Name: Whole Cell Patch-Clamp für erforschen die Mechanismen der Infrarot Neural Stimulation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-07-31T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Lernen Sie die Whole Cell Patch-Clamp-Technik zur Untersuchung der Mechanismen der Infrarot-Neuralstimulation an primären auditorischen Neuronen. Diese Methode ermöglicht präzise Analysen neuronaler elektrischer Antworten auf Laserbelichtung.

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Diese Arbeit wurde vom Australian Research Council unter Linkage Projektstipendium LP120100264 unterstützt.

1. Kultur von Spiral Ganglionneuronen <ol><li> Sterilisieren kleinen runden (z. B. 10 mm Durchmesser) Deckgläschen und gebogenen Pinzette in einem Autoklaven. Übertragen Sie die sterilisierten Deckgläschen in einzelne Vertiefungen einer sterilen 4-Ring 35 mm Petrischale oder 4-Well-Platte mit den sterilisierten Pinzette. Bewerben 150 ul von Poly-L-Ornithin (500 ug / ml) und Mauslaminin (0,01 mg / ml) auf die Oberseite des Deckglases und in einen Inkubator (37 ° C) für bis zu 48 Stunden. Stellen Sie sicher, dass die Deckgläser schwimmen nicht weg von dem Boden des Bohrlochs. </li><li> Planen 50 ml sterile Neurobasal Medien (NBM) für jedes neuronale Kultur: 47,5 ml Neurobasalmedium A, 0,5 ml N 2 Supplement 1 ml B27 Supplement, 0,5 ml L-Glutamin und 0,5 ml Penicillin-Streptomycin. Hinweis: Supplements eingefroren werden kann, bei -20 ° C gelagert und zu den Medien am Tag erforderlich. </li><li> Dissociate Spiralganglienzellen Neuronen aus postnatalen Tag 4-7 Rattenjungen wie zuvor 20,21 beschrieben, unsING sowohl enzymatische (0,025% Trypsin und 0,001% DNase I) und mechanischen Techniken. Siehe Whitlon et al. 22 und Vieira et al. 23 für detaillierte Verfahren der Spiralganglienzellen Neuron Kultur oder Parker et al. 24 für eine Demonstration Modiolus Isolation. </li><li> Saugen Sie alle verbleibenden poly-L-ornithine/laminin Lösung von den Deckgläsern und waschen kurz mit NBM. </li><li> In 150-200 ul des dissoziierten Spiralganglienzellen Neuron Suspension auf die Deckgläser und Ort in einen Inkubator (37 ° C, 10% CO 2). Hinweis: bis zu 20 Deckgläser kann von einem durchschnittlichen Wurf von 8 Rattenjungen hergestellt werden. </li><li> Vier Stunden nach dem Ausplattieren Neuronen absaugen Lösung um Zelltrümmer zu entfernen und ersetzen mit 150-200 ul erwärmte frische NBM. Hinweis: Medien können täglich Nachschub benötigen, um Austrocknung zu vermeiden. </li><li> Zurück Deckgläser in den Inkubator bis zur elektrophysiologischen Ableitungen erforderlich. Hinweis: dissoziierten SpiraleGanglion Neuronenkulturen können elektrophysiologischen Experimenten Stunden nach der Dissoziation und für bis zu zwei Tagen danach verwendet werden. Zeit in vitro zu berücksichtigen bei der Analyse der Ergebnisse berücksichtigt werden. Tanken NBM jede 24-48 Std. </li></ol> 2. Vorbereitung für die Patch-Clamp-Recordings <ol><li> Bereiten Lösungen <ol><li> Intrazelluläre (Mikropipette) Lösung: 115 mM K-Gluconat, 7 mM KCl, 10 mM HEPES, 0.05 mM EGTA, 2 mM Na 2 ATP, 2 mM MgATP, 0,5 mM Na 2 GTP (auf pH 7,3 mit KOH; einstellen bis 295 mOsmol / kg mit Saccharose). Übergeben Sie die Lösung durch ein Sterilfilter (0,2 um) und teilen sich in 200 ul Aliquots bei -20 ° C bis zum Tag der Aufnahme gespeichert werden. </li><li> Extrazelluläre (Badewanne) Lösung: 137 mM NaCl, 5 mM KCl, 2 mM CaCl 2, 1 mM MgCl 2, 10 mM HEPES, 10 mM Glucose (auf pH 7,4 mit NaOH; anzupassen 300-310 mosmol / kg mit Saccharose) . Diese Lösung wird am Tag der Aufzeichnung gemacht. </li></ol></li><li> Bereiten Sie die Aufnahme Pipetten mit einem Widerstand von 2-6 MOhm. Wir verwenden ein CO 2-Laser-Abzieher (P-2000; Sutter Instruments) und Borosilikatglas (1,0 mm Außendurchmesser, 0,58 mm Innendurchmesser, 75 mm Länge). </li><li> Bereiten Sie den Laser. Dieses Protokoll wird für die Verwendung mit einem fasergekoppelter Laser, wie die 1.870 nm Infrarot-Nerv-Stimulator aus OptoTech P / L. bestimmt Die optische Faser für leichte Lieferwagen in unseren Experimenten verwendet wird, ist ein 200/220 um Kern / Mantel Durchmesser Silica-Faser mit einer numerischen Apertur von 0,22 und FC-PC-Steckern an beiden Enden (AFW Technologies MM1-FC2-200/220-5-C -0.22). Die Patchkabel wurden in zwei Hälften geschnitten, um zwei Faserpigtails (dh an einem Ende mit Steckverbindern und gespalten auf der anderen) zu produzieren. Die Auswirkungen Faserkerndurchmesser und die numerische Apertur auf laserinduzierten Temperaturänderungen im Detail von Thompson et al. 25 <ol><li> Cleave die Spitze des Lichts Lieferung Faser unter Verwendung von Standardverfahrenund dass die sich ergebende Spitze von hoher Qualität ist durch Beobachtung mit einem optischen Mikroskop (dh die Spitze sollte senkrecht zu der Faserachse und erscheinen bei Sichtprüfung flach). Schließen Sie das Licht Lieferung Faser auf die Faser-gekoppelten Ausgang der Stimulation mit einem geeigneten Laser-Through-Anschluss (zB Thorlabs ADAFC2). </li><li> Messen Sie den Ausgang Laserleistung von der gespaltenen Spitze des Lichts Lieferung Faser mit einem geeigneten Instrument (zB Coherent FieldMate mit LM-3-Detektor Kopf). Es wird empfohlen zu prüfen, die Laserleistung jedes Mal das Licht Lieferung Faser gespalten wird oder eine signifikante Anpassung wird mit dem Laser gemacht (z. B. Transport von einem Labor zum anderen). </li><li> Legen leichte Lieferfahrzeuge Faser in einer Faser Futter oder einer gleichwertigen Einrichtung und bringen das Futter an die entsprechende Mikropositionierer. Es ist wichtig, dass eine genaue Bestimmung der Winkel θ, dass die optische Faser mit dem Deckglas macht. Diese angle können, indem sie ein Foto von der experimentellen Anordnung und mit Bildverarbeitungssoftware (zB ImageJ), um den Winkel zu erhalten, gemessen werden. Insbesondere dem Mikroskop - Der Winkel θ (oder einen Bereich von möglichen Winkeln) wird vor allem durch räumliche Einschränkungen der Versuchsanordnung eingeschränkt. Typische Werte von θ in unseren Experimenten (basierend auf einem aufrechten Mikroskop) sind um 36 °, aber die optimalen Winkel können sich erheblich für alternative Setups (zB solche mit einem inversen Mikroskop). </li><li> Stellen Sie die Verbindungen zwischen dem Laser und der Patch-Clamp-Datenerfassungssystem (zB Digidata 1440A, Molecular Devices), wie in Abbildung 2 dargestellt. Die digitale Ausgabe aus dem Patch-Clamp-Datenerfassungssystem sollte der Laser über einen externen Funktionsgenerator verbunden werden, wodurch es möglich Pulsparametern unabhängig von dem Datenerfassungssystem angeben. Alternativ kann dieser Ausgang direkt angeschlossen werdender Laser-Treiber (erfordert die Pulsdauer und Wiederholrate durch die Datenerfassungs-Software eingestellt werden). In jedem Fall sollte das Signal verwendet wird, um den Laser auslösen zu einem Eingang der Datenerfassungs-System angeschlossen werden, um sicherzustellen, dass der Zeitpunkt und die Dauer der Laserpulse gleichzeitig mit der elektrophysiologischen Signal aufgezeichnet werden. </li></ol></li></ol> 3. Patch-Clamp-Aufnahmen zur Untersuchung von INS <ol><li> Füllen Sie den entsprechenden Container der Perfusion mit extrazellulären Lösung und stellen Sie den Durchfluss, um die Perfusion des Bades mit einer Geschwindigkeit von 1-2 ml / min liefern. Wir verwenden eine Schwerkraft-System (Saugflasche, Quetschventils und PE-Schlauch) mit einem Durchlauferhitzer zu schnelle Erwärmung der Lösung und eine peristaltische Pumpe verbrauchten Lösung durch Absaugen entfernen können. </li><li> Legen Sie ein Deckglas mit kultivierten Zellen in die Aufnahme Kammer (Badewanne) von einem aufrechten Mikroskop. Mit einer hohen Vergrößerung Wasser-Immersions-Objektiv (e. G. 40X) und Phasen-Kontrast (zB Differential-Interferenz-Kontrast oder Dodt Gradienten Kontrast), visuell lokalisieren die Spiralganglienzellen Neuronen in der Kultur. Ein typisches Spiralganglienzellen Neuron Phase-hell, rund und etwa 15 &amp;mgr; m im Durchmesser mit einem prominenten Kern, wie in Abbildung 1a gezeigt. </li><li> Sobald ein Neuron lokalisiert worden ist, auf eine niedrigere Vergrößerung Ziel (z. B. 10X) wechseln und suchen Sie die Zielneuron innerhalb des Gesichtsfeldes. </li><li> Bewegen Sie das Licht Lieferung Lichtwellenleiter in Position mit dem folgenden Verfahren (oder gleichwertig): <ol><li> Über die Mikropositioniereinrichtung