Name: Methoden, um die NMR-Resonanzen von Identify 13 C-Dimethyl-N-terminalen Amins auf reduktiv methylierte Proteine (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-12T13:45:00.000+00:00
Duration: 13 min 59 s
Description: Lernen Sie die NMR-Signalzuweisung von α- und ε-Dimethylaminen an reduktiv methyliertem Lysozym mittels pH-abhängiger Selektivität und Aminopeptidase-Behandlung. Diese Methode ermöglicht präzise Proteinanalysen.

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Diese Forschung wurde unterstützt durch die Auszeichnung Nummer R00RR024105 des National Center For Research Resources, National Institute of Health.

1. Reduktive Methylierung von Lysozym
<ol>
	<li>Bereiten Sie 500 ml eines 50 mM Natriumphosphatpuffers bei einem pH-Wert von 7,5 vor. Bei Raumtemperatur lagern.</li>
	<li>Markieren Sie drei 1-ml-Mikrozentrifugenröhrchen für vollständig markierte Proben (FLS), teilweise markierte Proben mit niedrigem pH-Wert (LpH) und teilweise markierte Proben mit hohem pH-Wert (HpH).</li>
	<li>10 mg Lysozym abwiegen und in 2 ml Natriumphosphatpuffer auflösen, um eine wässrige Lösung mit einer Konzentration von 5 mg/ml zu erhalten. Die Röhrchen mit Aluminiumfolie abdecken, um das Formaldehyd vor dem Abbau durch Lichteinwirkung zu schützen. Geben Sie 500 μl Lysozymlösung in jedes Röhrchen.</li>
	<li>Bereiten Sie frische 1,0-M-Lösungen aus Dimethylamin-Boran-Komplex (DMAB) und 13-C-Formaldehyd vor. Bei 0 °C lagern.</li>
	<li>Für die vollständig markierte Probe wird ein molares Verhältnis von 1:10 (reaktives Amin: Formaldehyd) und für die teilweise markierten Proben ein Verhältnis von 1:5 verwendet. Alternativ kann das Verhältnis optimiert werden. Um beispielsweise die Dominanz des α-13C-Dimethylamin-Peaks bei niedrigem pH-Wert zu sehen, war ein Verhältnis von 2:7 erforderlich.</li>
	<li>Geben Sie 6,1 μl 1,0 M DMAB zu FLS, fügen Sie 3,2 μl 1,0 M DMAB zu LpH und HpH hinzu und wirbeln Sie vorsichtig vortexen. Anschließend werden 12,3 μl 1,0 M 13C-Formaldehyd zu FLS und 6,1 μl 1,0 M 13C-Formaldehyd zu LpH und HpH zugegeben. Die Reaktionsgemische werden bei 4 ΰC 2 Std. geschüttelt</li>.
	<li>Fügen Sie ein weiteres Aliquot aus 1,0 M DMAB und 13C-Formaldehyd wie im vorherigen Schritt hinzu und schütteln Sie das Reaktionsgemisch über Nacht bei 4 °C für eine Gesamtreaktionszeit von 18-24 Stunden.</li>
	<li>Tauschen Sie den Puffer der Probe gegen Phosphat bei einem pH-Wert von 7,5 aus, um überschüssige Reagenzien und Nebenprodukte mit einem Zentrifugalfilter (Molekulargewichtsgrenze von 3 kDa) zu entfernen.</li>
	<li>Für die teilweise markierten Proben wird die Proben bei einem pH-Wert von 7,5 reduktiv mit natürlichem Formaldehyd methyliert, um ein homogen modifiziertes Protein zu erhalten. Bereiten Sie neue 1,0-M-Lösungen aus DMAB und Formaldehyd mit natürlicher Häufigkeit vor.</li>
	<li>Decken Sie die Probenröhrchen mit Folie ab, geben Sie 6,1 μl DMAB zu LpH und HpH hinzu und wirbeln Sie vorsichtig vortexen. Fügen Sie dann 12,3 μl Formaldehyd in natürlicher Fülle hinzu. Die Reaktionsgemische werden bei 4 °C 2 Std. geschüttelt</li>.
