Name: Selektive Tracing von Auditory Fibers im Avian Embryonale vestibulocochlearis (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-18T12:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 27 s
Description: Lernen Sie die selektive Markierung von auditorischen Fasern im Hühnerembryo durch Mikroinjektion in das akustische Ganglion. Diese Methode ermöglicht präzise Tracing-Studien zur Entwicklung des auditorischen Nervensystems.

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Die Autoren danken Dr. Candace Hsieh für Anregungen und Unterstützung danken, mit bildgebenden Verfahren und Dr. Doris Wu für Kompetenz auf chick Innenohr Anatomie während der frühen Embryogenese. Diese Arbeit wurde von der NSF IOS-0642346, NIH T32-DC010775, NIH T32-GM008620, NIH R01-DC010796 und DOE GAANN P200A120165 unterstützt.

Ein. Bereiten Sie die folgenden Dissection Tools und Reagenzien <ul><li> Künstlicher zerebrospinaler Flüssigkeit (ACSF; 130 mM NaCl, 3 mM KCl, 1,2 mM KH 2 PO 4, 20 mM NaHCO 3, 3 mM HEPES, 10 mM Glucose, 2 mM CaCl 2, 1,3 mM MgSO 4) kontinuierlich mit 95% O infundiert 2/5% CO 2 bei Raumtemperatur. Infusionslösung, zu 2/3 eine 500 ml Nalgene Weithals-Glas mit einem Loch im Deckel gebohrt füllen. Tank wird über einen Schlauch zu einem Glasfuß Gasspüler, der die aCSF dringt durch das Loch im Glas Deckel befestigt werden. Passen Druck, um einen konstanten Strom von Blasen, die etwa 1/3 der Flüssigkeit zu erreichen, sind aber nicht stark genug, um zu bewirken spritzt über die Felge zu erhalten. Submerge 5 ml Glasampullen (bis 6) in das Glas zu Nalgene einzelnen Proben voneinander und aus dem Gasstrom Turbulenzen zu trennen. ACSF sollte mindestens 20 Minuten vor jedem Gewebe Inkubationszeit Sauerstoff versorgt werden. </li><li> Kleine Silikon-Dissektion Teller (35 mm x 10mm Petri beschichtet mit Sylgard Elastomere Kit) mit zwei Dissektion Stifte in kleine sechseckige Polystyrol gelegt (47 mm unten) Wiegeschiffchen. </li><li> Zwei feinen Spitze-Zange, eine gekrümmte Spitze-Zange, einer 50 ml-Becher, und einen Behälter für das Tissue Abfall. </li><li> Gezogen Glasmikropipette (1,2 OD / 0,9 ID) zerbrochen zu etwa 20-50 um die Öffnung an der Spitze und mit Rhodamin Dextran Amin (RDA, MW = 3.000, Invitrogen) in einer 6,25% igen Lösung mit 0,4% Triton X-100 in PBS . Bringen Sie durch feine Schlauch an picospritzer und Mikromanipulator stabilisieren. </li></ul> 2. Micro-Dissektion Basilar Papilla am E8 4,5 Reveal <ol><li> Mit gebogenen Pinzette, schneiden E8 Embryo direkt unter dem Hirnstamm, indem Kopf direkt auf silikonbeschichteten Dissektion Gericht in Wiegeschiffchen. </li><li> Mit Dissektion Stifte, positionieren Sie den Kopf mit einem ventral so das Ohr auf der Seite von Interesse ist leicht sichtbar, geneigt der Kopf leicht nach dorsal und zeigt 10-30 Grad weg von center (Abbildung 2A). Unmittelbar sichern den Kopf mit Stiften. Wenn bilateralen Ablaufverfolgung gewünscht wird, in der Mitte der Kopf bei 0 Grad, oder eine vollständige ventral, so dass beide Seiten zugegriffen werden kann. Ähnliches gilt bei einer linksseitigen Injektion, sichern den Kopf bei -10 bis -30 Grad von der Mitte, so dass die linke Seite zugänglich ist. </li><li> Mit dem 50-ml-Becher, übertragen 30 ml des oxygenierten aCSF in die Schüssel, voll Eintauchen des Gewebes. </li><li> Fassen und schälen sich den Unterkiefer mit feiner Spitze Pinzette, dann entfernen Sie das untere Augenlid auf der Seite von Interesse. </li><li> Entfernen Sie den darüberliegenden Gefäßgewebe, einschließlich aller übrigen Gaumen und Kehle. Diese weichen Geweben sollte abzuschälen enthüllt die glatte Oberfläche zu entwickeln Chondrocranium mit den unverwechselbaren Vertebralarterien an seiner Oberfläche. Zu diesem Zeitpunkt sollte die charakteristischen