die Ausgangsfaser zu bewegen, bis die Spitze in der Nähe der Ziel-Neuron in der horizontalen und vertikalen Ebenen. Die vertikale Position der Faserspitze kann durch Bewegung des Objektivs auf und ab (Scannen des Fokus) überprüft werden. </li><li> Wechseln Sie zurück zu dem Ziel hoher Vergrößerung und Positionierung der Spitze der optischen Faser in ihrer vorgesehenen Position neben ter Neuron (siehe Abbildung 2 Einschub). Beim Einstellen der vertikalen Position der Faser, ist es wichtig, dass der untere Rand der Faser ist (dh gerade berührt) des Deckglases ruht, zu Unsicherheiten in der Position der Faser zu minimieren. Optimale Ausrichtung in der horizontalen Ebene wird von dem Winkel θ abhängt, dass die Faser mit dem Deckglas und dem Radius der Faser r macht. Um die Faser so zu positionieren, dass das Zentrum der Zielneuron liegt entlang der Faserachse, sollte der horizontale Abstand zwischen der Oberkante der Faser und der Zielzelle Δ target = r (θ cosec - 2 sin θ), wobei negative Werte anzeigen, dass die optische Faser Überhänge die Zelle. Beim Ausrichten der Faser kann ein Abstand von Δ Ziel zwischen dem oberen Rand der Faser und dem Mittelpunkt des Neurons etwa durch visuelle Inspektion erreicht werden. Allerdings Δ Ziel ist so konzipiert,dienen als grobe Richtwerte. Positionierung der Faser, so daß der tatsächliche Abstand Δ zwischen der Oberkante der Faser und dem Mittelpunkt des Neurons meßbar unterscheidet sich von Δ Ziel (wie in 1) einen Einblick in die Wirkung von sowohl radialen Verschiebung (dh vom und zum Zentrum der beam) und axiale Verschiebung (dh entlang der Faser-Achse) des Strahls relativ zu der Ziel-Nervenzelle. Wenn Sie z. B. Δ ≈ 0 zu erwarten, dass die lokale Temperatur in der Umgebung der Zelle zu erhöhen - also seit das Strahlprofil für typische Multimode-Fasern ist gut mit einem Hut Verteilung 26, der Rückgang in lokal absorbierte Energie (Temperatur) angenähert durch Verschiebung von der Mitte des Strahls minimal ist im Vergleich zu dem Anstieg der absorbierten Energie von Bewegung der Faserenden näher an der Zelle. Während sollte darauf geachtet werden, um die Faser so genau und reproduzierbar zu positionieren als possible Verwendung visuelle Hinweise, präzise Messung der Faser Stelle relativ zum Zielneuron (zB Δ) ist von größerer Bedeutung als Positionierung in einem vorbestimmten Abstand. Δ bestimmt werden kann (mit einem geschätzten maximalen Unsicherheit von ± 3 um) durch Bildanalyse werden, wie in Schritt 3.8.2 des Protokolls beschrieben. In einigen Experimenten 5,8 haben weiße Lichtquellen durch die Faser gekoppelt ist, um die gewünschte Zelle zielen. Dieser Ansatz wurde festgestellt, dass in der aufrechten Mikroskopaufbau wirksam, da die Intensität von Licht, das von der Zielregion verteilt war relativ niedrig an diesen flachen Winkeln (θ). </li><li> Sobald die Faser in Position ist, verschieben Sie sie durch eine bekannte Menge an einfachen Positionierung der Mikropipette aktivieren. Die Faser kann dann in die ursprüngliche Position, wenn ein neuronales Aufnahme erreicht wird zurückgegeben. </li></ol></li><li> Füllen Sie die Mikropipette mit intrazellulären Lösung und sicher einrastet passen auf den Köpfentage des Verstärkers (zB Multiclamp 700B, Molecular Devices). Mit Hilfe von Schläuchen, die an der Seite des Halters Mikroelektrode, eine kleine Menge eines Überdrucks zu einer Verstopfung der Mikropipette zu verhindern. </li><li> Mit einem Mikromanipulator, bewegen Sie die Mikropipette in Position knapp über dem Zielneuron. </li><li> Protokoll für die ganze Zelle Aufnahmen: <ol><li> Tragen Sie eine 10 ms, +10 mV Rechteckimpuls (z. B. Seal Test) in Voltage-Clamp-Modus des Verstärkers und stellen Sie die Mikropipette Potential (Pipette Offset) von der Baseline-Signal auf 0 nA. Die Dichtung Test sollte auch festgestellt werden, ob der Widerstand der Mikroelektrode in dem gewünschten Bereich (z. B. 2 - 6 MQ) befindet. </li><li> Bei der Überwachung des Widerstandes, verwenden Feineinstellungen der Mikromanipulator leicht positionieren der Mikropipette auf die Oberfläche des Targets Neurons. Wenn die Mikropipette in Kontakt mit dem Neuron ist, wird der Widerstand zu erhöhen (von ~ 0,5 bis 1 MQ). Inmittelbar nach den Widerstand zu erhöhen, entfernen Sie den Fluidüberdruck und eine kleine Unterdruck. Ist die Beständigkeit 10 geführt - 20 MOhm, beheben das Membranpotential einer Holding-Ebene (z. B. um -60 mV). </li><li> Die Elektrode Widerstand sollte weiter ansteigen, bis sie 1 G überschreitet, was bedeutet, dass eine wirksame Dichtung (genannt &quot;Giga&quot;) zwischen der Zellmembran und Mikropipette gebildet wurde. An diesem Punkt, entfernen Sie alle Flüssigkeitsdruck aus der Pipette. </li><li> Sobald die Gigaseal gebildet worden ist, verwenden Sie kurze Stromimpulse (25 bis 100 us; +1 V) oder kurze Impulse Fluidunterdruck zum Bruch der Zellmembran und erreichen Ganzzellkonfiguration. </li><li> Notieren der Membran Kapazität Serienwiderstand und Eingangswiderstand ab der Exponentialkurve versehen sind, die während der aktuellen Dichtung Testimpuls bestimmt. Minimieren Sie die Kapazität durch die Anpassung der Transienten CpFast und CpSlow Steuerelemente auf dem Verstärker, dann switch der Verstärker in Ganzzell-Modus und kompensieren Kapazität und Widerstand bis zu einem flachen Strom wird während der Dichtheitsprüfung beobachtet. Bewerben Vorwiderstand Entschädigung (~ 70% Korrektur; 70% Vorhersage), die Anpassung Kapazität und Widerstand Kontrollen, um eine flache Prüfsiegel Reaktion aufrecht zu erhalten. </li><li> Wechseln Sie zu Current-Clamp-Modus in den Verstärker. Beachten Sie die Ruhemembranpotenzial (in Abwesenheit der Stromeinspeisung). Stellen Sie einen Haltestrom an das Membranpotential auf dem gewünschten Niveau (zB -60 mV) zu stabilisieren. Neutralisieren Sie die Pipette Kapazität und stellen Sie die Balance Brücke, um den Spannungsabfall auszugleichen. </li><li> Überprüfen Sie die Zündung Eigenschaften des Neurons durch die Stimulierung mit depolarisierenden Strom (10-200 pA in +10 pA Schritten, 300 ms Dauer). </li></ol></li><li><ol><li> Bewegen Sie den Lichtwellenleiter zurück in Position neben dem Neuron. Mit Bildverarbeitungs-Software, die mit einer CCD-Kamera, die Aufnahmen der Position der Faser mit Bezug auf die Soll neuron, die sich auf der Ebene des Neurons zunächst und dann an der oberen Kante der optischen Faser (siehe Abbildung 1). </li><li> Durch anschließende Analyse der resultierenden Bilder (z. B. Fig. 1b und 1c) ist es möglich, genau zu bestimmen, Δ (die Position des oberen Randes der optischen Faser relativ zu der Mitte des Zielneuron). Wenn Δ bekannt ist, können Parameter, wie der Abstand von der Faserendfläche der Zielneuron (entlang der Faserachse) z und der radialen Verschiebung des Neurons aus dem Zentrum des Strahls δ r unter Verwendung einfacher trigonometrischer Beziehungen werden: z = r sin 2θ + Δ cos θ δ r = ((r cos 2θ - Δ sin θ) 2 + Ay 2) 1/2, wobei ∂ y der Abstand zwischen der Faserachse und dem Mittelpunkt des Neurons von oben gesehen wird (zB SEe Abbildung 1). Analyse zu berücksichtigen Lageabweichungen von Zelle zu Zelle zu nehmen, da die genaue Kenntnis dieser Lage Parameter erforderlich, um mögliche Unterschiede zwischen Stimulation Prozesse 25 zu lösen. </li></ol></li></ol> 4. INS Experimente <ol><li> Während der Aufzeichnung elektrophysiologische Daten entweder Stromzange oder Voltage-Clamp-Konfigurationen laufen die Stimulation Laser an den gewünschten Parameter (zB Leistung, Pulsdauer, Pulsfrequenz etc.). Mit Laser wird die optische Energie über einen direkten Eingang zu dem Lasertreiber gesteuert und wird manuell vor jeder Aufzeichnung spezifiziert. Pulsdauer und Pulsfrequenz kann entweder durch ein externes Signal Generators oder der Datenerfassungs-Software (wie in Schritt 2.3.4 beschrieben) gesteuert werden. Sicherstellen, dass die Daten sowohl von der Patch-Clamp-Kanal und dem Laser-Trigger-Kanal aufgezeichnet. </li></ol> Laserpulse mit Längenvon etwa 500 &amp;mgr; s bis 15 ms und Energien von ~ 0,25-5 mJ pro Impuls liefern typischerweise messbaren elektrischen Antworten. Einstellen der Wiederholungsrate der Laserpulse auf 1 Hz oder weniger sein kann für den ersten Experimenten nützlich, da sie die Wirkung dieser Parameter zu minimieren. Typische Ergebnisse, die die Änderung in dem aufgezeichneten Signal werden im folgenden Abschnitt dargestellt.

