Name: Hochdurchsatz-Mikroinjektionen von Sea Urchin Zygotes (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-01-21T21:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 40 s
Description: Lernen Sie Hochdurchsatz-Mikroinjektionen in Seeigelembryonen für Entwicklungsbiologie. Diese Methode ermöglicht die effiziente Untersuchung von Genfunktion und RNA-Protein-Expression in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir danken Santiago Suarez für das kritische Lesen des Manuskripts und Betty Cowgill für Hilfe in der Fotografie. Wir danken auch den anonymen Gutachtern für ihre kritischen Rückmeldungen. Diese Arbeit wird von der Universität Delaware Research Fund unterstützt.

1. Herstellung von Protaminsulfat (PS) Beschichtete Geschirr <ol><li> Vorbereitung 1% igen Lösung von Protaminsulfat (PS) durch Zugabe von 0,5 g PS auf 50 ml entionisiertem, destilliertem Wasser (ddH 2 O) in einem 50 ml konischen Röhrchen. Schütteln bei hoher Geschwindigkeit auf einer Bank Schüttler bei Raumtemperatur für 1-2 Stunden, um eine vollständige Auflösung von PS zu gewährleisten. Diese Lösung kann bei 4 ° C für mindestens 3 Monate gelagert werden (stellen Sie sicher, gelartige Niederschlag vollständig gelöst vor jedem Gebrauch) 3. </li><li> Nehmen Sie eine Hülse von 60 mm x 15 mm Polystyrol-Petrischalen und legen Sie beide Deckel und Böden auf der Bank. </li><li> Gießen Sie 1% PS-Lösung in jeder Schale (beide Böden und Deckel verwendet werden kann) gerade genug, um die Oberfläche bedecken, lassen Sie mindestens 2 min. Die übrig gebliebenen PS-Lösung können viele Male wiederverwendet werden innerhalb von 3 Monaten bei 4 ° C gelagert werden </li><li> PS-Platz behandelt Gerichte in einem Becherglas mit destilliertem Wasser (dH 2 O) gefüllt. Lassen Sie den Becher unter fließendem dH 2 O für mindestens10 min. </li><li> PS-beschichteten Platten können sofort oder Luft für Lagerung verwendet werden. Cover sie zu Staubansammlung zu verhindern. Sie kann bei Raumtemperatur 1 Monat 3 gespeichert werden. </li></ol> 2. Erhalten Seeigel Gameten und Unbeweglichkeitseffekt die Eier auf einem PS-beschichteten Teller für Mikroinjektion <ol><li> Spawn Seeigel durch Schütteln oder intracoelomic Injektion von bis zu 1 ml 0,5% KCl zu einer Kontraktion der glatten Muskulatur zu bewegen, Gameten 3 (Abbildung 2) zu lösen. </li><li> Wenn das Tier eine männliche, wie durch die weiße Farbe Spermien angegeben, sammeln Samentrocken von der Oberfläche eines Tieres in ein 1,5-ml-Röhrchen. Trocken Spermien bei 4 ° C eine Woche ohne wesentlichen Verlust der biologischen Funktion gespeichert werden. </li><li> Wenn das Tier ein Weibchen, wie die gelbe Farbe aufgrund der Eigelbgehalt angegeben, sammeln seine Gameten durch Eintauchen der gonopores in einem Becher voll von Meerwasser. Die Eier werden von gonopores freigesetzt werden und sich durch die Schwerkraft. &lt;/ Li&gt; <li> Filtern Sie die Eier von Schmutz wie Tier Stacheln mit 80 um Nylon-Mesh-Filter. Die besten Ergebnisse werden erzielt, wenn die Eier innerhalb von 5-7 Stunden nach dem Laichen verwendet. </li><li> Dejelly die Eier: <ol><li> Es werden 100 ml saurem Meerwasser für etwa 1 ml Ei. Verwenden Sie 0,5 M Zitronensäure auf pH-Wert des Meerwassers von pH 8,0 bis 5,1 bis 5,2 einzustellen. Ein zu niedriger pH-Wert der Befruchtung zu verringern und zu hohen pH-Wert wird nicht zulassen, Eier, auf die PS-beschichteten Platten zu befestigen. </li><li> Die Eier (nicht mehr als 1 ml) zu sauren Meerwasser und lassen Sie die Eier auf Eis für 10 Minuten nieder. Alternativ kann die Entfernung des Gelee Mantel unter leichtem Schwenken der Eier während der Behandlung gefördert werden. Man kann effektiv dejelly S. purpuratus Eier in 3-4 min auf diese Weise. </li><li> Vorsichtig abgießen sauren Meerwasser, fügen Sie frisches Meerwasser und lassen Sie die Eier nieder auf Eis wieder. Dejellied Eier auf Eis für bis zu 6 Stunden ohne Befruchtung Probleme gelagert werden </li></ol></li&gt; </ol> 3. Reihe sind die Eier <ol><li> Bereiten 1 M Stammlösung von 3-Aminotriazol (3-AT, MW = 84,08) durch Lösen von 0,84 g 3-AT in 10 ml ddH 2 O. Diese Lösung kann bei 4 ° C für bis zu 6 Monate gelagert werden. </li><li> Bereiten 1 mM Arbeits Lösung von 3-AT durch Zugabe von 50 ul 1 M Stammlösung zu 50 ml vorgekühltes Meerwasser. Die Lösung wird auf Eis. </li><li> Bereiten Mund Pipette (Abbildung 3) für die schonende Behandlung der Eier: <ol><li> Pipettenspitze manuell von Glasmikropipetten (100 x 1,09 mm OD) gezogen. Halten Sie die Mikropipette mit beiden Händen über dem offenen Feuer. Als das Glas zu schmelzen beginnt, vorsichtig die Enden der Pipette in entgegengesetzte Richtungen ziehen. </li><li> Schließen Sie das eine zog Pipette in ein Kunststoffschlauch (ID 1,14 mm), dicht schliesst mit Parafilm. Die Länge der Rohrleitung sollte ungefähr 50-70 cm. </li><li> Legen Sie eine sterilfiltrierte P20 oder P200 Spitze am Ende des Rohres gegenüber dem Glasrohr zuals Mundstück verwendet werden. </li><li> Clip der Ende des Glasmikropipette mit einer Schere, um den Durchmesser