Proteinauftrennung mittels SDS-PAGE

Das SDS-PAGE ist eine Methode, die von vielen Forschern benutzt wird, um Proteingemische aufzutrennen. Die erfolgreiche Ausführung dieses Verfahrens ist der erste wichtige Schritt in vielen verschiedenen Methoden zur Proteinanalyse, wie zum Beispiel dem Immunblot. Als alleinstehende Methode ist es ein wichtiges Werkzeug, um die Größe und Reinheit von Proteinen zu begutachten.

Um das SDS-PAGE zu verstehen, müssen wir zuerst dessen grundlegende Bestandteile verstehen. SDS-PAGE steht für Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese.

Der erste Teil davon, also das Natriumdodecylsulfat (oder SDS), ist ein anionisches Tensid. Das heißt, dass es aus einer hydrophilen Gruppe mit einer negativen Nettoladung und einer hydrophoben Kette mit einer neutralen Ladung besteht.

Die hydrophoben Ketten umschließen die Proteine relativ zu ihrer Masse mit einem Verhältnis von 1.4 Gramm SDS pro Gramm Protein. Das ist der Grund, weshalb die Proteine in einem elektrischen Feld nach ihrer Größe aufgetrennt werden können.

Die Polyacrylamid-Gelelektrophorese beinhaltet die Benutzung eines Hydrogels aus Polyacrylamid. Polyacrylamid ist ein Polymer, der eine sehr geordnete Matrix bildet, durch welche die Proteine migrieren können. Je höher die Konzentration des Gels, desto langsamer durchqueren die Proteine das Gel in einem elektrischen Feld. Das Verfahren, bei dem man ein räumlich gleichmäßiges elektrisches Feld benutzt, um die Bewegung eines Objektes zu beeinflussen, nennt man Elektrophorese.

SDS-PAGE wird für Proteine angewandt, die von vielen verschiedenen Quellen, wie zum Beispiel aus Zellen in Kultur, Geweben, Blut, Urin, oder Hefe, isoliert worden sind.

Proteine, die von diesen verschiedenen Quellen isoliert worden sind, müssen zuerst mit Verfahren wie Homogenisierung und Zentrifugierung von anderen zellulären Komponenten getrennt werden. Oft ist der nächste Schritt dann die Benutzung von Puffern für den Zellaufschluss.

Nachdem das Protein isoliert wurde, wird oft die Konzentration bestimmt, um sicherzustellen, dass die gleiche Menge an Proteinproben geladen wird. Die Konzentration wird mit einem kolometrischen Verfahren, durch das Vergleichen der Menge des Proteins zu einen Albuminstandard in Bicinchoninsäure, oder BCA, bestimmt.

Es ist wichtig, dass man nicht vergisst den Probenpuffer zu den Proben hinzu zu geben. Der Probenpuffer hat 3 Funktionen. Erstens denaturiert er die Proteine dank des SDS und anderer reduzierender Reagenzien. Das heißt im Grunde genommen, dass die komplexe Proteinstruktur in eine lineare Aminosäurekette umgewandelt wird. Zweitens enthält der Probenpuffer Glyzerin, welches bewirkt das die Probe nicht wegfließt wenn man die Geltaschen belädt. Und letztens enthalten die meisten kommerziell erhältlichen Probenpuffer einen Farbstoff, wie zum Beispiel Bromophenolblau, welcher dabei hilft zu Messen wie weit die Elektrophorese bereits fortgeschritten ist.

Nachdem man den Probenpuffer hinzugibt, werden die Proben gemischt und für 5 Minuten gekocht. Das führt dazu, das die Disulfitbrücken in den Proteinen durch eine reduzierende Reagenz, wie zum Beispiel beta-Mercaptoethanol, gespaltet werden. Wenn alle Disulfidbrücken gespalten sind, kann das SDS die Proben gleichförmig umschließen.