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<li>Thompson, A. C., Wade, S. A., Cadusch, P. J., Brown, W. G. A., Stoddart, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modelling+of+the+temporal+effects+of+heating+during+infrared+neural+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Opt%22%5BJournal%5D)">Modelling of the temporal effects of heating during infrared neural stimulation.</a> J. Biomed. Opt. 18, 035004-0310 (2013).</li>
<li>Yao, J., Liu, B. Y., Qin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+temperature+jump+by+infrared+diode+laser+irradiation+for+patch-clamp+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Rapid temperature jump by infrared diode laser irradiation for patch-clamp studies.</a> Biophysical Journal. 96, 3611-3619 (2009).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Mit den Protokollen vorliegenden Ausführungen ist es möglich, zu extrahieren und Kultur Spiralganglienzellen Neuronen und Laser-evozierte elektrische Aktivität durch Ausführen Ganzzell Patch-Clamp-Experimenten untersucht. Bei in vitro verwendet werden, bietet der Patch-Clamp-Verfahren eine Stufe der Kontrolle über die experimentellen Parameter, die nicht in vivo zu erreichen ist. Laser Stimulationsparameter wie Wellenlänge, Pulsenergie, Pulslänge, Pulsform und Impulsfolgefrequenz Sequenzen können in ei...

