Die Analyse der Fettsäuregehalt und Zusammensetzung in Mikroalgen

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, den Gesamtfettsäuregehalt und die Zusammensetzung in Mikroalgen zu messen. Dies wird erreicht, indem zunächst eine Probe vorbereitet wird, die eine bekannte Menge an lyophilisierter Algenbiomasse enthält. Der zweite Schritt besteht darin, die Biomasse der Mikroalgen zu zerstören.

Als nächstes werden die lipophilen Bestandteile extrahiert und isoliert. Der letzte Schritt ist die Umesterung der ACell-Lipide zu Fettsäuremethylestern. Letztendlich wird die Gaschromatographie verwendet, um die Fettsäuren zu quantifizieren.

Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie z.B. tric-Bestimmungen besteht darin, dass diese Methode sehr genau ist und spezifisch alle Fettsäuren und alle anderen lipophilen Komponenten misst. Das Verfahren wird von NDI Afer, einem Techniker aus unserem Labor, demonstriert. Bevor Sie mit diesem Verfahren beginnen, bestimmen Sie die Trockengewichtskonzentration der Algen in Gramm pro Liter in der Kulturbrühe, wie in der aufgeführten Referenz beschrieben. Übertragen Sie ein Volumen Kulturbrühe, das fünf bis 10 Milligramm Algen enthält, mit einem Zentrifugenröhrchen aus Zweigglas.

Berechnen Sie die genaue Menge an übertragener Biomasse unter Verwendung der zuvor ermittelten Biomassekonzentration. Zentrifugieren Sie die Probe fünf Minuten lang bei 1200 Gs. Einen Teil des Überstands verwerfen und etwa 0,25 Milliliter im Röhrchen belassen. Nächste Reanimation. Suspendieren Sie die Algen im restlichen Überstand, indem Sie das Pellet vorsichtig auf und ab pipettieren, und geben Sie die Zellmischung in ein Rührröhrchen.

Spülen Sie das Zentrifugenröhrchen und die Pipettenspitze mit einer 200-Mikroliter-Pipette mit plus oder minus 0,15 Millilitern Millikubikwasser und geben Sie die Flüssigkeit in das Rührröhrchen. Zentrifugieren Sie das Perlschlägerrohr eine Minute lang bei maximaler Drehzahl, um sicherzustellen, dass keine Luftblasen am Boden des Röhrchens verbleiben. Wenn Sie fertig sind, lyophilisieren Sie das Material in der Tube, anschließend.

Bereiten Sie eine Lösung von 50 Milligramm pro Liter Trip Penta Deano in einem angereicherten Volumenverhältnis von Chloroform zu Methanol vor. Geben Sie mit einer Verdrängerpipette einen Milliliter des Stativs in das Sickenrohr, keine Lösung. Vergewissern Sie sich, dass sich keine Perlen in der Kappe des Perlenschlägerrohrs befinden, da dies zum Auslaufen der Rohrwulst führt.

Schlagen Sie das Rührrohr achtmal bei 2.500 U/min für jeweils 60 Sekunden mit einem 122. Intervall zwischen den einzelnen Perlen. Übertragen Sie anschließend die Lösung in Kügelchen aus dem Perlrührröhrchen in ein sauberes, hitzebeständiges 15-Milliliter-Glaszentrifugenröhrchen mit einem Schraubverschluss mit Tefloneinsatz. Waschen Sie das Perlschlägerrohr mit einem Milliliter des Stativs, keine Lösung, und übertragen Sie die Wäsche auf das Glaszentrifugenröhrchen.

Wiederholen Sie den Vorgang noch zwei Mal. Wirbeln Sie die Probe fünf Sekunden lang vor und beschallen Sie sie dann 10 Minuten lang. Nach der Beschallung bei 2,5 Millilitern einer pH-Wasserlösung von sieben Milli Kubikmetern mit 50 Millimolar Triss und einem molaren Natriumchlorid in das Zentrifugenröhrchen.

Sobald die Probe vortext und ein zweites Mal beschallt wurde, zentrifugieren Sie sie fünf Minuten lang bei 1200. Wenn Sie fertig sind, übertragen Sie die untere Chloroformphase vorsichtig mit einer Glaspastipipette in ein sauberes Glasröhrchen und wiederholen Sie die Extraktion mit einem Milliliter Chloroform. Wenn Sie fertig sind, sammeln Sie die Chloroformphase mit einer hinteren Glaspipette und füllen Sie sie mit der ersten Chloroformfraktion.

Verdampfen Sie das Chloroform mit einem Stickstoffgasstrom, um die getrockneten extrahierten Lipide zu erhalten. Geben Sie anschließend drei Milliliter Methanol mit 5 % Schwefelsäure in das Röhrchen mit den getrockneten extrahierten Lipiden und verschließen Sie es fest. Vortexen Sie die Probe fünf Sekunden lang.

