in der Verwendung von Chemostate in der biologischen Forschung.

Ein Hauptvorteil der Chemostate ist die Fähigkeit, das Wachstum von Zellen experimentell durch Variieren des Verdünnungsrate zu steuern. In der Bäckerhefe, Saccharomyces cerevisiae, die Morphologie einer Zelle ist informativ seiner Phase im Zellzyklus. Populationen mit höheren Wachstumsraten enthalten einen höheren Anteil von aktiv teilenden Zellen, wie durch Messung der Bruchteil unbudded Zellen (5A) bestimmt. Analysen der globalen mRNA-Expression in Chemostatkulturen hat gezeigt, daß die Expression vi...

Zellwachstumsrate ist ein regulierter Prozess und eine wesentliche Determinante für Zellphysiologie. Kontinuierliche Kultivierung mit Chemostate ermöglicht extrinsischen Kontrolle der Zellwachstumsrate von Nährstoffmangel erleichtert die Untersuchung der molekularen Netzwerke, die Zellwachstum und wie diese Netzwerke entwickeln, um das Zellwachstum zu optimieren steuern.

Der Einsatz von Chemostate in Microbial Systems Biology

Cells regulate their rate of growth in response to signals from the external world. As the cell grows, diverse cellular processes must be coordinated ...

Die allgemeinen Ziele der folgenden Darstellung bestehen darin, das Prinzip des Chemostaten zu erläutern, deren Funktionsweise zu demonstrieren und Anwendungsbeispiele für Chemostaten zu zeigen. Dies wird erreicht, indem zunächst das Chemostat-Gefäß beimpft und anschließend kontinuierlich frisches Medium zugeführt wird, während altes Medium und Zellen mit einer konstanten Rate abgeführt werden. Mathematische Modellierung beschreibt die Änderung der Zelldichte sowie die Änderung der Konzentration einer das Wachstum begrenzenden Nährsubstanz in jedem Chemostaten.Die Anwendung dieser Gleichungen ermöglicht die Vorhersage eines einzigen stabilen, nicht-null stationären Zustands, bei dem die Zell- und Nährstoffkonzentrationen konstant sind und die spezifische Wachstumsrate der Zellen der Rate entspricht, mit der die Zellen entfernt werden. Durch die Kombination der präzisen Kontrolle des Zellwachstums und der Umweltbedingungen innerhalb der Chemosstats mit anderen Technologien sind Ergebnisse erzielbar, die systemebenenübergreifende Untersuchungen der Regulierung des Zellwachstums, genetischer Veränderungen und adaptiver Evolution ermöglichen. Der Hauptvorteil dieser Methode der Zellkultivierung gegenüber anderen Techniken liegt darin, dass die Wachstumsrate gesteuert wird und die äußere Umgebung der Zellen konstant bleibt.Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen in den Bereichen Zellbiologie und Evolution zu beantworten, beispielsweise nach der molekularen Grundlage der Regulation des Zellwachstums und der adaptiven Evolution in definierten Umgebungen. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist entscheidend, da der Aufbau und die Pflege von Chemostat-Kulturen aufgrund der großen Anzahl an Schritten und Komponenten schwierig ist. Beginnen Sie dieses Verfahren, indem Sie zunächst das Six Four-System mit dem Hauptschalter einschalten.Als Nächstes spülen Sie das Gefäß des Hämostatikums, die Rührereinheit und die angeschlossenen Schläuche gründlich mit entionisiertem Wasser aus. Überprüfen Sie alle Schläuche und O-Ringe und ersetzen Sie alle abgenutzten Teile. Nachdem die Rührereinheit und die Antriebswelle zusammengesetzt wurden, füllen Sie das Gefäß mit 300 Milliliter DI-Wasser. Überprüfen Sie den Elektrolytstand