Name: Technische Aspekte der Maus aortokavaler Fistel (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-07-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 12 s
Description: Erfahren Sie eine nahtfreie Technik zur Erstellung einer aortokavalen Fistel bei Mäusen. Diese Methode minimiert Fremdmaterialien und ermöglicht präzise Blutflussmessungen mittels Doppler-Ultraschall für kardiovaskuläre Forschung.

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Diese Arbeit wurde zum Teil durch die National Institutes of Health Zuschuss R01-HL095498 sowie mit den Ressourcen und der Nutzung von Einrichtungen an der VA Healthcare System Connecticut, West Haven, CT unterstützt.

1. Anästhesie und Pre-operative Verfahren <ol><li> Induktion der Narkose Zulassung durch die zuständige Institutional Animal Care und Use Committee erhalten. Männlich C57/black Mäuse im Alter von 10 Wochen werden betäubt. Deliver 4% Isofluran mit 0,8 L / min Sauerstoff zu einer Plexiglas-Box über eine Isofluran Verdampfer und platzieren Sie die Maus im Inneren. Alternativ kann, wenn der Chirurg bevorzugt ist, kann intraperitoneal Anästhesie eingesetzt werden. </li><li> Erhaltung Anästhesie Nach Bestätigung der Anästhesie durch mangelnde Reaktion auf toe Prise wird die Maus auf dem Operationstisch in Rückenlage mit einem Silikon-Maske aufsetzen. Isofluran wird auf 2% reduziert, um geeignete Anästhesie zu halten. </li><li> Haarentfernung Ventral Haar ist vom Hals bis Unterleib mit einem Haarentferner entfernt. Haarentfernung ist bevorzugt, weil das Haar, das links mit einem Rasierer ist mit dem Doppler-Ultraschall stören könnten. </li></ol> 2. Präoperative Ultrasound <ol><li> Ziele des Ultraschalls Doppler-Ultraschall-Untersuchung vor der Operation AVF, um so die Basis-Ebene Erkenntnisse, die mit postoperativen Befunde verglichen werden, um anatomische und physiologische Veränderungen sehen können aufnehmen durchgeführt. </li><li> Punkte der Beobachtung Die Halsschlagader, supra-und infra-renal unteren Hohlvene (IVC) und abdominalen Aorta untersucht sowohl mit Puls-Doppler-und B-Modus. </li><li> Messungen Verwendung des B-Modus Durchmesser jedes Gefäß gemessen wird. Darüber hinaus werden Maximalgeschwindigkeit (systolische Spitzengeschwindigkeit in Arterien) und Wellenformen in jeder der Messpunkte oben beschrieben aufgezeichnet. </li></ol> 3. Operative Verfahren <ol><li> Maus Vorbereitung Bereiten Sie die Einstichstelle mit einem Antiseptikum und weiterhin angemessene aseptische Technik bei der Operation einschließlich der Verwendung eines Operationstuch, sterile Handschuhe und Instrumente etc. </li><li> Laparotomie Mittellinie Bauchschnitt ist f gemachtrom unteren Rand der Leber bis knapp über dem Schambein. </li><li> Die Exposition der Aorta und IVC. Eine Aufrollvorrichtung eingesetzt und alle Eingeweide werden aus der Bauchhöhle gezogen, um die rechte