Name: Die konfokale Bildgebung von Einzel Mitochondrial Super Blinkt Intact Herz oder In Vivo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-05T19:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 6 s
Description: Erfahren Sie die konfokale Bildgebung einzelner Mitochondrien in Skelettmuskeln und perfundierten Herzen von Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Echtzeit-Analyse mitochondrialer Superoxid-Blitze und Membranpotenzial-Schwankungen in physiologisch relevanten Kontexten.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Autoren bedanken sich bei Dr. danken. Heping Cheng, Huiliang Zhang und Stephen Kolwicz für ihre hilfreichen Kommentare und technische Unterstützung bei der Entwicklung dieser Methode. Diese Studie wurde vom NIH Zuschüsse und der Entwicklung Scientist Grant von der American Heart Association WW unterstützt.

1. Experiment Vorbereitung <ol><li> Bereiten Sie die isotonische balancierte Salzlösung (50 ml), enthaltend 140 mM NaCl, 5 mM KCl, 2,5 mM CaCl 2, 2 mM MgCl 2 und 10 mM HEPES (pH 7,2) für die in vivo-Bildgebung Skelettmuskel. </li><li> Herstellung von 1 l Krebs-Henseleit-Puffer (KHB) enthält: 118 mM NaCl, 5,3 mM KCl, 1,2 mM MgSO 4, 0,5 mM EDTA und 25 mM NaHCO3. </li><li> Blasen die KHB mit Gas, das 95% O 2/5% CO &amp;sub2; für 10-15 min vor der Zugabe von 2 mM CaCl 2. In metabolischen Substrate (z. B. 10 mM Glucose und 0,5 mM Pyruvat). </li><li> Vorbereitung der chirurgischen Instrumente durch Sterilisieren der Klemme, Scheren und Pinzetten in 70% Ethanol und anschließendes Spülen in sterilisiertem ddH 2 O. </li><li> Schalten Sie den Herzdurchblutung System, stellen Sie die Temperatur auf dem Wasserbad und Thermostaten, die Geschwindigkeit der Schlauchpumpe bis 6 ml / min. </li><li> Blase der KHB mit 95% O 2/ 5% CO 2-Gases und die Durchflussrate und Temperatur (37 ° C, durch eine faseroptische Temperatursonde) des Abwassers zu überwachen. Das System benötigt etwa 20 Minuten für Gas-und Temperaturausgleich. </li></ol> 2. Die konfokale Bildgebung der Skelettmuskulatur In Vivo <ol><li> Maus anästhesiert mit Pentobarbital (80 mg / kg, ip). Das Tier wird chirurgische Anästhesie (keine Reaktion auf Zehenklemm) innerhalb von 10-15 min erreicht und bleibt in diesem Zustand für 1-1,5 h, ausreichend für die in vivo-Abbildung von Skelettmuskeln. </li><li> Haare entfernen auf einem der Hinterbeine und Sterilisieren der Haut mit 70% Ethanol. </li><li> Einen Einschnitt auf der Haut entlang der Außenseite der Schenkel um die Wadenmuskeln freizulegen. </li><li> Nehmen Sie den Epimysium vorsichtig mit einem scharfen Zangen und einen Einschnitt durch sie mit einer Schere. Weitere sezieren, um die Epimysium entfernen und setzen die Muskelfasern unter ihm. </li><li> Für die in vivo Belastung der TMRM in die SkelettMuskel, gehören TMRM (500 nM) in der isotonischen Salzlösung ausgeglichen, um Muskeln für 30 Minuten eintauchen und dann waschen von Anzeige-freie Lösung. </li><li> Setzen Sie die Maus auf seiner Seite auf dem konfokalen Mikroskop (Zeiss LSM 510) Stufe und der hinteren Gliedmaßen in einer Position, die der freiliegenden Skelettmuskel zugewandt ist gegen das Deckglas, das den Boden der Kammer bildet, zurückhalten. Das Deckglas ist zwischen dem Muskelgewebe und dem invertierten Objektiv (40x Öl). </li><li> Drücken Sie das Bein leicht nach unten, um einen engen Kontakt zwischen dem Gewebe und dem Deckglas zu machen. Tauchen Sie die freiliegenden Muskeln in isotonischer Salzlösung ausgeglichen. </li><li> Datensatz zweidimensionale (2D, xy) konfokale Bilder mit einer Abtastrate von einer Sekunde pro Rahmen. Die Intensität jedes Pixels wird in 8-Bit-Auflösung digitalisiert. Normalerweise enthält eine serielle Scan 100 Bilder. </li><li> Sammeln aufeinanderfolgenden Bildern von aufregenden ersten bei 405 nm und Sammeln bei&gt; 505 nm dann bei 488 nm, während das Sammeln bei&gt; 505 nm für zwei Wellenlängen excitation Bild von mt-cpYFP. Verwenden sequentielle Anregung bei 405, 488 und 543 nm und Emission bei 505 bis 545 zu sammeln, 505-545 und&gt; 560 nm, jeweils für Dreifachanregungswellenlänge Bildgebung von mt-cpYFP und TMRM. </li></ol> 3. Die konfokale Bildgebung von perfundierten Maus Herz <ol><li> Unmittelbar nach der in vivo-Abbildung von Skelettmuskeln, injizieren die Maus mit 200 Einheiten Heparin (ip). Zehn Minuten später einschläfern der Maus durch Thorakotomie