der gelösten Sauerstoffsonde und stellen Sie sicher, dass das untere Gehäuse zur Hälfte mit Elektrolytlösung gefüllt ist. Kalibrieren Sie anschließend die pH-Sonde. Nach der Kalibrierung trennen Sie die Sonde vom Fermentor. Mit DI-Wasser spülen und in die Öffnung des Hämostasebehälters einführen. Festdrehen, bis Handfestigkeit erreicht ist. Bei angeschlossenen Sensoren wird der Hämostasebehälter in das Gestell gestellt, wobei darauf zu achten ist, am Behälter zu notieren, mit welchem Fermentor der pH-Sensor kalibriert wurde. Abschließend werden die Sensoren und Schläuche für die Autoklavierung vorbereitet, indem die Kappe auf den pH-Sensor gesetzt wird und der Sauerstoffsensor sowie alle offenen Schlauchenden mit Autoklavierfolie abgedeckt werden.Ein leerer Kolben, der mit einem Gummistopfen verschlossen ist, der einen Luftzulauf und einen Medienabfluss enthält. Stellen Sie sicher, dass das Ende des Medienrohrs mit Aluminiumfolie abgedeckt ist. Befestigen Sie eine 500 Milliliter-Filtertülle an einer 100 Milliliter-Medienflasche.Entfernen Sie den Wattefilter mit einer sterilen Pinzette, die mit Ethanol desinfiziert wurde, und bringen Sie ihn unverzüglich am Filtrationsanschluss des Mediumsbehälters an. Verbinden Sie den Mediumsbehälter mit einer Vakuumquelle und führen Sie die Filtration durch. Sterilisieren Sie 10 Liter frisch zubereitetes Medium, indem Sie es in die Filtertasse geben.Wenn die Filtration des Mediums abgeschlossen ist, verschließen Sie den Filtrationshahn mit einer Metallklemme. Nachdem die Hämostasegefäße autoklaviert und abgekühlt wurden, stellen Sie das Gefäß in die entsprechende Heizhülle. Schließen Sie die Temperatur-, pH- und Sauerstoffsonde an.Lassen Sie das Gefäß mindestens sechs Stunden lang mit eingeschalteter Stromversorgung stehen, damit sich die Sauerstoffsonden polarisieren können. Anschließend verbinden Sie das Medienkarbon mit dem Hämostasegefäß. Verwenden Sie Ethanol, um die Schlauchenden so steril wie möglich zu halten.Danach führen Sie den Pumpenschlauch durch die Pumpe und öffnen die Absperrklemme. Anschließend platzieren Sie das Ende jedes Ablaufrohrs in einen separaten Sammelbehälter. Schließen Sie die Luftzufuhr über einen Autoklavenfilter an und schalten Sie den Luftstrom ein.Das Wasser in jedem Muskel sollte aus den Ablaufröhren austreten, was darauf hinweist, dass alle Dichtungen ordnungsgemäß gebildet sind. Stellen Sie die Höhe des Ablaufröhrens auf das gewünschte Arbeitsvolumen von 300 Milliliter ein. Drücken Sie manuell auf die Pumpe, bis das Medium beginnt, in das Hämostasegefäß zu fließen.Dann lösen Sie die Schläuche von der Pumpe. Sobald das Medium das Ablaufrohr erreicht, schließen Sie die Schläuche erneut an die Pumpe an und klemmen sie fest, wobei das Medium bereits vorbefüllt ist. Starten Sie das Grundprogramm mit der Impellerdrehzahl auf 400 min⁻¹ eingestellt und der Temperatur auf 30 Grad Celsius eingestellt.Kalibrieren Sie anschließend die Sauerstoffsonden, indem Sie die Luftzufuhr abschalten und auf Stickstoffgas umschalten. Warten Sie mindestens eine Stunde und notieren Sie den gemessenen Wert als niedrige Anzeige. Schalten Sie danach wieder auf eine Luftzufuhr mit umgebender Sauerstoffkonzentration um und warten Sie mindestens eine weitere Stunde.Notieren Sie diese Messung als den hohen Messwert. Starten Sie zu diesem Zeitpunkt die Datenaufzeichnung mit der Iris-Software, bevor die Inokulation erfolgt. Desinfizieren Sie die Oberseite des Kulturgefäßes mit 70 % Ethanol.