Seite und gehalten eingewickelt in Gaze mit Kochsalzlösung eingeweicht. Präparieren Sie die Membran, die das Retroperitoneum und unteren Dickdarm verbindet Großansicht der Aorta und der IVC bekommen. Üben Sie Druck auf die Blase, wenn es erweitert und bekommt in Weg. </li><li> Exposition der Einstichstelle Einstichstelle wird zwischen der Hälfte bis drei Viertel der Distanz sein von links Nierenvene zu Aortenbifurkation. (Abbildung 1) Präparieren Sie den linken Rand der Aorta, so dass es punktiert werden können. Beachten Sie, dass die Aorta etwa 45 Grad hinter der IVC positioniert ist, und es muss nach hinten neben dem linken seziert werden. (Abbildung 2) Der wichtigste Punkt dieser Operation ist nicht zwischen der Aorta und IVC sezieren. Halten Sie weit weg von ihnen. </li><li> Exposure der Klemme Website des AORta Präparieren Sie die infrarenalen Aorta aus den umliegenden Geweben. Achten Sie darauf, die IVC auf der linken und links Nierenvenen mit seinen Nebenflüssen auf der rechten Seite zu verletzen. </li><li> Spannen der Aorta Spannen Sie den proximalen Aorta durch Anlegen Mikrochirurgie Clips. </li><li> Rotation der Aorta Durch Ergreifen des Bindegewebes um die Aorta, drehen die Aorta, so dass die Punktion von leicht dorsale Seite der Aorta (2) hergestellt werden kann. </li><li> Die Punktion der Aorta bis zur IVC Halten Sie die Aorta in einer gedrehten Position, Punktion der Aorta bis zur IVC mit einer 25 G Nadel. (Abbildung 2) Wenn dies gelingt, kann die Nadel durch die dünne Wand IVC gesehen werden. </li><li> Hämostase Durch Ziehen der retroperitonealen Gewebe, einschließlich der Muskeln, wickeln Sie die Einstichstelle der Aorta. Nicht komprimieren die Aorta gegen die IVC, wie es wolle Gerinnsel die AVF (Abbildung 3). </li><li> De-Klemmen der Aorta Nach Bestätigungder primären Hämostase, de-klemmen die Aorta. Zusätzliche Blutungen auftreten, aber es kann mit weiteren Kompression vorstehend beschrieben, gestoppt werden. Nach de-Klemmung kann arterielle Blut gesehen, das in den IVC statt dunkel venösen Blutfluss werden. </li><li> Schließung des Bauches Bringen Sie die Eingeweiden in seiner natürlichen Position und schließen Sie den Bauch. </li></ol> 4. Post-operative Verfahren <ol><li> Post-operative Betreuung Nach Schließung des Bauches wird Isofluran gestoppt. Post-operative Versorgung einschließlich Analgesie und Wundversorgung wird in Übereinstimmung mit den Anweisungen von Institutional Animal Care und Use Committee empfohlen angewendet. Für Analgesie verwenden wir Buprenorphin bei 0,1 mg / kg alle 12 h intrasmuscularly für 24 Stunden nach den chirurgischen Eingriffen. </li><li> Post-operative Ultraschall Am ersten Tag nach der Operation wird Doppler-Ultraschall durchgeführt, um die AVF zu bestätigen. Darüber hinaus werden andere Variablen gemessen, um die Änderungen von der präoperativen überprüfenWerte. </li></ol>