und schnell zu entfernen, die das Herz mit Lunge und Thymus attached to it. </li><li> Entfernen Sie schnell die Lunge in eiskaltem Puffer. Identifizieren Sie die Lappen des Thymus und vorsichtig abziehen, um den aufsteigenden Aorta aus. </li><li> Entfernen Sie den Thymus und isolieren die Aorta durch vorsichtiges Entfernen von umgebenden Gewebe. </li><li> Machen Sie einen Schnitt am oberen Ende der aufsteigenden Aorta vor dem ersten Zweig der Aortenbogen. </li><li> Halten Sie die Wand der Aorta vorsichtig mit zwei Mikronahtzange, um den Hohlraum freizulegen, und vorsichtig die Aorta auf die ca.nnula (PE50-Rohr). Die Aorta wird an Ort und Stelle mit einem Mikro-Gefäßklemme gehalten, während Nähte werden schnell um die Aorta verbunden. </li><li> Entfernen Sie die Klemme, sorgfältig zu prüfen, die Kanüle mit einer Pinzette, um sicherzustellen, dass die Spitze der Kanüle über Aortenwurzel ist. Zusätzliche Verbindungen werden nach Bedarf hinzugefügt, um das Herz in Position zu halten. </li><li> Schalten Sie die peristaltische Pumpe und Perfusion des Herzens bei 1 ml / min. Das Herz wird wieder schlagen auf Perfusion. </li><li> Stellen Sie die Position des Perfusionssystems legte das Herz auf dem Mikroskoptisch. Die Bühne hat einen Adapter, der Erwärmung der Kammer, die das Herz hält kann. </li><li> 1 ml KHB Perfusionslösung in der Kammer, um das Herz teilweise eintauchen. Überwachung der Temperatur der Kammer bei 37 ° C Entfernen Abfluß aus der Kammer unter Verwendung einer peristaltischen Pumpe. </li><li> Erhöhen die Geschwindigkeit der peristaltischen Pumpe allmählich auf eine ausreichende Strömung (ca. 2 ml / min), um das Herz zu liefern. </li><li> Nach 10 min Stabilisierung versorgen die HEArt mit 10 uM blebbistatin und 100-500 nM TMRM. Herzschlag wird nach 10 min zu verlangsamen. </li><li> Sanften Druck auf das Herz, um engen Kontakt des Herzens mit dem Deckglas auf dem Boden der Kammer zu gewährleisten und um weiter zu unterdrücken Herzschlag. </li><li> Verfahren Sie ebenso für die konfokale Bildgebung von intakten Herzmuskel, wie in Schritt 2.8 oben beschrieben. Die Brennebene sorgfältig anpassen, um das klarste Bild möglich zu offenbaren. </li></ol> 4. Bildverarbeitung und Datenanalyse <ol><li> Verwenden Sie Tools von der &quot;Physiologische Analysis&quot;-Modul des konfokalen Software, um Einzel mitochondriale Membranpotential Wallungen und Veränderungen zu analysieren ist. Dieses Modul ist häufig in der Bildaufnahme-Software des konfokalen Systems enthalten und ermöglicht die Bestimmung bestimmter Bildbereiche sowie Ausgangs der Fluoreszenzintensität mit der Zeit Etiketten. </li><li> Öffnen Sie die Datenbank und dann die Serien 2D-Image-Datei zu analysieren. </li><li> Klicken Sie auf die &quot;Regionof Interest (ROI) bedeuten Mittelwert von ROIs &quot;, um zum Schalter&quot; &quot;-Modus. Klicken Sie auf die&quot; Region of Interest (ROI) Mittelwert Mittelwert von ROIs &quot;-Modus&quot;, um zum Schalter. &quot; </li><li> Schalten Sie die Anzeige der anderen Kanäle außer dem Kanal der cpYFP 488 nm für die Auswahl der blinkt. </li><li> Zoom in das Bild und bewegen manuell Schieberegler, um die seriellen 2D-Bildern zu spielen. </li><li> Identifizieren Einzel mitochondrialen Superoxid blinkt durch Anordnen der Ort, an dem Fluoreszenzsignal steigt vorübergehend. Verwenden Sie den entsprechenden ROI-Tool, um die Blitze zu markieren. Die Spur, die zeitabhängige Fluoreszenzänderung jedes ROI zeigen sich neben dem Bild. </li><li> Nach der Auswahl aller blinkt, schalten Sie die Anzeige der anderen Kanäle. Wählen Sie eine ROI auf das Bild außerhalb der Zelle für die Hintergrundsignal Subtraktion. Ausgangs die durchschnittliche Fluoreszenz jedes ROI zusammen mit den Zeit Etiketten. </li><li> Notieren Sie die Anzahl der Blitze in jeder der seriellen Scan-Image-Datei zusammen mit der Scan-Zeit und Flächedie Zelle. Verwenden von Excel zum Blitzfrequenz als Anzahl der Blitze pro 100 sec / 1000 um 2 Zellfläche zu berechnen. </li><li> Verwenden Sie eine benutzerdefinierte entwickelte Programm in Interactive Data Language (IDL, ResearchSystems) geschrieben, um die Parameter der einzelnen Flash-(Amplitude, Zeit, Höhepunkt erreichen und Abfallzeit) zu berechnen. IDL-Software ist im Handel erhältlich und der speziell entwickelten Programm für Flash-Parameteranalyse können beim Autor angefordert werden. </li></ol>