Die Felder der Neurophysiologie und medizinischen Bionik verlassen sich stark auf Techniken, die steuerbare elektrische Stimulation der Antworten in Nervengewebe zu ermöglichen. Während elektrische Stimulation bleibt der Goldstandard in der neuronalen Erregung, leidet es an einer Reihe von Nachteilen wie das Vorhandensein der Stimulation Artefakte bei der Aufzeichnung neuronalen Antworten und einen Mangel an Stimulation Spezifität aufgrund der Ausbreitung von Strom in das umliegende Gewebe ein. Die letzten zwei Jahrzehnte haben die Entwicklung von optisch vermittelten Stimulation Techniken 2 zu sehen. Einige dieser Techniken ist eine Änderung des Zielgewebes, entweder durch Zugabe eines bestimmten Moleküls (zB Käfig Moleküle) 3 oder irgendeine Form der genetischen Manipulation (z. B. optogenetics) 4, die beide nicht leicht außerhalb eines Forschungssetting gelten. Von besonderem Interesse ist daher Infrarot Nervenstimulation (INS), whereby Nervengewebe durch gepulste Infrarot-Laserlicht angeregt. INS hat das Potenzial, viele der Mängel der elektrischen Stimulation, indem du hochspezifische, berührungslose Stimulation von Nervengewebe 2 überwinden. Während jedoch INS wurde erfolgreich in einer Vielzahl von Einstellungen in vivo gezeigt, bleibt der genaue Mechanismus der Anregung unsicher. Einige neuere Veröffentlichungen haben Fortschritte bei der Aufdeckung der Mechanismus hinter INS 5-7 gezeigt. Schnelle Erwärmung durch Absorption des Laserlichts durch Wasser scheint eine wichtige Rolle zu spielen. Doch jenseits dieser Konsens ist noch nicht erreicht. Shapiro et al. 7 schlagen eine sehr allgemeine Mechanismus, durch schnelle Erwärmung verursacht eine Störung in der Verteilung der geladenen Partikel angrenzend an die Zellmembran, was zu einer Änderung der Kapazität der Zellmembran und nachfolgende Depolarisation. Darüber hinaus Albert et al. 5 behaupten, dass laser induzierte Erwärmung aktiviert eine spezifische Klasse von temperaturempfindlichen Ionenkanälen (transient receptor potential vanilloid Kanäle), so dass Ionen durch die Zellmembran passieren. Zu diesem Zeitpunkt ist es unklar, wie diese Mechanismen zu kombinieren, oder auch, ob es weitere Faktoren, die noch identifiziert werden. Obwohl eine kleine Anzahl von Publikationen (Referenzen 5,7-9) INS in vitro untersucht haben, hat sich die überwiegende Mehrheit der Arbeiten in diesem Bereich veröffentlicht wurden in vivo durchgeführt (zB Referenzen 1,6,10-18). Infrarot Stimulation der akustischen Neuronen hat eine Fläche von besonderem Interesse, wegen der möglichen Anwendungen in Cochlea-Implantaten 10,14-18. Während in vivo Experimente sind wichtig, um die Wirksamkeit der Technik in verschiedenen Einstellungen, die erhöhte Maß an Kontrolle gewährt durch in-vitro-Studien wird erwartet, dass eine genauere Verständnis der mech führen überprüfenmus verantwortlich für INS. Dieser Bericht beschreibt die Herstellung von kultivierten Neuronen Spiralganglienzellen für Patch-Clamp-Untersuchungen, da diese verwendet werden, um grundlegende Mechanismen zu studieren, während auch die Verknüpfung der großen Körper der vorhandenen Daten aus dem auditorischen System werden. Die Patch-Clamp-Technik ist ein ausgezeichnetes Werkzeug für die Untersuchung von elektrophysiologischen Phänomene, ein Mittel zur Aufzeichnung der elektrischen Aktivität in einzelnen Zellen und der Untersuchung der Beteiligung der einzelnen zugrunde liegenden Strömungen 19. Wenn diese Technik zu einer stabilen in vitro Herstellung von primären Neuronen, wie kultivierten Neuronen Spiralganglienzellen angewendet, bietet es die Möglichkeit, in die Tiefe, durch welche Mechanismen neuronaler Aktivität gesteuert und manipuliert wird, zu studieren. Die Protokolle in dieser Arbeit Umriss Methoden zur Untersuchung der Wirkung von Laser-Stimulation auf die elektrischen Eigenschaften der Spirale Ganglionneuronen angegeben durch Patch-Clamp-Aufnahmen. Der Ansatz basiert auf einer Faser-gekoppelte Laser anstelle eines Freiraum-Laser basiert, ermöglicht einen sicheren Betrieb sowie einfacher und wiederholbare Ausrichtung ohne die Notwendigkeit, die Standard-Mikroskop-Konfiguration ändern. Auf der Grundlage dieser Protokolle, sollte es möglich sein, eine breite Palette von Experimenten durchzuführen, um mehr eindeutig zu bestimmen, den Mechanismus oder Mechanismen INS.