<ol><li>Allon, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+management+of+vascular+access%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Journal+of+the+American+Society+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Current management of vascular access.</a> Clinical Journal of the American Society of Nephrology. 2 (4), 786-800 (2007).</li>
<li>Dixon, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Why+don%27t+fistulas+mature%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Why don't fistulas mature?</a> Kidney International. 70 (8), 1413-1422 (2006).</li>
<li>Roy-Chaudhury, P., Spergel, L. M., Besarab, A., Asif, A., Ravani, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biology+of+arteriovenous+fistula+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Biology of arteriovenous fistula failure.</a> Journal of Nephrology. 20 (2), 150-163 (2007).</li>
<li>Kudo, F. A., Muto, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Venous+identity+is+lost+but+arterial+identity+is+not+gained+during+vein+graft+adaptation%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">Venous identity is lost but arterial identity is not gained during vein graft adaptation.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 27 (7), 1562-1571 (2007).</li>
<li>Muto, A., Yi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eph-B4+prevents+venous+adaptive+remodeling+in+the+adult+arterial+environment%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Eph-B4 prevents venous adaptive remodeling in the adult arterial environment.</a> The Journal of Experimental Medicine. 208 (3), 561-575 (2011).</li>
<li>Croatt, A. J., Grande, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+model+of+an+arteriovenous+fistula+in+the+rat%3A+the+effect+of+L-NAME%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Characterization of a model of an arteriovenous fistula in the rat: the effect of L-NAME.</a> The American Journal of Pathology. 176 (5), 2530-2541 (2010).</li>
<li>Misra, S., Fu, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+femoral+arteriovenous+fistula+model%3A+increased+expression+of+matrix+metalloproteinase-2+and+-9+at+the+venous+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">The rat femoral arteriovenous fistula model: increased expression of matrix metalloproteinase-2 and -9 at the venous stenosis.</a> Journal of Vascular and Interventional Radiology. 19 (4), 587-594 (2008).</li>
<li>Kojima, T., Miyachi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationship+between+venous+hypertension+and+expression+of+vascular+endothelial+growth+factor%3A+hemodynamic+and+immunohistochemical+examinations+in+a+rat+venous+hypertension+model%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+Neurology%22%5BJournal%5D)">The relationship between venous hypertension and expression of vascular endothelial growth factor: hemodynamic and immunohistochemical examinations in a rat venous hypertension model.</a> Surgical Neurology. 68 (3), 277-284 (2007).</li>
<li>Caplice, N. M., Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neoangiogenesis+and+the+presence+of+progenitor+cells+in+the+venous+limb+of+an+arteriovenous+fistula+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Neoangiogenesis and the presence of progenitor cells in the venous limb of an arteriovenous fistula in the rat.</a> American Journal of Physiology Renal Physiology. 293 (2), F470-F475 (2007).</li>
<li>Nath, K. A., Kanakiriya, S. K., Grande, J. P., Croatt, A. J., Katusic, Z. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+venous+proinflammatory+gene+expression+and+intimal+hyperplasia+in+an+aorto-caval+fistula+model+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Increased venous proinflammatory gene expression and intimal hyperplasia in an aorto-caval fistula model in the rat.</a> The American Journal of Pathology. 162 (6), 2079-2090 (2003).</li>
<li>Karram, T., Hoffman, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+cardiac+hypertrophy+by+a+controlled+reproducible+sutureless+aortocaval+shunt+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Surgery%22%5BJournal%5D)">Induction of cardiac hypertrophy by a controlled reproducible sutureless aortocaval shunt in the mouse.</a> Journal of Investigative Surgery. 18 (6), 325-334 (2005).</li>
<li>Perry, G. J., Mori, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+variation+in+angiotensin-converting+enzyme+does+not+prevent+development+of+cardiac+hypertrophy+or+upregulation+of+angiotensin+II+in+response+to+aortocaval+fistula%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Genetic variation in angiotensin-converting enzyme does not prevent development of cardiac hypertrophy or upregulation of angiotensin II in response to aortocaval fistula.</a> Circulation. 103 (7), 1012-1016 (2001).</li>
<li>Guzman, R. J., Krystkowiak, A., Zarins, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+and+sustained+medial+cell+activation+after+aortocaval+fistula+creation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Early and sustained medial cell activation after aortocaval fistula creation in mice.</a> The Journal of Surgical Research. 108 (1), 112-121 (2002).</li>
<li>Castier, Y., Lehoux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+neointima+lesions+associated+with+arteriovenous+fistulas+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model.</a> Kidney International. 70 (2), 315-320 (2006).</li>
</ol>