<ol><li>Brookes, P. S., Yoon, Y., Robotham, J. L., Anders, M. W., Calcium Sheu, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium%2C+ATP%2C+and+ROS%3A+a+mitochondrial+love-hate+triangle%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Calcium, ATP, and ROS: a mitochondrial love-hate triangle.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 287, 817-833 (2004).</li>
<li>Scheffler, I. E. Mitochondria. , 2nd, J. Wiley and Sons, Inc. (2008).</li>
<li>Rosca, M. G., Hoppel, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondria+in+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc.+Res%22%5BJournal%5D)">Mitochondria in heart failure.</a> Cardiovasc. Res. 88, 40-50 (2010).</li>
<li>Griffiths, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondria+and+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Exp.+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Mitochondria and heart disease.</a> Adv. Exp. Med. Biol. 942, 249-267 (2012).</li>
<li>Winklhofer, K. F., Haass, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+dysfunction+in+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial dysfunction in Parkinson's disease.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1802, 29-44 (2010).</li>
<li>Pieczenik, S. R., Neustadt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+dysfunction+and+molecular+pathways+of+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Mol.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial dysfunction and molecular pathways of disease.</a> Exp. Mol. Pathol. 83, 84-92 (2007).</li>
<li>Szentesi, P., Zaremba, R., van Mechelen, W., Stienen, G. J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ATP+utilization+for+calcium+uptake+and+force+production+in+different+types+of+human+skeletal+muscle+fibres%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">ATP utilization for calcium uptake and force production in different types of human skeletal muscle fibres.</a> J. Physiol. 531, 393-403 (2001).</li>
<li>Lemieux, H., Hoppel, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondria+in+the+human+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bioenerg.+Biomembr%22%5BJournal%5D)">Mitochondria in the human heart.</a> J. Bioenerg. Biomembr. 41, 99-106 (2009).</li>
<li>Chance, B., Williams, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+enzymes+in+oxidative+phosphorylation.+III.+The+steady+state%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Respiratory enzymes in oxidative phosphorylation. III. The steady state.</a> J. Biol. Chem. 217, 409-427 (1955).</li>
<li>Lambert, A. J., Brand, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reactive+oxygen+species+production+by+mitochondria%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Reactive oxygen species production by mitochondria.</a> Methods Mol Biol. 554, 165-181 (2009).</li>
<li>Brand, M. D., Nicholls, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+mitochondrial+dysfunction+in+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+J%22%5BJournal%5D)">Assessing mitochondrial dysfunction in cells.</a> Biochem. J. 435, 297-312 (2011).</li>
<li>Robinson, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+fluorescent+imaging+of+superoxide+in+vivo+using+ethidium-based+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Selective fluorescent imaging of superoxide in vivo using ethidium-based probes.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 103, 15038-15043 (2006).</li>
<li>Dickinson, B. C., Srikun, D., Chang, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial-targeted+fluorescent+probes+for+reactive+oxygen+species%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Chem.+Biol%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial-targeted fluorescent probes for reactive oxygen species.</a> Curr. Opin. Chem. Biol. 14, 50-56 (2010).</li>
<li>Dooley, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+dynamic+redox+changes+in+mammalian+cells+with+green+fluorescent+protein+indicators%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Imaging dynamic redox changes in mammalian cells with green fluorescent protein indicators.</a> J. Biol. Chem. 279, 22284-22293 (2004).</li>
<li>Hanson, G. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigating+mitochondrial+redox+potential+with+redox-sensitive+green+fluorescent+protein+indicators%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Investigating mitochondrial redox potential with redox-sensitive green fluorescent protein indicators.</a> J. Biol. Chem. 279, 13044-13053 (2004).</li>
<li>Belousov, V. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetically+encoded+fluorescent+indicator+for+intracellular+hydrogen+peroxide%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Genetically encoded fluorescent indicator for intracellular hydrogen peroxide.</a> Nat. Methods. 3, 281-286 (2006).</li>
<li>Wang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Superoxide+Flashes+in+Single+Mitochondria%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Superoxide Flashes in Single Mitochondria.</a> Cell. 134, 279-290 (2008).</li>
<li>Wei-Lapierre, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respective+Contribution+of+Mitochondrial+Superoxide+and+pH+to+Mitochondria-targeted+Circularly+Permuted+Yellow+Fluorescent+Protein+%28mt-cpYFP%29+Flash+Activity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Respective Contribution of Mitochondrial Superoxide and pH to Mitochondria-targeted Circularly Permuted Yellow Fluorescent Protein (mt-cpYFP) Flash Activity.</a> J. Biol. Chem. 288, 10567-10577 (2013).</li>
<li>Fang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+superoxide+flash+and+metabolism-coupled+mitochondrial+permeability+transition+in+living+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Imaging superoxide flash and metabolism-coupled mitochondrial permeability transition in living animals.</a> Cell Res. 21, 1295-1304 (2011).</li>
<li>Wei, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+superoxide+flashes%3A+metabolic+biomarkers+of+skeletal+muscle+activity+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial superoxide flashes: metabolic biomarkers of skeletal muscle activity and disease.</a> FASEB J. 25, 3068-3078 (2011).</li>
<li>Sheu, S. S., Wang, W., Cheng, H., Dirksen, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Superoxide+flashes%3A+illuminating+new+insights+into+cardiac+ischemia%2Freperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Future+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Superoxide flashes: illuminating new insights into cardiac ischemia/reperfusion injury.</a> Future Cardiol. 4, 551-554 (2008).</li>
<li>Wei, L., Dirksen, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perspectives+on%3A+SGP+symposium+on+mitochondrial+physiology+and+medicine%3A+mitochondrial+superoxide+flashes%3A+from+discovery+to+new+controversies%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Gen.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Perspectives on: SGP symposium on mitochondrial physiology and medicine: mitochondrial superoxide flashes: from discovery to new controversies.</a> J. Gen. Physiol. 139, 425-434 (2012).</li>
<li>Johnson, I., Spence, M. T. Z. Ch. 12.2. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJohnson%2C+I+%22The+Molecular+Probes+Handbook%2C+A+Guide+to+Fluorescent+Probes+and+Labeling+Technologies%22">The Molecular Probes Handbook, A Guide to Fluorescent Probes and Labeling Technologies</a>. , Life Technologies Corp. 510-511 (2013).</li>
<li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Superoxide+flashes%3A+elemental+events+of+mitochondrial+ROS+signaling+in+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mol.+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Superoxide flashes: elemental events of mitochondrial ROS signaling in the heart.</a> J. Mol. Cell Cardiol. 52, 940-948 (2012).</li>
<li>Li, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Superoxide+flashes+reveal+novel+properties+of+mitochondrial+reactive+oxygen+species+excitability+in+cardiomyocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Superoxide flashes reveal novel properties of mitochondrial reactive oxygen species excitability in cardiomyocytes.</a> Biophys. J. 102, 1011-1021 (2012).</li>
<li>Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retrograde+heart+perfusion%3A+The+Langendorff+technique+of+isolated+heart+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mol.+Cell.+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion.</a> J. Mol. Cell. Cardiol. 50, 940-950 (2011).</li>
<li>Pasdois, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+diazoxide+on+flavoprotein+oxidation+and+reactive+oxygen+species+generation+during+ischemia-reperfusion%3A+a+study+on+Langendorff-perfused+rat+hearts+using+optic+fibers%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effect of diazoxide on flavoprotein oxidation and reactive oxygen species generation during ischemia-reperfusion: a study on Langendorff-perfused rat hearts using optic fibers.</a> Am. J. Physiol. 294, H2088-H2097 (2008).</li>
<li>Granville, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduction+of+ischemia+and+reperfusion-induced+myocardial+damage+by+cytochrome+P450+inhibitors%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Reduction of ischemia and reperfusion-induced myocardial damage by cytochrome P450 inhibitors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 1321-1326 (2004).</li>
<li>Davidson, S. M., Yellon, D. M., Murphy, M. P., Duchen, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+calcium+waves+and+redox+changes+precede+mitochondrial+permeability+transition+pore+opening+in+the+intact+heart+during+hypoxia+and+reoxygenation%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc.+Res%22%5BJournal%5D)">Slow calcium waves and redox changes precede mitochondrial permeability transition pore opening in the intact heart during hypoxia and reoxygenation.</a> Cardiovasc. Res. 93, 445-453 (2012).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Imaging Einzel mitochondriale Ereignisse in lebenden Tier oder durchbluteten Organen hat erhebliche Vorteile gegenüber herkömmlichen Methoden für die mitochondriale Funktion Auswertung 17,19,21,22,24,25. Die hier beschriebene Technik kann Echtzeit-in-situ-Bestimmung der mitochondrialen Funktion in einem echten physiologischen Zustand auf subzellulärer Auflösung zu erreichen. Dies ist besonders nützlich, wenn sie mit anderen Messungen kombiniert werden, um systemisch Studium der Rolle von Mitochondrie...

