Name: Transplantation in die Vorderkammer des Auges für Längs-, Non-invasive In vivo Imaging mit Single-cell Auflösung in Echtzeit (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 54 s
Description: Erfahren Sie die Transplantation von Langerhans-Inseln in die Vorderkammer des Mäuseauges für nicht-invasive Bildgebung. Diese Methode ermöglicht Langzeitbeobachtung mit Einzelzellauflösung in Echtzeit.

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Wir erkennen Drs. Camillo Ricordi, Antonello Pileggi, R. Damaris Molano, Stephan Speier und Daniel Nyqvist für fruchtbare Diskussionen. Wir danken auch Eleut Hernandez und Diego Espinosa-Heidmann für die technische Unterstützung und Mike Valdes und Margaret Formoso um Hilfe mit Videoaufnahme. Byron Maldonado erfasst, bearbeitet und produziert das fertige Video. Unterstützung der Forschung wurde von der Diabetes Research Institute Foundation (vorausgesetzt <a href="http://www.DiabetesResearch.org" target="_blank">www.DiabetesResearch.org</a> ), der NIH / NIDDK / NIAID (F32DK083226 MHA; NIH RO3DK075487 zum AC; U01DK089538 um PO.B.). Weitere wissenschaftliche Unterstützung PO.B wurde durch Mittel aus dem Karolinska Institutet, dem schwedischen Research Council, dem schwedischen Diabetes Foundation, Familie Erling Persson-Stiftung, der Familie Knut and Alice Wallenberg Foundation, der Skandia Insurance Company Ltd VIBRANT vorgesehen ( FP7-228.933-2), Strategic Research Program in Diabetes am Karolinska Inst.itutet der Novo Nordisk Stiftung und der Berth von Kantzow Stiftung.