Es gibt mehrere Berichte, die AVF beschrieben wurden an Ratten, einschließlich femoralis AVF, 6, 7 Halsschlagader zu AVF 8 und aorto-Kava AVF Halsschlagader. 9, 10 Die Ratte ist um ein Mehrfaches größer als die Maus, die einen leichteren Chirurgie an der Ratte im Vergleich zu die Maus. Um dennoch die Vorteile der Maus genetischen Stämme und Varianten, das Verfahren muss erweitert werden, um Maus-Modellen erweitert werden. Mehrere bisher veröffentlichten Berichte führte die AVF-Modell bei...

Die häufigste Option für Nierenersatztherapie bei Patienten mit terminaler Niereninsuffizienz ist die Hämodialyse gewählt. Zugang für die Hämodialyse wird durch arteriovenöse Fistel (AVF), arteriovenöse Transplantats oder temporäre Katheterplatzierung durchgeführt. Obwohl AVF der bevorzugte Modus des Zugangs sind, AVF weitem noch nicht perfekt. Ein-Jahres-Primär AVF Durchgängigkeitsraten sind nur 60-65%, mit vielen Ausfällen aufgrund Neointimahyperplasie. Die Molekularbiologie und Physiologie der normalen AVF Bildung und maladaptive Bildung bleibt schlecht charakterisiert. Als solches ist es wesentlich zu verbessern AVF Ergebnisse mit zugehörigen Verstärkung in Verständnis der Regulation der Fistel gewonnen werden. 1-3 Belichtung einer Vene arteriellen Fluss häufig in Zusammenhang mit Venentransplantaten die direkte Modelle von chirurgischen Bypass sind. 4, 5 untersucht Obwohl Venentransplantaten und AVF ähnlich Setzen einer Vene zu einem arteriellen Umgebung gibt es mehrere kritische differences zwischen ihnen. Erstens ist der Widerstand des distalen Abfluss Bett wesentlich niedriger AVF, die AVF Drains in den rechten Vorhof während die Venentransplantat Drains der oft erkrankten distalen kleinen Arterien, was zu einer erhöhten Durchblutung und Schubspannung in der AVF. Zweitens kann das Blut im venösen Teil des AVF eine Mischung von venösen und arteriellen Blut, was zu niedrigeren Sauerstoffversorgung im Vergleich zu den rein arteriellen Inhalt in die Vene Transplantat. Drittens wird die Ader in der AVF nicht von seinem Bett entfernt, was zu Erhaltung seiner vaso venorum und nervös Innervationen, verglichen mit der vollständigen Umsetzung der Venentransplantat in den arteriellen Bett. Schließlich ist die Anzahl der in der Regel zwei Anastomosen bei Gefäßplastiken während ein AVF typischerweise nur einen. In dieser Studie stellen wir ein Mausmodell aortokavaler Fistel, die für die Untersuchung von AVF verwendet werden können.

<table><tbody><tr><td>Vevo 770 Ultraschallgerät</td><td>Visualsonics</td><td>20-60 Mhz Scankopf; RMV-704</td><td></td></tr><tr><td>Gefäßklemme</td><td>Roboz Chirurgisches Instrument Co.</td> KG<td>RS-5424</td><td></td></tr><tr><td>Klemmzange zum Anlegen</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>RS-5410</td><td></td></tr><tr><td>25 Gauge Nadel</td><td>Becton Dickinson</td><td>BD PrecisionGlide Nadel 25G x 7/8 #305124</td><td></td></tr></tbody></table>

technische aspekte der maus aortokavaler fistel

Technical Aspects of the Mouse Aortocaval Fistula

Technische Aspekte der Erstellung eines arteriovenösen Fistel in der Maus werden diskutiert. Unter Vollnarkose wurde Bauchschnitt vorgenommen und der Aorta und Vena cava inferior (IVC) ausgesetzt sind. Die proximalen infrarenale Aorta und die distale Aorta für Klammer Platzierung und Punktion seziert, beziehungsweise. Besondere Aufmerksamkeit wird bezahlt, um zwischen Dissektion der Aorta und der IVC vermeiden. Nach dem Einspannen der Aorta wird eine 25 G Nadel zu durchstechen beide Wände der Aorta in die IVC verwendet. Das umgebende Bindegewebe ist für blutstillende Kompression verwendet. Erfolgreiche Gründung des AVF zeigt pulsatile arterielle Durchblutung der IVC. Eine weitere Bestätigung der erfolgreichen AVF kann durch postoperative Doppler-Ultraschall erreicht werden.

Nach dem Training, ist das Überleben am ersten postoperativen Tag in der Regel über 95%; bei postoperativen Tag 7 war die Überlebensrate 91,3% Abbildungen 1 und 2 zeigen die ideale Einstichstelle in koronalen und Querschnitte;. Platzierung der Punktion Website ist entscheidend für die Erzielung guter Überleben ohne übermäßige Blutung. Intra-operative Todesfälle und frühen postoperativen Todesfälle sind in der Regel aufgrund von Blutungen. Dies neigt dazu, mit übermäßiger Dissektion zwischen der Aorta un...

Das Ziel ist es, eine arteriovenöse Fistel, die einfach und reproduzierbar herzustellen. Diese Methode verwendet keine Nähte oder Kleber. Daher können die Proben mit der geringsten Menge an Fremdmaterialien für die Analyse verwendet werden.

Technische Aspekte der Maus aortokavaler Fistel

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta ...