der Spitze einstellen. Der optimale Durchmesser etwas größer als der Durchmesser des Eies (80 &amp;mgr; m). </li></ol></li><li> Gießen 4 ml 1 mM 3-AT Meerwasser in jedem PS-beschichtete Schale (Boden oder Deckel). </li><li> Nehmen Sie die Pipette Mund, legte das P20/P200 Spitze in den Mund und sichern Sie sie mit den Zähnen. Um Eier zu saugen, saugen zuerst eine kleine Menge von Meerwasser. Durch eine Flüssigkeitssäule vor dem Laden der Eier zu erhalten, muß eine maximale Kontrolle über den Mund Pipettierens. </li><li> Positionieren Sie den Mikropipettenspitze in der Nähe der Eier und vorsichtig aspirieren in mehrere hundert Eier in der Pipette. Beschränken Sie die Eier in der Glasmikropipette. </li><li> Row dejellied Eier in einer geraden Linie auf einer Schüssel vorsichtig bläst sie aus dem Mund Pipette während der Bewegung die Spitze in einer geraden Linie. Zeile die Eier direkt vor den Injektionen, weil die Befruchtung Probleme können auftreten, aufgrund prolonged Einwirkung von 3-AT 3 Meerwasser. Außerdem können kationische Klebstoffe wie PS toxisch Eier, und es ist nicht ratsam, Embryonen dieser Reagenzien für längere Zeit ausgesetzt werden, insbesondere wenn die Befruchtung Briefumschläge entfernt wurden. </li><li> Einen Kratzer auf der Schale in der Nähe der Linie der ruderten Eier mit einer Glaspipette. Diese Kratzer wird wichtig sein, die Injektionsnadel zu brechen, um den Fluss der Lösung nach Bedarf anzupassen. Alternativ kann die Kratz vor dem Gießen 3-AT Meerwasser in die Schale gestellt werden. </li></ol> 4. Mikroinjektion von der Sea Urchin Zygotes <ol><li> Schalten Sie die Mikroinjektion Station. Hier beschreiben wir die Verwendung von FemtoJet Einspritzsystem. </li><li> Ziehen Injektionskapillaren mit einer Nadel Magnet. Ein Beispiel eines gut Nadel ist in Fig. 4 dargestellt. Hinweis: Für die RNA-Injektionen, sollte Injektionskapillaren vorbehandelt werden, um Kontamination RNAase 31 zu vermeiden: <ol><li> Platzieren Injektionskapillaren in 50 ml konischenRöhrchen und 50 ml der gefilterten Methanol / HCl (9:1). Gut schütteln und über Nacht verlassen, nicht länger als 10 Stunden. </li><li> Gießen Sie das Methanol / HCl und spülen die Kapillaren mit 2x gefiltert Methanol in das gleiche Rohr. </li><li> Drain Methanol so weit wie möglich zu lyophilisieren und die Kapillaren über Nacht, um eine vollständige Entfernung von Methanol zu gewährleisten. </li></ol></li><li> Vorsichtig aufsetzen Nadel Kapillare auf einer Nadel Ladehalter und laden Sie es mit &lt;0,5 ul einer Probenlösung mit Microloader Tipps. Probenlösungen enthalten in der Regel 20% Glycerin, je nach der injizierten Materials 3. </li><li> Die Schale mit ruderte Eier auf den Mikroskoptisch (Eier sollte vertikal ausgerichtet, wenn durch die Okulare betrachtet werden) und konzentrieren sich auf die Eier. </li><li> Vorsichtig aufsetzen geladen Nadel auf den Nadelhalter Mikroinjektion und die Position der Nadel zu einem perfekt fokussierten Spitze in der Mitte des Feldes zu haben. </li><li> Drücken Sie die Taste, um den maximalen Druck fo geltenr Nadelreinigung. Lösung sollte aus der Nadel zu kommen. Stellen Sie den Druck, falls erforderlich: Einspritzdruck sollte im Bereich von 90 bis 360 hPa, mit der Kompensationsdruck bei etwa 1/3 des Einspritzdrucks. </li><li> Stellen Sie die Lösungsstrom durch Injektion in unbefruchteten Ei. Mikromanipulator mit einem Joystick, leiten die Spitze der Injektionsnadel auf die unbefruchtete Ei. Um Nadel Eingabe zu erleichtern, erstellen Sie ein leichtes Zittern durch leichtes Ausschlagen der Bühne mit einem harten Gegenstand, zB einem Schraubendreher. Eine Bolus-Injektion in das Ei bilden sollen (Fig. 5) ersichtlich. </li><li> Wenn die Einspritz Bolus nicht sichtbar ist, etwas erhöhen die Spitze der Nadel über die Eier, suchen Sie die Kratzer auf der Schale und stellen Sie in der Mitte des Feldes positioniert werden. Klopfen Sie leicht die Nadelspitze auf die Kratzspur, um die Spitze der Injektionsnadel zu brechen. Einstellen der Einspritzausgleichsdrücke zu gewährleisten, dass der Bolus Injektion nicht mehr als 1/5 von ter Durchmesser des Eis (1-2 pm). </li><li> Sobald die Injektion Bolus kalibriert ist, die Eier zu befruchten, indem verdünnt Spermien (1:1000) oder 1-2 ul der Spermien. Gut mischen sorgfältig verdrängen die Reihe der Eier zu verhindern. </li><li> Start-Injektionen, unmittelbar nachdem die Befruchtung Umschlag sichtbar (Fig. 5) wird. Bewegen Sie sich entlang der Linie der Eier ruderte mit dem Stufenregler und spritzen so viele Zygoten wie möglich durch Stossen sie mit der Nadel durch Mikromanipulator Joystick gesteuert. </li><li> Nach 10-15 min, werden die neu befruchtete Eier werden gehärtet und kann nicht mehr eingespritzt werden. Entfernen Sie die Schale von der Bühne und sorgfältig absaugen aus Spermien in 3-AT Meerwasser mit einem Kunststoff-Pasteur-Pipette. </li><li> Lassen Sie nicht die Zygoten trocken. Schnelles Hinzufügen von frischem Meerwasser vorgekühlten, die Schüssel abdecken. Die Embryonen inkubieren bei 15 ° C. </li></ol>