<table><tr><tbody><td colspan="4">Zellkulturmaterialien und -ausrüstung </td></tr><tr><td>Deckgläser aus Glas</td><td>Lomb Scientific</td><td>CSC 10 1 GP</td><td></td></tr><tr><td>4-Ring-Zellkulturschale </td><td>VWR International</td><td>82050-542</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-Ornithin-Lösung</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4957</td><td></td></tr><tr><td>Laminin</td><td>Invitrogen</td><td>23017-015</td><td></td></tr><tr><td>Gebogen Pinzette</td><td>WPI</td><td>14101</td><td>Dumont #5 Pinzette (45°; Winkelspitze)</td></tr><tr><td>CO2 Inkubator</td><td>ThermoScientific</td><td>Heracell 150i</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Tabelle 1. Zellkulturmaterialien und -ausrüstung.</td></tr><tr><td colspan="4">Neurobasal media</td></tr><tr><td>Neurobasal A</td><td>Gibco</td><td>10888-022</td><td></td></tr><tr><td>N-2 Supplement</td><td>Invitrogen</td><td>17502-048</td><td></td></tr><tr><td>B27 serumfreies Supplement</td><td>Invitrogen</td><td>17504-044</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Invitrogen</td><td>15140-148</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamin</td><td>Invitrogen</td><td>25030-149</td><td></td></tr><tr><td><stark>Intrazelluläre Lösung</stark></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kaliumchlorid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4504</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4034</td><td></td></tr><tr><td>Kalium-D-Gluconat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G4500</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E3889</td><td></td></tr><tr><td>Na2ATP</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2383</td><td></td></tr><tr><td>MgATP</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9187</td><td></td></tr><tr><td>NaGTP</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8877</td><td></td></tr><tr><td>Kaliumhydroxid</td><td>LabServ</td><td>BSPPL738.500</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8501<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4"> Extrazelluläre Lösung</stark> </td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>310166</td><td></td></tr><tr><td>Kaliumchlorid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4504</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4034</td><td></td></tr><tr><td>Calciumchlorid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>383147</td><td></td></tr><tr><td>Magnesiumchlorid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>D-Glukose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>Natriumhydroxid</td><td>LabServ</td><td>BSPSL740.500</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8501<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">Tabelle 2. Lösungen für Zellkulturen und Patch-Clamps. a) Neurobasale Medien. b) Intrazelluläre Lösung. c) Extrazelluläre Lösung.</td></tr><tr><td>Aufrechtes Mikroskop</td><td>Zeiss</td><td>AxioExaminerD1</td><td>Ausgestattet mit Dodt Kontrast </td></tr><tr><td>Wasser-Immersionsobjektiv</td><td>Zeiss</td><td>W Plan-APOCHROMAT 40x/0.75</td><td></td></tr><tr><td>Plattform und X-Y-Tisch </td><td>ThorLabs</td><td>Burleigh Gibraltar</td><td></td></tr><tr><td>Aufnahmekammer</td><td>Warner Instruments</td><td>RC-26G</td><td></td></tr><tr><td>Schwingungsisolationstisch</td><td>TMC</td><td>Micro-g 63-532</td><td></td></tr><tr><td>CCD-Kamera</td><td>Diagnosegeräte</td><td>RT1200</td><td></td></tr><tr><td>Kamerasoftware</td><td>Diagnoseinstrumente</td><td>SPOT Basic</td><td></td></tr><tr><td>Inline-Lösungsheizung</td><td>Warner</td><td>SH-27B</td><td></td></tr><tr><td>Temperaturregler</td><td>Warner</td><td>TC-324B</td><td></td>Patch-Clamp-Verstärker</tr><tr><td></td><td>Molecular Devices</td><td>Multiclamp 700B</td><td></td></tr><tr><td>Patch-Klemme Datenerfassungssystem</td><td>Molecular Devices</td><td>Digidata 1440A</td><td></td></tr><tr><td>Mikromanipulator</td><td>Sutter Instruments</td><td>MPC-325</td><td></td></tr><tr><td>Mikropipettenglas</td><td>Sutter Instruments</td><td>GBF100-58-15</td><td>Borosilikatglas mit Filament</td></tr><tr><td>Mikropipette Puller</td><td>Sutter Instruments</td><td>P2000</td><td></td></tr><tr><td>Recording Software</td><td>AxoGraph</td><td></td><td>Lab Pack und Elektrophysiologie-Werkzeuge</td></tr><tr><td>Aspiratorflasche</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>CLS12201L</td><td>1 L Pyrex Aspiratorflasche, mit Auslass für Schläuche</td></tr><tr><td>PE Schläuche</td><td>Harvard</td><td>PolyE #340</td><td></td></tr><tr><td>Masterflex Schlauchpumpe</td><td>Cole-Parmer</td><td>HV-07554-85<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">Table 3.Patch clamp Ausrüstung.</td></tr><tr><td>1.870 nm Laserdiode</td><td>Optotech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200/220 &m; Multimode-Glasfaser-Patchkabel mit m Durchmesser (FC/PC)</td><td>AFW Technologies</td><td>MM1-FC2-200/220-5-C-0,22</td><td>Lichtzufuhr-Glasfaser, Quarzglaskern und -ummantelung, 0,22 NA</td></tr><tr><td>Glasfaser-Durchgangsstecker (FC/PC)</td><td>Thorlabs</td><td>ADAFC2</td><td></td></tr><tr><td>Glasfaser-Spalter</td><td>EREM</td><td>FO1</td><td></td></tr><tr><td>Abisolierwerkzeug für Glasfasern (0,25 - 0,6 mm) </td><td>Siemens</td><td></td><td>Zum Entfernen des Glasfasermantels</td></tr><tr><td>Abisolierwerkzeug für optische Fasern (0,6 - 1,0 mm)</td><td>Siemens</td><td></td><td>Zum Entfernen der Außenbeschichtung von Patchkabeln</td></tr><tr><td>Signalgenerator</td><td></td><td></td><td>Jeder Signalgenerator, der die erforderlichen Impulsformen ausgeben kann und extern getriggert werden kann</td></tr><tr><td>Stellungsregler</td><td></td><td></td> für optische Fasern <td>Kundenspezifischer Positionierer. Kann durch einen Standard-Mikropositionierer ersetzt werden, der für Patch-Clamp-Experimente verwendet</td></tr> wird <tr><td>Glasfaser-Chuck</td><td>Newport</td><td>FPH-DJ</td><td></td></tr><tr><td>Laser-Leistungsmesser und</td><td>Detektorkopf Coherent</td><td>FieldMate (Leistungsmesser) mit LM-3 (Detektorkopf)</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Tabelle 4. Laserausrüstung.</stark></td></tr></tbody></table>

whole cell patch-clamp für erforschen die mechanismen der infrarot neural stimulation

