Name: Technik zur Untersuchung Gliederfüßer und Mikrobielle Gemeinschaften im Baum Tissues (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 30 s
Description: Lernen Sie die Phloem-Sandwich-Technik zur Beobachtung von Gliederfüßern und Mikroorganismen in Baumgeweben. Diese Methode ermöglicht Forschern die Untersuchung ökologischer Interaktionen in Waldekosystemen.

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Wir danken Eli Jensen, Stefano Padilla und Kasey Yturralde für ihre Unterstützung sowie Karen London und anonymen Gutachtern des Manuskripts. Wir danken Jake Baker und Karla Torres für das Videomaterial. Die Finanzierung wurde R.W.H von der NAU School of Forestry und dem NAU Technology and Research Initiative Fund (TRIF) zur Verfügung gestellt.

1. Phloem Auswahl und Streichung Baum <ol><li> Wählen Sie einen Baum mit besonderen Eigenschaften. Sammeln Phloem von Kiefern (dh Bäume in der Gattung Pinus), da sie einen unverwechselbaren Phloem Schicht, die mehrere Millimeter dick ist. 18,27 Sobald ein Baum befindet, die nur wenige unteren Äste hat, kontrollieren Sie sie für sonstige Mängel, wie Insektenangriffe haben und / oder Krankheitserregern. Alternativ können Sie Phloem von anderen Nadelbäumen wie Fichten im Phloem Sandwiches. 9 Sonstige Baumarten können für Phloem Entfernung sein, wie Laubhölzer. HINWEIS: Nadelbäume mit großen Kronen haben typischerweise die dickste Phloemgewebe. Um die Menge des Phloem zu maximieren, ist es am besten, Bäume, die wenigen Defekten und Äste am Stamm (Bole) haben geschnitten. Kiefernarten, die Selbstschnittarbeiten sind am besten. Phloem ist typischerweise dicksten während der Vegetationsperiode und ist dicker höher Kofferraum als in Bodennähe. Phloem ist manchmal schwierig, Remove von den Bäumen in den Herbst oder Winter Jahreszeiten. </li><li> Schneiden Sie ein Baum um oder nutzen kurzem geschnitten Protokolle Phloemgewebe erhalten. Wählen Sie eine Fallrichtung, die Schäden an der Baum sowie in der Nähe Bäume minimieren. Cut zweigt den Kofferraum, um einen leichteren Zugang zu bellen Materialien während Phloem Entfernung zu ermöglichen. </li><li> Sobald ein Baum gefällt (gefällt; auf den Boden fallen gelassen) beginnen Abschaben der Rinde des Stammes mit einem scharfen Ziehklinge (Abb. 1A). Schaben einen Bereich der Rinde bis das Phloem Schicht erreicht ist. HINWEIS: Das Phloem Schicht ist typischerweise in der Farbe heller (zB cremefarben) und feucht, während die äußere Rinde ist trockener und dunkler in der Farbe (Abb. 1b). Besondere Vorsicht nicht, das Phloem kratzen. Die Fläche der Rinde abgeschabt, hängt von der Größe des Phloem Stück (s) erforderlich. </li><li> Nachdem die Rinde entfernt wird, schneiden einen Umriss des Phloem Stück mit einem scharfen Messer. Sicherstellen, dass das Messer schneidet den ganzen Weg zu dem Xylem (Fig. 2A). </li><li> Um das Phloem zu entfernen, starten Sie an einer Ecke des Phloem Stück mit den Fingern vorsichtig schälen die Phloem. Mit einem Messer in Abkratzen der Phloem aus dem Xylem unterstützen. Weiterhin das Ziehen des Phloem ab, bis das gesamte Stück entfernt wird. HINWEIS: Phloem schält typischerweise off des Baumes am einfachsten im Sommer. Für die Phloem außerordentlich schwierig zu entfernen ist, kann ein spachtelförmiges Werkzeug in der Anstrengung zu unterstützen. </li><li> Legen Sie das Phloem Stück sofort in einen sterilen Beutel. Für beste Ergebnisse, Vakuum den Beutel (Abb. 2B) bzw. bei Verwendung ziploc Taschen, entfernen Sie alle Luft aus dem Beutel. Dies erhöht die Lebensdauer des Phloem. Optional legen mehrere Stücke von Phloem in einem Beutel. Shop Phloem in luftdichten Beuteln leicht über dem Gefrierpunkt (zwischen 1 und 10C), um seine Frische behalten. </li></ol> 2. Erstellen der Phloem Sandwich <ol><li> Schneiden Sie zwei gleich große Stücke aus klarem Acryl, Polycarbonat oder einem ähnlichen harten, klaren Material (zB Glas) etwas größer ausr als das Stück Phloem (Abb. 2C). Rund um die Kanten der Acryl um die Ecken reißt die Parafilm Dichtung zu verhindern. Dieses Protokoll verwendet einen 1/8 in. Dicken Plexiglas. HINWEIS: Die Größe der geschnittenen Stücke hängt von den Bedürfnissen des Subjekts Organismus und der Dauer der Studie. Zum Beispiel ein Paar von Borkenkäfern nutzt 4 dm 2 Phloem über einen Monatszeitraum, aber brauchen nur 1 dm 2, wenn die Studie innerhalb von mehreren Tagen stattfindet. </li><li> Bohren Sie ein Loch in eine der Acrylstücke um den Eintritt von Studienorganismus (en) zu ermöglichen. Die Größe und Anzahl der Löcher hängt von den Zielen (Fig. 2D). </li><li> Vor Inbetriebnahme des Phloem zwischen den Acrylstücke, sterilisieren Acryloberfläche (mit&gt; 70% Ethanol) oder, bei Verwendung von neuen Acryl, die Schutzfolie entfernen. </li><li> Legen Sie das frische Stück Phloem zwischen den sterilen Acryl Stück. Orient das Acrylstück mit der Bohrung (en) auf der Innen- oder Außenseite des Phloem whichever erforderlich ist. Typischerweise stehen die Aussenseite des Phloem (Seite, die Rinde hatte) in Richtung auf die Eintrittsöffnungen. </li></ol> 3. Dicht Phloem Sandwich <ol><li> Um eine temporäre Dichtung um das Phloem Sandwich zu erstellen, verwenden 2 in. Breit an den Rändern des Phloem Sandwich (Abb. 2C) zog Parafilm-Streifen. Alternativ können Sie eine Polyvinylidenchlorid Wrap, um die Kanten zu versiegeln. 6 Als nächstes legen Sie eine Klammer auf jeder Seite des Sandwich um die Acryl zum Phloem quetschen. Sicherzustellen, dass die gesamte Oberfläche nach unten geklemmt, um Luftzwischenraum zwischen der Acryl- und Phloem (2C) zu verhindern. Wenn sie nicht richtig eingespannt ist, können die Proben zwischen der Acryl- und Phloem einziehen. </li><li> So erstellen Sie eine semi-permanente Abdichtung fügen Sie einen nicht-Kleben Epoxy oder Vaseline um den Phloem. Stellen Sie sicher, dass das Material die Phloem vollständig umgibt. Als Nächstes verwenden Sie Klammern oder Schrauben mit Schrauben (müssen möglicherweise Bohrungen vor der Zeit zu bohren), um die Acryldicht Phloem halten.Die Sandwiches nur lebensfähig bleiben für bis zu ein oder zwei Monate. </li><li> In Abhängigkeit von den Sauerstoffbedarf der Studie Organismen, fügen einen Luftfilter auf eine oder mehrere Seiten des Sandwich. Dies wird ermöglichen, dass Luft in das Phloem Sandwich geben aber den Wasserverlust aus dem Phloem begrenzen. Wir verwenden einfache Aktivkohlefilter, die auch die Gefahr von pilzlichen und bakteriellen Kontamination zu reduzieren. </li><li> Für Studien Exemplare, die Ein- und Ausreise an benötigen, ersetzen Sie eine der Acrylstücke mit Holz oder ähnliches Material, die ein Insekt in die Bohrung kann. Dies ist besonders wichtig für die Beobachtung der Holzbohrer, da nach ihrer Larvenzustand im Phloem Schicht abgeschlossen ist, sie dann die Bohrung in das Xylem. </li><li> Um Probanden aus Verlassen der Eingangslöcher zu vermeiden, legen kleine Petrischalen (oder andere Objekte, Band) über die Löcher, Sperrung Flucht. Da Organismen, die in diesen Räumen befinden sich daran gewöhnen, schlechten Lichtverhältnissen kann es erforderlich sein, die Sandwiches in einem dunklen Raum oder Kasten, oder Ort o platzierenpaque Material oben, um das Licht zu blockieren. </li></ol> 4. Observing Organismen im Phloem Sandwich <ol><li> Einzuführen Studie Proben in Öffnung des Phloem Sandwich (Abb. 2D). Beachten Proben mit einem Binokular unter einer roten Ampel oder weißes Licht auf eine geringe Lautstärke (Abb. 2E) gesetzt. </li><li> Um die Aktivitäten oder das Wachstum von Exemplaren innerhalb der Phloem Sandwich aufzeichnen befestigen eine Kamera oder Videokamera an das Mikroskop. Bringen spezielle Videokameras, um das Okular des Mikroskops (Abb. 2E &amp; F). Für sehr kleine Organismen wie Milben, Nematoden, und Pseudoskorpione, verwenden Sie ein High-Definition-Videokamera an das Mikroskop angeschlossen. </li><li> Um Geräusche aufzeichnen, legen Sie Mikrofone in die Eintrittsloch des Phloem Sandwich oder durch die Seite des Phloem Sandwich. Da das Eintrittsloch ist klein, mit einem kleinen Mikrofon wie ein Elektret-Kondensatormikrofon. </li><li> Von der Seite oder Oberfläche aufzeichnendas Phloem Sandwich mit einem Piezoelement (Abb. 3B). Um Ton wiederzugeben, verwenden Sie den gleichen Piezoelement oder fügen Sie eine taktile Wandler (Erreger) an die Oberfläche der oberen oder unteren Rand des Acryl. </li></ol>

