Name: Osmotic Drug Delivery zu ischämischen Hinterbeine und Perfusion von Blutgefäßen mit Microfil für Mikro-Computertomographie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-06-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 50 s
Description: Erfahren Sie die Insertion einer osmotischen Pumpe zur lokalen Arzneimittelabgabe an ischämische Hinterbeine von Mäusen und die Perfusion der Gefäße mit Microfil für die Mikro-CT-Bildgebung.

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Die Autoren bedanken sich bei Keith Michel des MD Anderson Small Animal Imaging Facility für seine technische Unterstützung bei der Mikro-CT-Bildgebung, Edward TH Yeh, MD, für chirurgische Hilfe, und Rebecca Bartow, PhD danken, für die redaktionelle Unterstützung. Diese Arbeit wurde zum Teil von der American Heart Association unterstützt.

1. Priming der osmotischen Pumpe <ol><li> Verwenden Sie sterile Techniken (z. B. Handschuhe, Laminarströmungshaube) bei der Herstellung der Pumpen. Entfernen Sie die Pumpe und Durchfluss Moderator aus der Verpackung. Wiegen Sie die Pumpe leer und das Gewicht aufgezeichnet (mg). </li><li> Füllen Sie die Pumpe langsam, um zu vermeiden, Luftblasen, mit einem kleinen 1cc Spritze und stumpfe Spitze 27G Füllrohr. Wenn die Lösung der oben auf der Pumpe erreicht, stoppen Füllung. </li><li> Wischen Sie die überschüssige Lösung und wiegen die Pumpe gefüllt. Für die meisten wässrigen Lösungen ist das Gewicht in mg gleich dem Volumen in ul. Der Unterschied in der leeren gegen gefüllte Gewicht sollte mehr als 90% der angegebenen mittleren Füllvolumen sein. Wenn nicht, räumen die Pumpe mit der Spritze und nachfüllen. Wenn Sie technische Schwierigkeiten haben entnehmen Sie bitte dem Abschnitt zur Fehlerbehebung der Pumpe Anweisungen an http://www.alzet.com/products/guide_to_use/filling.html </li><li> Verwenden Sie eine Pinzette, um den weißen Flansch von der Strömung moderat brechenoder; darauf achten, nicht zu verbiegen oder quetschen Sie das Rohr. Bringen Sie eine P50 Katheter entweder Ende des Moderators, die etwa 3-4 mm. Verwenden Sie eine Spritze, um den Katheter und die angeschlossenen Moderator füllen und lassen Sie die Spritze an dem distalen Teil des Katheters. </li><li> Legen Sie den Fluss Moderator in die Pumpe, bis der Katheter ist bündig mit der Oberfläche Pumpe. Dann entfernen Sie die Spritze aus dem distalen Ende des Katheters. Stellen Sie die Pumpe in einem sterilen 0,9% iger Kochsalzlösung oder PBS Lösung in einem 37 ° C-Inkubator für ein Minimum von 6 Stunden (vorzugsweise O / N) prime die Pumpe vor der Implantation in die Maus. Die Fördermenge der Pumpe variiert mit der Modell-Nummer (dh Modell 1002 = 0,25 ul / h für 14 Tage). </li></ol> 2. Erstellen Einseitige hinteren Gliedmaßen Ischämie in der Maus <ol><li> Anesthetize die Mäuse mit Isofluran Satz zwischen 2-4% in 100% O 2 bei einer Flussrate von 0,4 L / min und entfernen die Haare (vorzugsweise am Tag vor der Operation) auf der hinteren Gliedmaßen und Rückenbereich mit einer Wollereparaturflüssigkeitry Sahne. </li><li> Sterilisieren alle chirurgischen Werkzeugen vor der Operation. Platzieren Sie die Maus in der Induktion Anästhesie Kammer. Verwenden Sie die gleichen Narkose Einstellungen im Abschnitt 2.1 beschrieben. </li><li> Warten