weißen otoconial Masse sichtbar sein. </li><li> Vorsichtig zu sezieren die Haut um den äußeren Gehörgang, Knorpel des Kiefergelenks und des Mittelohrs, während die inner Ohr intakt. Verwenden Sie die Pinzette vorsichtig weggeschnitten diese knorpeligen Strukturen. </li><li> Entfernen Vertebralarterien und Bündelung Blut mit einem sanften Kehrbewegung mit den feinen Pinzette Tipps. Blut kann darüber hinwegtäuschen, Ansicht und Koagulation kann die Injektionspipette Öffnung stecken. </li><li> Das Cochlea Kanal mit benachbarten Sinnesepithel (basilaris Papilla) und akustische Ganglion liegt direkt unterhalb der Chondrocranium 6 und kann als länglicher fingerartigen Vorsprung aus dem Innenohr ventral, mit der am weitesten distalen Spitze (Apex) in der Nähe des vorderen visualisiert Mittellinie 5. Es kann eine kleine Ansammlung von Blut (rote) werden aus der Dissektion und / oder otolithic Verkalkungen (weiß) im Scheitelpunkt des Cochlea Kanal (2B), die in Visualisierung unterstützen kann. An der Spitze ist die lagenar Makula, dachte eine sensorische Patch der vestibulären Funktion 7,8 sein. </li></ol> 3. Selektive Markierung von CN VIII Auditory Fibers <ol><li&gt; Legen Sie die Injektionspipette in der Nähe des Embryos Fläche an der Ductus cochlearis und basiläre Papille Region. </li><li> Langsam senken die Mikropipette zum ersten Punktion der Schädel. Diese Oberkopf ist dünner als die Umgebung und erfordert weniger Kraftaufwand zu durchdringen. Die Mikropipette sollte nun im Inneren des Ductus cochlearis sein. Optional: eine kleine Injektion von Tracing Farbstoff kann hier gemacht werden, um in die Visualisierung der basilaris Papilla unterstützen. </li><li> Ohne Neupositionierung der Mikropipette weiter senken, bis es nur Verstöße gegen die tief Rand des Ductus cochlearis (Abbildung 1). Durchführen einer Injektion und wiederholen hier in mehreren Bereichen entlang der Länge des basilaren Papille (2C, 2D) mit Ausnahme des am meisten proximalen Spitze, wo der vestibulären Lagena befindet. Mit dem picospritzer zwischen 10-30 psi eingestellt ist, werden mehrere Injektionen gemacht. Das Volumen des injizierten Farbstoff Fluids variiert und hängt von dem Ausmaß der gewünschten Etikettierung. Jede Injektion sollte in einem Fluoreszenzfarbstoff-la führenBeled Ort von etwa 200 bis 400 Mikrometer Durchmesser (2D). </li><li> Sobald die Injektion abgeschlossen ist, verwenden Pinzette, um die Probe oberhalb des Hirnstamms durchschneiden und verwenden Sie eine Pipette, um den kaudalen Teil in einen kleinen Topf legen im Behälter aCSF kontinuierlich mit 95% O 2/5% CO 2 durchströmt. </li><li> Für jedes Embryo erlauben 20-30 min zur Farbstoffübertragung, abhängig vom Abstand der zentralen Tracing gewünscht. </li><li> Entfernen Gewebe und die Vorbereitungen für histologische Schnitte. In dem hier gezeigten Beispiel wird Gewebe in 4% Paraformaldehyd (in 1X PBS) über Nacht, 30% Saccharose (in 1X PBS) über Nacht eingetaucht. </li></ol> 4. Gegenfärbung und Analyse <ol><li> Gegenfärbung ist nützlich, um zu helfen orient der Beobachter an anatomische Lage sowie zu identifizieren bestimmte Regionen von Interesse. Eine wirksame Gegenfärbung in dieser Zubereitung ist Neurofilament Immunmarkierung (Figuren 1, 3B, 3E), die stark l MitAbels Axonen und ermöglicht Abgrenzung der axonalen Bahnen im ZNS. </li><li> Analyse sollte während der markierten Region durchgeführt werden, wie die Vorsprünge können mehrere hundert Mikrometer oder mehr entlang der Achse rostrokaudalen erstrecken. Einige Beispiele für grundlegende Untersuchungen sind: Targeting Fehlerraten, Timing und / oder Veränderungen der Divergenz der Projektionsmuster. RDA-markierte Axone visualisiert im peripheren und zentralen Nervensystems mit hoher Auflösung (3A, 3D). </li></ol>