Mitochondrien spielen eine zentrale Rolle in der Zell Bioenergetik, Radikal Signalisierung, Redox-Homöostase, Ionenregulation und Zellschicksal Bestimmung 1,2. Mitochondrien Dysfunktion oft begleitet und die Voraussetzung für die Entstehung von Krankheiten 6.3. Insbesondere in den Muskelsysteme wie Herz-und Skelettmuskulatur liefert mitochondrialen Atmung der meisten ATP rechtzeitige Regulierung der intrazellulären Calcium und robuste Kraftentwicklung 7,8 unterstützen. Diese Muskeln besitzen eine große Anzahl von Mitochondrien, die oft besetzen bis 20-40% des gesamten Zellvolumens und &quot;fixiert&quot; zwischen Myofilamenten 2. Trotz der zahlreichen Studien, das Verständnis der Regulation der mitochondrialen Funktion, insbesondere in vivo und unter physiologisch relevanten Bedingungen, begrenzt. Einer der Gründe ist, dass die Mehrheit der zur Auswertung der mitochondrialen Funktion entwickelten Methoden beruhen auf in vitro-oder ex vivo-Ansätze, wie die Überwachung des Sauerstoffverbrauchs von isolierten Mitochondrien mit künstlichen Substraten ergänzt, und die indirekte Bestimmung der mitochondrialen Funktion durch Morphologie (z. B. Elektronenmikroskopie), Enzymaktivität (z. B. Aconitaseaktivität) oder intrazellulären ATP-Spiegel 9-11 . Kürzlich, kleines Molekül Fluoreszenzindikatoren mit relativer mitochondrialen Bereicherung wurden angewendet, um einen Einblick in die mitochondriale Signale, einschließlich Membranpotential, Kalzium und reaktiven Sauerstoffspezies (ROS), in intakten Zellen 11-13 bieten. Außerdem haben mehrere grün fluoreszierende Protein (GFP) und ROS basierten Redox-Indikatoren entwickelt worden, um genauere Beurteilung des Fachintrazellulären Redox-oder ROS Signale 14-16 zu erreichen. Unter diesem, eine genetisch kodierte Superoxid-Indikator, der Kreis permutierter gelb fluoreszierendes Protein und Targete entwickelten wird in Mitochondrien (mt-cpYFP) 17. mt-cpYFP kann bei 405 oder 488 nm mit beiden Emissionspeaks bei 515 nm angeregt werden. Die Emission bei 488 nm Anregung, die auf Superoxid-spezifisch, wie durch vorherige in vitro-und in-vivo-Kalibrierung 17,18 dargestellt. Die Emission bei 405 nm Anregung wird als interne Kontrolle verwendet (siehe hierzu detaillierte Informationen über die Emissions-und Anregungsspektren von mt-cpYFP unter verschiedenen Bedingungen Abbildung 1 von Lit. 17). Mit Zeitraffer-konfokale Bildgebung, erkennt diese Anzeige platzen Superoxid-Produktion Veranstaltungen, namens Superoxid Wallungen, in Einzel Mitochondrien intakter Zellen. Superoxid-Flash dient als eine zusammengesetzte Funktion der mitochondrialen Atmung, vorübergehende Begleitmitochondrienmembran Depolarisation und ROS-Produktion 17-20. Kürzlich haben wir die pan-Gewebe mt-cpYFP transgenen Mäusen mit dem pUC-CAGGS-mt-cpYFP Vektor 17,19 auf C57/BL6 Hintergrund generiert und verifiziert die starken Ausdrucksion dieses Indikators in Herz, Skelettmuskeln und anderen Geweben (Abbildung 2). Die transgenen Mäuse werden auf Anfrage und MTA Genehmigung durch die Universität von Washington sein für interessierte akademischen Forschern zur Verfügung. In dieser Studie beschreiben wir in situ-Bildgebung von Superoxid blinkt Langendorff perfundierten Herzen als auch in vivo-Abbildung von von Blitzereignissen in der Skelettmuskulatur von betäubten mt-cpYFP transgenen Mäusen 17,19. Diese Technologie ermöglicht die Echtzeitüberwachung der einzelnen mitochondrialen ROS-Produktion Ereignisse in einem physiologisch relevanten Bedingungen oder in vivo 21,22. Es ist auch möglich, das System zu verwenden, um andere einzelne Parameter wie mitochondriale Membranpotential und Calcium mit geeigneten fluoreszierenden Indikatoren. Ferner gleichzeitige oder parallele Auswertung der mitochondrialen Funktion mit intrazelluläre Ereignisse (z. B. Calcium Transienten) oder Herzfunktion (z. B.. Ejektionsfraktion) erreicht werden. Pathologischen Störungen, wie Ischämie und Reperfusion kann perfundierten Herzen angewandt werden, um die Auswirkungen von Stress auf die einzelnen mitochondrialen Funktion im intakten Myokard zu beurteilen.