Whole Cell Patch Clamp for Investigating the Mechanisms of Infrared Neural Stimulation

Es hat sich in den letzten Jahren gezeigt, dass gepulste Infrarot-Laserlicht verwendet werden, um elektrische Reaktionen in neuronalen Gewebe hervorzurufen, unabhängig von einer weiteren Abwandlung der Zielgewebe. Infrarot neuronale Stimulation in einer Vielzahl von peripheren und sensorischen neuronalen Gewebe wurde in vivo angegeben, wobei besonderes Interesse an der Stimulation der Nervenzellen im auditorischen Nervenzellen gezeigt. Während jedoch INS gezeigt wurde, dass in diesen Einstellungen funktionieren, ist der Mechanismus (oder Mechanismen), durch die Infrarot-Licht bewirkt neuronalen Erregung momentan nicht gut verstanden. Das Protokoll hier beschreibt eine ganze Zelle Patch-Clamp-Methode entwickelt, um die Untersuchung von Infrarot neuronale Stimulation in kultivierten primären auditorischen Neuronen zu erleichtern. Durch gründliches Charakterisierung der Reaktion dieser Zellen auf Infrarot-Laserbelichtung in vitro unter kontrollierten Bedingungen kann es möglich sein, ein verbessertes Verständnis der grundlegenden Physica gewinnenl und biochemischen Prozessen zugrunde liegenden neuronalen Infrarot-Stimulation.

Spiral Ganglionneuronen auf Laserbeleuchtung reagieren mit wiederholbaren Wellenformen sowohl Voltage-Clamp-und Strom-Clamp-Aufnahme-Konfigurationen. 3a zeigt typische Änderungen des Stromflusses durch eine Zellmembran in Antwort auf eine 2,5 ms, 0,8 mJ Laserpuls (durchschnittliche Reaktionszeit von 6 Laserpulse, bei 1 sec Intervallen) mit dem Membranpotential bei -70 mV, -60 mV und -50 mV gehalten wiederholt. Net Einwärtsströme konsequent in Reaktion auf Laserpulse hervorgerufen, Rückkehr zu Ausgangswe...

Infrarot Nervenstimulation als Alternative, eine elektrische Stimulation in einem Bereich von Nerven-Typen, einschließlich derjenigen mit auditorischen System zugeordnet vorgeschlagen. Dieses Protokoll wird ein Patch-Clamp-Verfahren zur Untersuchung des Mechanismus der Infrarot Nervenstimulation in einer Kultur von primären auditorischen Nervenzellen.

Whole Cell Patch-Clamp für erforschen die Mechanismen der Infrarot Neural Stimulation