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<li>Pflieger, J. F., Cabana, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+vestibular+primary+afferents+and+the+vestibulospinal+projections+in+the+developing+and+adult+opossum%2C+Monodelphis+domestica%5BTitle%5D)+AND+%22Anatomy+and+Embryology%22%5BJournal%5D)">The vestibular primary afferents and the vestibulospinal projections in the developing and adult opossum, Monodelphis domestica.</a> Anatomy and Embryology. 194, 75-88 (1996).</li>
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<li>Milo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genomic+analysis+of+the+function+of+the+transcription+factor+gata3+during+development+of+the+mammalian+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Genomic analysis of the function of the transcription factor gata3 during development of the mammalian inner ear.</a> PloS One. 4, e7144(2009).</li>
<li>Fritzsch, B., Eberl, D. F., Beisel, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+bHLH+genes+in+ear+development+and+evolution%3A+revisiting+a+10-year-old+hypothesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+Molecular+Life+Sciences+%3A+CMLS%22%5BJournal%5D)">The role of bHLH genes in ear development and evolution: revisiting a 10-year-old hypothesis.</a> Cellular and Molecular Life Sciences : CMLS. 67, 3089-3099 (2010).</li>
<li>Jahan, I., Kersigo, J., Pan, N., Fritzsch, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurod1+regulates+survival+and+formation+of+connections+in+mouse+ear+and+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+and+Tissue+Research%22%5BJournal%5D)">Neurod1 regulates survival and formation of connections in mouse ear and brain.</a> Cell and Tissue Research. 341, 95-110 (2010).</li>
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</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt werden.