<table><tbody><tr><td colspan="4">REAGENTS</td></tr><tr><td>Blebbistatin</td><td>Toronto Research Chemicals</td><td>B592500</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Acros Organics</td><td>AC34961-5000</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP120-500</td><td></td></tr><tr><td>D-Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270-1</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H7006-500</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9541-1</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2&bull; 6H2O</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP214-500</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4&bull; 7H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M1880-1</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP358-212</td><td></td></tr><tr><td>NaH2PO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8282-500</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6014-1</td><td></td></tr><tr><td>Pyruvat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2256-25</td><td></td></tr><tr><td>TMRM</td><td>Invitrogen</td><td>T-668<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">EQUIPMENT</td></tr><tr><td colspan="4">Konfokales Linienrastermikroskop (LSM 510 Meta, Zeiss), Softwareversion 4.2 SP1 inklusive Modul "Physiologische Analyse".</td></tr></tbody></table>

die konfokale bildgebung von einzel mitochondrial super blinkt intact herz oder in vivo

Confocal Imaging of Single Mitochondrial Superoxide Flashes in Intact Heart or In Vivo

Mitochondrium ist ein wichtiger intrazellulären Organellen für die Energieproduktion und intrazelluläre Signal in eukaryontischen Systemen verantwortlich. Mitochondriale Dysfunktion oft begleitet und trägt zur menschlichen Krankheit. Mehrzahl der Ansätze, die entwickelt wurden, um die mitochondriale Funktion und Dysfunktion beurteilen sich auf in vitro oder ex vivo-Messungen. Ergebnisse aus diesen Versuchen sind die Fähigkeit zur Bestimmung der mitochondrialen Funktion in vivo begrenzt. Hier beschreiben wir einen neuen Ansatz, die konfokale Scanning-Mikroskopie für die Abbildung von intakten Geweben im Live Aminalen, die die Bewertung der einzelnen Funktion der Mitochondrien in einer Echtzeitweise in vivo ermöglicht nutzt. Zunächst erzeugen wir transgene Mäuse, die mitochondriale gezielte Superoxid-Indikator, zirkular permutiert gelb fluoreszierende Protein (mt-cpYFP) ausdrückt. Betäubt mt-cpYFP Maus auf eine maßgeschneiderte Tischadapter und Zeitraffer-Bilder werden f genommen Festrom die freiliegenden Skelettmuskeln der hinteren Gliedmaßen. Die Maus wird anschließend getötet und das Herz wird für Langendorff-Perfusion mit physiologischen Lösungen bei 37 ° C eingestellt Perfundierten Herzen in einer speziellen Kammer auf der konfokalen Mikroskoptisch positioniert und leichtem Druck aufgebracht wird, um das Herz zu immobilisieren und Herzschlag induzierten Bewegungsartefakte zu unterdrücken. Superoxid Wallungen werden durch Echtzeit-2D-konfokale Bildgebung bei einer Frequenz von einem Bild pro Sekunde erfasst. Die Perfusionslösung können modifiziert werden, um verschiedene Substrate Atmung oder andere Fluoreszenzindikatoren enthalten. Die Perfusion kann auch eingestellt werden, um Krankheitsmodellen wie Ischämie und Reperfusion zu erzeugen. Diese Technik ist ein einzigartiger Ansatz zur Bestimmung der Funktion von Einzel Mitochondrium in intakten Geweben und in vivo.

Gemäß diesem Protokoll können in vivo Bildgebung von Einzel mitochondriale Ereignisse in der Skelettmuskulatur von betäubten Mäusen durchgeführt werden, gefolgt von in situ-Bildgebung in perfundierten Herzen (Fig. 1). Die optimale Einstellung der Aufnahmebedingungen wird dafür sorgen, klare Bilder der intakten Muskeln und mit Einzel Mitochondrium Auflösung (Abbildung 2). TMRM wird oft verwendet, um die Position der mt-cpYFP überprüfen und sollte eine vollständige überl...

Die konfokale Scanning-Mikroskopie zur Abbildung Einzel mitochondriale Ereignisse in perfundierten Herz-oder Skelettmuskulatur in lebenden Tieren angewendet. Echtzeit-Überwachung von einzelnen mitochondrialen Prozesse wie Superoxid blinkt und Membranpotentialschwankungen ermöglicht die Auswertung der mitochondrialen Funktion in einer physiologisch relevanten Kontext und bei pathologischen Störungen.