Das allgemeine Ziel dieses Verfahrens besteht darin, erfolgreiche Aorten-Kava-Fisteln anzulegen, was erreicht wird, indem zunächst vorsichtig die Aorta in der Nähe der Einstichstelle präpariert wird. Anschließend wird die Aorta proximal zur gewünschten Position der Aorta-cava-Fistel abgeklemmt. Danach wird mit einer 25-Gauge-Nadel ein Durchstich von der linken Aorta zur unteren Hohlvene vorgenommen.Schließlich wird die Hämostase erreicht, ohne die aortocavale Fistel zu verschließen. Abschließend wird mittels Doppler-Ultraschall ein Anstieg des Blutflusses in der Vena cava nachgewiesen. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der aortocavalen Fistel nach der Osmose-Methode besteht darin, dass sie eine einfache Methode ist, die in kurzer Zeit durchgeführt werden kann und keine Nahtmaterialien erfordert, für die vor der Operation Zeit und Schulung nötig wären.Verwenden Sie die Puls-Doppler-Sonographie, um Basismessungen der suprarenalen und infrarenalen Vena cava inferior oder IVC sowie der Aorta abdominalis im B-Modus durchzuführen. Messen Sie den Durchmesser jedes Gefäßes sowie die maximale Geschwindigkeit und die Wellenform an jedem Messpunkt. Beginnen Sie das Verfahren, indem Sie alle chirurgischen Instrumente und vaskulären Klammern autoklavieren. Nachdem Sie eine männliche C57BL/6-Maus im Alter von 10 Wochen mit 4 % Isofluran bei 0,8 Litern pro Minute anästhesiert haben.Sauerstoff, verwenden Sie einen Zehenquetschtest, um den Sedierungsgrad zu überprüfen. Legen Sie die Maus in Rückenlage. Befestigen Sie eine Silikonmaske und verabreichen Sie 2 % Isofluran.Verwenden Sie ein chemisches Haarentfernungsmittel, um die Haare vom Hals bis zum Unterbauch zu entfernen. Desinfizieren Sie zunächst den Operationsbereich mit 70 %igem Ethanol. Setzen Sie unter dem Operationsmikroskop einen medianen Schnitt von der Unterkante der Leber bis knapp oberhalb des Schambeins an.Setzen Sie einen Retraktor ein und entfernen Sie den gesamten Darm aus der Bauchhöhle. Wickeln Sie ihn dann in mit Kochsalzlösung getränkten Mull und legen Sie ihn auf die rechte Seite. Präparieren Sie die Membran, die das Retroperitoneum und das untere Kolon verbindet, um eine vollständige Sicht auf die Aorta und die Vena cava inferior (IVC) zu erhalten.Üben Sie Druck auf die Blase aus, falls diese dilatiert ist und im Weg liegt. Fügen Sie anschließend eine Einstichstelle etwa auf halber bis dreiviertel Strecke vom linken Nierenvenen zum aortalen Bifurkationspunkt ein. Freilegen Sie den linken Aortenrand, damit dieser punktiert werden kann.Die Aorta liegt etwa 45 Grad hinter der V. cava inferior und muss daher posterior und nach links präpariert werden. Achten Sie darauf, nicht zwischen Aorta und V. cava inferior zu präparieren, und lösen Sie die infrarenale Aorta vorsichtig von den umgebenden Geweben, um die linke V. cava inferior und die rechte Nierenvene mit ihren Seitenästen nicht zu verletzen. Klemmen Sie die proximale Aorta mit Mikrochirurgie-Clips ab, fassen Sie das Bindegewebe um Aorta und V. cava inferior und drehen Sie es so, dass die Punktion von einer leicht dorsalen Seite der Aorta aus erfolgen kann.Während dieser Drehposition verwenden Sie eine 25-Gauge-Nadel, um die Aorta bis zur V. cava inferior (IVC) zu durchstechen. Die Nadel sollte durch die dünne Wand der IVC sichtbar sein. Nach Bestätigung eines erfolgreichen Hämostase-Abklemmens kann nun arterielles Blut aus der Aorta statt dunklen venösen Blutes in die IVC fließen sehen.Schließlich bringen Sie den Darm in seine natürliche Position zurück und verschließen den Bauch mit sechsfachem 0-Nahtmaterial. Stellen Sie die Isofluran-Anästhesie ein und verabreichen Sie postoperativ alle 12 Stunden über einen Zeitraum von 24 Stunden 0,1 Milligramm pro Kilogramm Buprenorphin intramuskulär. Unterbringen Sie das Tier während der Erholungsphase in einem Einzelkäfig und führen Sie Wundpflegemaßnahmen gemäß den Richtlinien Ihrer Institution für Tierversuche durch. Am folgenden Tag führen Sie eine Doppler-Ultraschalluntersuchung durch, um die A-V-Fistel (A VF) zu bestätigen und auf Veränderungen der vor der Operation erhobenen Messwerte zu prüfen.Wie in diesen koronaren und querschnittlichen Ansichten gezeigt, ist die ideale Platzierung der Punktionsstelle entscheidend, um eine gute Überlebensrate ohne übermäßige Blutungen zu erzielen, die typischerweise bei zu starker Dissektion zwischen Aorta und V. cava inferior oder bei unzureichender hämostatischer Wirkung auftreten. Die Überlebensrate nach einem Übungsmodell am ersten postoperativen Tag liegt gewöhnlich über 95 % und beträgt am siebten postoperativen Tag etwa 91 %. Dieses Schema verdeutlicht die Bedeutung des Ummantelns der Punktionsstelle mit Bindegewebe, bevor ein Druck zur Blutstillung ausgeübt wird, wodurch eine gute Hämostase ohne Kompression der A. v. fistula erzielt wird. Nach unserer Erfahrung kann eine erfolgreiche A. v. fistula bereits am dritten Tag mittels Ultraschall bestätigt werden.Einmal bestätigt das duplex-Verfahren das Vorhandensein einer A-V-Fistel, bleibt diese in der Regel bis zum 28. Tag stabil. Diese Abbildung zeigt typische Doppler-Ultraschall-Befunde bei einer erfolgreichen A-V-Fistel-Bildung. Wellenformveränderungen sind auf der Ebene der A-V-Fistel in der V. cava inferior und in Richtung Herz zu beobachten.Die gesamte Bestätigungsrate für VHF am dritten postoperativen Tag beträgt 71,4 %. Sobald die Technik beherrscht ist, kann sie korrekt durchgeführt in 15 bis 20 Minuten abgeschlossen werden.