Studien der frühen Entwicklung des VIII. Nerven wurden zum Teil wegen der Schwierigkeiten bei der Ermittlung embryonalen Axone aus mehreren verschiedenen Ganglien begrenzt. Mehrere Studien haben die molekularen Signale Führung auditorischen und vestibulären sensorischen Zellen und Ganglienzellen Schicksale während der frühen Entwicklung, 5,11,12 erforscht, aber die Prozesse, die die zentrale Innervation müssen noch bestimmt werden. Berichte von akustischen Ganglienzellen Projektionen beschreiben typischerweis...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenz / Material </td><td> Firma </td><td> Catalog Number </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Polystyrol Wiegen Dish </td><td> Fisher Scientific </td><td> 02-202-101 </td><td></td></tr><tr><td> Petrischale, 35 X 10 mm </td><td> Fisher Scientific </td><td> 50820644 </td><td> Verwenden, um Silikon-Dissektion Gericht zu machen </td></tr><tr><td> Sylgard Silikon-Elastomer Kit </td><td> World Precision Instruments </td><td> SYLG184 </td><td> Coat Petri zu machen Dissektion Gericht </td></tr><tr><td> Dissection Pins </td><td> Verschiedene </td><td></td><td> Hält Embryo im Ort während der Präparation </td></tr><tr><td> NaCL </td><td> Verschiedene </td><td></td><td> Teil aCSF Rezept </td></tr><tr><td> KCl </td><td> Verschiedene </td><td></td><td> Teil aCSF Rezept </td&gt; </tr><tr><td> KH 2 PO 4 </td><td> Verschiedene </td><td></td><td> Teil aCSF Rezept </td></tr><tr><td> NaHCO 3 </td><td> Verschiedene </td><td></td><td> Teil aCSF Rezept </td></tr><tr><td> Glucose </td><td> Verschiedene </td><td></td><td> Teil aCSF Rezept </td></tr><tr><td> CaCl 2 </td><td> Verschiedene </td><td></td><td> Teil aCSF Rezept </td></tr><tr><td> MgSO 4 </td><td> Verschiedene </td><td></td><td> Teil aCSF Rezept </td></tr><tr><td> Behälter für aCSF. Vorschlagen transluzenten Weithals-Nalgene Flasche, 500 ml (16 oz) mit Deckel. </td><td> CPLabSafety </td><td> QP-PLC-03717 </td><td> Bohrloch Öffnung an der Oberseite des Deckels für Glas bubling Stammzellen zu durchdringen Flüssigkeit </td></tr><tr><td> Leere 5 ml Glasfläschchen oder vergleichbaren transparenten Flasche </td><td> American Pharmaceutical Partners, Inc </td><td> 6332300105 </td><td&gt; während aCSF Inkubation verwenden, um Proben getrennt von einander und von der sprudelnden Strom </td></tr><tr><td> Tank von Carbogen (95% O 2/5% CO 2) durch einen Schlauch zur Waschflasche verbunden </td><td> Verschiedene </td><td></td><td> Bringen Sie durch einen Schlauch zu Glasfuß Bubbler zur Infusion in aCSF </td></tr><tr><td> Glasfuß Bubbler </td><td> Verschiedene </td><td></td><td> Um Carbogen in aCSF einzuflößen </td></tr><tr><td> Curved-Spitze Pinzette </td><td> World Precision Instruments </td><td> 501008 </td><td> Um Embryo Kopf vom Ei entfernen </td></tr><tr><td> Zwei feine Spitze Pinzette </td><td> World Precision Instruments </td><td> 501985 </td><td> Für Mikro-Dissektion </td></tr><tr><td> 50 ml Becherglas </td><td> verschiedene </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Rhodamin Dextran Amine (RDA) </td><td> Invitrogen </td><td> verschiedene </td><td> Fluorescent Axon Tracer </td></tr><tr><td> Triton X-100 </td><td> ICN Biomedicals </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Phosphate Buffered Saline, (1X PBS) </td><td> Verschiedene </td><td></td><td> Standard-Lab-Reagenz </td></tr><tr><td> Thin Wall Glaskapillaren 1,2 OD, 0,9 ID 4 &quot;(100 mm) Länge </td><td> World Precision Instruments </td><td> TW120F-4 </td><td> Legen Sie mit RDA. Jede Kapillare macht zwei Glasmikropipetten </td></tr><tr><td> Needle / Pipette puller </td><td> David Kopf Instruments </td><td> Modell 720 </td><td> Einstellungen verwendet: Heat 16,4, Solenoid 2,2 </td></tr><tr><td> Picospritzer </td><td> Parker Instrumentation </td><td> verschiedene </td><td> Bringen Sie durch feine Schlauch an Glasmikropipette </td></tr><tr><td> Micromanipulator </td><td> Narishige </td><td> verschiedene </td><td></td></tr><tr><td> Dissection Mikroskop mit Fluoreszenz </td><td> Verschiedene </td><td></td><td></td&gt; </tr><tr><td> 4% Paraformaldehyd </td><td> Verschiedene </td><td></td><td> Standard-Lab-Reagenz </td></tr><tr><td> anti-Neurofilament-Antikörper, optional </td><td> Millipore </td><td> AB1991 </td><td> Folgen histologischen Protokoll vom Hersteller empfohlen </td></tr><tr><td> Kryostat und zugehörige Materialien für das Schneiden </td><td> Leica </td><td> verschiedene </td><td></td></tr><tr><td> Epifluoreszenz-Mikroskop zum Abbilden </td><td> Zeiss, verschiedene </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

selektive tracing von auditory fibers im avian embryonale vestibulocochlearis

Selective Tracing of Auditory Fibers in the Avian Embryonic Vestibulocochlear Nerve

Die embryonale Küken ist ein weit verbreitetes Modell für die Untersuchung der peripheren und zentralen Ganglienzellen Projektionen. Im auditorischen System würde selektive Markierung von auditiven Axone innerhalb des VIII. Hirnnerven verbessern das Studium der zentralen auditorischen Schaltungsentwicklung. Dieser Ansatz ist schwierig, weil mehrere Sinnesorgane des Innenohrs der VIII. Nerven 1 beitragen. Darüber hinaus haben Markern, die zuverlässig unterscheiden auditive gegenüber vestibulären Gruppen von Axonen innerhalb der Vogelgrippe VIII. Nerven noch nicht identifiziert werden. Auditive und vestibulären Wege nicht funktional in frühen Embryonen unterschieden werden, als sensorische hervorgerufenen Reaktionen nicht vorhanden sind, bevor die Schaltungen ausgebildet sind. Zentral vorstehenden VIII. Nervenaxone haben in einigen Studien verfolgt worden, aber auditiven Axon Markierung wurde durch Markierung von anderen VIII. Nerven Bauteile 2,3 begleitet. Hier beschreiben wir eine Methode zur anterograde Tracing von der akustischen ganglion selektiv label auditiven Axone innerhalb des sich entwickelnden VIII. Nerven. Erste, nach teilweiser Durchtrennung des vorderen Schädelbereich des 8-tägiger Hühnerembryos in sauerstoffhaltigen künstliche Zerebrospinalflüssigkeit eingetaucht wird der Kanal durch Cochlea anatomischen Landmarken identifiziert. Als Nächstes wird ein feiner gezogen Glasmikropipette positioniert, um eine kleine Menge an Rhodamin Dextran Amin in den Kanal und benachbart tiefen Bereich, wo die akustischen Ganglienzellen befinden injizieren. Innerhalb 30 Minuten nach der Injektion werden auditive Axone zentral in den Hinterhirn zurückverfolgt und können später visualisiert werden nach histologischen Vorbereitung. Diese Methode liefert ein nützliches Werkzeug für Entwicklungsstudien der peripheren zum zentralen auditorischen Schaltung Bildung.