<ol><li>Aukema, B. H., Raffa, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavior+of+adult+and+larval+Platysoma+cylindrical.+%28Coleoptera%3A+Histeridae%29+and+larval+Medetera+bistriata.+%28Diptera%3A+Dolichopodidae%29+during+subcortical+predation+of+Ips+pini+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavior of adult and larval Platysoma cylindrical. (Coleoptera: Histeridae) and larval Medetera bistriata. (Diptera: Dolichopodidae) during subcortical predation of Ips pini (Coleoptera: Scolytidae).</a> J Insect Behav. 17, 115-128 (2004).</li>
<li>Bedard, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+number+of+larval+instars+and+the+appropriate+length+of+the+larval+stadia+of+Dendroctonus+pseudotsugae.+Hopk.%2C+with+a+method+for+their+determination+in+relation+to+other+bark+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">The number of larval instars and the appropriate length of the larval stadia of Dendroctonus pseudotsugae. Hopk., with a method for their determination in relation to other bark beetle.</a> J Econ Entomol. 26, 128-134 (1933).</li>
<li>Bridges, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitrogen-fixing+bacteria+associated+with+bark+beetles%5BTitle%5D)+AND+%22Microb+Ecol%22%5BJournal%5D)">Nitrogen-fixing bacteria associated with bark beetles.</a> Microb Ecol. 7, 131-137 (1981).</li>
<li>Cardoza, Y. J., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacteria+in+oral+secretions+of+an+endophytic+insect+inhibit+antagonistic+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol+Entomol%22%5BJournal%5D)">Bacteria in oral secretions of an endophytic insect inhibit antagonistic fungi.</a> Ecol Entomol. 31, 636-635 (2006).</li>
<li>Cardoza, Y. J., Moser, J. C., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multipartite+symbioses+among+fungi%2C+mites%2C+nematodes%2C+and+the+spruce+beetle%2C+Dendroctonus+rufipennis%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis.</a> Environ Entomol. 37, 956-963 (2008).</li>
<li>Chen, H. -F., Salcedo, C., Sun, J. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Male+mate+choice+by+chemical+cues+leads+to+higher+reproductive+success+in+a+bark+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behavior%22%5BJournal%5D)">Male mate choice by chemical cues leads to higher reproductive success in a bark beetle.</a> Animal Behavior. 83, 421-427 (2012).</li>
<li>Dodds, K. J., Graber, C., Stephen, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facultative+intra+guild+predation+by+larval+Cerambycidae+%28Coleoptera%29+on+bark+beetle+larvae+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Entomology%22%5BJournal%5D)">Facultative intra guild predation by larval Cerambycidae (Coleoptera) on bark beetle larvae (Coleoptera: Scolytidae).</a> Environmental Entomology. 30, 17-22 (2001).</li>
<li>Franklin, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+studying+the+insect+parasites+of+Dendroctonus+frontalis.+and+other+bark+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Georgia+Entomology+Society%22%5BJournal%5D)">A technique for studying the insect parasites of Dendroctonus frontalis. and other bark beetles (Coleoptera: Scolytidae).</a> Journal of Georgia Entomology Society. 2, 43-44 (1967).</li>
<li>Gries, G., Pierce, H. D. Jr, Lindgren, B. S., Borden, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+techniques+for+capturing+and+analyzing+semiochemicals+for+Scolytid+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">New techniques for capturing and analyzing semiochemicals for Scolytid beetles (Coleoptera: Scolytidae).</a> J Econ Entomol. 81, 1715-1720 (1988).</li>
<li>Hofstetter, R. W., Moser, J. C., McGuire, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observations+of+the+mite+Schizosthetus+lyriformis.+%28Acari%3A+Parasitidae%29+preying+on+bark+beetle+eggs+and+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Entomology.+News%22%5BJournal%5D)">Observations of the mite Schizosthetus lyriformis. (Acari: Parasitidae) preying on bark beetle eggs and larvae.</a> Entomology. News. 120, 397-400 (2009).</li>
<li>Hofstetter, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chapter+11%3A+Mutualists+and+Phoronts+of+the+Southern+Pine+Beetle%5BTitle%5D)+AND+%22United+States+Dept.+of+Agriculture+Forest+Service%2C+Southern+Research+Station+General+Technical+Report+SRS-140%22%5BJournal%5D)">Chapter 11: Mutualists and Phoronts of the Southern Pine Beetle.</a> United States Dept. of Agriculture Forest Service, Southern Research Station General Technical Report SRS-140. Klepzig, K. D., Coulson, R. , 161-181 (2011).</li>
<li>Hofstetter, R. W., Dunn, D. D., McGuire, R., Potter, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+acoustic+technology+to+reduce+bark+beetle+reproduction%29%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Manag+Sci%22%5BJournal%5D)">Using acoustic technology to reduce bark beetle reproduction).</a> Pest Manag Sci. 70, 24-27 (2014).</li>
<li>Hopping, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+for+rearing+Ips%5BTitle%5D)+AND+%22De+Geer+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29.+Can+Entomol%22%5BJournal%5D)">Techniques for rearing Ips.</a> De Geer (Coleoptera: Scolytidae). Can Entomol. 93, 1050-1063 (1961).</li>
<li>Hougardy, E., Gregoire, J. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cleptoparasitism+increases+the+host+finding+ability+of+a+polyphagous+parasitoid+species%2C+Rhopalicus+tutela+%28Hymenoptera%3A+Pteromalidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Ecol+Sociobiol%22%5BJournal%5D)">Cleptoparasitism increases the host finding ability of a polyphagous parasitoid species, Rhopalicus tutela (Hymenoptera: Pteromalidae).</a> Behav Ecol Sociobiol. 55, 184-189 (2003).</li>
<li>Kaston, B. J., Riggs, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+on+the+larvae+of+the+native+elm+bark+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Studies on the larvae of the native elm bark beetle.</a> J Econ Entomol. 30, 98-108 (1937).</li>