Sie, bis sich die Maus nicht mehr reagiert auf äußere Reize und dann legen Sie sie in Bauchlage auf dem OP-Tisch mit einer Einbauküche Bugnase, die einen kontinuierlichen Fluss von Isofluran (1,5-2,0%) liefert. </li><li> Injizieren Sie die empfohlene Dosis des Anästhetikums (Bupivacaine; 0,25% (&lt;1 ml / kg)) an der Einstichstelle; behandeln die Haut mit einem Povidonjodlösung um 70% Ethanol. Einen Schnitt 4-6 mm auf der Rückseite (an der Seite der Wirbelsäule, in den Schulterblättern region). Trennen Sie die subkutane Membran mit feinen Pinzette, dann drehen Sie die Maus auf der Rückenlage behandeln die Haut mit einem Povidonjodlösung um 70% Ethanol und machen 0,8-1 cm Schnitt mit mikrochirurgischen Schere über dem Knie in Richtung der medialen Oberschenkel, nach dem Weg der Oberschenkelarterie. </li><li> Tunnel bis dieSeite des Rumpfes mit kleinen Mantel-Schlauch (6-Französisch) aus dem medialen Oberschenkel zum Einschnitt auf der Rückseite. </li><li> Platzieren Sie die Maus in der Bauchlage. Entfernen Sie die grundierte osmotische Pumpe / Katheter aus der PBS-Lösung und führen den Katheter durch die Hülle Schlauch, bis zum Oberschenkel. </li><li> Positionieren Sie die Pumpe in den Rücken und schließen Sie die hintere Schnitt mit 6-0 Prolene Nahtmaterial (behandeln die Haut mit einem Povidonjodlösung um 70% Ethanol). Platzieren Sie die Maus wieder in die Rückenlage, zu entfernen den Mantel Schlauch, so dass der Katheter durch den Schnitt am Oberschenkel ausgesetzt. Sichern Sie das Bein mit Heftpflaster. </li><li> Trennen Sie das subkutane Fettgewebe, um die Gefäße zu offenbaren. Zur besseren Visualisierung des Gefäßsystems, verwenden Sie ein Retraktor, um den Schnitt zu öffnen. </li><li> Pierce die membranöse femoralen Hülle vorsichtig mit feiner Spitze Pinzette, um die Leitbündel zugreifen. Präparieren und trennen Sie die Arteria femoralis aus der Vena femoralis und Nerven in der Nähe der Leiste, kümmert sich nicht um zu bewirken, exübermäßigen Blutungen. </li><li> Platz zwei 8-0 Prolene benachbarten Fäden zu unterbrechen die Arteria femoralis 2-3 mm proximal der Bifurkation femoralis (der Ursprung des profunda femoris und epigastrica Arterien). </li><li> Schneiden Sie den Katheter auf die entsprechende Länge und legen Sie die Spitze auf den anterolateralen Bereich des Oberschenkels, befestigen Sie sie mit einem 6-0 Prolene Naht an der oberflächlichen Faszie gezielte Abgabe des Stoffes zu gewährleisten. Schließen Sie das Bein Schnitt mit einem 6:0-Lauf Naht. Verwalten einer endgültigen subkutane Injektion von Schmerzmittel (Buprenorphin, 0,1 mg / kg), behandeln die Haut mit einem Povidonjodlösung um 70% Ethanol und kehren Sie die Maus auf den Käfig. Verwenden Sie eine Wärmelampe während der Wiederherstellung. </li><li> Nach einem 30-Minuten Erholungsphase, bereiten Sie die Maus für die Laser-Doppler-Bildgebung, um die Erstellung von hindlimb Ischämie bestätigen. </li><li> Überwachen Sie das Tier zweimal täglich für 5 Tage nach der Operation. Mobilität des Tieres wird beobachtet, um Schmerzen zu analysieren, Abfälle in den Käfig wird als indic dienenator des Essens. Auch während dem Monitor Zeitraum festzustellen, ob das Tier Schmerzen oder Beschwerden und geben eine subkutane Injektion von Buprenorphin (0.1mg/kg) zweimal täglich. </li></ol> 3. Imaging Probenvorbereitung <ol><li> Anesthetize die Maus, wie in Abschnitt 2.1 angegeben. Übertragen Sie die Maus auf dem OP-Tisch in der Rückenlage. Spritzen 1.000 IE Heparin subkutan zu verhindern Blutgerinnung im Gefäßsystem. Während sich die Maus an den nosecone angebracht ist, einen Einschnitt groß genug, um die Brusthöhle und den unteren Bauch freizulegen. Bewegen Sie die Bauchorgane an der linken Seite des Tieres, um die infrarenalen Bauchaorta (IAA) freizulegen. Sorgfältig trennen die Aorta von der unteren cava Vene. </li><li> Ligieren des proximalen IAA zu Blutungen während der Einführung des Katheters zu reduzieren. Dann machen Sie einen kleinen Schnitt auf der IAA. Legen Sie eine 27 ½ G stumpfen Nadel (an einem P10 Katheter) in die IAA und sichern Sie es mit einem 6-0 Faden. </li><li> Füllen Sie zwei20cc Spritzen mit Heparin Kochsalzlösung und 10% neutral gepuffertem Formalin (NBF). Füllen Sie eine Spritze mit einer 5cc Gegensatz radiopaken Silikonkautschukverbindung. Mischen Sie die drei Bestandteile des MV-Verbindung: MV-Verdünnungsmittel: MV-Härter arbeiten in Verhältnissen von 1:1.25:0.5. Da die Mischung (Microfil) hat nur eine Verarbeitungszeit von 20 min bevor der Agent polymerisiert, wird empfohlen, die MV-Härter bis kurz vor der Injektion fügen in das Gefäßsystem. </li><li> Machen Sie einen Schnitt in den rechten Vorhof und verwalten eine Überdosis Isofluran, Sterbehilfe zu induzieren und für die Entwässerung von überschüssiger Flüssigkeit zu ermöglichen. Befestigen Sie die Kochsalzlösung gefüllte Spritze an der Nadelspitze und beginnen, die Gefäße für 5 min spülen. Achten Sie darauf, alle Blut aus der Gefäße gespült; schalten Sie die Isofluran und trennen Sie das nosecone einmal die Spülung beginnt. Anschließend befestigen Sie die Formalin-Fertigspritze mit dem Katheter zuvor dargelegten (3.2) und Druck perfuse für weitere 5 min. Schließlich perfundiert das letzte Spritze, mit dem KontrastAgenten, langsam in die Maus für 5 min. </li><li> Optional: Fotografieren Sie das Microfil im Gefäßsystem mit einer Kamera, um sicherzustellen, dass nur die arterielle Struktur durchblutet wird. </li><li> Platzieren Sie die Maus in einem Behälter mit 10% NBF und lagern bei 4 ° CO / N für Kontrastmittel gefüllt Polymerisation. Nach 24 Stunden, entfernen Sie die Haut auf die untere Hälfte des Rumpfes (distal der unteren Bauchaorta Ligation) mit Dissektion Werkzeuge, aktualisieren Sie die 10% NBF, und platzieren Sie die Maus zurück in den Behälter für 4 Tage bei RT. </li><li> Sezieren die Gegenseite und ischämische Hinterbeine, und legen Sie die Proben in einer Ameisensäure-Lösung (Cal-Ex II) für 48 Stunden zu Entkalkung des Knochens zu erleichtern. Dann spülen Sie die Proben unter fließendem Wasser für 1 Stunde und Rückkehr zu 10% NBF und fahren Sie mit Faxitron (x-ray Systems verwendet werden, um sicherzustellen, dass die Knochen entkalkt wird) und Mikro-CT-Bildgebung. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, keinen Interessenkonflikt. Alle tierischen Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt und wurden von der Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) an der University of Texas Health Science Center in Houston genehmigt.