Das folgende Verfahren unter dem Stereoskop wird in 2 Schritten durchgeführt wird, beinhaltet der erste Schritt das Laden der Inseln in die Kanüle und der zweite Schritt ist die tatsächliche Transplantation in das ACE. Alle Verfahren an Tieren durchgeführt wurden durch die institutionelle Pflege der Tiere und die Nutzung Ausschuss (IACUC) der University of Miami zugelassen. Ein. Lädt Islets in Kanüle für Transplantation <ol><li> Center die Inseln in Kulturschale durch Drehen der Schüssel in Verengung Kreisen. </li><li> Trennen Sie die Kanüle aus dem &quot;Reservoir&quot; und legen Sie die Kanüle und Verbindungsschlauch auf eine saubere Oberfläche. Der Behälter kann aus einem 300 ul Einweg-Kunststoff-Pipettenspitze werden ohne Filter (Abbildung 1a). </li><li> Bündig Luftblasen aus dem Reservoir zu kontinuierlichen Strom von Inseln sicherzustellen beim Ansaugen in das Reservoir. Spülen des Reservoirs durch Vorantreiben der Freisprech-motorisierten Spritze Treiber mit dem Fußpedal getan(Abbildung 1b, c). Damit wird auch Platz in der Spritze, um eine Aspiration der Inseln in den Vorratsbehälter (mit steriler Lösung wie Kochsalzlösung, PBS oder Kulturmedien vorbelastet) zu ermöglichen. </li><li> Vorsichtig absaugen gewünschten Menge von Inseln in das Reservoir. Inseln werden zu wirbeln neigen, da sie das Reservoir und geben bleiben gemeinsam auf dem Boden. Aspiration wird durch Rückwärtsfahrt den motorisierten Spritze Treiber mit dem Fußpedal getan. </li><li> Schließen Sie die Kanüle in den Behälter über den Verbindungsschlauch. </li><li> Platzieren Sie die Kanülenspitze wieder in der Kulturschale und bündig die Inseln aus dem Reservoir in den Schlauch dann in die Kanüle. Sicherstellen, dass die Inseln zusammen bleiben, wie Sie-back füllen den Schlauch / Kanüle sanft &quot;schnippen&quot; (Tapping) den Schlauch (Abbildung 1d). Stoppen entweder vor oder nach allen Luftblasen vor der Inseln sind die Kanüle gespült. Wenn nicht sicher, stoppen, wie Inseln auf der Rückseite des Kanüle eingeben, wie die restliche LuftBlasen vor der Inseln kann verhindern, Reflux (Rückfluss) von Inseln aus der ACE. Über Nacht zu zerstreuen. </li><li> In diesem Stadium sind Sie bereit, um die Inseln in der ACE (siehe nächste Schritte) zu injizieren. </li></ol> 2. Inseltransplantation in die Vorderkammer des Auges <ol><li> Positionieren Sie den narkotisierten Maus an einem warmen Pad unter Stereoskop. </li><li> Legen Sie die Schnauze der Maus in Narkose &quot;Maske&quot; mit Sauerstoff / Isofluran-Narkose Maschine. Die Maske ist aus einer 1 ml Einweg-Kunststoff-Pipettenspitze (ohne Filter) und mit der Narkose Schlauch durch das schmale Ende (Abbildung 2a, b). </li><li> Vorsichtig einfahren Augenlider des Auges transplantiert mit dem Zeigefinger und Daumen der freien Hand und &quot;Pop&quot; das Auge für eine bessere Belichtung und einfachen Zugang (Abbildung 2c) werden. Dies erfordert einige Übung, um ohne Behinderung Atmung der Maus durch übermäßigen Druck auf die perfekteHalses oder Blockierung des Blutflusses zum Kopf. </li><li> Verwendung eines wegwerfbaren Insulinspritze (29 - 31G) als Skalpell sorgfältig dringen nur die Spitze in der Hornhaut und einen einzigen seitlichen Schnitt. Machen den Einschnitt in der Mitte zwischen dem Scheitelpunkt der Hornhaut und Limbus zum Rückfluss der Inselchen während der Injektion aus der ACE (Abbildung 2 d) zu minimieren. </li><li> Schieben Sie die Kanüle (vorinstalliert mit Inseln) durch den Einschnitt. </li><li> Langsam auszuwerfen Inselchen aus der Kanüle und hinterlegen sie auf der Iris. Um islet Reflux aufgrund übermäßigen Druckaufbau in der ACE zu vermeiden, werfen Sie die Inseln in kurzen Schüben in möglichst wenig Volumen (s) wie möglich in den Quadranten gegenüber dem Einschnitt. Dies kann weiter durch Verdichten Inselchen im Schlauch beim Laden der Kanüle (siehe Schritt 1,6) sichergestellt werden. </li><li> Langsam einfahren Kanüle aus der ACE. Dies ist ein kritischer Schritt, vor allem, wenn ein großes Volumen von Inseln als Insel Rückfluß durch Druck injiziert wurdedass sich im Inneren des ACE unvermeidlich sein. Zu beseitigen / minimieren Insel Reflux, drehen Sie ihn die Kanüle während im Inneren des ACE Überdruck durch den Einschnitt um die Kanüle freizugeben. Auf Anzeichen von Reflux, wie Sie die Kanüle zurückziehen und, falls erforderlich, bis der Druck nachlässt warten, bevor vollständig Zurückziehen der Kanüle aus dem ACE versuchen. </li><li> Spülen Sie den transplantierten Auge mit sterilem PBS oder Kochsalzlösung. </li><li> Injizieren Buprenorphin zur postoperativen Analgesie (0,05 bis 0,1 mg / kg, subkutan) für die ersten 48 Stunden. </li><li> Bewerben Erythromycin Augenheilkunde antibiotische Salbe auf die transplantierten Auge sofort nach der Transplantation. </li><li> Legen Sie das Tier wieder in einer vorgewärmten Käfig aus der Narkose ermöglichen. </li></ol>

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PO.B. ist einer der Gründer des Biotech-Unternehmens Biocrine, die gehen, um die Vorderkammer des Auges als kommerzielles Service-Plattform zu verwenden. AC ist auf dem Patent zum Schutz dieser Technologie.