<li>Kinn, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Dendrolaelaps+neodisetus.+%28Mesostigmata%3A+Digamasellidae%29%2C+a+nematophagous+mite+associated+with+pine+bark+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Dendrolaelaps neodisetus. (Mesostigmata: Digamasellidae), a nematophagous mite associated with pine bark beetles (Coleoptera: Scolytidae).</a> Environ Entomol. 13, 1141-1144 (1984).</li>
<li>Kinn, D. N., Miller, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+phloem+sandwich+unit+for+observing+bark+beetles%2C+associated+predators%2C+and+parasites%5BTitle%5D)+AND+%22USDA+FS+Res.+Notes+SO-269%22%5BJournal%5D)">A phloem sandwich unit for observing bark beetles, associated predators, and parasites.</a> USDA FS Res. Notes SO-269. , 3(1981).</li>
<li>Lieutier, F., Day, K. R., Battisti, A., Gregoire, J. -C., Evans, H. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLieutier%2C+F+%22Bark+and+wood+boring+insects+in+living+trees+in+Europe%2C+a+synthesis%22">Bark and wood boring insects in living trees in Europe, a synthesis</a>. , Kluwer Academic Publishers. Boston, USA. 569(2004).</li>
<li>Massey, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+nematode+parasites+and+associates+on+bark+beetles+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Bulletin+of+the+Entomology+Society+of+America%22%5BJournal%5D)">The influence of nematode parasites and associates on bark beetles in the United States.</a> Bulletin of the Entomology Society of America. 12, 384-386 (1966).</li>
<li>Moser, J. C., Roton, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mites+associated+with+southern+pine+bark+beetles+in%5BTitle%5D)+AND+%22Allen+Parish%2C+Louisiana.+Can+Entomol%22%5BJournal%5D)">Mites associated with southern pine bark beetles in.</a> Allen Parish, Louisiana. Can Entomol. 103, 1775-1798 (1971).</li>
<li>Mills, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+natural+enemies+of+scolytids+infesting+conifer+bark+in+Europe+in+relation+to+the+biological+control+of+Dendroctonus.+spp+in+Canada%5BTitle%5D)+AND+%22Biocontrol+News+Information%22%5BJournal%5D)">The natural enemies of scolytids infesting conifer bark in Europe in relation to the biological control of Dendroctonus. spp in Canada.</a> Biocontrol News Information. 4, 305-328 (1983).</li>
<li>Nagel, W. P., Fitzgerald, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medetera+aldrichii.+larval+feeding+behavior+and+prey+consumption+%5BDipt.%3A+Dolichopodidae%5D%5BTitle%5D)+AND+%22Entomophaga%22%5BJournal%5D)">Medetera aldrichii. larval feeding behavior and prey consumption [Dipt.: Dolichopodidae].</a> Entomophaga. 20, 121-127 (1975).</li>
<li>Paine, T., Raffa, K., Harrington, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+among+scolytid+bark+beetles%2C+their+associated+fungi%2C+and+live+host+conifers%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Entomol%22%5BJournal%5D)">Interactions among scolytid bark beetles, their associated fungi, and live host conifers.</a> Annu Rev Entomol. 42, 179-206 (1997).</li>
<li>Reeve, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predators+of+the+southern+pine+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22Southern+Pine+Beetle+II%22%5BJournal%5D)">Predators of the southern pine beetle.</a> Southern Pine Beetle II. Coulson, R. N., Klepzig, K. D. , U.S. Department of Agriculture Forest Service, Southern Research Station. Asheville, NC. 153-160 Forthcoming.</li>
<li>Reid, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+behavior+of+the+mountain+pine+beetle%2C+Dendroctonus+monticolae.+Hopkins%2C+during+mating%2C+egg+laying+and+gallery+construction%5BTitle%5D)+AND+%22Can+Entomol%22%5BJournal%5D)">The behavior of the mountain pine beetle, Dendroctonus monticolae. Hopkins, during mating, egg laying and gallery construction.</a> Can Entomol. 90, 505-509 (1958).</li>
<li>Taylor, A. D., Hayes, J. L., Roton, L., Moser, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+phloem+sandwich+allowing+attack+and+colonization+by+bark+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29+and+associates%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Entomol.+Soc.+Amer%22%5BJournal%5D)">A phloem sandwich allowing attack and colonization by bark beetles (Coleoptera: Scolytidae) and associates.</a> J. Entomol. Soc. Amer. 27, 101-116 (1992).</li>
<li>Yu, C. C., Tsao, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gallery+construction+and+sexual+behavior+in+the+southern+pine+beetle%2C+Dendroctonus+frontalis.+Zimm.+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Georgia+Entomology+Society%22%5BJournal%5D)">Gallery construction and sexual behavior in the southern pine beetle, Dendroctonus frontalis. Zimm. (Coleoptera: Scolytidae).</a> Georgia Entomology Society. 2, 95-98 (1967).</li>
<li>Yturralde, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Acoustic+Ecology+of+Bark+Beetles+and+Bed+Bugs%5BTitle%5D)+AND+%22PhD.+Dissertation%22%5BJournal%5D)">The Acoustic Ecology of Bark Beetles and Bed Bugs.</a> PhD. Dissertation. , Northern Arizona University. 323 (2013).</li>
<li>Wermelinger, B., Seifert, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+the+temperature+dependent+development+of+the+spruce+bark+beetle+Ips+typographus+%28L.%29+%28Col.%2C+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Entomology%22%5BJournal%5D)">Analysis of the temperature dependent development of the spruce bark beetle Ips typographus (L.) (Col., Scolytidae).</a> Journal of Applied Entomology. 122, 185-191 (1998).</li>
<li>Whitney, H. S. Relationships between bark beetles and symbiotic organisms. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWhitney%2C+HS+%22Bark+Beetles+in+North+American+Conifers%22">Bark Beetles in North American Conifers</a>. Mitton, J. B., Sturgeon, K. B. , University of Texas Press. Austin, TX. 183-211 (1982).</li>
<li>Wood, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+bark+and+ambrosia+beetles+of+North+and+Central+America+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%2C+a+taxonomic+monograph%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">The bark and ambrosia beetles of North and Central America (Coleoptera: Scolytidae), a taxonomic monograph.</a> , Brigham Young University. Provo, Utah. 1359 (1982).</li>
</ol>