Die konfokale Bildgebung von Einzel Mitochondrial Super Blinkt Intact Herz oder In Vivo

Mitochondrion is a critical intracellular organelle responsible for energy production and intracellular signaling in eukaryotic systems. Mitochondrial ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, einzelne mitochondriale Ereignisse wie Superoxidblitze und Membranpotentialschwankungen in situ oder in vivo zu überwachen, um eine Echtzeitbewertung der mitochondrialen Funktion in einem physiologisch relevanten Kontext zu erreichen. Dazu wird zunächst der Skelettmuskel in der Hintergliedmaße der Maus freigelegt. Als nächstes werden konfokale Zeitrafferbilder der Skelettmuskulatur in vivo aufgenommen.Anschließend wird das Mausherz perfundiert und mit Hilfe der konfokalen Mikroskopie abgebildet. Abschließend werden die Bilder verarbeitet und die Daten analysiert. Letztendlich können Ergebnisse erzielt werden, die einzelne mitochondriale Superoxid-Blitze und Membranpotentialfluktuationen in der Skelettmuskulatur, in vivo oder im perfundierten Herzen durch Zeitraffer und zweidimensionale konfokale Bilder zeigen.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Muskeln wie der Bewertung der Mitochondrienfunktion bei der Isolierung von Mitochondrien besteht darin, dass diese Technik die Echtzeitbewertung der einzelnen mitochondrialen Funktion in einem physiologisch relevanten Zustand ermöglicht. Wir demonstrieren diese Methode ist von entscheidender Bedeutung, da ein Messer, ein Tier oder ein Messergewebe Konfokale Bildgebung sind schwer zu erlernen, da es ein steileres und komplizierteres Verfahren ist. Nach der Herstellung von isotonischer balancierter Salzlösung oder IBSS, Krebs HENSEL Light Buffer oder KHB und chirurgischen Instrumenten gemäß dem Textprotokoll wird eine Maus mit einer intraperitonealen Injektion von Pentobarbital anästhesiert und eine Zehenkneifung durchgeführt, um zu bestätigen, dass das Tier sediert ist.Entfernen Sie mit einem Rasierer die Haare an einem der hinteren Gliedmaßen, bevor Sie die Stelle mit 70% Ethanol desinfizieren. Machen Sie als Nächstes einen Einschnitt in die Haut entlang der Außenseite der Extremität, um die Magenanämiemuskulatur freizulegen. Nehmen Sie dann mit einer scharfen Pinzette vorsichtig das Epimysium und schneiden Sie es mit einer Schere durch.Präparieren Sie weiter, um das Epimysium zu entfernen und die darunter liegenden Muskelfasern freizulegen. Geben Sie 500 nanomolare Tetraethyle, Rod Domine Methylester oder TMRM zum IBSS und tauchen Sie den Muskel 30 Minuten lang in die Lösung. Nachdem Sie TMRM in den Muskel geladen haben, waschen Sie den Muskel mit TMRM-freiem IBSS mit einem 40-fachen Ölobjektiv.Legen Sie die Maus auf die Seite auf den konfokalen Mikroskoptisch und halten Sie die hintere Extremität so fest, dass sich der freiliegende Skelettmuskel in einer speziell angefertigten Kammer gegen das Deckglas befindet. Drücken Sie dann vorsichtig auf das Bein, um einen engen Kontakt zwischen dem Gewebe und dem Deckglas herzustellen, und tauchen Sie die freiliegenden Muskeln mit einer Pixeltiefe von acht Bit und einer Abtastrate von einer Sekunde pro Bild in IBSS ein. Nehmen Sie einen zweidimensionalen Serienscan des Muskels auf. Sammeln Sie sequenzielle Bilder, indem Sie zuerst bei 405 Nanometern anregen und bei mehr als 505 Nanometern sammeln.Dann spannend bei 488 Nanometern beim Sammeln bei mehr als 505 Nanometern. Für die duale Wellenlängenanregung von MT. CCP YFP verwendet sequentielle Anregung bei 405, 488 und 543 Nanometern und sammelt Emission bei 505 bis 5, 45,505 bis 5, 45 bzw. mehr als 560 Nanometern. Für die Anregungsbildgebung mit drei Wellenlängen von M-T-C-P-Y-F-P und TMRM zur Abbildung des Mausherzens injizieren Sie dem Tier 200 Einheiten Heparin.Nachdem Sie 10 Minuten gewartet und die Maus durch Thorakotomie eingeschläfert haben, entfernen Sie schnell das Herz, die Lunge und den daran befestigten Thymus. Übertragen Sie das implantierte Gewebe schnell auf eiskaltes IBSS. Identifizieren Sie dann die Lappen des Thymus und schälen Sie sie vorsichtig zurück.Um die aufsteigende Aorta freizulegen, entfernen Sie die Lunge und den Thymus und isolieren Sie die Aorta, indem Sie vorsichtig das umgebende Gewebe entfernen. Machen Sie als nächstes einen Schnitt am oberen Ende der aufsteigenden Aorta vor dem ersten Ast des Aortenbogens. Halten Sie dann mit zwei Mikronahzetten vorsichtig die Wand der Aorta fest, um das Lumen freizulegen, und platzieren Sie es vorsichtig auf einer Kanüle.Verwenden Sie eine Mikrogefäßklemme, um die Aorta an Ort und Stelle zu halten und schnell Nähte um sie herum zu binden. Entfernen Sie die Klemme und überprüfen Sie mit einer Pinzette sorgfältig, ob sich die Spitze der Kanüle über der Aortenwurzel befindet. Sichere bei Bedarf zusätzliche Bänder, um das Herz an Ort und Stelle zu halten.Schalten Sie die Peristaltikpumpe ein und perfundieren Sie das Herz. Bei einem Milliliter pro