Die Komponenten der VIII. Nerv und der Anatomie des Nerven selbst sind komplex und gewundenen (Figuren 1, 3). Durch selektives Tracing Fasern aus akustischen Ganglienzellen können Segmente des VIII. Nerven sowie primären auditorischen Afferenzen im Hirnstamm sauber zurückverfolgt werden und sich von ihren vestibulären Gegenstücke (Abbildungen 2, 3). Ebenso könnte diese Technik verwendet, um periphere Vorsprünge der akustischen Ganglienzellen (3G) studieren oder modifizi...

Hier beschreiben wir eine Technik, die von Mikrodissektion Fluoreszenzfarbstoff Injektion in den akustischen Ganglion frühen Hühnerembryonen zur selektiven Rückverfolgung von auditorischen Axon Fasern im Nerv und Rautenhirn gefolgt.

Selektive Tracing von Auditory Fibers im Avian Embryonale vestibulocochlearis

The embryonic chick is a widely used model for the study of peripheral and central ganglion cell projections. In the auditory system, selective labeling ...

Das Ziel dieses Verfahrens besteht darin, auditorische Fasern selektiv vom peripheren Nervensystem zum zentralen Nervensystem in einem Embryo zu verfolgen. Dies wird erreicht, indem zunächst eine Mikrodosisschnittung durchgeführt wird, um das ventrale Chondrokranium freizulegen und das cochleäre Ductus des Vogels zu identifizieren. Der zweite Schritt besteht darin, eine Mikroinjektion in die darunterliegenden akustischen Ganglienzellen und deren Axone durchzuführen.Anschließend wird die Probe 20 Minuten lang in inkubiertem und oxygeniertem künstlichem Zerebrospinalflüssigkeit (CSF) belassen, um den DIA-Transfer zu ermöglichen. Schließlich ermöglicht eine histologische Aufbereitung und Schnittführung des Gewebes die mikroskopische Visualisierung der zentralen Projektionen des akustischen Ganglions. Die Hauptvorteile dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden bestehen darin, dass sie eine selektive Verfolgung des achten Nervs ermöglicht.Hörbündel mit hoher Auflösung ermöglichen einen schnellen Farbstofftransfer in lebendem Gewebe und erlauben Experimente in einem frühen Entwicklungsstadium. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Hör­for­schung zu beantworten. Zu

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Whole-Cell-Patch-Clamp Messungen von auditiven Nervenfaser Dendriten an der inneren Haarzelle ribbon Synapsen im Säuger-Cochlea.

Postsynaptische Recordings am afferenten Dendriten Kontaktaufnahme mit Cochlear inneren Haarzellen: Monitoring multivesikulären Veröffentlichung in einem Ribbon Synapse

Dieses Video zeigt den Prozess der Vorbereitung von keilförmigen Hirnschnitten in einer Laborumgebung. Mit einem Vibratom wird eine keilförmige Scheibe aus dem Gehirn einer Maus mit unterschiedlicher Dicke hergestellt. Diese Scheibe enthält die Hörnervenwurzel, die am dickeren Ende positioniert ist, während sich die hörbezogenen Neuronen am dünneren Ende befinden.

Vorbereiten von Keilhirnschnitten zur Visualisierung auditiver Neuronen

Wie neuronale Netze sind in der embryonalen Gehirn etabliert ist eine grundlegende Frage in Entwicklungsneurobiologie. Hier haben wir eine Elektroporation kombiniert Technik mit neuartigen genetischen Werkzeugen, wie Cre / Lox-Plasmiden und DNA-vermittelte PiggyBac Umsetzung System in der aviären hindbrain nach dorsal Interneuronen kennzeichnen und verfolgen ihre axonalen Projektionen und synaptische Ziele auf verschiedenen Entwicklungsstadien.