Keine Interessenkonflikte angegeben

Das Phloem Sandwich ermöglicht die Einführung und Beobachtung von Arthropoden, Mikroben und andere kleine Organismen, die Phloem Gewebe bewohnen. 1,7,8,9,17,18 Diese Technik hat sich in neuen Entdeckungen geführt und ein besseres Verständnis der Verhaltensweisen, Lebens history traits, Entwicklung und Wechselwirkungen der Organismen im Baum Phloem. 1,5,10 Das Sandwich hier beschriebene Protokoll ist ein Hybrid aus Vergangenheit entwirft, und eine wirtschaftliche Sandwich, das leicht mit minimaler Ausrüstung und Materialien aufgebaut ist bereitzustellen. Die Glas, Acryl oder Polycarbonat Stücke können wiederverwendet werden, und die einzigen Verbrauchsmaterialien sind die Parafilm und Phloem. Obwohl alle Schritte in dem Protokoll sind wichtig, sollten bestimmte Schritte streng einzuhalten, um den höchsten Grad an Erfolg zu gewährleisten. Zunächst wird ein Baum befinden sollte, dass ein Teil der Baumstämme frei oder relativ frei von Zweigniederlassungen hat. Bäume, die viele Filialen haben, sind schwer zu rasieren und werde yield wenige lebensfähige Phloem Stücke, wie jeder Zweig muss um beim Entfernen der Phloem geschnitten werden. Weiter ist es wichtig, die Luftexposition des Phloem minimieren. Wir legen schnell jedes Phloem Stück in einem Beutel bei Entfernung. Nachdem drei Minuten vor sechs Stücke entfernt werden, werden sie in einer vakuumversiegelten Beutels übertragen werden; verwenden wir ein Wechselrichter, um die Versiegelung aus einer Fahrzeugbatterie im Bereich laufen. Zuletzt, Desinfektion der Acrylteile und allgemeine Sauberkeit bei der Ausführung dieses Protokoll wird das Pilzwachstum in der Sandwich reduzieren. Dies ist besonders wichtig für längere Beobachtungen. Wie oben erwähnt, gibt es Einschränkungen der Phloem Sandwichvorrichtung. Da das Phloem Schicht dünn ist, kann nur kleine Organismen, die in der Regel im Phloem bleiben in die Sandwich eingeführt werden. Größere Insekten wie Holzbohrer (dh Buprestid, Cerambycid Arten) eingeführt und für die frühen Stadien ihres Lebenszyklus beobachtet werden. Dieser Zeitrahmen ist in der Regel auf zwei beschränkt3 Wochen; nach diesem Punkt die Larven benötigen Xylem Holz zu bohren in für Verpuppung. Im Gegensatz dazu für Borkenkäfer, vor allem jene aus der Gattung Ips, kann eine vollständige Lebenszyklus beobachtet einschließlich werden Paarung, Ei schlüpft, Fütterung, Verpuppung und Schlüpfen in einen Erwachsenen Käfer. An diesem Punkt wird die Lebensfähigkeit des Sandwich in der Regel aufgrund Austrocknung und Pilzwachstum erschöpft. 28 Darüber hinaus bietet diese Vorrichtung nicht erlauben Insekten frei und natürlich zu besiedeln oder Verlassen des Phloem Sandwich. 27 Unser Protokoll ist flexibel in Bezug auf Größe, Form und Art der Phloem verwendet. Kurzstudien erfordern weniger Phloem Material und Sandwichgröße kann entsprechend skaliert werden. Viele Nadelbaumarten wurden als Phloem Spendern in einem Phloem Sandwich verwendet worden (zB Ponderosa-Kiefer 12, Douglasie 2, Fichte 29, Taedaföhre 27. longleaf Kiefer 27). Materialien im Sandwich kann auch verändert werden; für die Exweise Glasplatten können anstelle von Acryl- und Epoxidharze oder Band statt Parafilm verwendet werden. Der schwierigste Teil dieses Protokolls ist das Phloem Entfernungsprozess. Bäume nebeneinander kann in, wie schwierig die Phloem zu entfernen abweichen. Wenn ein Baum hat schwer Phloem, Geduld ist kritisch. In diesen Fällen sorgfältig ausführen ein Messer zwischen dem harten Xylem und dem schwammigen Phloem. Dieser Prozess fühlt sich buchstäblich wie Skinning der Baum. Nach Beherrschung der Grund Sandwich-Technik, können Änderungen an dem Protokoll fit spezifischen Bedarf zu helfen. Beispielsweise durch Honen der Techniken erforderlich, um Phloem zu entfernen, können größere Stücke entfernt und verwendet werden, um größere Sandwiches erzeugen. Auch können Änderungen vorgenommen, um spezifische Instrumente, wie zB zusätzliche Bohrungen zu überwachen chemische Emissionen (Abb. 3A), oder Aufnahme oder Wiedergabe Sounds (Abb. 3B) unterzubringen. Modifikationen können vorgenommen werden, um semi-permanenten Erhaltung Phloem und ihre Organ ermöglichenIsmen oder für temporäre Beobachtungen von Organismen, die später freigelassen werden kann.