It has been  demonstrated in recent years that pulsed, infrared laser light can be used to  elicit electrical responses in neural tissue, independent of ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments besteht darin, ein Modellsystem zu entwickeln, um die Wirkungen einer Infrarotlaserbeleuchtung auf auditorische Neuronen in vitro zu untersuchen. Dazu werden kultivierte auditorische Neuronen mittels Patch-Clamp-Technik in der Ganzzellkonfiguration untersucht, um ihre elektrischen Eigenschaften zu erforschen. Anschließend kann die Bestrahlung der Neuronen mit Laserlicht elektrische Antworten in der bestrahlten Zelle hervorrufen, die mit einer Patch-Clamp-Anordnung gemessen werden können.Die Beleuchtungsparameter und Umweltvariablen können anschließend variiert werden, um deren Einfluss auf die laserinduzierten elektrischen Antworten zu untersuchen. Die auditorischen Neuronen, die dem Laserlicht ausgesetzt sind, zeigen auf jeden Laserpuls hin wiederholbare elektrische Aktivität, die einer späteren Analyse unterzogen werden kann. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen zu den Mechanismen zu beantworten, die der Infrarotstimulation von Spiralganglion-Neuronen zugrunde liegen.Obwohl diese Methode spezifisch Einblicke in die Infrarotstimulation von Spiralganglienzellen ermöglicht, kann sie auch auf andere Zelltypen oder vereinfachte Modelle wie Lipiddoppelschichten ausgedehnt werden, um die zugrunde liegenden physikalischen Prozesse weiter aufzuklären. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist wichtig, um eine genaue Positionierung der Lichtleit-Optikfaser sicherzustellen, da die resultierende Strahlungsbelastung ein kritischer Parameter ist. Haben Aufnahmemikropipetten mit einem Widerstand von zwei bis sechs Megaohm vorbereitet. Diese können aus Borosilikatglas mit einem CO2-Laserzuggerät gezogen werden.Bereiten Sie den fasergekoppelten Laser vor. Eine Vielzahl optischer Fasern ist geeignet. Wenn man eine Faser in einer Patchkabel-Konfiguration mit FCPC-Steckern in der Mitte durchtrennt, erhält man zwei Faserabschnitte, jeweils mit einem Stecker an einem Ende und einer freiliegenden Faser am anderen Ende.Das sind die Spleiße. Bereiten Sie die Bärenspitze eines Spleißes vor, indem Sie die Fasermantel entfernen, mit Ethanol reinigen und mit einem geeigneten Werkzeug unter dem Mikroskop spalten. Überprüfen Sie, ob die Spitze senkrecht zur Faserachse steht und flach erscheint.Verbinden Sie das andere Ende des Glasfaser-Pigtails gegebenenfalls mithilfe eines geeigneten Durchgangs-Verbinders mit dem Ausgang des Stimulationslasers. Stellen Sie zu diesem Zeitpunkt stets sicher, dass Sie die Laserleistung am Faserende messen. Tun Sie dies auch nach weiteren Manipulationen an der Faserspitze.Bringen Sie nun die Faser in eine Spannfutter ein und befestigen Sie das Spannfutter am entsprechenden Mikropositionierer. Bestimmen Sie anschließend den Winkel, den die optische Faser relativ zu einem Deckglas bildet. Machen Sie eine Fotografie der Anordnung und berechnen Sie den Winkel mithilfe von ImageJ. Befestigen Sie danach die Verbindungen, die den Laser mit dem Patch-Clamp-Datenerfassungssystem synchronisieren.Der digitale Ausgang des Patch-Clamp-Datenakquisitionssystems sollte über einen externen Funktionsgenerator mit dem Laser verbunden werden, wodurch es möglich ist, die Laserpulsparameter unabhängig vom Datenerfassungssystem festzulegen. Das zur Auslösung des Lasers verwendete Signal sollte an einen Eingang des Datenerfassungssystems zurückgeführt werden, um sicherzustellen, dass Zeitpunkt und Dauer der Laserpulse gleichzeitig mit dem elektrophysiologischen Signal aufgezeichnet werden können. Stellen Sie die Flussrate des Perfusionsystems auf einen Wert zwischen ein und zwei Milliliter pro Minute ein. Ein gravitationsbetriebenes System mit einem Inline-Heizer zur schnellen Erwärmung der Lösung und einer peristaltischen Pumpe zum Absaugen der verbrauchten Lösung eignet sich hierfür gut. Legen Sie eine Deckglaspräparation mit kultivierten Zellen in die Aufzeichnungskammer eines aufrechten Mikroskops unter Verwendung eines hochauflösenden Wasserimmersionsobjektivs und Phasenkontrastbeleuchtung ein und lokalisieren Sie ein Spiralganglionneuron.Ein typisches Spiralganglion-Neuron erscheint phasenhell, rund und hat einen Durchmesser von etwa 15 Mikrometern mit einem deutlichen Zellkern. Sobald ein geeignetes Neuron lokalisiert wurde, wechseln Sie zu einem Objektiv mit niedrigerer Vergrößerung und suchen Sie das Zielneuron. Bewegen Sie dann mithilfe des Mikropositionierers die optische Faser, bis sich die Spitze sowohl in der horizontalen als auch in der vertikalen Ebene nahe am Zielneuron befindet.Wechseln Sie zurück zum Objektiv mit hoher Vergr&ouml;&szlig;erung und positionieren Sie die Spitze der optischen Faser in ihrer vorgesehenen Position neben dem Neuron. Beim Einstellen der vertikalen Position der Faser ist es wichtig, dass die untere Kante der Faser auf dem Deckglasrand aufliegt. Um die Unsicherheit bez&uuml;glich der Position der Faser zu minimieren, kann der Ber&uuml;hrungspunkt anhand visueller Hinweise im Mikroskopbild identifiziert werden.Wenn die Faser in Position ist, bewegen Sie sie entlang ihrer Längsachse um eine bekannte Strecke nach außen, um die Positionierung der Mikropipette nicht zu beeinträchtigen. Die Mikropipette sollte mit intrazellulärer Lösung gefüllt und sicher auf der Kopfplatte des Verstärkers befestigt sein. Über einen Schlauch, der an der Seite des Mikroelektrodenhalters angeschlossen ist, wird ein geringer Überdruck aufgebracht, um ein Verstopfen der Mikropipette zu verhindern.Unter Verwendung eines Mikromanipulators bewegen Sie die Mikropipette in Position direkt über das Zielneuron und fahren Sie mit dem Herstellen einer Gigaohm-Dichtung fort. Notieren Sie die Membrankapazität, Serienwiderstand und Eingangswiderstand, wie sie aus der exponentiellen Kurve ermittelt wurden, die an den Strom angepasst wurde, während des Dichtungstestimpulses.Minimieren Sie den Kapazitäts-Transienten, indem Sie die CP-fast- und CP-slow-Regler am Verstärker anpassen. Schalten Sie dann den Verstärker in den Ganzzellmodus und verändern Sie die Kapazitäts- und Widerstandskompensation, bis während des SEAL-Tests ein flacher Strom beobachtet wird. Anschließend wenden Sie eine Serienwiderstandskompensation mit etwa 70 % Korrektur und 70 % Vorhersage an und passen Sie die Regler für Kapazitäts- und Widerstandskompensation an, um eine flache Reaktion des Testseals aufrechtzuerhalten.Schalten Sie dann den Verstärker in den Strom-Klemm-Modus. Notieren Sie das Ruhe-Membranpotenzial in Abwesenheit einer Strominjektion. Stellen Sie nun einen Haltestrom ein, um das Membranpotenzial auf dem gewünschten Niveau zu stabilisieren.Pipettenden-Kapazität neutralisieren und die Brückenkompensation anpassen, um den Spannungsabfall auszugleichen. Überprüfen Sie die Feuereigenschaften des Neurons durch Stimulation mit depolarisierendem Strom. Bewegen Sie zu diesem Zeitpunkt die optische Faser mithilfe einer Bildgebungssoftware wieder in Position neben das Neuron, wobei Bilder, die über eine CCD-Kamera aufgenommen werden, zunächst auf der Ebene des Neurons und anschließend auf der oberen Kante der optischen Faser fokussiert sind.Analysieren Sie die Bilder, um den Delta-Wert zu bestimmen, also die Position der oberen Kante der optischen Faser relativ zum Zentrum des Zielneurons. Es ist äußerst wichtig, die Position der optischen Faser genau zu kennen. Der Grund hierfür ist, dass die Energie pro Flächeneinheit oder die Strahlungsbelastung, die an die Zielzelle abgegeben wird, ein kritischer Parameter für die Infrarot-Neurostimulation darstellt und erheblich von der Position der Faser relativ zur Zelle beeinflusst werden kann.Diese Laseroptikleistung wird über einen direkten Eingang am Laser computergesteuert geregelt und kann vor jeder Aufnahme manuell festgelegt werden. Die Impulsdauer und Wiederholrate können über den Funktionsgenerator wie zuvor beschrieben gesteuert werden; stellen Sie sicher, dass die Daten sowohl vom Patch-Clamp-Kanal als auch vom Laser-Trigger-Kanal aufgezeichnet werden – halbe bis 15 Millisekunden lange Laserpulse bei 0,25 bis fünf Millijoule ergeben typischerweise messbare elektrische Antworten. Zunächst.Es kann sinnvoll sein, die Wiederholrate der Laserpulse auf ein Hertz oder weniger einzustellen, um unerwünschte Effekte zu minimieren. Sobald alle Laserparameter eingestellt sind, fahren Sie mit der Datensammlung fort.Spiralganglionneurone reagieren auf Laserbeleuchtung mit wiederholbaren Wellenformen sowohl in der Spannungs- als auch in der Stromklammeraufzeichnung als Antwort auf 2,5 Millisekunden lange Laserpulse mit 0,8 Millijoule. Eine typische Zelle erzeugt einen netto einwärts gerichteten Strom bei verschiedenen Haltespannungen. Stromklammeraufzeichnungen zeigen eine anhaltende Membran-Depolarisation während dieser Laserpulse, gefolgt von einem annähernd exponentiellen Rückgang zur Ruhe-Membranpotenzial nach dem Puls.In einigen Fällen tritt nach dem Laserpuls auch eine geringfügige zusätzliche Membrandepolarisation auf. Die Beleuchtung mit übermäßiger Energie oder die Exposition gegenüber starken Temperaturerhöhungen kann zu Zellschäden führen, die durch die Verschlechterung der elektrischen Zelleigenschaften oder einen sofortigen Zelltod beobachtet werden. Durch die Durchführung dieses Verfahrens können verschiedene Umweltbedingungen wie Lösungstemperatur oder chemische Faktoren variiert werden, um deren Einfluss auf die laserinduzierte elektrische Aktivität zu untersuchen.Es darf nicht vergessen werden, dass die Arbeit mit Lasern gefährlich sein kann und standardmäßige Sicherheitsvorkehrungen getroffen werden sollten. Dazu gehören die Verwendung von Laserschutzbrillen, Warnschilder und die Gewährleistung, dass der Strahl nicht unbeabsichtigt auf stark reflektierende Oberflächen trifft.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Dieses Protokoll beschreibt eine Technik namens Ganzzell-Patch-Clamp-Elektrophysiologie, die eine Methode zur Untersuchung der elektrischen Eigenschaften von Mauthner-Neuronen und anderen retikulospinalen Zellen in Zebrafischembryonen ist.