Elektroporation des Hinterhirn zu Axonal Trajectories und Synaptic Treffer in der Embryo-Küken Trace

Wir stellen eine Methode vor, die die Isolierung und Kultur von Cochlea-Explantaten aus embryonalen Maus-Innenohren beschreibt.  Wir demonstrieren auch eine Methode für den Gentransfer in Cochlea-Explantate mittels Rechteck-Elektroporation. Die In-vitro-Explantatkultur in Verbindung mit der Gentransfertechnik ermöglicht es den Forschern, die Auswirkungen einer Veränderung der Genexpression während der Entwicklung zu untersuchen.

Kultur von embryonalen Maus Cochlear Explantate und Gentransfer durch Elektroporation

Das Hörorgan vermittelt das Hören. Hier stellen wir eine modifizierte In-Ovo-Mikroelektroporationsmethode vor, die für die Untersuchung der Proliferation und Differenzierung von Vorläuferzellen im sich entwickelnden Hühner-Hörorgan optimiert ist.

Gentransfer in das Huhn Hörorgan von<em&gt; In Ovo</em&gt; Micro-Elektroporation

Auditorische Hirnstamm Neuronen von Vogel und Säugetiere sind spezialisiert auf schnelle neuronale Kodierung, ein grundlegendes Verfahren für normale Hörfunktionen. Diese Neuronen entstehen aus verschiedenen Vorläufern des embryonalen Hinterhirns. Wir präsentieren Techniken, die die Elektroporation verwenden, um Gene im Hirnhirn von Hühnerembryonen zu exprimieren, um die Genfunktion während der auditorischen Entwicklung zu untersuchen.

In Ovo Electroporation im Hühnchen auditorischen Hirnstamm

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Gewinnung nicht-koronaler auditorischer Hirnstammschnitte des Hühnerembryos zur Untersuchung von tonotopischen Eigenschaften und Entwicklungsverläufen innerhalb einer Hirnstammscheibe. Diese Schnitte umfassen sagittale, horizontale und horizontale / transversale Abschnitte, die größere tonotopische Regionen innerhalb einer einzelnen Schichtebene umfassen als die traditionellen koronalen Abschnitte.

Schneiden des embryonalen Hühnerhirnstamms zur Bewertung tonotopischer Gradienten und Mikroschaltkreise

Wir haben Standardtechniken der auditiven Hirnstammreaktion (ABR) verwendet und sie auf Junghühner angewendet, ein frühreifes Vogelmodell für die auditive Funktion. Das Protokoll beschreibt die Tierpräparation und ABR-Erwerbstechniken im Detail, mit Schritten, die auf andere Vogel- oder Nagetiermodelle übertragen werden können.

Bewertung der auditiven Hirnstammreaktion bei Hühnerschlüpflingen

Das Küken ist ein kostengünstiger, zugänglicher und weit verbreiteter Modellorganismus für eine Vielzahl von Studien. Hier wird eine Reihe von Protokollen detailliert beschrieben, um die molekularen Mechanismen zu verstehen, die der Entwicklung und Regeneration des Vogelinnenohrs zugrunde liegen.

In Ovo und Ex Ovo Methoden zur Untersuchung der Entwicklung des Vogelinnenohrs

Mit Hilfe der In-Ovo-Elektroporation entwickelten wir eine Methode, um das auditorische Innenohr und den Cochlea-Kern in Hühnerembryonen selektiv zu transfizieren, um einen zellgruppenspezifischen Knockdown des fragilen X-Mentalretardationsproteins während diskreter Perioden des Schaltkreisaufbaus zu erreichen.

Sezieren der zellautonomen Funktion des fragilen X-mentalen Retardierungsproteins in einem auditorischen Schaltkreis durch In-Ovo-Elektroporation

Hier werden Methoden vorgestellt, die detaillierte Anweisungen zum Sezieren, Dissoziieren, Kultivieren und Patch-Clamp-Aufzeichnen von vestibulären Ganglion- und Spiralganglienneuronen des Innenohrs liefern.

Isolierung und Kultivierung von vestibulären und spiralförmigen Ganglien-Somata von neonatalen Nagetieren für Patch-Clamp-Aufnahmen

Lernen Sie die selektive Markierung von auditorischen Fasern im Hühnerembryo durch Mikroinjektion in das akustische Ganglion. Diese Methode ermöglicht präzise Tracing-Studien zur Entwicklung des auditorischen Nervensystems.

Selektive Tracing von Auditory Fibers im Avian Embryonale vestibulocochlearis

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