Phloem und Rinde Geweben von Nadelbäumen sind Gastgeber für Tausende von Organismen. Phloeophagy, die Fütterung auf Phloem Gewebe der inneren Rinde, ist eine Gewohnheit der Regel mit Borkenkäfern, woodborers und mehrere andere wirbellose und mikrobielle Taxa, die in Bäumen leben assoziiert 23 Borkenkäfer. (Coleoptera: Curculionidae) entwickeln und leben innerhalb Phloem Ausnahme kurze Zeiträume, wenn Erwachsene suchen neue Wirtsbäume. 31 Borkenkäfer wurden ausgiebig durch ihre wirtschaftlichen Auswirkungen auf Bäumen 18,19 studiert, aber direkte Verhaltensbeobachtungen der Insekten innerhalb Baum Materialien begrenzt. 4 Darüber hinaus sind die Galerien von Borkenkäfern konstruiert werden Lebensraum für eine Vielzahl von Arten. 11 in unüberschaubarer Menge Pilze 30, Bakterien 3, Milben 10,21, und Nematoden 16,19 zusammen mit anderen räuberischen und parasitären Arthropoden 22,24 bewohnen das Phloem Material. Die hier zur Verfügung gestellten Technikenermöglichen die direkte Beobachtung von Borkenkäfern, Milben und Holzbohrer, die typischerweise leben in subkortikalen Umgebungen. Geringe Änderungen des Protokolls können, um Pilze und Bakterien zu untersuchen. Borkenkäfer und zugehörigen Organismen im Baum Geweben wurden mit einem Studium &quot;Phloem Sandwich.&quot; Early Einsatz dieser Technik kann in der Literatur aus dem Jahr 1933, als es verwendet wurde, um die Larvenstadien der Douglasie Käfer beobachten (gefunden werden Dendroctonus pseudotsugae). 2 Das Phloem Sandwich hat viele Ableitungen wie verschiedene Materialien zur Verfügung standen gegangen. Ursprünglich bestand aus einem Stück Phloem zwischen zwei Glasplatten, die durch elastische Bänder zusammengepresst dieses Gerät. 2 Später haben Klammern, Klebeband, Klebstoff, Kunststoff und anderen Materialien in der Konstruktion der Sandwich verwendet. 13,14 , 15,17,26,28 Das hier beschriebene Protokoll bietet Verbesserungen gegenüber einigen der letzten Designs. Zum Beispiel inder Vergangenheit wurden Testspezies in die Seite des Sandwich zwischen den Platten aus Glas oder Kunststoff eingegeben. Dies beschränkt den Bau von Galerien in eine Richtung. Die Verwendung von Eintrittslöcher in der oberen Platte ermöglicht eine größere Freiheit für die Testspezies auf natürliche Stollen- initiieren. Ein weiterer Vorteil des vorgestellten Protokolls ist dessen vereinfachte Konstruktion, die leicht mit wenigen Werkzeugen ausgebildet sein kann. Die Verwendung des Phloem Sandwich hat für den direkten Beobachtungen der Fressverhalten, Fortpflanzung, Entwicklung erlaubt, und Interaktionen von Organismen, die sonst nicht möglich gewesen wäre. 1,5, 22 Diese Methode ist auch ein ausgezeichnetes Werkzeug für K-12 Bildung und Wissenschaft Programme und Displays. Es gibt mehrere Feinheiten in der Schaffung eines Phloem Sandwich, das schwer von interpretieren oder nicht in Handschriften ausgewiesen. Wir glauben, daß eine visuelle (dh Video) Beschreibung der Herstellung eines Sandwich Phloem erforderlich und würdenvon Wert für Wissenschaftler und Pädagogen Interesse an einem Studium phloeophagous Organismen. Unser Protokoll bietet eine einfache und kostengünstige Möglichkeit, um Arthropoden, Mikroben und anderen Organismen, die Phloem-Gewebe besiedeln beobachten.