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Forschung

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Medizin

Wir beschreiben ein Verfahren, bei dem ein Abschnitt der Bauchaorta von einer Maus transplantiert orthotopisch wird knapp unterhalb der Nierenarterien in einer allogenen oder syngenen Empfänger. Diese Technik kann in Untersuchungen, bei denen die Transplantation von grossen Arterien von einheitlicher Größe als vorteilhaft erachtet wird nützlich.

Orthotopen Aortic Transplantation in Mäuse für das Studium der Vascular Disease

Dieses Video zeigt eine Methode zur Generierung eines Maus-Aorten-Interpositionsmodells, um die alloimmuninduzierte vaskuläre Abstoßung zu untersuchen. Nach dem Platzieren einer anästhesierten Spendermaus in Rückenlage wird die infrarenale Bauchaorta (IAA) sorgfältig von den umgebenden Strukturen isoliert. Verzweigte Gefäße werden ligiert und beide Enden der IAA werden geklemmt, um den Blutfluss vor der Resektion zu verhindern. Anschließend wird die Spender-IAA in eine allogene Empfängermaus...

Ein Maus-Aorten-Interpositionsmodell zur Untersuchung der Alloimmun-induzierten Gefäßabstoßung

Wir beschreiben Protokolle für unseren Maus Transplantat arteriosclerois (GA)-Modelle, die unter Zwischenschaltung einer Maus Gefäßsegmentes beinhalten in einen Empfänger des gleichen Inzuchtstammes. Durch Rückkreuzen zusätzliche genetische Veränderungen in den Behälter Spender kann das Modell beurteilen die Wirkung bestimmter Gene auf GA.