	<li>Fügen Sie ein weiteres Aliquot aus 1,0 M DMAB und natürlichem Formaldehyd wie im vorherigen Schritt hinzu und schütteln Sie die Reaktionsgemische über Nacht bei 4 °C für eine Gesamtreaktionszeit von 18-24 Stunden. Anschließend den Pufferwechsel in den Schritten 2.5-2.6 durchführen und 50 μg Proben bei -20 °C für MS lagern.</li>
</ol>
2. Bereiten Sie die Probe für die NMR-Analyse vor
<ol>
	<li>Bereiten Sie eine 2,0 M Natriumborat-Pufferlösung bei einem pH-Wert von 8,5 in H2O vor.</li>
	<li>375 μl 2,0 M Natriumboratpufferlösung in vier konische 15-ml-Röhrchen geben. Parafilmen Sie die Spitzen und stechen Sie Löcher. Den Kolben in einen Gefrierkolben geben und die Probe einfrieren.</li>
	<li>Legen Sie die gefrorene Probe zum Trocknen auf einen Gefriertrockner. Nach dem Trocknen herausnehmen.</li>
	<li>Mit einer Pipette 15 ml D2O in jedes Röhrchen geben und mischen.</li>
	<li>Beschriften Sie drei 4-ml-Zentrifugalfilter (3 kDa Molekulargewichts-Cutoff) mit FLS, LpH und HpH und geben Sie die entsprechende Probe in die Filterröhrchen (~500 μl). Geben Sie 3,0 ml 50 mM Natriumboratpuffer bei einem pH-Wert von 8,5 in jedes Röhrchen. Für das dritte Röhrchen wird ein Ausgleichsröhrchen hergestellt und die Proben mit einer Zentrifuge mit einem 35°-Festwinkelrotor bei 4 °C und 7.500 rcf auf 500 μl konzentriert.</li>
	<li>Leeren Sie die Falle unter jedem Filter. Geben Sie weitere 3,0 ml Puffer zu den Proben und konzentrieren Sie die Proben erneut auf 500 μl. Schritt 2.5 4x wiederholen.</li>
	<li>Unter Verwendung des Bicinchoninsäure (BCA)-Proteinassays36 wird die Konzentration jeder Probe bestimmt. Verdünnen Sie die Lysozymproben mit 50 mM Natriumboratpuffer, um 150 μM Proben herzustellen.</li>
	<li>Übertragen Sie 530 μl auf ein 5-mm-NMR-Röhrchen oder 250 μM auf ein 5-mm-Röhrchen mit magnetischer Suszeptibilitätsanpassung.</li>
	<li>Bereiten Sie eine 80-mM-Stammlösung von 1,2-Dichlorethan-13 C2 in D2O vor. Lagern Sie diese Stammlösung bei -80 °C. Verdünnen Sie sie auf 24 mM in 80 μl und überführen Sie sie in ein koaxiales Einsatzröhrchen, um es als Referenz für die NMR-Analyse zu verwenden. Analysieren Sie die Proben mit NMR. Hinweis: Lassen Sie einen 1D 1 H-13C HSQC laufen und integrieren Sie die Peakbereiche für jede Resonanz. Die Peakbereiche sollten bei vollständig beschrifteten Proben gleich sein.</li>
</ol>
3. Aminopeptidase-Abbau von Lysozym
<ol>
	<li>Bereiten Sie eine 5 mg/ml Lösung von Lysozym in Reinstwasser vor.</li>
	<li>250 μl der Lysozymlösung in ein sauberes 1-ml-Zentrifugenröhrchen geben.</li>
	<li>25 μl einer 0,1 M Tricinlösung mit einem pH-Wert von 8,0 und 6 μl einer Aeromonas proteolytica Aminopeptidase-Lösung mit 2,16 μg/ml zugeben.</li>
	<li>6 Std. bei 37 °C inkubieren.</li>
	<li>Geben Sie der Probe weitere 6 μl der Aminopeptidase-Lösung von 2,16 μg/ml zu, um ein molares Verhältnis von Aminopeptidase zu Lysozym von 1:50 zu erhalten. Weitere 20 Stunden bei 37 °C inkubieren.</li>