<table><tbody><tr><td>Zugklinge</td><td>Big Horn Marke&nbsp;</td><td>20265</td><td>11" Klinge</td></tr><tr><td>Filetiermesser</td><td>American Angler</td><td>30530</td><td>9" Klinge</td></tr><tr><td>Polycarbonat</td><td>Nexan</td><td>GE-33</td><td>0,093 Zoll Dicke</td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>Fisher</td><td>Scientific S37441</td><td>2" breite</td></tr><tr><td>Klemmen</td><td>Pony Backenöffnung</td><td>3201-HT-K</td><td>4" x 1"</td></tr><tr><td>Vakuumversiegelung&nbsp; und Taschen</td><td>FoodSaver</td><td>V2840; FSFSBF0742-015</td><td>VacLoc Vakuum&nbsp; Beutel in Rollen</td></tr></tbody></table>

technik zur untersuchung gliederfüßer und mikrobielle gemeinschaften im baum tissues

Technique for Studying Arthropod and Microbial Communities within Tree Tissues

Phloemgewebe von Kiefern sind Lebensräume für viele tausend Organismen. Gliederfüßer und Mikroben nutzen Phloem- und Kambiumgewebe, um Partner zu suchen, Eier zu legen, Junge aufzuziehen, sich zu ernähren oder sich vor natürlichen Feinden oder rauen Umweltbedingungen außerhalb des Baumes zu verstecken. Organismen, die im Lebensraum des Phloems überleben, sind aufgrund ihrer Lage unter der Rinde schwer zu beobachten. Wir stellen eine Technik zur Verfügung, um intaktes Phloem zu konservieren und für Experimente mit Wirbellosen und Mikroorganismen vorzubereiten. Das Gerät wird als "Phloem-Sandwich" bezeichnet und ermöglicht die Einführung und Beobachtung von Arthropoden, Mikroben und anderen Organismen. Diese Technik hat zu einem besseren Verständnis des Fressverhaltens, der Lebensmerkmale, der Fortpflanzung, der Entwicklung und der Interaktionen von Organismen innerhalb des Baumphloems geführt. Zu den Stärken dieser Technik gehören die Verwendung kostengünstiger Materialien, die Variabilität der Sandwichgröße, die Flexibilität, das Sandwich wieder zu öffnen oder mehrere Organismen durch Bohrlöcher einzuführen, sowie die Erhaltung und Erhaltung der Phloemintegrität. Das Phloem-Sandwich ist ein hervorragendes Lehrmittel für wissenschaftliche Entdeckungen sowohl in den naturwissenschaftlichen Kursen der K-12 als auch in den Forschungslabors der Universitäten.

Das oben beschriebene Protokoll wird ein Forscher ermöglichen, Organismen, die in der kryptischen Umgebung unterhalb der Rinde eines Baumes leben beobachten. Um die Verwendung dieser Technik beschreiben wir eine repräsentative Studie aus unserem Labor, die diese Technik. 12 In diesem Experiment verwendet zu erläutern, wurden Phloem Sandwiches verwendet, um die Auswirkungen von akustischen Behandlungen auf Reproduktionsleistung, Tunnelabstand, und das Überleben der Borkenkäfer beobachten (Abb . 2E und 2F). Die direkte Beobachtung von Käfern, die durch die Verwendung eines Phloem Sandwich möglich, ergab einige interessante Erkenntnisse. Zuerst nahmen wir täglich Tunnelstrecken durch Markieren der Käfer &#39;Standort auf dem Acryl mit einem Marker alle 24 Stunden. Dieser Prozess ergab signifikante Unterschiede zwischen den Sound-Behandlungen, die ohne Phloem Sandwich versteckt worden wäre. Weiter konnten wir eine Reduktion der Eierproduktion mit besonderer Klangbehandlungen. Die mobile Art des Phloem Sandwich für e erlaubtgg Beobachtungen unter einem Binokular ohne die Käfer stören abgeschlossen sein. Während dieser Beobachtungen erfasst wir Käfer Eiablageverhalten mit einem High-Definition-Kamera an das Mikroskop angeschlossen. Andere bemerkenswerte Beobachtungen enthalten die Tötung von Kameraden und die Einleitung Flug mit bestimmten akustischen Behandlungen verbunden. Das Phloem Sandwich-Assay war entscheidend für unser Studium der Borkenkäfer Reaktionen auf akustische Behandlungen. Diese Entdeckungen, die nicht möglich sein, unter der Rinde eines Baumes zu beobachten wäre, sind wertvolle Beiträge zur Entwicklung von Management-Optionen zur Bekämpfung von Borkenkäfer-Ausbrüche. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig1highres.jpg" /> Abbildung 1. A) Werkzeuge benötigt, um Rinde von Baum zu entfernen. Artikel 1 und 2 sind zur Rinde des Baumes kratzen Unentschieden Klingen. Artikel 3 (Beil) und 4 (Zugsäge) sind nützlich, um Zweige zu entfernenin der Nähe von Scherbereich. B) Verwendung der Ziehklinge, um Rinde von Baum zu entfernen. Beachten Sie die Lichtfarbe der Phloem unter der rötlichen Rinde. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig2highres.jpg" /> Abbildung 2. A) Entfernung von Phloem nach Rinde wurde der Baum. B) Frische Phloem im Vakuum versiegelten Beutel. C) Phloem Sandwich mit Klemmen Zusammenhalten der Acrylteile und Parafilm um Kanten, um eine Kontamination und Austrocknung der Phloem verhindern gespeichert abgeschabt. D ) Borkenkäfer nahe Loch in Acryl. E gebohrt) Mit Mikroskop, um Phloem Sandwich beobachten. F) Video-Anzeige von Borkenkäfern im Phloem Sandwich. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig3highres.jpg" /> Figur 3. <strong&gt; A) Pheromone Erwerb von Käfern in Phloem Sandwich. Luft durch Röhrchen, die Super Q saugfähig. B) Aufnahme und Wiedergabe von Ton über einen piezoelektrischen Wandler (Bildmitte), um Latschenkiefer Käfer im Phloem Sandwich gezogen.

Wir bieten eine Technik an, um intaktes Baumphloem zu erhalten und es für die Beobachtung vorzubereiten. Wir entwickeln eine Apparatur namens Phloem-Sandwich, die die Einführung und Beobachtung von Arthropoden, Mikroben und anderen Organismen ermöglicht, die Phloemgewebe bewohnen.