<ol><li>Muramatsu, T., Mizutani, Y., Ohmori, Y., Okumura, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+three+nonviral+transfection+methods+for+foreign+gene+expression+in+early+chicken+embryos+in+ovo%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+Biophys.Res.+Commun%22%5BJournal%5D)">Comparison of three nonviral transfection methods for foreign gene expression in early chicken embryos in ovo.</a> Biochem. Biophys.Res. Commun. 230, 376-380 (1997).</li>
<li>Peng, H., Wu, Y. Y., Zhang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+Delivery+of+DNA+and+Morpholinos+into+Mouse+Preimplantation+Embryos+by+Electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22Plos+One%22%5BJournal%5D)">Efficient Delivery of DNA and Morpholinos into Mouse Preimplantation Embryos by Electroporation.</a> Plos One. 7, 13 (2012).</li>
<li>Ettensohn, C. A., Wray, G. A., Wessel, G. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEttensohn%2C+CA+%22eds.+Development+of+sea+urchins%2C+ascidians%2C+and+other+invertebrate+deuterostomes%3A+experimental+approaches%22">eds. Development of sea urchins, ascidians, and other invertebrate deuterostomes: experimental approaches</a>. 74, Elsevier Academic Press. (2004).</li>
<li>Franks, R. R., Houghevans, B. R., Britten, R. J., Davidson, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+introduction+of+cloned+DNA+into+the+sea+urchin+zygote+nucleus%2C+and+fate+of+injected+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Direct introduction of cloned DNA into the sea urchin zygote nucleus, and fate of injected DNA.</a> Development. 102, 287-299 (1988).</li>
<li>Kinsey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+signaling+pathways+in+zebrafish+development+by+microinjection%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Analysis of signaling pathways in zebrafish development by microinjection.</a> Methods Mol. Biol. 518, 67-76 (2009).</li>
<li>Kola, I., Sumarsono, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microinjection+of+in+vitro+transcribed+RNA+and+antisense+oligonucleotides+in+mouse+oocytes+and+early+embryos+to+study+the+gain-+and+loss-of-function+of+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Microinjection of in vitro transcribed RNA and antisense oligonucleotides in mouse oocytes and early embryos to study the gain- and loss-of-function of genes.</a> Mol. Biotechnol. 6, 191-199 (1996).</li>
<li>Mishina, T., Fuchimukai, K., Igarashi, K., Tashiro, K., Shiokawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modification+of+secondary+head-forming+activity+of+microinjected+a+dagger+beta-catenin+mRNA+by+co-injected+spermine+and+spermidine+in+Xenopus+early+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Amino+Acids%22%5BJournal%5D)">Modification of secondary head-forming activity of microinjected a dagger beta-catenin mRNA by co-injected spermine and spermidine in Xenopus early embryos.</a> Amino Acids. 42, 791-801 (2012).</li>
<li>O'Meara, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+silencing+in+bovine+zygotes%3A+siRNA+transfection+versus+microinjection%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod.+Fertil.+Dev%22%5BJournal%5D)">Gene silencing in bovine zygotes: siRNA transfection versus microinjection.</a> Reprod. Fertil. Dev. 23, 534-543 (2011).</li>
<li>Dean, D. A., Gasiorowski, J. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonviral+gene+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Nonviral gene delivery.</a> Cold Spring Harb. Protoc. , (2011).</li>
<li>Hiramoto, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+division+without+mitotic+apparatus+in+sea+urchin+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Cell division without mitotic apparatus in sea urchin eggs.</a> Exp. Cell Res. 11, 630-636 (1956).</li>
<li>Wilson, L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWilson%2C+L+%22Methods+in+Cell+Biology%22">Methods in Cell Biology</a>. 25, Elsevier. (1982).</li>
<li>Gross, J. M., McClay, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+Brachyury+%28T%29+during+gastrulation+movements+in+the+sea+urchin+Lytechinus+variegatus%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">The role of Brachyury (T) during gastrulation movements in the sea urchin Lytechinus variegatus.</a> Dev. Biol. 239, 132-147 (2001).</li>
<li>Yajima M, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autonomy+in+specification+of+primordial+germ+cells+and+their+passive+translocation+in+the+sea+urchin%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Autonomy in specification of primordial germ cells and their passive translocation in the sea urchin.</a> Development. 139, 3786-3794 (2012).</li>
<li>Duboc, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nodal+and+BMP2%2F4+pattern+the+mesoderm+and+endoderm+during+development+of+the+sea+urchin+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Nodal and BMP2/4 pattern the mesoderm and endoderm during development of the sea urchin embryo.</a> Development. 137, 223-235 (2010).</li>
<li>Ernst, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Offerings+from+an+Urchin%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Offerings from an Urchin.</a> Dev. Biol. 358, 285-294 (2011).</li>
<li>McClay, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+crossroads+in+developmental+biology%3A+sea+urchins%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Evolutionary crossroads in developmental biology: sea urchins.</a> Development. 138, 2639-2648 (2011).</li>
<li>Sodergren, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Research+article+-+The+genome+of+the+sea+urchin+Strongylocentrotus+purpuratus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Research article - The genome of the sea urchin Strongylocentrotus purpuratus.</a> Science. 314, 941-952 (2006).</li>
<li>Roux, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+functional+genomic+and+proteomic+perspective+of+sea+urchin+calcium+signaling+and+egg+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">A functional genomic and proteomic perspective of sea urchin calcium signaling and egg activation.</a> Dev. Biol. 300, 416-433 (2006).</li>
<li>Turner, P. R., Sheetz, M. P., Jaffe, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fertilization+increases+the+polyphosphoinositide+content+of+sea+urchin+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Fertilization increases the polyphosphoinositide content of sea urchin eggs.</a> Nature. 310, 414-415 (1984).</li>
<li>Voronina, E., Marzluff, W. F., Wessel, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclin+B+synthesis+is+required+for+sea+urchin+oocyte+maturation%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cyclin B synthesis is required for sea urchin oocyte maturation.</a> Dev. Biol. 256, 258-275 (2003).</li>
<li>Wong, J. L., Wessel, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+matrix+modifications+at+fertilization%3A+regulation+of+dityrosine+crosslinking+by+transamidation%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Extracellular matrix modifications at fertilization: regulation of dityrosine crosslinking by transamidation.</a> Development. 136, 1835-1847 (2009).</li>
<li>Shuster, C. B., Burgess, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transitions+regulating+the+timing+of+cytokinesis+in+embryonic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Transitions regulating the timing of cytokinesis in embryonic cells.</a> Curr. Biol. 12, 854-858 (2002).</li>
<li>Morris, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+cytoskeletal+and+motility+proteins+in+the+sea+urchin+genome+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Analysis of cytoskeletal and motility proteins in the sea urchin genome assembly.</a> Dev. Biol. 300, 219-237 (2006).</li>
<li>Minc, N., Burgess, D., Chang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+Cell+Geometry+on+Division-Plane+Positioning%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Influence of Cell Geometry on Division-Plane Positioning.</a> Cell. 144, 414-426 (2011).</li>
<li>Davidson, E. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+genomic+regulatory+network+for+development%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A genomic regulatory network for development.</a> Science. 295, 1669-1678 (2002).</li>
<li>Oliveri, P., Tu, Q., Davidson, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+regulatory+logic+for+specification+of+an+embryonic+cell+lineage%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Global regulatory logic for specification of an embryonic cell lineage.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 5955-5962 (2008).</li>
<li>Peter, I. S., Davidson, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+gene+regulatory+network+controlling+the+embryonic+specification+of+endoderm%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A gene regulatory network controlling the embryonic specification of endoderm.</a> Nature. 474, (2011).</li>
<li>Nam, J. M., Dong, P., Tarpine, R., Istrail, S., Davidson, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+cis-regulatory+genomics+for+systems+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Functional cis-regulatory genomics for systems biology.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 3930-3935 (2010).</li>
<li>Showman, R. M., Foerder, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+the+fertilization+membrane+of+sea-urchin+embryos+employing+aminotriazole%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Removal of the fertilization membrane of sea-urchin embryos employing aminotriazole.</a> Exp. Cell Res. 120, 253-255 (1979).</li>
<li>Lepage, T., Sardet, C., Gache, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+expression+of+the+hatching+enzyme+gene+in+the+sea-urchin+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Spatial expression of the hatching enzyme gene in the sea-urchin embryo.</a> Dev. Biol. 150, 23-32 (1992).</li>
<li>Jaffe, L. A., Terasaki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+microinjection+of+oocytes%2C+eggs%2C+and+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Development+of+Sea+Urchins%2C+Ascidians%2C+and+Other+Invertebrate+Deuterostomes%3A+Experimental+Approaches%22%5BJournal%5D)">Quantitative microinjection of oocytes, eggs, and embryos.</a> Development of Sea Urchins, Ascidians, and Other Invertebrate Deuterostomes: Experimental Approaches. 74, 219-242 (2004).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, keine konkurrierenden finanziellen Interessen oder andere Interessenkonflikte.