Murine Pankreasinseln wurden isoliert unter Verwendung Kollagenaseverdau durch Reinigung auf Dichtegradienten gefolgt, wie zuvor beschrieben 33. Isolierten Inseln wurden über Nacht vor der Transplantation gezüchtet. Obwohl dies nicht erforderlich sein kann, wird empfohlen, damit die Inseln aus dem Isolierungsverfahren erholen. Dies ist entscheidend, wenn die Transplantation in diabetischen Empfängern durchgeführt wird, wie es der Transplantation zu überleben / robust Inseln gewährleistet. <p class="jove_c...

Advances in Intravitalmikroskopie haben physiologischen Erscheinungen nicht vorhergesagt durch in vitro Studien 1 offenbart. Dies unterstreicht die Herausforderung bei der Umsetzung Erkenntnisse durch konventionelle In-vitro-Methoden erhalten in den lebenden Tier. In den letzten zehn Jahren wurde das Sichtbarmachen von Geweben in lebenden Tieren erheblich durch technologische Fortschritte in bildgebenden Verfahren 2, 3, 4, 5, 6 verbessert. Dies hat einen Bedarf für in vivo Bildgebung Ansätze mit mögliches Einsatzgebiet in experimentellen Tiermodellen zu longitudinalen Visualisierung von Zielgeweben nichtinvasiv ermöglichen vorangetrieben. Bildgebende Verfahren wie Kernspintomographie und Positronen-Emissions-Tomographie oder Biolumineszenz haben nicht-invasive Bildgebung von Organen / Geweben tief innerhalb des Körpers 7-8, 9 aktiviert. Aber diese Techniken nicht erreichen können einzelne Zelle Auflösung aufgrund hoher Hintergrundsignale und niedriger räumlicher Auflösung, trotz der Verwendung of Hochkontrastmaterialien oder gewebespezifische Lumineszenz 4. Dies wurde mit dem Aufkommen der Zwei-Photonen-Fluoreszenz-Konfokalmikroskopie 10 gerichtet. Zwei-Photonen-Mikroskopie aktiviert intravital Bildgebung zur Visualisierung und Quantifizierung von zellulären Ereignissen mit beispielloser Details 11, 12. Dies hat zur Charakterisierung von wichtigen biologischen Prozessen in Gesundheit und Krankheit 13, 14, 15, 16 geführt. Während bahnbrechenden intravital bildgebenden Untersuchungen in erster Linie &quot;nachgeahmt&quot; in-vivo-Bedingungen in herausgeschnittene Gewebe (zB Lymphknoten), haben andere Studien invasive Ansätze zur Bild belichtet Zielgewebe verwendet in situ 17, 18, ​​19, 20, 21. Andere Studien haben auch &quot;Fenster Kammer Modelle&quot; Einschränkungen bei invasiven Konzepten und begrenzte Bildauflösung in vivo 22, 23, 24, 25 zugeordnet zu umgehen verwendet. In dem Fenster Kammer Modell wird eine Kammer mit einem transparenten Fenster chirurgisch in die Haut an verschie implantiertMiete Standorten (dorsal oder Ohr haut, Brustfettpolster, Leber, etc.) auf das Tier (zB Maus, Ratte, Kaninchen). Während dieser Ansatz ermöglicht eindeutig hochauflösenden in vivo Bildgebung erfordert es eine invasive Chirurgie, um die Kammer zu implantieren und ist möglicherweise nicht in der Lage, longitudinalen Bildgebungsstudien über mehrere Wochen oder Monate 22 unterzubringen. Es wurde kürzlich gezeigt, dass die Kombination von hoher Auflösung konfokale Mikroskopie mit einem minimal-invasiven Eingriff, nämlich Transplantation in die vordere Kammer des Auges (ACE) eine &quot;natürliche Körper Fenster&quot; als eine leistungsfähige und vielseitige in vivo Bildgebung Plattform 26, 27. Transplantation in das ACE hat sich in den letzten Jahrzehnten eingesetzt, um biologische Aspekte einer Vielzahl von Geweben 28, 29, 30 zu studieren, und seine jüngsten Kombination mit hochauflösenden bildgebenden aktiviert das Studium der Physiologie der Langerhans-Inseln mit Einzel-Zell-Auflösung nicht invasiv und längs &lt;sup&gt; 26, 27. Dieser Ansatz wurde verwendet, um Autoimmunreaktionen bei der Entwicklung von Typ 1 Diabetes im Tiermodell (unveröffentlichte Daten) zu studieren. Es wurde auch verwendet, um Bauchspeicheldrüsenkrebs Entwicklung zu studieren, sowie in Studien der Nierenfunktion durch Transplantation in die ACE Pankreas Knospen oder einzelne Nierenglomeruli bzw. (unveröffentlichte Daten). Ein kürzlich veröffentlichter Bericht über diesen Ansatz weiter demonstriert seine Anwendung auf Immunantwort nach Inselzellen der Bauchspeicheldrüse Transplantation 31 studieren. Wichtig ist, dass diese Studie zeigte, dass die Transplantation in die vordere Kammer des Auges stellt eine natürliche Körper Fenster ausführen: (1) Längs-, nicht-invasiven Darstellung von transplantierten Geweben in vivo, (2) in vivo cytolabeling um zelluläre Phänotyp und Lebensfähigkeit in beurteilen situ, (3) Echtzeit-Tracking von infiltrierenden Immunzellen in das Zielgewebe, und (4) lokale Intervention durch topische Anwendung oder intraokularen Injektion. Hier D Wiremonstrate wie Transplantation in die vordere Kammer des Auges unter Verwendung Pankreasinseln durchzuführen.