Minute schlägt das Herz nach der Perfusion wieder weiter. Nach 10 Minuten Stabilisierung durchbluten Sie das Herz mit 10 mikromolaren BLEs-Statin und 100 bis 500 nanomolaren TMRM.Der Herzschlag verlangsamt sich nach 10 Minuten. Stellen Sie anschließend die Position des Perfusionssystems ein und legen Sie das Herz auf den Mikroskoptisch, der mit einem Adapter ausgestattet ist, um die Kammer auf 37 Grad Celsius zu erhitzen. Geben Sie einen Milliliter KHB-Perfusionslösung in die Kammer, um das Herz teilweise einzutauchen.Verwenden Sie eine Schlauchpumpe, um das Abwasser aus der Kammer zu entfernen. Erhöhen Sie allmählich die Geschwindigkeit der Pumpe, um einen ausreichenden Fluss zum Herzen zu gewährleisten, einen engen Kontakt des Herzens mit dem Deckglas zu gewährleisten und den Herzschlag weiter zu unterdrücken, und üben Sie sanften Druck auf das Herz aus. Stellen Sie sich das Organ so vor, wie es weiter oben in diesem Video für den Muskel beschrieben wurde, und passen Sie die Fokusebene an, um ein möglichst klares Bild zu erhalten.Mit dem physiologischen Analysemodul der konfokalen Mikroskop-Software. Öffnen Sie zunächst die automatisch generierte Datenbank und anschließend die zu analysierende 2D-Bilddatei. Klicken Sie auf "Region of Interest" oder "ROI-Mittelwert".Um in den Modus "Mittelwert der ROIs" zu wechseln. Schalten Sie die Anzeige der Kanäle mit Ausnahme von CP YFP bei 488 Nanometern aus, um die Blitze auszuwählen. Vergrößern Sie das Bild und bewegen Sie den Schieberegler manuell, um die seriellen 2D-Bilder abzuspielen.Identifizieren Sie als Nächstes einzelne mitochondriale Superoxidblitze, indem Sie die Stelle lokalisieren, an der das Fluoreszenzsignal vorübergehend ansteigt. Verwenden Sie das entsprechende ROI-Tool, um die Blitze zu markieren, die Kurve mit der zeitabhängigen Fluoreszenzänderung jedes ROI wird neben dem Bild angezeigt. Nachdem Sie alle Blitze ausgewählt haben, schalten Sie die Anzeige der anderen Kanäle ein.Wählen Sie einen ROI auf dem Bild außerhalb der Zelle für die Subtraktion des Hintergrundsignals aus. Geben Sie dann die durchschnittliche Fluoreszenz jedes ROI zusammen mit den Zeitmarkierungen aus. Notieren Sie die Anzahl der Blitze in jeder der seriellen Scan-Bilddateien zusammen mit der Scanzeit und dem Bereich der Zelle.Verwenden Sie Excel, um die Blitzfrequenz als Anzahl der Blitze pro 100 Sekunden und pro 1000 Quadratmikrometer Zellfläche zu berechnen. Zur Berechnung der Amplitudenzeit bis zum Höhepunkt und der Abklingzeit für jeden Blitz. Verwenden Sie ein speziell entwickeltes Programm für die Flash-Parameteranalyse, das Teil eines benutzerdefinierten Programms ist, das in interaktiver Datensprache geschrieben ist.Unter Verwendung dieses Protokolls kann die In-vivo-Bildgebung einzelner mitochondrialer Ereignisse in der Skelettmuskulatur von anästhesierten Mäusen durchgeführt werden, gefolgt von einer Insi-Bildgebung im perfundierten Herzen. Wie hier gezeigt. TMRM, ein Indikator für das mitochondriale Membranpotential, wird häufig verwendet, um die Lokalisation von M-T-C-P-Y-F-P zu verifizieren, und sollte ein vollständiges Überlappungsmuster mit dem M-T-C-P-Y-F-P-Signal zeigen.Seine Spektren sind von denen von CP YFP unterscheidbar, und durch die Verwendung der sequentiellen Anregungsmethode werden sich die Emissionssignale von TMRM und M-T-C-P-Y-F-P nicht gegenseitig stören. Diese Bilder zeigen, dass ein einzelner mitochondrialer Superoxid-Blitz, der von Membrandepolarisation begleitet wird, in den seriellen 2D-Scanbildern identifiziert werden kann, die einen vorübergehenden Fluoreszenzanstieg über den Hintergrundsignalen sowohl im Skelettmuskelgewebe als auch im Myokard zeigten. Neben einer hohen Auflösung ist auch eine adäquate Fluoreszenzintensität erforderlich.Dies kann durch Modulation der Laserintensität und der Verstärkung in den Sammelkanälen erreicht werden. Im Allgemeinen wird das basale Fluoreszenzsignal von der Zelle auf ein Drittel bis ein Viertel der maximalen Intensität des Kanals eingestellt. Da das Expressionsniveau von M-T-C-P-Y-F-P und die Beladung mit TMRM von Tier zu Tier variieren können, sollte für jedes Experiment eine Feinabstimmung der Bildgebungsbedingungen vorgenommen werden, sowohl physiologische als auch pathologische Störungen, wie z. B. metabolische Substrate.Elektrische Stimulation, wie hier angedeutet, und ischämische Reperfusion wurden verwendet, um zu zeigen, dass die Superoxid-Flash-Aktivität auf Veränderungen des zellulären Stoffwechselstatus reagiert. Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, ist es wichtig, daran zu denken, eine angemessene Anästhesie des Mundes und den korrekten Zustand des durchbluteten Herzens aufrechtzuerhalten. Im Anschluss an dieses Verfahren können andere Methoden wie Ischämie und Fusion durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen wie mitochondriale Dysfunktion bei Myokardleukämie und Reperfusionsschäden zu beantworten.