Mausmodelle für Graft Arteriosklerose

Wir beschreiben ein Verfahren zum Erzeugen einer zuverlässigen Modell der zerebralen venöse Hypertonie in der adulten Maus. Dieses Modell ist vielfältig beschrieben und geprüft bei der Ratte ist. Diese neue Gegenstück in den Mäusen eröffnet die Möglichkeit der Verwendung von gentechnisch veränderten Tieren und verbreitert, wodurch die Anwendungen des Modells.

Erwachsene Maus venöse Bluthochdruckmodell: A. carotis communis, um äußere Jugularvene Anastomose.

Wir beschreiben ein Protokoll für die Aorteninterpositionstransplantation bei Mäusen. Ziel des Protokolls ist es, ein Modell zur Verfügung zu stellen, mit dem pathologische Prozesse und therapeutische Strategien, die für alloimmune Reaktionen in den Arterien relevant sind, und die daraus resultierenden arteriellen Veränderungen, die zum Versagen von Organtransplantaten beitragen, untersucht werden können.

Maus-Modell der Alloimmune-induzierte Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose

Hier präsentieren wir ein Mausmodell des Versagens von arteriovenösen Fisteln (AVF), in das eine klinisch relevante Anastomosenkonfiguration integriert ist. Dieses Modell kann verwendet werden, um die Pathophysiologie zu untersuchen und mögliche therapeutische Interventionen zu testen.

A Novel Mausmodell der arteriovenöse Fistel Ausfall: Der chirurgische Eingriff im Detail

Nach dem Punktieren der Aorta durch die untere Hohlvene (IVC), um eine Aorto-Kaval-Fistel in der Maus zu erzeugen, wird die Lösung, die ein Medikament enthält, über dieselbe Nadel in die IVC infundiert, gefolgt von der Inkubation. Diese Methode ermöglicht eine robustere Verabreichung des Wirkstoffs an das venöse Endothel im Vergleich zum externen Weg.

Intraluminale Drug Delivery auf die Maus arteriovenöse Fistel Endothel

Wir präsentieren eine Orthotopic Aorten-Transplantation-Modell mit der Sleeve-Technik bei Mäusen. Es ist eine sehr schnelle Anastomose-Methode, die in Studien von Gefäßerkrankungen eingesetzt werden können.

Mit Hilfe der Sleeve-Technik in einem Mausmodell der Aorta Transplantation - ein Lehr-Video

Eine aortocavale Fistel wurde durch Daspunktieren der murinen Infra-Nieren-Aorta durch beide Wände in die untere Vena cava geschaffen und es folgte die Schaffung einer Stenose in ihrem Abfluss durch partielle Ligation der unteren Vena cava. Dieses reproduzierbare Modell kann verwendet werden, um zentrale venöse Stenose zu studieren.

Murine Modell der zentralen venösen Stenose mit Aortocaval Fistel mit einem Abfluss Stenose

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgischen Schritte der Bildung einer musinen gemeinen iliakalen arteriovenösen Fistel. Wir haben dieses Modell entwickelt, um die Pathophysiologie der Gliedmaßen zu untersuchen, die mit dem Zugang zur Hämodialyse zusammenhängt.

Ein murines Modell der Hämodialysezugangsbedingten Handfunktionsstörung

Dieses Protokoll beschreibt die konsekutive Implantation einer osmotischen Pumpe zur Induktion eines Bauchaortenaneurysmas durch Angiotensin-II-Freisetzung bei Mäusen mit Apolipoprotein E (ApoE)-Mangel und eines vaskulären Zugangsports mit einem Jugularvenenkatheter zur wiederholten medikamentösen Behandlung. Die Überwachung der Aneurysmaentwicklung durch 3D-Ultraschall wird trotz dorsaler Implantate effektiv durchgeführt.

Medikamentöse Behandlung mittels zentralvenösem Katheter in einem Mausmodell des Angiotensin-II-induzierten Bauchaortenaneurysmas und Überwachung mittels 3D-Ultraschall

Erfahren Sie eine nahtfreie Technik zur Erstellung einer aortokavalen Fistel bei Mäusen. Diese Methode minimiert Fremdmaterialien und ermöglicht präzise Blutflussmessungen mittels Doppler-Ultraschall für kardiovaskuläre Forschung.

Technische Aspekte der Maus aortokavaler Fistel

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