Mikroinjektion ist eine leistungsfähige Technik für die Bereitstellung von verschiedenen Behandlungen, wie DNA, mRNA, rekombinante Proteine, Funktionsverlust und Überfunktion Reagenzien, Farbstoffe und deren Kombinationen in Eier, Embryonen und Zellen von verschiedenen Organismen, 1-7. Allerdings sollten einige Überlegungen bei der Gestaltung einer Mikroinjektion Experiment gehalten werden. Es ist sehr wichtig, um die Löslichkeit des zuge Behandlung und die Einspritzmenge zu berüc...

Effiziente und reproduzierbare Behandlung Lieferung ist eine der wichtigsten methodischen Herausforderungen für Forscher. Mehrere Verfahren wurden eingerichtet, um vorübergehend liefern Behandlungslösungen in die Eier, Embryos, und Zellen. Diese Verfahren umfassen Elektroporation (basierend auf einer Erzeugungs transiente Poren in der Membran unter Verwendung von kurzen elektrischen Impulse) 1,2, Lipofektion (Lieferung durch die Fusion der Behandlung enthaltenden Liposomen mit der Membran) 1, 1 Mikropartikelbeschuss (DNA wird im Mikrometer präzipitiert großen Metallpartikel werden dann verwendet, um die Zellen mit hoher Geschwindigkeit zu durchdringen) und Transduktion (Viren als Träger zur Freisetzung von Transgenen verwendet werden). Im Moment ist die Mikroinjektion der einzige Ansatz, der den Vorteil hat, keine Lösung mit 100% Effizienz mit minimalem Reagenzien enthält. Darüber hinaus kann eine einzelne Injektion Lösung eines Komplexes Cocktail bestehend aus Behandlungen werden. Diese Technik wurde erfolgreich verwendet worden, umly microinject die Eier und Embryonen aus zahlreichen Arten wie Seeigel 3,4, Zebrafisch 5, 6 Maus, Frosch, 7, 8 und Rinder sowie einzelne Zellen in der Gewebekultur-9. Einzel Blastomeren Injektionen in späteren Entwicklungsstadien wurden auch durchgeführt, 10-12. Die aktuellen Methoden der Mikroinjektionen auf der Druckinjektionsverfahren, das ursprünglich von Hiramoto 10 beschrieben wurde, basiert, aber große Fortschritte zur Optimierung dieses Prozesses hergestellt. Ausgezeichnet Mikroinjektion Techniken wurden an anderer Stelle 11 beschrieben, und hier beschreiben wir eines der spezifischen Methoden, die derzeit verwendet wird, um Seeigel (Strongylocentrotus purpuratus) neu befruchtete Eier microinject. Seit über einem Jahrhundert haben Seeigel ein wertvolles experimentelles Modell 15,16. Seeigel sind evolutionär eng mit Chor (uns) und die Analyse von verwandtenihr Genom zeigte, dass sie alle wichtigen Genfamilien wie das menschliche 17 enthalten. Sie produzieren eine große Anzahl von synchron Entwicklung transparenter Embryonen, die leicht manipuliert werden kann. Mit Seeigel als Modellorganismus hat die Seeigel-Community, um unser Verständnis der Befruchtung 18-21, zellbiologische Prozesse 22-24, und der Gen-regulatorischen Netzwerken (KNS) 25-28 beigetragen. Mikroinjektion in Zygoten Seeigel sind mehrere Schritte erforderlich. Zuerst müssen die Eier vor Injektionen (unten beschrieben) immobilisiert werden. Mikroinjektion Speisen werden mit Protaminsulfat (PS), die eine positiv geladene Oberfläche, auf die die negativ geladenen Eier 3 haften schafft beschichtet. Die Eier werden durch Inkubation in saurem Meerwasser (pH 5,15) für 10 min dejellied, gefolgt von zwei Waschungen in natürlichem Meerwasser oder künstlichem Meerwasser (pH 8,0). Die dejellied Eier werden sorgfältig in einer geraden Linie gerudertin der Mitte der PS-beschichtete Schale in Gegenwart von 1 mM 3-Aminotriazol (3-AT), die erforderlich ist, um die Aktivität von Ovoperoxidase, die aus den kortikalen Granulat des Eies als Folge der Düngung 29 abgesondert wird hemmen. Dieser Schritt ist wichtig, um die Härtung der Befruchtung Hülle zu verhindern und Mikroinjektionsnadel Eingabe zu erleichtern. Als Alternative zu 1 mM 3-AT können 10 mM paraminobenzoic Säure (PABA) verwendet werden. Die Injektionslösung wird in eine Mikroinjektionsnadel, die spezialisierte Microloading Pipettenspitze geladen und auf einem Halter zu Mikromanipulator und Druckeinheit angebracht ist (Fig. 1) montiert. Jede Nadel können einzelne Zygoten in mehreren Versuchen an verschiedenen Tagen microinject werden. Mikroinjektion kann für 10-15 Minuten durchgeführt werden, bis die Zygoten aushärten. Die Zygoten werden dann mit dem Meerwasser und kultiviert bei 15 º C gewaschen Wenn die Embryonen erreichen Brut Blastulastadium, Brut Enzym, das Komponenten des fer verdaut geben sietilization Umschlag 30 und damit sie natürlich aus der PS-beschichtete Schale lösen. Falls erforderlich, können die Embryonen vorsichtig aus der Schüssel mit dem Mund ansaugen oder Pasteurpipette durch sanft weht Meerwasser auf die Embryonen gelöst werden. Das beschriebene Verfahren ermöglicht eine effiziente und zuverlässige Mikroinjektion von 100-400 frisch befruchteten Eier auf einem einzigen Gericht, die eine Hochdurchsatzverfahren für Downstream-Analysen.