Inkubieren Sie die Proben drei Stunden lang bei 70 Grad Celsius in einer Blockheizung. Stellen Sie regelmäßig sicher, dass die Proben nicht kochen, und wirbeln Sie das Röhrchen nach jeder Probenkontrolle durch. Sobald die Probe auf Raumtemperatur bei drei Millilitern Milliwürfel Wasser und drei Millilitern N Heane abgekühlt ist, wird das Röhrchen nach dem Wirbelmischen in das Röhrchen abgekühlt.

Rühren Sie die Probe 15 Minuten lang mit einem Reagenzglasrotator. Nachdem Sie die Proben aus dem Rotator des Reagenzglases entnommen haben, zentrifugieren Sie sie fünf Minuten lang bei 1200 Gs. Sammeln Sie mit einer Glaspipette zwei Milliliter der oberen Hexanphase und geben Sie sie in ein frisches Glasröhrchen. Um die gesammelte Hexanphase zu waschen, geben Sie zwei Milliliter Milli Q Wasser in das Glasröhrchen.

Dann wirbeln Sie die Probe fünf Sekunden lang vor und zentrifugieren Sie sie fünf Minuten lang. Bei 1200 g wird die Hexanphase mit einer Glaspastierpipette aus dem Glasröhrchen in ein GC-Fläschchen übertragen. Setzen Sie dann eine Kappe auf das GC-Fläschchen und ziehen Sie sie fest, um eine Verdunstung des Lösungsmittels zu verhindern.

Stellen Sie das Probenfläschchen in den Autosampler des GC-Fit-Instruments. Führen Sie schließlich die Probe auf dem Gerät mit einer neuen Rufsäule mit einer Gesamtflussrate von 20 Millilitern pro Minute und einem Injektionsvolumen von einem Mikroliter durch. Siehe das Textprotokoll für die Säulenspezifikationen und chromatographischen Bedingungen?

Ein typisches Chromatogramm, das mit diesem Verfahren erhalten wird, ist hier dargestellt. Fettsäuremethylester werden durch die GC-Säule nach Größe und Sättigungsgrad getrennt, und das verwendete Protokoll verwendet Fettsäuren mit kürzerer Kettenlänge und gesättigtere Fettsäuren haben kürzere Retentionszeiten. Die verwendete GC-Säule und das Protokoll beabsichtigen nicht, Fettsäureisomere zu trennen, aber dies könnte durch die Verwendung einer anderen GC-Säule und eines anderen Protokolls erreicht werden.

Der Fettsäuregehalt und die Zusammensetzung von C Desus UEX 3 93 sowohl unter stickstoffausreichenden als auch unter stickstoffarmen Bedingungen sind hier dargestellt. Die Gesamtfettsäuregehalte betrugen 8,6 plus oder minus 0,5 % bzw. 44,7 plus oder minus 1,7 % unter stickstoffreichen bzw. stickstoffarmen Anbaubedingungen. Diese Werte zeigen, dass die Zusammensetzung und der Gehalt von Fettsäuren stark von Stickstoffmangel beeinflusst werden.

In ESBL sind Palmitinsäure und Ölsäure die beiden am häufigsten vorkommenden Fettsäuren. Einzelheiten zur Berechnung des Fettsäuregehalts und der Fettsäurezusammensetzung finden Sie im Textprotokoll? Der Fettsäuregehalt und die Zusammensetzung von Odum Trico UEX 6 4 0 sowohl unter stickstoffausreichenden als auch unter stickstoffarmen Bedingungen sind hier dargestellt.

Ähnlich wie bei schrägen UUs werden der Fettsäuregehalt und die Fettsäurezusammensetzung stark von Stickstoffmangel beeinflusst. Unter stickstoffausreichenden und stickstoffarmen Bedingungen betrug der Gesamtfettsäuregehalt 11,7 plus oder minus 0,9 % bzw. 30,5 plus oder minus 1,1 %. P-Trium produziert auch erhebliche Mengen an hochungesättigten Fettsäuren wie I csap, Penta IC-Säure.

Darüber hinaus können mit dieser Methode auch sehr langkettige Fettsäuren wie z.B. Lignersäure nachgewiesen werden. Dieses Verfahren kann erweitert werden, indem ein Schritt zur Trennung von Lipidgerinnseln zwischen der Lipidextraktion und einem Umesterungsschritt eingeschlossen wird, um zusätzliche Einblicke in die Zusammensetzung der Lipidklasse von Mikro-LG zu erhalten, wie in den Referenzen im Protokolltext beschrieben.