Öffnen Sie dann die Gefäßöffnung mit einem Schraubendreher und pipettieren Sie ein Milliliter einer Übernachtkultur in das Gefäß, wobei die Schraube nach Beendigung wieder eingesetzt wird. Sobald die Kulturen die frühe stationäre Phase erreichen, starten Sie die Pumpen und stellen Sie eine gewünschte Fließgeschwindigkeit ein. Durch Angabe der Sekunden, in denen die Pumpe ein- und ausgeschaltet ist, legen Sie die Durchflussrate und das Kulturvolumen fest.Bestimmen Sie die Verdünnungsrate. Definieren Sie mithilfe der Six-Fours-Schnittstelle ein Programm, das die Pumpzeit, Temperatur und Rührergeschwindigkeit festlegt. Starten Sie das Programm anschließend nach mindestens zwei Stunden.Notieren Sie die Zeit und messen Sie mithilfe eines Messzylinders, wie viel Medium aus dem Gefäß entfernt wurde. Die entfernte Menge entspricht dem Volumen, das dem Hemostase-Gefäß zugeführt wurde, und kann zur Berechnung der Verdünnungsrate verwendet werden. Nehmen Sie den Ausfluss auf und nutzen Sie ihn zur Bestimmung der Zelldichte. Ein stationäres Wachstum ist erreicht, wenn die Zelldichte über die Zeit konstant bleibt.Wenn ein stationärer Zustand erreicht wurde, entnehmen Sie kleine Proben, indem Sie sie über einen Zeitraum von mehreren Minuten aus der Ablaufleitung passiv in ein Sammelröhrchen laufen lassen. Für Genexpressions- und Metabolitenanalysen sind größere Proben erforderlich. Diese können schnell gewonnen werden, indem die Schraube gelöst, das Metallende der Ablaufleitung gehalten und das Röhrchen langsam abgesenkt wird.Wenn ein großes Volumen entnommen wird, muss die Durchflussrate verringert werden, um die gleiche Verdünnungsrate beizubehalten. Stellen Sie zunächst stabile Kulturen von zwei Hefestämmen mit identischen Verdünnungsraten und Volumina ein. Entnehmen Sie passiv ein Milliliter aus jedem Gefäß, um diese als Kontrollen für die anschließende Durchflusszytometrie-Analyse zu verwenden. Zentrifugieren Sie die Zellen eine Minute lang bei 6.000 U/min, resuspendieren Sie sie in einem Milliliter PBS und lagern Sie das Gefäß bei vier Grad Celsius.Als Nächstes setzen Sie das Ablaufrohr jeweils eines Gefäßes in einen autoklavierbaren Messzylinder. Lösen Sie die Schraube, die das Ablaufrohr hält, und drücken Sie es vorsichtig nach unten, um 150 Milliliter Zellen aus dem Chemostaten auszustoßen, wobei das metallische Ende des Ablaufrohrs anschließend wieder in seine ursprüngliche Position zurückgebracht wird. Nach Beendigung und nach Sterilisation des Bereichs öffnen Sie die Zugangsöffnung am oberen Ende des Chemostat-Gefäßes.Platzieren Sie einen sterilen Trichter in der Öffnung und geben Sie 150 Milliliter aus der anderen Kultur hinzu. Schließen Sie dann den Anschluss und wiederholen Sie den Vorgang mit dem zweiten Gefäß. Jedes Gefäß enthält nun eine 50:50-Mischung der beiden Stämme; möglicherweise alle zwei bis sechs Stunden Proben entnehmen, über einen Zeitraum von zwei bis drei Tagen. Speichern Sie die Proben in PBS und analysieren Sie die Stammanteile in jeder Probe mittels Durchflusszytometrie. Nachdem eine stationäre Hemostatkultur unter Verwendung eines Stammes mit bekanntem Genotyp und definierter Nährstofflimitierung etabliert wurde, führen Sie die ungestörte Kultur über mehrere hundert Generationen fort und ergänzen das Medienreservoir bei Bedarf mit frischem Medium. Führen Sie eine Fossilienaufzeichnung der