<table><tbody><tr><td>Glaspasteur-Pipetten</td><td>VWR</td><td>14673-043</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Inverses Mikroskop&nbsp; Axiovert 40 &deg; C</td><td>Zeiss</td><td>4109431007990000</td><td>Injektionsmikroskop</td></tr><tr><td>Microloader-Spitzen</td><td>Eppendorf</td><td>5242 956.003</td><td>Injektionslösung laden</td></tr><tr><td>Nylon-Filtergewebe 80&nbsp; &mu; m</td><td>Amazon.com</td><td>03-80-37</td><td>Eier filtern, um Schmutz loszuwerden</td></tr><tr><td>P20 oder P200 Aerosolbarriere Pipettenspitzen</td><td>Fisher Scientific</td><td>02707432 oder 02707430</td><td>Teil einer Mundpipette</td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Fisher Scientific</td><td>13 374 12</td><td>Teil einer Mundpipette</td></tr><tr><td>Polyethylenschlauch</td><td>Intramedic</td><td>PE-160</td><td>Teil einer Mundpipette</td></tr><tr><td>Protaminsulfat</td><td>MP Biomedicals, LLC</td><td>194729</td><td>Befestigen Sie gelierte Eier an Injektionsschalen</td></tr><tr><td>Seeigel S. purpuratus</td><td>Pt. Loma Marine Invertebrate</td><td>Lab N/A</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Meerwasser</td><td>jede Zoohandlung</td><td>Instant Ocean</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Sterile Petrischale aus Polystyrol 60 mm x 15 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>0875713A</td><td>Injektionsschalen</td></tr><tr><td>Dreiachsiger Mikromanipulator mit grober Positionierung MMN-1</td><td>Narishige</td><td>9124</td><td>Injektionsnadel manipulieren</td></tr><tr><td>Dreiachsiger Joystick-Typ Öl hydraulischer Feinmikromanipulator MMO-202ND</td><td>Narishige</td><td>9212</td><td>Injektionsnadel manipulieren</td></tr><tr><td>Transferpipetten</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-711-9 Uhr&</td><td>nbsp;</td></tr><tr><td>Vertikal&nbsp; Nadelabzieher&nbsp;</td><td>Narishige</td><td>PC-10</td><td>Pull-Injektionsnadeln</td></tr></tbody></table>

hochdurchsatz-mikroinjektionen von sea urchin zygotes

High Throughput Microinjections of Sea Urchin Zygotes

Mikroinjektion in Zellen und Embryonen ist eine übliche Technik, die verwendet wird, um eine Vielzahl von biologischen Prozessen zu studieren. Bei diesem Verfahren wird eine kleine Menge der Behandlungslösung in einer Mikroinjektionsnadel, die verwendet werden, um physisch injizieren einzelnen immobilisierten Zellen oder Embryonen geladen. Trotz der Notwendigkeit für die Erstausbildung dieses Verfahren für Hochdurchsatz-Lieferung durchzuführen, bietet die Mikroinjektion maximale Effizienz und reproduzierbare Lieferung einer Vielzahl von Behandlungslösungen (einschließlich komplexe Mischungen von Proben) in die Zellen, Eier oder Embryonen. Anwendungen auf Mikroinjektionen Zustellung von DNA-Konstrukte, mRNAs, rekombinante Proteine, Überfunktion, und der Verlust der Funktion Reagenzien. Leuchtstoff-oder farbmetrischen Farbstoff auf der injizierten Lösung gegeben, um sofortige Visualisierung der effizienten Auslieferung sowie ein Tool für zuverlässige Normalisierung der Menge der gelieferten Lösung zu ermöglichen. Das beschriebene Verfahren ermöglicht die Mikroinjektion von 100-400 Seeigel zygotes innerhalb von 10-15 min.