Danach werden die Proben kurz zentrifugiert. Jetzt können sie in das Elektrophese-Gelsystem geladen werden.

Bevor die Proben aufgetragen werden, muss das Gelsystem erst einmal aufgebaut werden. Das fängt beim Kauf oder mit der Herstellung eines Polyacrylamid-Gels an. Fertig hergestellte Gele werden immer populärer, da das Polyacrylamid ein Neurotoxin ist und zu Hirnschäden führen kann. Das Gel besteht aus Geltaschen, in welche man die Proben aufträgt.

Wenn die Gele sicher platziert sind, füllt man die innere und die äußere Kammer mit einem Puffer, welcher die selbe Ionenkonzentration enthält wie der Puffer, der für die Herstellung des Gels benutzt wurde. Dadurch wird ein Stromkreis hergestellt, in welchem der Strom einfach von der Kathode, durch das Gel, zu der Anode, fließen kann.

Nun werden die Molmassen-Standards in das Gel aufgetragen, gefolgt von den Proben. Wenn das Gel läuft, erzeugt der Standard sichtbare Banden mit bekannten Größen. Zum Schluss können diese Banden benutzt werden, um die Größe der Proteine zu berechnen.

Wenn alle Proben aufgetragen sind, werden die negativen und positiven Anschlüsse der Gelkammer mit der Stromversorgung verbunden, die eine konstante Spannung für eine längere Zeitspanne bereitstellen muss. Gele werden normalerweise bei 60V gestartet bis die ganze Probe in eine Gelregion, die Sammelgel heißt, eingetreten ist. Danach wird die Spannung auf ~200V erhöht und das Gel für 30 Minuten bis 1 Stunde laufen gelassen, abhängig von der Größe und der Konzentration des Gels und der Größe des Zielproteins.

Wenn die Elektrophorese abgeschlossen ist, wird die Gelkassette entfernt und geöffnet, um das Gel zu entfernen. Das Gel kann dann mit den typischen Proteinfärbungen, wie dem Coomassieblau oder der Silberfärbung, eingefärbt werden, um die Proteinbanden zu visualisieren. Die Coomassiefärbung kann bis zu 50 Nanogramm des Proteins nachweisen, wohingegen die Silberfärbung sogar nur 1 Nanogramm eines Proteins nachweisen kann.

Bei der zweidimensionalen Gelelktrophorese werden die Proben nach zwei verschiedenen Eigenschaften, nacheinander aufgetrennt. Zuerst werden die Proben geladen und nach ihren isoelektrischen Punkten auf lokalisiserten pH-Gradienten getrennt. Die Proteine in den Gelstreifen werden dann denaturiert und auf ein Polyacrylamid-Gel aufgesetzt, wo sie durch ein frisches Gel räumlich festgehalten werden. Dann erfolgt die Separation in der zweiten Dimension durch SDS-PAGE.

Die isoelektrische Fokussierung ist nicht die einzigste, aber die häufigste, Anwendung der 2-D Gelelektrophorese. Die 2-D Gelelektrophorese ist ein wichtiges Werkzeug, um Proteinkomplexe und die suborganelle Organisation besser zu verstehen.

Nachdem das Gel gelaufen worden ist, transferiert man die Proteine für Analysezwecke häufig von dem Gel auf eine Membran die aus PVDF oder Nylon gefertigt ist. Dann können spezifische Antikörper benutzt werden, um Zielproteine auf der Membran nachzuweisen. Hier sieht man einen normalen Immunblot, in dem ein Forscher 3 verschiedene Signal-Amplifikationsverfahren verwendet hat, um festzustellen welches am besten das Protein Pit1 in mehreren seriellen Verdünnungen nachweist.

Das war die Einführung in SDS-PAGE von JoVE. Ihr solltet nun die verschiedenen Schritte in der Proteinauftrennung nach Größe verstehen, die mit dieser vielfältigen Methode möglich sind. Wie immer –Danke für eure Aufmerksamkeit.