	<li>Entsalzen Sie 30 μl der Probe mit einer C18-Spin-Säule (gemäß dem Protokoll des Herstellers). Für die MALDI MS-Analyse bei -20 °C lagern.</li>
	<li>Bereiten Sie die verbleibende Proteinprobe für die NMR vor, wie in Protokoll 2 beschrieben).</li>
</ol>
4. Proben für die Massenspektrometrie vorbereiten
<ol>
	<li>Unter Verwendung der in Schritt 2.3 reservierten 50 μg Probe wird der Puffer gegen 100 mM Ammoniumbicarbonat mit einem pH-Wert von 8,0 ausgetauscht und mit einem 1-ml-Zentrifugalfilter (Molekulargewichts-Cut-off von 3 kDa) auf ca. 50 μl konzentriert. Übertragen Sie die Probe in ein 1-ml-Zentrifugenröhrchen und wickeln Sie sie in Alufolie ein.</li>
	<li>Fügen Sie 2,0 μl 500 mM Dithiothreitol hinzu, um die Disulfidbindungen zu reduzieren. Die Lösung 1 Stunde lang bei 60 °C inkubieren.</li>
	<li>Fügen Sie 2 μl frisch zubereitetes 500 mM Iodacetamid hinzu, um die Thiolgruppen zu alkylatieren. 20 min bei Raumtemperatur inkubieren.</li>
	<li>Entfernen Sie die Folie und fügen Sie 1,0 μl der 500 mM Dithiothreitollösung hinzu, um die Reaktion zu löschen.</li>
	<li>Fügen Sie 2,0 μg Trypsin in Sequenzierqualität hinzu, um das Protein zu verdauen. Die Mischung bei 37 °C 16-24 Stunden inkubieren.</li>
	<li>Fügen Sie TFA hinzu, bis der pH-Wert unter 2 liegt, um den Aufschluss zu löschen. (Ameisensäure und Essigsäure können ebenfalls verwendet werden)</li>
	<li>Entsalzen Sie die Probe auf einer C18-Spin-Säule und eluieren Sie das Protein in 80 % Acetonitril/0,1 % TFA. Trocknen Sie die Probe mit einem Vakuumkonzentrator.</li>
	<li>Rekonstituieren Sie die Probe in 5,0 μl 50 % Acetonitril/0,1 % TFA für die MALDI-MS-Analyse. Mischen Sie gleiche Volumina der rekonstituierten Probe und eine gesättigte Lösung aus 2,5-Dihydroxybenzoesäure-Matrixlösung auf der MALDI-Zielplatte. Analysieren Sie die Proben auf einem MALDI MS. Hinweis: Verwenden Sie Tandem-MS, um die Identität der Peptidpeaks zu bestätigen. Glätten Sie die Massenspektren und analysieren Sie. Bestimmen Sie für jedes dimethylaminhaltige Peptid die Peakintensität und die Peakfläche jedes Isotops im Profil. Berechnen Sie den prozentualen Anteil von 13C-Inkorporation wie zuvor beschrieben34.</li>
</ol>

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</ol>

Wir haben nichts offenzulegen.

Die Zuordnung der NMR-Signale von reduktiven 13C-methylierten Proteinen ist notwendig, um diese Isotopenmarkierungsmethode vollständig nutzen zu können. Die Verwendung von MS zur Unterstützung der Zuordnung der NMR-Signale durch Korrelation der partiellen 13-C-Inkorporationsdaten ist eine vielversprechende Technik. Der Vorteil dieser Technik gegenüber anderen Zuordnungsmethoden besteht darin, dass nur die primäre Aminosäuresequenz benötigt wird. Die MS-gestützte Zuordnungsmethode ist eingeschränkt, ...