GFP und mCherry Reporterkonstrukte wurden in vitro transkribiert und in die neu befruchtete Eier mikroinjiziert. Embryonen wurden bei 15 ° C für 24 h (bis Blastula-Stadium) inkubiert und abgebildet mit Zeiss Observer Z1 Mikroskop. Die Injektion von Reporterkonstrukte zu keinen Entwicklungsdefekten führen (Abbildung 6). Zur Quantifizierung der Fluoreszenzsignale wurde die Bildaufnahme bei geringer Vergrößerung (100X) durchgeführt, um zu erfassen maximal Fluoreszenz Pixel (6D-F)....

Mikroinjektion ist eine übliche Technik zur Herstellung von DNA-Konstrukten, mRNAs, Morpholino-Antisense-Oligonukleotiden oder anderen Behandlungen in Eier, Embryonen und Zellen verschiedener Spezies liefern.

Hochdurchsatz-Mikroinjektionen von Sea Urchin Zygotes

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist die Durchführung von Mikroinjektionen mit hohem Durchsatz von Seeigeln, Zygoten. Zu diesem Zweck wird bei den Seeigeln das Laichen induziert und männliche und weibliche Gameten gesammelt. Die Eier werden dann mit saurem Meerwasser gebakt und in einer Reihe auf Petrischalen immobilisiert.Den Eizellen wird dann Sperma zugesetzt, um sie zu befruchten, und nach der Mikroinjektion wird eine Mikroinjektion des gewünschten Mr.N.A.-Funktionsverlusts, der Reagenzien oder Proteine durchgeführt. Die drei A T Wasser, die Spermien enthalten, werden gegen Süßmeerwasser ausgetauscht. Diese Embryonen können auf ihre Morphologie und die zeitliche und räumliche Expression spezifischer RNA und Proteine untersucht werden.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie Elektroporation, Lippenperfektion, Mikropartikeln, Bombardment und Transduktion besteht darin, dass sie die Abgabe jeder Lösung mit 100%iger Effizienz und minimalen Reagenzien ermöglicht. Diese Methode ermöglicht eine effiziente und zuverlässige Mikroinjektion von 100 bis 400 x auf einer einzigen Schale von Tausenden von X pro Experiment und bietet eine Methode mit hohem Durchsatz für die nachgelagerte Analyse. Bereiten Sie vor der Durchführung dieses Experiments alle erforderlichen Stammlösungen und Geräte vor.Rezepte finden Sie im Begleitdokument, für die schonende Handhabung der Eier wird eine Mundpipette benötigt. Um eine vorzubereiten, halten Sie zunächst eine Mikropipette aus Glas mit beiden Händen über eine offene Flamme, während das Glas zu schmelzen beginnt, ziehen Sie die Enden der Pipette vorsichtig in entgegengesetzte Richtungen, bis sich die Pipette in zwei Hälften trennt. Verbinden Sie als Nächstes eine gezogene Pipette mit einem Kunststoffschlauch von 50 bis 70 Zentimetern Länge.Tragen Sie Paraform auf, um eine dichte Versiegelung zu erzielen. Führen Sie eine sterile filtrierte Spitze P 20 oder P 200 in das andere Ende des Röhrchens ein, um sie als Mundstück zu verwenden. Klemmen Sie schließlich das Ende der Mikropipette aus Glas mit einer Schere ab, um den Durchmesser der Spitze einzustellen, der optimale Durchmesser wird den Durchmesser des Eies, der etwa 80 Mikrometer beträgt, leicht überschreiten. Bereiten Sie als Nächstes mit Protaminsulfat beschichtete Gerichte zu.Legen Sie 2060 Millimeter x 15 Millimeter große Petrischalen aus Polystyrol auf die Arbeitsplatte und entfernen Sie die Schalendeckel. Diese werden auch als Schalen verwendet, in die im Folgenden 1%ige Protaminsulfatlösung, die als PS-Lösung bezeichnet wird, in jede Schale gegossen wird. Fügen Sie gerade so viel hinzu, dass die Oberfläche bedeckt ist, und inkubieren Sie nach der Inkubation mindestens zwei Minuten lang.Entfernen Sie die PS-Lösung, und speichern Sie sie für die spätere Verwendung. Die übrig gebliebene PS-Lösung kann bei einer Lagerung bei vier Grad Celsius innerhalb von drei Monaten viele Male wiederverwendet werden. Stellen Sie die mit PS behandelten Schalen in ein mit destilliertem Wasser gefülltes Becherglas.Stellen Sie dann den Becher für mindestens 10 Minuten unter fließendes destilliertes Wasser. Das mit PS beschichtete Geschirr kann sofort verwendet oder zur Lagerung an der Luft getrocknet werden. Decken Sie sie ab, um Staubansammlungen zu vermeiden.Sie können bis zu einem Monat bei Raumtemperatur gelagert werden. Um Injektionskapillaren herzustellen, verwenden Sie einen Nadelabzieher. Die Einstellungen des Nadelziehers müssen empirisch bestimmt werden, wie im Manuskript angegeben.Um Seeigel zu laichen, nehmen Sie ein Tier mit einem Netz aus dem Aquarium und legen Sie es auf ein Papiertuch. Dann das Tier hochheben und festhalten. Schütteln Sie es.Alternativ können Sie eine emmische Injektion wie folgt durchführen. Nachdem Sie ein Tier aus dem Tank genommen haben, halten Sie das Tier in einer Hand und injizieren Sie mit einer 20-Gauge-Nadel, die mit einer 10-Milliliter-Spritze verbunden ist, einen Milliliter 0,5 molares Kaliumchlorid in die periale Membran, den einzigen weichen Teil des Tieres. Nach ein bis 10 Minuten wird das Geschlecht des Tieres sichtbar.Männchen beginnen, weiße Spermien freizusetzen, und Weibchen beginnen, gelbe Eier freizusetzen. Wenn es sich um ein männliches Tier handelt, sammeln Sie das Sperma trocken von der Oberfläche des Tieres mit einer Pipette und geben Sie es in ein 1,5-Milliliter-Röhrchen. Trockenes Sperma kann eine Woche lang bei vier Grad Celsius gelagert werden, ohne dass die biologische Funktion wesentlich beeinträchtigt wird.Wenn es sich bei dem Tier um ein Weibchen handelt, tauchen Sie die Gno-Poren in einen Becher mit Meerwasser, um das Fleisch zu sammeln. Die Eier, die aus den Gno-Poren freigesetzt werden, setzen sich durch die Schwerkraft ab. Filtern Sie die Eier nach dem Laichen von Schmutz wie Tierstacheln, indem Sie das Meerwasser mit den Eiern einfüllen.Durch ein 80 Mikron Nylon-Filtergewebe in ein sauberes Becherglas auf Eis. Zum Entdrehen der Eier bis zu einem Milliliter Eier auf 100 Milliliter saures