confocal-imaging-single-mitochondrial-superoxide-flashes-intact-heart

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Eine effiziente Methode, um Einblicke in die Visualisierung der parakrine-derived ROS-Induktion von endothelialen Ca2 + Signal-Verstärkung wird beschrieben. Diese Methode nutzt die Vorteile der Messung parakrine abgeleitete ROS ausgelöst Ca2 +-Mobilisierung in vaskulären Endothelzellen in einer Co-Kultur-Modell.

Visualization of Vascular Ca 2 + Signaling Ausgelöst durch Parakrine Derived ROS

Mitochondrien-Fusion wurde durch das Verfolgen der Äquilibrierung von photokonvertiertem Matrix-bezogenen GFP über die mitochondriale Netzes über die Zeit gemessen. Bisher konnte nur eine Zelle zu einer Stunde lange kinetische Analyse bei einer Zeit unterworfen werden. Wir präsentieren eine Methode, die misst gleichzeitig mehrere Zellen und beschleunigt so den Prozess der Datensammlung.

Der schnellere, Hohe Auflösung, MTPA-GFP-basierte Mitochondriale Fusion Assay Acquiring Kinetische Daten mehrerer Zellen parallel mit Hilfe der konfokalen Mikroskopie

Ziel ist es, die mitochondriale Redoxzustand isolierten Herzen im Rahmen der physiologischen und Nachlast Drücke überwachen. Ein biventrikulären arbeiten Kaninchen Herzen Modell vorgestellt. Örtlichen und zeitlichen Auflösung Fluoreszenz-Bildgebung von NADH wird verwendet, um die mitochondriale Redoxzustand Epikardgewebe überwachen.

NADH Fluoreszenz-Imaging von isolierten biventrikulären Arbeiten Kaninchenherzen

Quelle: Kennedy, L. H., et. al. Visualisierung und Live-Bildgebung von Oligodendrozyten-Organellen in organotypischen Hirnschnitten mittels Adeno-assoziierter Virus- und Konfokalmikroskopie. J. Vis. Exp. (2017)Dieses Video zeigt die Bildgebung von Oligodendrozyten-Mitochondrien in organotypischen Schnitten des Gehirns von Mäusen. Die Scheibe wird in eine Badekammer mit kontinuierlicher Flüssigkeitszirkulation und kontrollierter Temperatur gelegt. Nach dem Einstellen verschiedener Parameter des...

Konfokale Bildgebung der mitochondrialen Bewegung in Oligodendrozyten in organotypischen Hirnschnittkulturen

Eine Analyse der mitochondrialen Struktur-Funktions-Beziehung ist für ein gründliches Verständnis der regulatorischen Mechanismen der mitochondrialen Funktionalität erforderlich. Spezifische Methoden zur Untersuchung der mitochondrialen Struktur und Funktion in lebenden und fixierten Drosophila-Eierstöcken werden in dieser Arbeit beschrieben und demonstriert.

Studieren Mitochondrial Struktur und Funktion in Drosophila Ovarien

Wir präsentieren ein Protokoll zur Untersuchung der Verteilung von Mitochondrien und endoplasmatischem Retikulum in ganzen Zellen nach genetischer Veränderung mittels korrelativer Licht- und Volumenelektronenmikroskopie einschließlich Ascorbatperoxidase 2 und Meerrettichperoxidase-Färbung, serielle Steilerstellung von Zellen mit und ohne Zielgen im selben Abschnitt und serielle Bildgebung mittels Elektronenmikroskopie.

Mitochondrien und Endoplasmatische Retikulum-Bildgebung durch korrelative Licht- und Volumenelektronenmikroskopie

Diese Technik beschreibt einen effektiven Arbeitsablauf zur Visualisierung und quantitativen Messung des mitochondrialen Membranpotentials und des Superoxidspiegels in HeLa-Zellen mittels fluoreszenzbasierter Live-Bildgebung.

Fluoreszenzbasierte Quantifizierung des mitochondrialen Membranpotentials und des Superoxidspiegels mittels Live-Bildgebung in HeLa-Zellen

Wasserstoffperoxid (H2O2) ist sowohl eine Quelle oxidativer Schäden als auch ein Signalmolekül. Dieses Protokoll beschreibt, wie mitochondrialesH2O2mit Hilfe von HyPer7 (mtHyPer7), einem genetisch kodierten ratiometrischen Biosensor, in lebender Hefe gemessen werden kann. Es wird beschrieben, wie die Bildgebungsbedingungen optimiert und quantitative zelluläre und subzelluläre Analysen mit frei verfügbarer Software durchgeführt werden können.

Bildgebung von mtHyPer7, einem ratiometrischen Biosensor für mitochondriales Peroxid, in lebenden Hefezellen

Dieses Protokoll beschreibt einen Mechanismus zur Verwendung von korrelativer Licht- und Elektronenmikroskopie, um die Wechselwirkung von Mitochondrien und Lysosomen, die mit mEosEM bzw. APEX2 markiert sind, sichtbar zu machen.

Zweifarbige korrelative Licht- und Elektronenmikroskopie zur Visualisierung von Wechselwirkungen zwischen Mitochondrien und Lysosomen

Dieser Artikel beschreibt die Verwendung von konfokaler Mikroskopie und ImageJ zur Beurteilung der mitochondrialen Spaltungs-/Fusionsdynamik mittels Dendra2-Photoswitching-Fluoreszenz.

Beurteilung der mitochondrialen Spaltungs-/Fusionsdynamik in proximalen tubulären Zellen der Niere

Erfahren Sie die konfokale Bildgebung einzelner Mitochondrien in Skelettmuskeln und perfundierten Herzen von Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Echtzeit-Analyse mitochondrialer Superoxid-Blitze und Membranpotenzial-Schwankungen in physiologisch relevanten Kontexten.

Die konfokale Bildgebung von Einzel Mitochondrial Super Blinkt Intact Herz oder In Vivo

Weitere Videos entdecken