adaptierenden Population durch passives Probeneinsammeln des Ausflusses alle zwei bis drei Tage.Lagern Sie die Probe in 15 % Glycerol bei minus 80 Grad Celsius. Nach Abschluss der Selektion werden Zellen auf festen Agarplatten ausgestrichen. Sobald die Zellen zu Kolonien angewachsen sind, werden mittels Zahnstochern eine repräsentative Auswahl an Kolonien ausgewählt und die Klone in einzelne Vertiefungen einer 96-Loch-Platte mit jeweils 100 µL Medium eingestrichen. Die klonalen Proben über Nacht wachsen lassen.Anschießend 100 Mikroliter 30 % Glycerin zu jedem Brunnen hinzufügen und bei −80 °C lagern, bis sie für die genomische Analyse verwendet werden. Ein wesentlicher Vorteil von Chemos-Stats ist die Möglichkeit, die Wachstumsrate der Zellen zu steuern. Der Prozentsatz der Hefezellen, die hier gezeigt als Knospung auf der Y-Achse dargestellt ist, stellt eine gute Darstellung ihrer Wachstumsrate dar.Wie hier zu sehen ist, steigt dieser Prozentsatz nahezu linear mit zunehmender Verdünnungsrate an. Schnellere Verdünnungsraten führen zu höheren Wachstumsraten, was systematische Zunahmen der Genexpression bewirken kann, dargestellt hier durch einen Anstieg der mRNA-Menge von UTR zwei.Allerdings können systematische Abnahmen der Genexpression auch mit steigender Wachstumsrate auftreten, wie im Fall von ASM eins. Die relative Fitness verschiedener Genotypen kann durch Konkurrenzassays in Chemostaten bestimmt werden, bei denen fluoreszenzmarkierte Zellen verwendet und eine Durchflusszytometrie-Analyse durchgeführt wird. Hier dargestellt ist ein repräsentatives Ergebnis, bei dem ein Mutant gegen einen fluoreszenzmarkierten Wildtyp-Stamm im Wettbewerb stand. In diesem Beispiel besitzt der Mutantenstamm einen 40 %igen Wachstumsvorteil pro Generation.Die Analyse der Ganzgenomsequenz kann verwendet werden, um erworbene Mutationen in Zellen mit erhöhter Fitness zu identifizieren, die nach langfristiger Selektion unter Chemos-Stat-Bedingungen entstehen. Beispielsweise identifizierte die Analyse unabhängiger Experimente zur adaptiven Evolution unter stickstofflimitierenden Bedingungen unterschiedliche Allele mit variabler Kopienzahl an dem gap1-Locus, der die allgemeine Aminosäure-Permease kodiert. Mithilfe dieses Verfahrens können weitere Methoden wie Massenspektrometrie, Durchflusszytometrie und Sequenzierung der nächsten Generation eingesetzt werden, um ähnliche Fragen zur systemweiten Regulation des Zellwachstums und der adaptiven Evolution zu beantworten.Nachdem die Entwicklung dieser Technik den Forschern in Bereichen von der Mikrobiologie bis zur Zellbiologie den Weg geebnet hat, zu untersuchen, wie die Zellphysiologie und molekulare Prozesse durch Variationen der Wachstumsrate beeinflusst werden. Nach dem Ansehen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Chemostat-Kulturen aufbaut und pflegt, sowie über die verschiedenen Methoden, in denen Proben für unterschiedliche Anwendungen benötigt werden.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Wir entwickelten und validierten ein small-footprint Reihe von Miniatur Chemostate aus leicht verfügbaren Teile für niedrigen Kosten gebaut. Physiologische und experimenteller Evolution Ergebnisse waren ähnlich größeres Volumen Chemostate. Die ministat Array bietet eine kompakte, kostengünstige und leicht zugängliche Plattform für traditionelle Chemostatexperimenten, funktionaler Genomik und chemische Screening-Anwendungen.