Meerwasser in ein Plastikbecherglas geben, die Eier vorsichtig schwenken und 10 Minuten auf Eis ruhen lassen. Nach der Behandlung saures Meerwasser vorsichtig abgießen.Dann frisches Meerwasser dazugeben und die Eier auf Eis legen lassen. Wieder. De gelierte Eier können bis zu sechs Stunden auf Eis gelagert werden, ohne die Befruchtung zu beeinträchtigen. Unmittelbar vor der Durchführung von Mikroinjektionen gießen Sie drei bis vier Milliliter eines Millimolaren und drei TC Wasser in jede PS-beschichtete Schale.Das X sollte vor der Injektion Krankenhausaufenthalt alle Art sein Problem kann auftreten, wenn es eine längere Exposition gegenüber drei 80 ° C Wasser mehr gibt oder onische Klebstoffe, wie z. B. Proteinsulfat, können für die X.So Expositionszeit giftig sein, insbesondere wenn das Befruchtungstier entfernt wurde. Befestigen Sie die Spitze der Mundpipette mit den Zähnen und saugen Sie eine kleine Menge Meerwasser ein. Dies erhöht die Kontrolle über die Eier, wenn sie aspiriert werden.Positionieren Sie dann die Spitze der Mikropipette in der Nähe der Eier und saugen Sie vorsichtig mehrere hundert Eier an, indem Sie sie in die Mikropipette aus Glas einschließen. Während du dann die Spitze in einer geraden Linie bewegst, puste du sie vorsichtig aus der Pipette in die Schale, um eine Reihe zu bilden. Kratzen Sie mit einer Glaspipette auf der Schale in der Nähe der Linie der Straßeneier.Dieser Kratzer kann später verwendet werden, um die Injektionsnadel zu brechen. Zur Anpassung des Lösungsflusses nach Bedarf während des Mikroinjektionsprozesses. Schalten Sie hier die Mikroinjektionsstation ein.Ein Femto-Jet-Injektionssystem wird vorsichtig mit einer Pinzette eingesetzt. Montieren Sie die Nadelkapillare auf einem Nadelladehalter. Vermeiden Sie es, das Ende der Nadel zu berühren, um eine Kontamination der Nadelöffnung zu vermeiden.Befüllen Sie diese mit einer Mikroladerspitze mit 0,5 bis 1,0 Mikrolitern Probeninjektionslösung. Stellen Sie die Schale mit den Straßeneiern auf den Mikroskoptisch und positionieren Sie die Schale so, dass die Eier vertikal ausgerichtet sind. Wenn du sie durch die Okulare betrachtest, bringst du die Eier in den Fokus.Montieren Sie die geladene Nadel vorsichtig auf den Nadelhalter des Mikroinjektors und stellen Sie die Position der Nadel so ein, dass die Spitze in der Mitte des Sichtfeldes perfekt fokussiert ist. Um die Nadel zu reinigen, drücken Sie die Taste, um den maximalen Druck auf das Mikroskop auszuüben. Die Lösung wird gesehen, wenn sie aus der Nadel ausgestoßen wird.Den Druck für die Einspritzung auf einen Bereich von 90 bis 360 PS einstellen, wobei der Ausgleichsdruck bei etwa einem Drittel des Einspritzdrucks liegt. Injizieren Sie als Nächstes ein unbefruchtetes Ei, um den Ablauf der Injektionseinrichtung zu untersuchen. Richten Sie mit einem Joystick-Mikromanipulator die Spitze der Injektionsnadel auf die unbefruchtete Eizelle.Um das Einführen der Nadel zu erleichtern, erzeugen Sie ein leichtes Zittern, indem Sie mit einem harten Gegenstand wie einem Schraubendreher sanft auf den Tisch klopfen. Drücken Sie auf das Fußpedal, um das Ei zu injizieren. Wenn der Injektionsbolus nicht sichtbar ist, bringen Sie die Nadel zur Kratzmarke.Klopfen Sie mit der Nadelspitze vorsichtig auf die Kratzmarke, um die Spitze der Injektionsnadel zu brechen. Die etwas breitere Spitzenöffnung ermöglicht einen leichteren Lösungsfluss und die scharfe Kante der abgebrochenen Spitze erleichtert das Einführen der Nadel. Befruchten Sie die Eizellen, indem Sie sofort Sperma hinzufügen, nachdem die Befruchtungshülle sichtbar wird.Starten Sie die Injektionen mit dem Mikromanipulator. Drücken Sie mit der rechten Hand die Nadelspitze gegen die befruchtete Eizelle, wodurch fast gleichzeitig eine leichte Vertiefung entsteht. Klopfen Sie mit dem Schraubendreher, den Sie mit der linken Hand halten, vorsichtig auf den Mikroskoptisch.Bewege dich mit dem Stage-Controller entlang der Linie der Straßenzygoten und injiziere so viele Zygoten wie möglich. Der Injektionsbolus sollte ein Fünftel der Zygote nicht überschreiten. Nach 10 bis 15 Minuten verhärten sich die frisch befruchteten Eizellen und können nicht mehr injiziert werden.Nehmen Sie die Schale vom Tisch und saugen Sie mit einer Plastikpastapipette vorsichtig die drei A TC Wasser mit Spermien ab. Lassen Sie die Zygoten nicht trocknen und fügen Sie schnell frisches, vorgekühltes Meerwasser hinzu. Decken Sie die Schüssel ab und inkubieren Sie sie bei 15 Grad Celsius.Nach der Injektion. Überwachen Sie die Embryonen auf phänotypische oder molekulare Veränderungen, je nach Experiment, um festzustellen, ob die Injektion von Reporterkonstrukten die Entwicklung beeinflusst. GFP- und m-Kirsch-Reporterkonstrukte wurden in vitro transkribiert und in die neu befruchteten Eier mikroinjiziert.Die hier gezeigten injizierten Embryonen sind deutlich von den nicht injizierten Embryonen zu unterscheiden, die durch die Pfeile gekennzeichnet sind. Die Embryonen wurden bei 15 Grad Celsius für 24 Stunden bis zum Blastulastadium inkubiert und abgebildet, wie hier zu sehen ist. Die injizierten Embryonen, die gefärbt sind, haben die gleiche Morphologie wie die nicht injizierten Embryonen, die grau sind.Dies deutet darauf hin, dass die Injektion von Reporterkonstrukten zu keinen Entwicklungsstörungen führt. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man den Seeigel mikroinjiziert. Die Mikroinjektion von Zygoten ist ein wertvolles Werkzeug für die Forschung in der Genetik, Zell- und Entwicklungsbiologie.Mit dieser Technik hat die Gemeinschaft der Seeigel einen bedeutenden Beitrag zu unserem Verständnis von Entwicklungswegen wie Sulfatspezifikation, Genregulation, Genexpression und biochemischen Signalwegen geleistet, die der Entwicklungsbiologie zugrunde liegen.