Die Kernspinresonanzspektroskopie (NMR) ist ein wertvolles Werkzeug zur Strukturaufklärung von Proteinen1. Mit Hilfe der NMR-Spektroskopie kann die Lösungsstruktur eines Proteins in seinem nativen Zustand bestimmt werden. Um die geringe natürliche Häufigkeit stabiler magnetischer Isotope zu überwinden, ist es notwendig, 13C und 15N in das interessierende Protein einzubauen. Die gebräuchlichste Methode ist die rekombinante Expression in einem bakteriellen Wirt2-3. Zwei Nachteile der Überexpression des bakteriellen Wirts sind jedoch, dass sie keine posttranslationalen Modifikationen erzeugen kann und nicht für alle Proteine3-4 funktioniert. Wenn die bakterielle Expression kein gangbarer Weg für die Proteinproduktion ist, kann eine Überexpression in nicht-bakteriellen Wirten verwendet werden, aber die Isotopenmarkierung ist schwierig und teuer5. Alternative Expressionsmethoden für den Einbau von 13C- und 15N-Isotopen in Proteine für die NMR-Analyse umfassen spärliche Markierungstechniken unter Verwendung von metabolischen Vorläufern für die Methylmarkierung6 und einzelnen 13C, 15N Aminosäuren7-9. Ein chemischer Ansatz zur spärlichen Markierung, der hierin verwendet wird, ist die gut etablierte reduktive 13-C-Methylierungsreaktion (Abbildung 1), bei der die primären Aminogruppen auf einem Protein - das N-terminale α-Amin und das Lysin, die Seitenkette ε-Amine - methyliert sind. Sobald Monomethylamine gebildet sind, wird das Amin aufgrund des höheren pKa-Wertes leicht wieder methyliert, um Dimethylamine zu bilden.
Die reduktive Methylierung wurde erstmals von Means und Feeney10 als Methode zur chemischen Modifikation von Proteinen eingeführt. Die Vorteile dieser Reaktion sind ihre breite Anwendbarkeit und milde Reaktionsbedingungen bei gepufferten, physiologischen pH-Werten und niedrigen Temperaturen11,12. In Gegenwart von Formaldehyd und einem Reduktionsmittel, wie z. B. dem Dimethylamin-Boran-Komplex (DMAB), werden die Lysin-ε-Aminogruppen und die N-terminale α-Aminogruppe selektiv methyliert, um dimethylierte Amine zu erzeugen. Obwohl bekannt ist, dass Formaldehyd Proteine durch die Bildung von Methylenbrücken vernetzt, wird dieser Prozess durch das Reduktionsmittel13,14 blockiert.
Reduktive Methylierung wurde erfolgreich zur Untersuchung von Proteinen sowohl mit NMR als auch mit Röntgenkristallographie eingesetzt. Die reduktive Methylierung wird verwendet, um die Kristallisation von ansonsten hartnäckigen Proteinenzu erleichtern 15. Das Hühnerei-Eiweiß-Lysozym war das erste Protein, das in seiner dimethylierten Form kristallisierte. Die mittlere quadratische Differenz zwischen den schweren Atomen in der methylierten und der unmethylierten Lysozymstruktur beträgt 0,40 Å16. Dieser Vergleich zeigt, dass die Proteinstruktur nach reduktiver Methylierung aufrechterhalten werden kann, was die Reaktion zu einem brauchbaren Markierungswerkzeug für die Strukturaufklärung macht.
Durch die Verwendung von 13C-markiertem Formaldehyd in der reduktiven Methylierungsreaktion werden 13C-dimethylierte Amine hergestellt. Bei den 13C-Dimethylaminen handelt es sich um NMR-detektierbare Sonden, die häufig zur Untersuchung der Dynamik, Struktur und Funktion von Proteinen verwendet werden. NMR und reduktive 13-C-Methylierungwurden verwendet, um Protein-Liganden- und Protein-Protein-Wechselwirkungen für den β 2-adrenergen Rezeptor17, die Ribonuklease A18, das Lysozym19, das fd-Gen 5 Protein20 und das Cytochrom c21 zu untersuchen. In ähnlicher Weise wurden die strukturellen und funktionellen Eigenschaften von reduktiv 13C-methylierter Ribonuklease A22, Lysozym23, fd-Gen 5 Protein24, Clostridium pasteurianum ferredoxin25, Fc-Fragment von IgG26, Apolipoprotein A-I27 und MIP-1α28 untersucht. Die Dynamik der 13C-Dimethylaminogruppen wurde an Concanavalin A29-30 und Calmodulin31 untersucht.