Technik zur Untersuchung Gliederfüßer und Mikrobielle Gemeinschaften im Baum Tissues

Phloem tissues of pine are habitats for many thousands of organisms.  Arthropods and microbes use phloem and cambium tissues to seek mates, lay eggs, rear ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine Vorrichtung namens AOL-Sandwich zu erstellen, die die Einführung und Beobachtung von Arthropoden, Mikroben und anderen Organismen ermöglicht, die in abgestorbenem Pflanzenmaterial vorkommen. Das vorliegende Protokoll, manchmal mit geringfügigen Abwandlungen, hat sich als wirksames Hilfsmittel für Forscher und Lehrende zur Untersuchung von Borkenkäfern, Milben, Nematoden und Pilzen erwiesen. Zunächst wird ein geeigneter Baum ausgewählt.Danach wird die Rinde entfernt, um die F-Flom-Schicht freizulegen. Sobald der Flom entfernt ist, wird er entweder in das Labor zurückgebracht oder zwischen zwei Plexiglasscheiben platziert. Nachdem er versiegelt und fest geklemmt wurde, kann das Organismus eingeführt werden.Bei der Untersuchung weisen Kiefern einen charakteristischen Fließschicht auf, die mehrere Millimeter dick sein kann. Der zu untersuchende Organismus bestimmt, welche Art von F-Fluss erforderlich ist. Hier befinden wir uns in einem Ponderosakiefern-Wald im Norden Arizonas.Wir suchen nach einem idealen Baum mit bescheidenem Wuchs, einer ausgedehnten Krone und wenigen unteren Ästen. Hier haben wir einen geeigneten Baum gefunden. Diese Merkmale führen vermutlich zu einem dichten Fluss, der leichter zu entfernen ist, da jeder Ast beim Entfernen des Flusses umgeschnitten werden muss.Hier sehen Sie ein Beispiel der Ausrüstung, die wir zur Ernte eines Baumes verwenden. Beachten Sie, dass das Fällen eines Baumes gefährlich ist und nur von einer erfahrenen Person mit der geeigneten Sicherheitsausrüstung durchgeführt werden sollte. Sobald der Baum sicher am Boden liegt, beginnen Sie damit, die Äste zu entfernen.Schneiden Sie dann den Stamm in handliche Stücke, normalerweise etwa sechs bis acht Fuß lang, abhängig vom Durchmesser des Baums. Nun ist es Zeit, die Rinde zu entfernen. Hier sehen Sie ein Beispiel für die Werkzeuge, die wir dafür verwenden.John Ice sind während dieses Vorgangs unverzichtbar; entfernen Sie vorsichtig die Rinde, bis Ansätze von weißer oder hellbrauner Farbe sichtbar werden, die die Flusslage bezeichnen. Es ist wichtig, diese Schicht nicht einzuritzen, da dies ihre spätere Brauchbarkeit stark verringern würde. Sobald ein Teil des Baumes ausreichend entrindet ist, verwenden Sie ein Messer, um das Fullam-Stück herauszuschneiden.Ziehen Sie vorsichtig an dieser Schicht, wobei gegebenenfalls die Unterseite durchtrennt werden muss. Beachten Sie, dass bei einigen Bäumen das Entfernen der abgefallenen Teile leichter ist als bei anderen. Geduld ist entscheidend.Wenn man mit einem schwierigen Baum arbeitet, ist der Sommer im Allgemeinen eine günstigere Jahreszeit, um das Gefallene zu entfernen. Sobald wir fünf bis sieben Stücke in der Plastiktüte gesammelt haben, überführen wir diese in einen Vakuumbeutel, den wir mit ins Feld nehmen. Diese Beutel sollten am besten leicht über dem Gefrierpunkt gelagert werden.Wir haben nun den Feldteil dieses Protokolls abgeschlossen und kehren ins Labor zurück, um das Sandwich herzustellen. Folgende Materialien verwenden wir zur Herstellung des Sandwichs. Unten liegen verschiedene Plexiglasscheiben und -paare.Paraform wird verwendet, um die Kanten abzudichten, und Klammern dienen dazu, sicherzustellen, dass kein Zwischenraum zwischen dem Plexiglas und dem Durchfluss besteht. Sobald die Plexiglas-Teile zugeschnitten und gebohrt sind, werden sie mit 90 % oder höherer Konzentration an Ethanol sterilisiert. Beginnen Sie mit dem Aufbau des Sandwichs, indem Sie ein frisches Stück Durchfluss entfernen und die Größe anpassen.Es wird entsprechend der Größe der Plexiglasscheibe angepasst. Stattdessen kann auch Glas verwendet werden. Verschiedene Sandwichgrößen können ebenfalls hergestellt werden, um unterschiedlichen Organismen und Versuchsdauern gerecht zu werden.Zum Beispiel könnten zwei Borkenkäfer im Laufe eines Monats ein gefallenes Stück mit einer Fläche von vier Demeter Quadrat nutzen, benötigen jedoch nur ein Stück mit einer Fläche von einem Demeter Quadrat, wenn die Untersuchung innerhalb weniger Tage erfolgt. Beachten Sie, dass Sie auch die Anzahl der Eintrittsöffnungen in der Plexiglasscheibe ändern können, um mehrere Organismen gleichzeitig einzuführen. Dies ist nützlich, um Konkurrenz oder Prädation zwischen verschiedenen Arten zu beobachten.Jetzt wird ein zwei Zoll breiter Streifen Paraform verwendet, um die Ränder abzudichten. Andere Materialien können zum Abdichten verwendet werden, wie beispielsweise nicht vernetzender Epoxidharzkleber oder Vaseline. Anschließend werden ausreichend viele Schellen gleichmäßig um den Rand herum angebracht, um das Plexiglas fest an der Durchflussschicht zu befestigen.Jetzt sind wir bereit, den Studienorganismus einzuführen. In unserem Labor verwenden wir häufig den bereitgestellten Versuchsansatz, um Borkenkäfer und assoziierte Organismen zu beobachten. Er bietet eine hervorragende Gelegenheit, verschiedene Aspekte wie die tägliche Grablänge und die Eiablageleistung sowie viele andere Merkmale zu untersuchen.Wir können die chemischen Emissionen ebenfalls extrahieren, Funkenkäfer erfassen, diese aufbewahren und später analysieren, oder wir können eine Behandlung einleiten und die Reaktion beobachten. Hier versucht ein Borkenkäfer, sich von einer akustischen Behandlung wegzubewegen. Wir haben außerdem Milben, Nematoden und Insektenräuber beobachtet, die dieses Protokoll nutzen.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie in der Lage sein, ein Flow-Sandwich zu konstruieren und es an Ihre speziellen Studienanforderungen anzupassen. Neben seiner Wirksamkeit als Forschungswerkzeug eignet sich dieses Verfahren hervorragend für Bildungs- und Erkundungszwecke für Schüler und Studenten von der Grundschule bis zur Hochschulstufe.