Design und die Verwendung Multiplexed Chemostat Arrays

Wir beschreiben ein kostengünstiges, konfigurierbares Morbidostat, das die Charakterisierung von Antibiotikaresistenzen durch dynamische Anpassung der Wirkstoffkonzentration ermöglicht. Das Gerät kann mit einer gemultiplexten mikrofluidischen Plattform integriert werden. Der Ansatz kann für Laborstudien zur Antibiotikaresistenz skaliert werden.

Design und die Verwendung eines Low Cost, Automatisierte Morbidostat für Adaptive Evolution der Bakterien unter Antibiotikums Selection

mit Chemostatkultur Hier präsentieren wir ein Protokoll adaptive gerichtete Evolution von Mikroorganismen unter Bedingungen zu erhalten. Auch genomische Analyse des entwickelten Stamm wird diskutiert.

Verfahren für Adaptive Labor Entwicklung von Mikroorganismen Mit einem Chemostat

Wir haben eine kontinuierliche Kultivierungsvorrichtung zur Verwendung mit optogenetische Systeme Kulturen von Mikroben zu beleuchten und regelmäßig Bildzellen in dem Abwasser mit einem umgekehrten Mikroskop. Die Kultivierung, Probenahme, Bildgebung und Bildanalyse sind voll automatisiert, so dass dynamische Reaktionen auf Beleuchtung kann über mehrere Tage gemessen werden.

Design und Implementierung eines automatisierten Illuminating, Anzucht und Probenahmesystem für Mikrobielle optogenetische Anwendungen

Hier beschreiben wir ein Protokoll für die Extraktion von Metaboliten von Staphylococcus aureus und deren anschließenden Analyse mittels Flüssigchromatographie und Massenspektrometrie.

Ein Tandem-Flüssigchromatographie-Massenspektrometrie-basierter Ansatz zur Analyse von Metabolit<em&gt; Staphylococcus aureus</em

Ein detailliertes Protokoll für den gleichzeitigen Betrieb von 48 parallel Zellkulturen unter unterschiedlichen Bedingungen in einem Microbioreactor-System wird vorgestellt. Zellprozess Kultur, Ernte und anschließende Antikörper-Titer Analyse werden beschrieben.

Einsatz von Hochdurchsatz-automatisierte Microbioreactor-System für die Produktion des Modells IgG1 in CHO-Zellen

Das eVOLVER-Framework ermöglicht eine durchgängige mikrobielle Kultur mit hoher Auflösung und dynamischer Kontrolle über experimentelle Parameter. Dieses Protokoll zeigt, wie man das System für ein komplexes Fitness-Experiment einsetzt, das die Anwender bei der Programmierung automatisierter Kontrolle über viele einzelne Kulturen, das Messen, Sammeln und Interagieren mit experimentellen Daten in Echtzeit führt.

Die Entwicklung automatisierter, durchsatzer, kontinuierlicher Zellwachstumsexperimente mit eVOLVER

Ein Protokoll zur Erzeugung dynamischer chemischer Landschaften durch Photolyse in mikrofluidischen und millifluidischen Setups wird vorgestellt. Diese Methode eignet sich zur Untersuchung verschiedener biologischer Prozesse, einschließlich des Motilverhaltens, der Nährstoffaufnahme oder der Anpassung an Chemikalien von Mikroorganismen, sowohl auf Einzelzell- als auch auf Populationsebene.

Generieren kontrollierter, dynamischer chemischer Landschaften zur Untersuchung des mikrobiellen Verhaltens

Hier wird das Protokoll für einen In-situ-Chemotaxis-Assay vorgestellt, ein kürzlich entwickeltes mikrofluidisches Gerät, das Studien des mikrobiellen Verhaltens direkt in der Umwelt ermöglicht.

In Situ Chemotaxis Assay zur Untersuchung des mikrobiellen Verhaltens in aquatischen Ökosystemen

Die optogenetische Kontrolle des mikrobiellen Stoffwechsels bietet eine flexible dynamische Kontrolle über Fermentationsprozesse. Das Protokoll zeigt hier, wie man blaulichtregulierte Fermentationen für die chemische und Proteinproduktion auf verschiedenen volumetrischen Skalen aufbaut.

Lichtgesteuerte Fermentationen für die mikrobielle Chemikalien- und Proteinproduktion

Wir stellen ein Protokoll für das millifluidische kontinuierliche Kulturgerät (MCCD) vor, das die Kultivierung von Bakterienpopulationen unter konstanten nährstoffarmen Bedingungen (bis zu hunderten nanomolaren Konzentrationen) oder zeitlichen Nährstoffschwankungen auf einem winzigen Zeitrahmen ermöglicht.

Ein Continuous Culture Millifluidic Device zur Untersuchung von Escherichia coli unter niedrigen und schwankenden Nährstoffbedingungen

Erfahren Sie den Einsatz von Chemostaten in der mikrobiellen Systembiologie. Diese Methode ermöglicht präzise Kontrolle von Zellwachstum und stabile Bedingungen für Studien zur Zellphysiologie.

Der Einsatz von Chemostate in Microbial Systems Biology

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