<table border="1"><tbody><tr><td> Namen Reagenz </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Beschreibung / Kommentare </td></tr><tr><td> IsoTHESIA (Isofluran) </td><td> Buttler Animal Health Versorgung </td><td> 11695-6775-2 </td><td> 99,9% Isofluran / ml </td></tr><tr><td> Ketaset (Ketamin HCL) </td><td> Fort Dodge Animal Health </td><td> 0856-2013-01 </td><td> Alternative injizierbaren Anästhesie </td></tr><tr><td> Beprenex (Buprenorphin HCL) </td><td> Reckitt Benckiser Health Care (UK) Ltd </td><td> 12496-075-7-1 </td><td> 0,3 mg / ml </td></tr><tr><td> Erythromycin Augensalbe USP, 0,5% </td><td> Akron </td><td> 17478-070-35 </td><td> Prophylaktisch an transplantierten Auge angewendet </td></tr><tr><td> 0,9% Natriumchlorid (Saline) </td><td> Hospira Inc. </td><td> 0409-7983-03 </td><td> Für iv Injektion. Steril </td></tr><tr><td> PBS </td><td> Gibco </td><td> 10010-023 </td><td> 1X. Steril </td></tr><tr><td> CMRL Medium 1066 </td><td> Cellgro </td><td> 98-304-CV </td><td> Ergänzt, CIT Modifikation. Bevorzugte Medien für Inselchen </td></tr></tbody></table>

transplantation in die vorderkammer des auges für längs-, non-invasive<em&gt; in vivo</em&gt; imaging mit single-cell auflösung in echtzeit

Transplantation into the Anterior Chamber of the Eye for Longitudinal, Non-invasive In vivo Imaging with Single-cell Resolution in Real-time

Intravital Imaging hat ein unverzichtbares Werkzeug in der biologischen Forschung entstanden. Bei dem Verfahren wurden viele bildgebende Verfahren entwickelt worden, um verschiedene biologische Prozesse bei Tieren nicht-invasiv zu studieren. Allerdings ist eine große technische Einschränkung in bestehende intravital bildgebenden Verfahren die Unfähigkeit, nicht-invasive, Längs-Bildgebung mit Single-Cell Auflösungsvermögen kombinieren. Wir zeigen hier, wie die Transplantation in der Vorderkammer des Auges, erhebliche Einschränkung bietet eine vielseitige experimentelle Plattform, die nicht-invasive, Längs-Bildgebung mit zellulärer Auflösung in vivo ermöglicht umgeht. Wir zeigen die Transplantation Verfahren in der Maus und bieten repräsentative Ergebnisse mit Hilfe eines Modells mit klinischer Relevanz, nämlich Inselzellen der Bauchspeicheldrüse Transplantation. Zusätzlich zur Aktivierung direkten Visualisierung in einer Vielzahl von Geweben in die vordere Kammer des Auges transplantiert, bietet dieser Ansatz eine Plattform, um Gerölln Medikamenten indem Langzeit-Follow up und Überwachung im Zielgewebe. Wegen ihrer Vielseitigkeit, Gewebe / Zell-Transplantation in die vordere Kammer des Auges nicht nur Vorteile Transplantationstherapien, erstreckt sie auf andere in vivo-Anwendungen der physiologischen und pathophysiologischen Prozessen wie Signaltransduktion und Krebs oder Autoimmunerkrankung Entwicklung zu studieren.