Hier präsentieren wir eine Methode zur osmotischen Medikament / Substanz Lieferung in einem Mausmodell der hinteren Gliedmaßen Ischämie. Darüber hinaus beschreiben wir ein Gießverfahren, bei dem wir Microfil verwendet wurden, um eine 3D-Rekonstruktion für die Analyse des vaskulären Netzwerk herzustellen. Der Grad oder die Schwere der Ischämie variiert je nachdem, wo die arterielle Ligation / Exzision ist. Wir haben eine doppelte Ligatur in der A. femoralis communis proximal der Ursprung des ...

Periphere arterielle Verschlusskrankheit (pAVK) ist eine Krankheit, die atherosklerotischen unzureichende Blutversorgung in den Beinen 4 verursacht. Es wirkt 8-12.000.000 Amerikaner und aktuellen medizinischen Behandlungen bieten nur begrenzte Linderung 5,6. Neuartige Therapeutika, die Blutzirkulation in den Beinen verbessern würde nicht nur zurückhalten Fortschreiten der Krankheit, sondern auch die Lebensqualität verbessern. Die Inzidenz der PAD ist höher bei Personen im Alter von über 50 Jahren ist so lokale pharmakologische Therapie ein wünschenswerter Behandlungsform, weil die reduzierte Nieren-und Leberfunktion häufig bei älteren Patienten gesehen Arzneimittelstoffwechsel verringern können und erhöhen Nebenwirkungen systemischer Verabreichung. So haben wir ein Mausmodell der PAD zu prüfen, ob lokal verwaltete Mittel hindlimb Ischämie lindern durch die Förderung der Angiogenese und mikrovaskulären Umbau. Insbesondere haben wir eine katheterisierte osmotische Pumpe kontinuierlich liefern das therapeutische Mittel zurischämischen Oberschenkelmuskel von Mäusen. Mit unserem Delivery-System, waren wir in der Lage, optimale Konzentration des Medikaments in der lokalen Umgebung aufrecht zu erhalten; Dieser Ansatz ermöglicht eine entsprechende medikamentöse Bioaktivität, vermeidet mögliche systemische Nebenwirkungen, und überwindet den Nachteil der begrenzten lokalen Drogen-Zugang mit systemischer Verabreichung verbunden. Zusätzlich zu beurteilen, ob lokal verwaltete Mittel Revaskularisierung zu fördern, haben wir fortschrittliche Gießen und High-Definition-Imaging-Techniken, die die Quantifizierung von Veränderungen in der Mikrozirkulation aktivieren. Zusammengenommen ist die Kombination von Methoden in diesem Artikel verwendeten Video nützlich in präklinischen Studien, um das Verständnis pharmakologisch induzierte Revaskularisation bei pAVK-Patienten 7-9 unterstützen.

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Reagenz/Material&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Chirurgische Instrumente</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td>Typ: Instrument</td></tr><tr><td>Puritan sterile Wattestäbchen</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-029-499</td><td>Typ: Instrument</td></tr><tr><td>Betadine (Povidon-Jod)</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-065534</td><td>Typ: Reagenz</td></tr><tr><td>70 % Alkoholtücher</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9926371</td><td>Typ: Reagenz</td></tr><tr><td>Phosphatgepufferte Kochsalzlösung</td><td>Lonza</td><td>17-516F</td><td>Typ: Reagenz</td></tr><tr><td>6-0 Prolen-Nahtmaterial</td><td>Cardinal Health</td><td>8709</td><td>Typ: Instrument</td></tr><tr><td>8-0 Prolen-Nahtmaterial</td><td>Cardinal Health</td><td>2775</td><td>Typ: Instrument</td></tr><tr><td>Enthaarungscreme</td><td>Nair</td><td></td><td>Typ: Instrument</td></tr><tr><td>Osmotische Pumpe</td><td><a href="http://www.alzet.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ALZET</a></td><td>1002</td><td>Typ: Instrument, 14-Tage-Freisetzung</td></tr><tr><td>Vinylkatheter</td><td><a href="http://www.alzet.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ALZET</a></td><td>7760</td><td>Typ: Instrument</td></tr><tr><td>heparinisierte Kochsalzlösung (0,9 %)</td><td>Baxter</td><td>2B0944</td><td>Typ: Reagenz</td></tr><tr><td>Neutral gepuffertes Formalin</td><td>Richard-Allan Scientific</td><td>5705</td><td>Typ: Reagenz</td></tr><tr><td>Microfil (Silikonkautschuk-Kontrastmittel)</td><td>Flowtech</td><td>MV-112</td><td>Typ: Reagenz, Microfil Weiß</td></tr><tr><td>Cal-Ex II (Ameisensäurelösung)</td><td>Fisher Scientific</td><td>CS511-1D</td><td>Typ: Reagenz</td></tr><tr><td>Buprenex</td><td>CIII</td><td>7571</td><td>Typ: Analgetikum</td></tr><tr><td>Bupivacain</td><td>Hospira, Inc.</td><td>381</td><td>Typ: Analgetikum</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Geräte&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Präparationsmikroskop</td><td>Carl Zeiss Microimaging</td><td>Zeiss Stemi 2000-C</td><td>Typ: Gerät</td></tr><tr><td>Laser-Doppler-Perfusionsmessgerät</td><td>Perimed Inc.</td><td>Periscan PIM3</td><td>Typ: Gerät</td></tr><tr><td>Mikro-CT-Bildgebungssystem</td><td>GE Healthcare</td><td>Explore Locus SP</td><td>Typ: Gerät</td></tr></tbody></table>

osmotic drug delivery zu ischämischen hinterbeine und perfusion von blutgefäßen mit microfil für mikro-computertomographie