Ganzzell-Patch-Clamp-Elektrophysiologie: Eine Methode zur Untersuchung der elektrischen Eigenschaften von Neuronen

Das Video zeigt ein Protokoll zur Untersuchung synaptischer Interaktionen und neuronaler Reaktionen in einem transfizierten Hippocampus-Hirnschnitt der Maus. Dabei werden sensorische Neuronen mit großer Reichweite beleuchtet, um Aktionspotentiale auszulösen, und die daraus resultierenden exzitatorischen postsynaptischen Potentiale im aufgezeichneten Neuron unter Verwendung der Ganzzell-Patch-Clamp-Technik aufgezeichnet.

Photostimulation und Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnungen von Neuronen in Hippocampus-Schnitten der Maus

Dieses Video demonstriert die Patch-Clamp-Technik zur Messung von Ionenströmen in sensorischen Neuronenzellkörpern des Innenohrs. Darin wird die Herstellung und Verwendung einer polierten Patch-Clamp-Pipette beschrieben, die mit einer internen Lösung gefüllt ist, die Amphotericin B enthält und die Membran perforiert, um die Bewegung der Ionen zu ermöglichen und gleichzeitig die intrazellulären Bedingungen zu erhalten. Spannungsimpulse werden angelegt, um die Aktivität der Ionenkanäle auszulösen...

Perforierte Patch-Clamp-Aufnahmen von sensorischen Neuronenzellkörpern des Innenohrs

Dieses Video zeigt die Untersuchung der Erregbarkeit sensorischer Neuronen in den dorsalen Wurzelganglien unter Verwendung der Patch-Clamp-Technik, um die Rheobase und das Membranpotential zu messen und die Reaktionen der Neuronen auf inkrementelle Strominjektionen zu analysieren.

Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnungen an intakten Spinalwurzelganglien der Ratte

Beschrieben wird hier ein Verfahren zur Erlangung weite Strecken der aktuellen Aufnahme von einem Ionenkanal mit der Cell-Attached-Patch-Clamp-Technik. Diese Methode erlaubt die Beobachtung in Echtzeit, das Muster der Öffnungs-Schließ-Kanal-Konformationen, die die biologische Signal zugrunde liegen. Diese Daten informieren über Kanaleigenschaften in ungestörten biologischen Membranen.

Ein-Kanal-Cell-Attached-Patch-Clamp-Aufnahme

Kortikaler Netzwerke werden von einem kleinen, aber vielfältige Reihe von hemmenden Inter gesteuert. Funktionelle Untersuchung von Inter erfordert daher gezielte Aufnahme und strenge Identifizierung. Hier beschrieben wird, ist ein kombinierter Ansatz, der Ganzzellableitungen von einzelnen oder synaptisch gekoppelten Paare von Neuronen mit intrazelluläre Markierung, Post-hoc-morphologische und immunzytochemische Analyse.

Whole-Cell-Patch-Clamp-Aufnahmen aus Morphologically- und neurochemisch identifizierten Hippocampus Inter

Dieses Protokoll beschreibt grundlegende Verfahrensschritte für die Ganzzell-Patch-Clamp-Aufnahmen durchführen. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung des elektrischen Verhaltens von Neuronen, und wenn in Hirnschnitten durchgeführt wird, ermöglicht die Bewertung verschiedener neuronaler Funktionen von Neuronen, die in relativ gut erhalten Gehirn Schaltungen noch integriert sind.

Whole-Cell-Patch-Clamp-Aufnahmen in Hirnschnitten

Dieses Protokoll zeigt, wie Whole-Cell-Patch-Clamp-Aufzeichnung auf die retinale Neuronen aus einem flachen-Mount-Vorbereitung durchzuführen.

Patch-Clamp-Aufzeichnung von Starburst-Amakrinzellen in einer Wohnung Montage Herstellung von Deafferentated Maus Retina

Die Slice-Patch-Clamp-Technik ist eine wirksame Methode zur Analyse von lernen-induzierte Veränderungen der inhärenten Eigenschaften und Plastizität der erregenden oder hemmenden Synapsen.

Slice-Patch-Clamp-Technik für die Analyse von Learning-induzierte Plastizität

Dieses Protokoll beschreibt die Durchführung von automatischen bildgeführten Patch-Clamp-Experimenten mit einem System, das kürzlich für Standard- In-vitro- Elektrophysiologie-Geräte entwickelt wurde.

Anwendung von automatisierten Bild-geführten Patch-Clamp für die Studie von Neuronen in Gehirn-Scheiben

Lernen Sie die Whole Cell Patch-Clamp-Technik zur Untersuchung der Mechanismen der Infrarot-Neuralstimulation an primären auditorischen Neuronen. Diese Methode ermöglicht präzise Analysen neuronaler elektrischer Antworten auf Laserbelichtung.

Whole Cell Patch-Clamp für erforschen die Mechanismen der Infrarot Neural Stimulation

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