Es gibt ein paar Parameter, die eine &quot;gute&quot; Transplantation zu definieren. Eine gute Transplantation ist eine, die läuft ohne Blutungen bei dem Schnitt wie in dem Video zu sehen. Blutungen verhindert / durch Eindringen nur die Spitze des Skalpells (Nadel) in die ACE (Abb. 3a) minimiert. Dies wird auch dazu beitragen, Kontakt und Punktion der Iris. Es wird auch dafür sorgen, einen kleinen Einschnitt, die sehr gut heilen, ohne dass Trübungen der Hornhaut im Laufe der Zeit (Abbildung 3c, ...

Ein neuer Ansatz, der intraokularen Transplantation und konfokale Mikroskopie ermöglicht Längs-, non-invasive Bildgebung in Echtzeit mit Single-Cell Auflösung innerhalb gepfropft Geweben<em&gt; In vivo</em&gt;. Wir zeigen, wie Langerhans-Inseln in die vordere Kammer der Maus Auge zu transplantieren.

Transplantation in die Vorderkammer des Auges für Längs-, Non-invasive<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging mit Single-cell Auflösung in Echtzeit

Intravital imaging has emerged as an indispensable tool in biological research.  In the process, many imaging techniques have been developed to study ...

Hallo, ich bin Doretta vom Diabetes Research Institute an der Miller School of Medicine der University of Miami. In diesem Video zeige ich Ihnen, wie man pankreatische Inseln in die vordere Augenkammer des Mausauges transplantiert. Das Verfahren umfasst zwei Schritte.Schritt eins ist das Befüllen der isolierten Pankreasinseln in die Kanüle, und Schritt zwei ist der eigentliche Transplantationsvorgang. Für Details zu Geräten und Reagenzien siehe den begleitenden Text. Hier wird der motorisierte Spritzenantrieb mit montierter Spritze sowie den Anschlüssen für Reservoir und Kanüle hervorgehoben, die im folgenden Video im Fokus stehen.Wir beginnen damit, die Ösen in die Kanüle einzuladen. Alle Verfahren werden unter dem Stereomikroskop durchgeführt. Zentrieren Sie zunächst die Ösen, indem Sie die Schale im Kreis drehen.Wenn die Position zentriert ist, trennen Sie die Kanüle vom Reservoir und spülen Sie etwaige Luftblasen aus, indem Sie den motorisierten Spritzenpumpenantrieb vorwärts bewegen. Dies erfolgt durch Betätigen des Vorwärts-Fußpedals. Wenn bereit, beginnen Sie damit, die Ösen in das Reservoir einzusaugen, indem Sie nun den motorisierten Spritzenpumpenantrieb in rückwärts gerichteter Bewegung betreiben.Erneut erfolgt dies durch Betätigen des rückwärtigen Fußpedals. Beachten Sie, wie sich die Ösen tendenziell am Boden des Reservoirs ansammeln. Anschließend verbinden Sie die Kanüle erneut mit dem Reservoir und drücken Sie die Ösen aus dem Reservoir heraus.Dann das Tubing in die Kanüle einführen, um die Ösen aus dem Reservoir zu lösen und dafür zu sorgen, dass sie im Tubing verbleiben. Klopfen Sie leicht auf das Reservoir, während Sie den motorisierten Spritzenpumpenantrieb vorwärts bewegen. Achten Sie darauf, wie dicht die Ösen im Tubing gepackt sind, wenn sie in das hintere Ende der Kanüle eintreten.Mittlerweile sollten Sie bereit sein, die Augen zu transplantieren. Legen Sie die Maus der NS-Größe auf ein Polster und legen Sie das zu transplantierende Auge frei, indem Sie mit