Osmotic Drug Delivery to Ischemic Hindlimbs and Perfusion of Vasculature with Microfil for Micro-Computed Tomography Imaging

Präklinische Forschung in Tiermodellen der peripheren arteriellen Verschlusskrankheit spielt eine wichtige Rolle bei der Prüfung der Wirksamkeit von Therapeutika entwickelt, um die Mikrozirkulation zu stimulieren. Die Wahl der Versandart für diese Mittel ist wichtig, weil die Art der Verabreichung zutiefst beeinflusst die Bioaktivität und Wirksamkeit dieser Mittel 1,2. In diesem Artikel zeigen wir, wie man vor Ort ein Medikament verabreicht in ischämischen Hinterbeine mit einem katheterisiert osmotische Pumpe. Diese Pumpe kann ein festes Volumen der wässrigen Lösung kontinuierlich liefern für einen vorgegebenen Zeitraum. Wir präsentieren auch unsere Mausmodell der einseitigen hindlimb Ischämie durch Unterbindung der A. femoralis communis proximalen zum Ursprung des profunda femoris und epigastrica Arterien im linken Hinterbein induziert. Schließlich beschreiben wir die in vivo-Kanülen sowie Unterbindung der infrarenalen Bauchaorta und Perfusion des hindlimb Gefäßsystem mit Microfil, ein Silikon radiopaken Casting-Agenten. Microfil können perfundieren und füllen das gesamte Gefäßsystem (arterielle und venöse), und weil wir den größten Gefäßleitung für die Ausreise ligiert haben, kann der Agent in das Gefäßsystem für zukünftige ex-vivo-Bildgebung mit dem Einsatz von kleinen Mikro-CT-Probe 3 beibehalten werden .

Die Animation zeigt die osmotische Pumpe Einsetzen und hindlimb Ischämie Chirurgie im Protokoll aufgeführt. Abbildung 1 zeigt Laser-Doppler-Bilder der Perfusion der hinteren Gliedmaßen, bestätigt Ischämie. Nach vaskulären Gießen mit Microfil zeigt eine 3D-Mikro-CT-Bild des vaskulären Netzwerk, Microfil können die Gefäße effektiv zu füllen (Fig. 2A), aber das Diskontinuitäten auftreten (2B) durch verschiedene verfahrenstechnische Faktoren (zB Luftblasen, mangeln...

Wir zeigen hier die<em&gt; In vivo</em&gt; Einsetzen einer osmotischen Pumpe für konstante local drug delivery und die Schaffung von hindlimb Ischämie in einem Maus-Modell. Darüber hinaus ist das Hinterbein Gefäßsystem mit Microfil ein Silicon röntgendichte Mittel perfundiert, um Mikro-Computertomographie (Mikro-CT) vorzubereiten.

Osmotic Drug Delivery zu ischämischen Hinterbeine und Perfusion von Blutgefäßen mit Microfil für Mikro-Computertomographie

Preclinical research in animal models of peripheral arterial disease plays a vital role in testing the efficacy of therapeutic agents designed to ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die in-vivo-Implantation einer osmotischen Pumpe zur lokalen Substanzabgabe an die ischämischen Hintergliedmaßen von Mäusen und die anschließende Perfusion der Hintergliedmaßen-Vaskulatur mit Microfil für die mikrocomputertomographische Bildgebung zu demonstrieren. Dies wird zunächst durch einen Schnitt in der Schulter- und Hintergliedmaßenregion des Versuchstieres erreicht, um das Einführen eines Hüllrohrs entlang der Rückenseite des Tieres zu ermöglichen. Im zweiten Schritt werden eine gefüllte und entlüftete osmotische Pumpe sowie ein Katheter durch das Rohr eingeführt, und die Pumpe wird im Rückenbereich des Tieres eingenäht. Anschließend wird der Schlauch entfernt. Die Arteria femoralis wird proximal zur femoralen Gabelung doppelt ligiert, und die Inzision wird vernäht. Danach wird die Hinterpfoten-Vaskulatur über einen infrarenalen aortalen Katheter mit Microfill, einem silikonbasierten Röntgenkontrastmittel, durchspült.Schließlich kann ein 3D-Bild des vaskulären Abdrucks des ischämischen Hinterbeins der Maus, sichtbar gemacht mit Microfill, aufgenommen werden. Ich bin Dr. Richard Dixon, Leiter der Forschungslaboratorien