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Umwelt

Dieses Video zeigt die Technik zur Gewinnung von DNA aus den Arten von Mikroben mit Wohnsitz in der Termite Enddarm. Die Herstellung eines Nasspräparat Rutsche, die nützlich für die Visualisierung der gut mikrobiellen Gemeinschaft ist, ist auch dargestellt, und eine Tour durch die artenreiche gut Umfeld gegeben ist.

Extrahieren von DNA aus dem Gut Mikroben der Termite (Zootermopsis Angusticollis) und visualisieren Gut Mikroben

Jared Leadbetter erklärt, warum die Termiten-Darm mikrobiellen Gemeinschaft ist ein ausgezeichnetes System für die Untersuchung der komplexen Wechselwirkungen zwischen Mikroben. Die symbiotische Beziehung, die zwischen dem Host-Insekten-und Lignocellulose-abbauende Mikroben gut erklärt wird, sowie die industriellen Anwendungen dieser Mikroben zum Abbau von pflanzlicher Biomasse und Erzeugung von Biokraftstoffen.

Untersuchung der mikrobiellen Gemeinschaft in der Termite Enddarm - Interview

Hier präsentieren wir ein Protokoll, das beschreibt, wie Holzproben für die Gesamtbewertung ihrer Wachstumsstrukturen beprobt werden. Makro- und mikroskopische Präparations- und Visualisierungstechniken, die zur Generierung eines gut replizierten und hochaufgelösten anatomischen und dendroökologischen Holzdatensatzes erforderlich sind, werden beschrieben und beschrieben.

Technischer Sicht in Modern Jahrringforschung - Wie Dendroökologische und Holz anatomische Herausforderungen zu meistern

Ausgrabung der Pflanzenwurzeln aus dem Bereich sowie Verarbeitung von Proben in Endosphere, Rhizosphäre und Boden sind im Detail beschrieben, einschließlich DNA-Extraktion und Analyse-Methoden. Dieses Papier soll anderen Labors, diese Techniken für die Untersuchung von Böden, Endosphere und Rhizosphäre mikrobiome zu ermöglichen.

Isolierung und Analyse der mikrobiellen Lebensgemeinschaften im Boden, Rhizosphäre und Wurzeln in mehrjährige Grass Experimente

Zur Beobachtung der Ultrastruktur von Insektensensilla wurden in der Studie Raster- und Transmissionselektronenmikroskopie (SEM bzw. TEM) zur Probenvorbereitung vorgestellt. Tween 20 wurde in das Fixativ aufgenommen, um Probenverformungen in SEM zu vermeiden. Fluoreszenzmikroskopie war hilfreich, um die Schnittgenauigkeit in TEM zu verbessern.

Probenvorbereitungsmethode des Raster- und Transmissionselektronenmikroskops für die Anhänge von Woodboring Beetle

Wir beschreiben, wie BlattbehausungShropoden quantifiziert werden, indem die Blätter und das Ende der Zweige in einem Beutel versiegelt, das verpackte Material abgeschnitten und eingefroren und das zuvor gefrorene Material in Wasser entspült wird, um Arthropoden zur Quantifizierung vom Substrat zu trennen.

Eine Methode zur Quantifizierung von Laub-Behausungs-Arthropoden

Wir beschreiben einen semi-quantitativen Ansatz zur Messung von Eigenschaften von korticolous (Rinden-Wohnung) Arthropoden-Gemeinschaften. Wir platzierten kommerziell hergestellte Klebrigenfallen auf Baumboles, um Überfluss, Gesamtlänge (ein Ersatz für Biomasse), Reichtum und Shannon-Vielfalt für den Vergleich zwischen Baumarten zu schätzen.

Quantifizierung von Corticolous Arthropoden mit Haftfallen

Die Mikro-CT ist ein zerstörungsfreies Werkzeug, mit dem Pflanzenstrukturen dreidimensional analysiert werden können. Das vorliegende Protokoll beschreibt die Probenvorbereitung zur Nutzung von Mikro-CT zur Analyse der parasitären Pflanzenstruktur und -funktion. Verschiedene Spezies werden verwendet, um die Vorteile dieser Methode in Verbindung mit spezifischen Präparaten hervorzuheben.

Nutzung von Mikro-CT-Scans zur Analyse parasitärer Pflanzen-Wirt-Interaktionen

Dieses Protokoll zielt darauf ab, detaillierte Verfahren zum Sammeln, Fixieren und Pflegen mykoheterotropher Pflanzenproben bereitzustellen, wobei verschiedene Mikroskopietechniken wie Raster- und Transmissionselektronenmikroskopie, Licht-, Konfokal- und Fluoreszenzmikroskopie angewendet werden, um die Pilzbesiedlung in Pflanzengeweben und Samen zu untersuchen, die mit Mykorrhizapilzen gekeimt sind.

Mikroskopische Techniken zur Interpretation der Pilzbesiedlung in mykoheterotrophen Pflanzengeweben und der symbiotischen Keimung von Samen

Dieses Protokoll bietet einen zuverlässigen und effizienten Arbeitsablauf von der Probenentnahme bis zur Datenanalyse für die Profilierung der endophytischen und epiphytischen bakteriellen Mikrobiome in der Rinde von Populus trichocarpa.

Ein Workflow zur quantitativen Bewertung der endophytischen und epiphytischen bakteriellen Mikrobiome der Rinde von Populus trichocarpa

Wir schlagen ein optimiertes Rasterelektronenmikroskopie-Protokoll vor, um sehr heterogene und empfindliche Proben zu visualisieren, die pflanzliche und pilzliche Biomasse zusammen mit Mikrobiota und Biofilm enthalten. Dieses Protokoll ermöglicht es, die räumlichen Dimensionen der Mikrobiota-Organisation zu beschreiben.

Mikrobiota von Attinanameisengärten: Visualisierung einer mikrobiellen Landschaft mit Hilfe der Rasterelektronenmikroskopie

Lernen Sie die Phloem-Sandwich-Technik zur Beobachtung von Gliederfüßern und Mikroorganismen in Baumgeweben. Diese Methode ermöglicht Forschern die Untersuchung ökologischer Interaktionen in Waldekosystemen.

Technik zur Untersuchung Gliederfüßer und Mikrobielle Gemeinschaften im Baum Tissues

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