high-throughput-microinjections-of-sea-urchin-zygotes

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Mikroinjektion ist eine gut etablierte und effektive Methode für die Einführung von Fremdstoffen in befruchtete Zebrafisch-Embryos. Hier zeigen wir eine robuste Mikroinjektionstechnik für die Durchführung von mRNA-Überexpression und Morpholino-Oligonukleotid-Gen Knockdown Studien im Zebrafisch.

Mikroinjektion von mRNA und Morpholino Antisense Oligonukleotide in Zebrafisch-Embryonen.

Dieses Video zeigt, wie Morpholino-oder mRNA in Zebrafisch-Embryonen können bei der Ein-Zell-Stadium zu verringern oder zu erhöhen das Niveau der spezifischen Genprodukte bei der späteren Entwicklung injiziert werden.

Mikroinjektion von Zebrafisch-Embryos, um Gene Function Analyze

Wir zeigen unseren Ansatz zur Suche nach potenziellen Enhancer-Elemente aus entwicklungsmäßig regulierten Genen und der Bewertung ihrer Funktion durch Mosaik Zebrafisch Transgenese.

Mosaic Zebrafisch Transgenese zur Beurteilung Enhancer-Sequenzen

Dieses Video beschreibt eine Technik der Embryo-Mikroinjektion, um Verbindungen in den Dottersack des Zebrafisches zu bringen.

Mikroinjektion von Embryonen: Eine Technik, um eine Verbindung in das Eigelb des Zebrafisches zu bringen

Quelle: Shi, J. et al., Screening and Identification of RNA Silencing Suppressors from Secreted Effectors of Plant Pathogens. J. Vis. Exp. (2020)Dieses Video demonstriert das Verfahren zur Herstellung einer Agrobacterium tumefaciens-Kultur , indem eine Virulenzgenexpression mit Acetosyringon induziert wird, gefolgt von der Antibiotikaentfernung durch Waschen und Resuspension, um eine transformationsbereite Suspension für die Genlieferung in Pflanzengewebe zu erzeugen.

Mikroinjektion von Bakterien in die Schwanzvene von Zebrafisch-Embryonen

Methoden, die morphanten Embryonen sind unerlässlich, um Entwicklungsmechanismen und Gen-regulatorische Netzwerke zu studieren. Das Sea Star Patiria miniata ist ein aufstrebendes Modellsystem für diese Studien. Hier präsentieren wir ein Protokoll für den Erhalt von Gameten erzeugende Kulturen von Embryonen und schnelle Mikroinjektion von Zygoten von dieser Spezies.

Ein Verfahren zur Mikroinjektion von Patiria Minata Zygotes

Live Verfolgung einzelner WT retinalen Progenitoren in verschiedenen genetischen Hintergründen ermöglicht die Bewertung des Beitrags der Zelle nicht autonomen Signalisierung während der Neurogenese. Hier wird eine Kombination von Knock-Down, Chimäre Generation über Embryo - Transplantation und in - vivo - Zeitraffer-konfokale Abbildung wurde für diesen Zweck verwendet.

In - vivo - Bildgebung von Expression Transgene Gene in einzelnen Retinal Vorläufern in Chimäre Zebrabärblingembryonen Studie Zellnichtautonome Einflüsse

Mikroinjektion von Zebrafisch-Embryonen und Larven ist eine entscheidende, aber anspruchsvolle Technik in vielen Modellen der Zebrafisch. Hier präsentieren wir Ihnen eine Reihe von Microscale Tools zur Unterstützung bei der Stabilisierung und Ausrichtung der Zebrafisch für Mikroinjektion und Imaging.

Mikrostrukturierter Apparate für optimierte Mikroinjektion und Imaging von Zebrafischlarven

Hier stellen wir ein Protokoll vor, um die intrazellulären mechanischen Eigenschaften isolierter embryonaler Zebrafischzellen im dreidimensionalen Einschluss mit direkter Kraftmessung durch eine optische Falle zu untersuchen.

Direkte Kraftmessungen der subzellulären Mechanik im Einschluss mit optischen Pinzetten

Um zu modellieren, wie entzündliche Signale die Neuroentwicklung bei genetisch anfälligen Organismen beeinflussen, präsentieren wir ein Protokoll zur Mikroinjektion von IL-6 in den Gang des Cuvier (kardinalisten) von Zebrafischlarven, was eine kontrollierte Entzündungsinduktion und die Bewertung ihrer Entwicklungsauswirkungen im Kontext des tuberösen Sklerosekomplexes (TSC) ermöglicht.

Mikroinjektion von Interleukin-6 in den Blutkreislauf der TSC-Zebrafischlarven zur Untersuchung neuropsychiatrischer störungsähnlicher Verhaltensweisen

Lernen Sie Hochdurchsatz-Mikroinjektionen in Seeigelembryonen für Entwicklungsbiologie. Diese Methode ermöglicht die effiziente Untersuchung von Genfunktion und RNA-Protein-Expression in vivo.

Hochdurchsatz-Mikroinjektionen von Sea Urchin Zygotes

Weitere Videos entdecken