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Visualisierung der Herzkranzgefäße ist entscheidend für die Erweiterung der Kenntnisse über Herz-Kreislauf-Erkrankungen. Hier beschreiben wir ein Verfahren zum Perfundieren murinen Koronargefäße mit einem röntgendichten Silikonkautschuk (Microfil), in Vorbereitung für die Mikro-Computertomographie (μCT) Bildgebung.

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Zerebrale Perfusion Überwachung wurde gezeigt, dass die Genauigkeit des ischämischen Schlaganfalls Modelle zu verbessern. Technische Schwierigkeiten oft die Begrenzung der Verwendung dieses unverzichtbares Werkzeug für zerebrovaskuläre Forschung. In diesem Video wird ein optimiertes System gezeigt, dass eine Einzel-oder Multi-Site hämodynamische Monitoring bei intraluminalen Mitte Zerebralarterie bei Ratten zu erhalten.

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Die modifizierte Landis-Technik ermöglicht die paarweise Messung der hydraulischen Leitfähigkeit einzelner Mikrogefäße im Mesenterium von normalen und genetisch veränderten Ratten unter Kontroll- und Testbedingungen unter Verwendung von Mikroperfusionstechniken. Es bietet eine bequeme Methode zur Bewertung von Mechanismen, die die Durchlässigkeit von Mikrogefäßen und den transvaskulären Austausch unter physiologischen Bedingungen regulieren.

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Dieser Artikel beschreibt eine detaillierte Methode mit einem röntgendichten bleihaltigen Silikon-Kautschuk zu das murine Gefäßsystem zur Quantifizierung der Aorta Durchmesser in einem Mausmodell der Aortenaneurysma und Dissektion durchspülen.

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Die Mikrozirkulation des Rückenmarks spielt eine zentrale Rolle bei Rückenmarksverletzungen. Die meisten Methoden erlauben keine Echtzeitbewertung der Mikrozirkulation des Rückenmarks, die für die Entwicklung von mikrozirkulationsorientierten Therapien unerlässlich ist. Hier schlagen wir ein Protokoll unter Verwendung von Laser-Doppler-Flow-Nadelsonden in einem großen Tiermodell der Ischämie / Reperfusion vor.

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Hier beschreiben wir eine Visualisierungs- und Quantifizierungsmethode für murine Hintergliedmaßengefäße mittels Mikro-Röntgen-Computertomographie.

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Das vorliegende Protokoll beschreibt ein einzigartiges, klinisch relevantes Modell der peripheren arteriellen Verschlusskrankheit, das die Elektrokoagulation der Oberschenkelarterie und der Venen mit der Verabreichung eines Stickstoffmonoxid-Synthase-Inhibitors kombiniert, um bei FVB-Mäusen Gangrän der Hintergliedmaßen zu induzieren. Die intrakardiale DiI-Perfusion wird dann für die hochauflösende, dreidimensionale Bildgebung des Gefäßes des Fußpolsters verwendet.

Hochauflösende dreidimensionale Abbildung der Fußpolstervaskulatur in einem murinen Hinterbein-Gangränmodell

Dieses Protokoll enthält eine ausführliche Beschreibung eines Schritt-für-Schritt-Ansatzes für ein chronisches Schädelfenster- und mikrovaskuläres Embolismus-Mausmodell, das für die in vivo Zweiphotonenmikroskopie mit fluoreszierenden Polystyrol-Mikrosphären optimiert ist.

Mikrovaskuläres Embolismus-Mausmodell für die In-vivo-Zweiphotonenmikroskopie mit fluoreszierenden Polystyrol-Mikrosphären

Erfahren Sie die Insertion einer osmotischen Pumpe zur lokalen Arzneimittelabgabe an ischämische Hinterbeine von Mäusen und die Perfusion der Gefäße mit Microfil für die Mikro-CT-Bildgebung.

Osmotic Drug Delivery zu ischämischen Hinterbeine und Perfusion von Blutgefäßen mit Microfil für Mikro-Computertomographie

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