Zeigefinger und Daumen an der Kopfhaut ziehen. Verwenden Sie eine neue Nadel als Skalpell.Nähern Sie sich dem Auge mit der abgeschrägten Seite nach unten, um Kontakt und Verletzungen der Iris zu vermeiden. Führen Sie die Nadelspitze in die Hornhaut ein und führen Sie einen seitlichen Schnitt durch. Führen Sie anschließend die Kanüle, vorbeladen mit Augenlidern, durch den Schnitt in die Augenkammer ein und beginnen Sie damit, die Ösen erneut in die Kammer zu infundieren, indem Sie den motorisierten Spritzenpumpen vorwärts bewegen.Keine Sorge wegen Luftblasen, die möglicherweise im Inneren der Kanüle eingeschlossen sind, da sie sich später auflösen werden. Sie wirken zudem als natürliche Barriere, um einen Reflux der Augenlider aus der Kammer zu minimieren oder zu verhindern. Ziehen Sie die Kanüle langsam und vorsichtig aus der Innenkammer zurück.Spülen Sie nun das Auge mit steriler PBS-Lösung. Injizieren Sie Ihr bevorzugtes Analgetikum und tragen Sie abschließend einen antibiotischen Augensalbe auf. Die Transplantation ist abgeschlossen.Wir zeigen nun repräsentative Ergebnisse mit in die Augenkammer transplantierten Pankreas-Augenlidstrukturen. Für Langzeit-Bildgebungsstudien der einzelnen Augenknötchen am siebten Tag nach der Transplantation sind die Augenknötchen bis zum 28. Tag deutlich auf der Iris eingewachsen.Die Ösen befinden sich an denselben Stellen, die bereits zuvor 42 Tage nach der Transplantation zu sehen waren. Die Ösen sind deutlich an denselben Positionen sichtbar. Beachten Sie außerdem, wie gut die Inzision verheilt ist, wodurch jegliche Störung bei der Bildgebung der einzelnen Ösen ausgeschlossen wird.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Live Verfolgung einzelner WT retinalen Progenitoren in verschiedenen genetischen Hintergründen ermöglicht die Bewertung des Beitrags der Zelle nicht autonomen Signalisierung während der Neurogenese. Hier wird eine Kombination von Knock-Down, Chimäre Generation über Embryo - Transplantation und in - vivo - Zeitraffer-konfokale Abbildung wurde für diesen Zweck verwendet.

In - vivo - Bildgebung von Expression Transgene Gene in einzelnen Retinal Vorläufern in Chimäre Zebrabärblingembryonen Studie Zellnichtautonome Einflüsse

Retinalen Pigment Epithelzellen könnte als eine Zelle-Ersatz-Therapie für die fortgeschrittene Form der trockene altersbedingte Makuladegeneration dienen. Dieses Protokoll beschreibt die Erzeugung eines großen Augen Modells der geografischen Atrophie und die subretinale Transplantation von menschlichen embryonalen Stammzellen gewonnenen retinalen Pigment Epithelzellen auf dieses Modell der Krankheit.

Subretinale Transplantation von humanen embryonalen Stammzellen abgeleitet retinalen Pigment Epithelzellen zu einem großen Augen geographische Atrophie

Das Ziel des Protokolls ist längs intravitalen Echtzeitverfolgung der Thymozyten durch Laser-scanning-Mikroskopie in der zebrafischembryonen Implantate in die Vorderkammer des Auges Maus zeigen. Die Transparenz der Hornhaut und Vaskularisierung des Transplantats ermöglicht kontinuierlich aufzeichnen Stammvater Zelle Rekrutierung und Reife T-Zell-Ausstieg.

Echtzeit- In Vivo Verfolgung von Thymozyten in die Vorderkammer des Auges durch Laser-Scanning-Mikroskopie

Präsentiert wird hier eine mikroskopische Multiphotonen-Plattform für die Live-Maus-Augenoberflächenbildgebung. Fluoreszierende transgene Maus ermöglicht die Visualisierung von Zellkernen, Zellmembranen, Nervenfasern und Kapillaren innerhalb der Augenoberfläche. Nichtlineare Signale der zweiten harmonischen Generation, die von kollagenen Strukturen abgeleitet werden, bieten eine etikettenfreie Bildgebung für stromale Architekturen.

Eine benutzerdefinierte Multiphotonen-Mikroskopie-Plattform für Live-Bildgebung von Maus-Cornea und Konjunktiva

In-vivo-Bildgebung ist ein leistungsfähiges Werkzeug für das Studium der Biologie in Gesundheit und Krankheit. Dieses Protokoll beschreibt die transpupille Bildgebung der Netzhaut der Maus mit einem Standard-Zwei-Photonen-Mikroskop. Es zeigt auch verschiedene In-vivoimaging-Methoden, um mehrere zelluläre Kohorten der Netzhaut fluoreszierend zu markieren.

Transpupille Zwei-Photonen-In-vivo-Bildgebung der Netzhaut der Maus

Das Protokoll stellt ein neues Werkzeug zur Vereinfachung der intravitalen Bildgebung mittels invertierter konfokaler Mikroskopie dar.

Optimierter intravitaler Bildgebungsansatz für die Langzeitüberwachung der Dynamik des Epithelgewebes auf einem inversen konfokalen Mikroskop

Hier beschreiben wir eine Plattform, die die nicht-invasive In-vivo-Bildgebung von Lebersphäroiden ermöglicht, die in die vordere Kammer des Mausauges transplantiert wurden. Der Arbeitsablauf reicht von der Erzeugung von Sphäroiden aus primären Leberzellen über die Transplantation in das Mausauge bis hin zur In-vivo-Bildgebung mit zellulärer Auflösung durch konfokale Mikroskopie.

In-vivo-Bildgebung von Lebersphäroiden, die in die vordere Kammer des Mausauges transplantiert wurden

Hochfrequenz-Doppler-Ultraschall ist eine neue Technologie für die Beurteilung der regionalen Myokardfunktion. Diese Arbeit präsentiert erste Nachweis einer Anwendbarkeit dieses vielseitige Imaging-Plattform für die wiederholte Messung der myokardialen Belastung, dp / dt und Mitralinsuffizienz in der Ischämie-Reperfusion (IR) murine Herzen.

Hochfrequenz-High-Resolution Echokardiographie: First Evidence on Non-invasive Wiederholte Messung der myokardialen Strain, Kontraktilität und Mitralinsuffizienz in der Ischämie-Reperfusion Murine Herz

Wir präsentieren hier eine Ratte Nierentransplantation Modell zur nicht-invasiven Bestimmung von akuter Abstoßung mittels Positronen-Emissions-Tomographie mit 18F-FDG.

Nicht-invasive Bildgebung des akuten Abstoßung nach Nierentransplantation mit Rat<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

Wir kombinierten Frequenz-Domain-Nahinfrarot-Spektroskopie Maßnahmen der zerebralen Oxygenierung des Hämoglobins mit diffuser Korrelations-Spektroskopie Maßnahmen des zerebralen Blutflusses Index einen Index der Sauerstoff-Stoffwechsel zu schätzen. Wir testeten den Nutzen dieser Maßnahme als Nachttisch Screening-Tool, um die Gesundheit und Entwicklung des Neugeborenen Gehirns zu beurteilen.

Non-invasive optische Messung des zerebralen Metabolismus und Hämodynamik bei Säuglingen

Erfahren Sie die Transplantation von Langerhans-Inseln in die Vorderkammer des Mäuseauges für nicht-invasive Bildgebung. Diese Methode ermöglicht Langzeitbeobachtung mit Einzelzellauflösung in Echtzeit.

Transplantation in die Vorderkammer des Auges für Längs-, Non-invasive

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