Obwohl die reduktive 13-C-Methylierung weit verbreitet ist, um Proteine mit NMR zu untersuchen, war die Markierungsmethode immer durch die Schwierigkeiten bei der Zuordnung der NMR-Resonanzenbegrenzt 26. Die meisten Zuordnungsstrategien für reduktiv 13C-methylierte Proteine beruhen auf einer kleinen Anzahl von Stellen,20,28 bekannten strukturellen Eigenschaften11,19,23,26,31,32. oder umfangreiche genetische Veränderungen33. In keiner dieser Studien konnten alle 13C-Dimethylamin-Peaks erfolgreich zugeordnet werden, mit Ausnahme der Calmodulin-Studie, bei der die Peaks durch ortsgerichtete Mutagenese jedes Lysin33 zugeordnet wurden. Bei der Untersuchung der MIP-1α-Dimerbildung wurde erstmals über die Verwendung von Massenspektrometrie (MS) zur Unterstützung der NMR-Zuordnung von reduktiv 13C-methylierten Aminen berichtet28. Matrix-assistierte Laserdesorptionsionisations-Time-of-Flight (MALDI-TOF) MS wurde verwendet, um das Lysin an der Grenzfläche des Dimers zu identifizieren. Die teilweise methylierten Lysine von humanen MIP-1α-tryptischen Peptiden wurden mit MS identifiziert und korrelierten mit dem Auftreten von Mono- und Dimethylaminsignalen des intakten Proteins, die in 2D 1 H-13C HSQC NMR-Spektren28 beobachtet wurden. Unsere Gruppe ging auf die Anwendung von MS ein und stellte eine Zuordnungsmethode vor, die außer der Aminosäuresequenz34 keine Vorkenntnisse über die Struktur oder Eigenschaften des Proteins erfordert. Diese Methode ist auf die meisten Proteine anwendbar. Eine Ausnahme ist, wenn ein Protein ein N-terminales Lysin hat, da das MS-Isotopenprofil des N-terminalen Lysins α- und ε-13C-Dimethylamine nicht unabhängig voneinander gemessen werden kann.
Hier stellen wir zwei Methoden vor, eine chemische und eine enzymatische, um die N-terminale α-Dimethylamin und die Seitenkette ε-Dimethylamin eines N-terminalen Lysinrests zu identifizieren. Die erste Methode wurde von Córdova et al. inspiriert.die den pH-Wert verwendeten, um die Selektivität der Proteinacetylierungzu kontrollieren 35. Die Reaktion begünstigt das N-terminale α-Amin bei niedrigem pH-Wert und die Seitenkette ε-Amine bei hohem pH-Wert, so dass die Protein-α- und ε-Aminogruppen in ihren Studien mit Kapillarelektrophoreseunterschieden werden konnten 35. Wir zeigen, wie ein hoher und niedriger pH-Wert verwendet wird, um die Markierung von Proteinaminogruppen mit Hilfe der reduktiven 13-C-Methylierungsreaktion zu verändern und die Anwendung der MS-gestützten Zuordnungsstrategie zu ermöglichen. Die zweite Methode zur Zuordnung der N-terminalen α- und ε-13C-Dimethylamine nutzt die selektive Entfernung der N-terminalen Rückstände unter Verwendung der rekombinanten Aeromonas proteolytica-Aminopeptidase.

<table><tbody><tr><td>Acetonitril</td><td>Sigma</td><td>34851</td><td></td></tr><tr><td>Amicon Ultra 4 ml Zentrifugalfilter (3k MWCO)</td><td>Fisher Scientific</td><td>UFC800308 (8pk)</td><td></td></tr><tr><td>Aminopeptidase</td><td>Creative Biomart</td><td>Aminopeptidase-86A</td><td></td></tr><tr><td>Ammoniumbicarbonat</td><td>Sigma</td><td>A6141</td><td></td></tr><tr><td>Ammoniumsulfat</td><td>Sigma</td><td>A5132</td><td></td></tr><tr><td>Boran-Dimethylamin-Komplex</td><td>Sigma</td><td>180238</td><td>Vor Gebrauch eine frische 1 M Lösung herstellen.</td></tr><tr><td>Borsäure</td><td>Sigma</td><td>B6768</td><td></td></tr><tr><td>Pankreasinsulin für Rinder</td><td>Sigma</td><td>I5500</td><td></td></tr><tr><td>C18 Spin-Säulen</td><td>Thermo Scientific</td><td>89870</td><td></td></tr><tr><td>Deuteriumoxid</td><td>Cambridge Isotope Laboratories</td><td>DLM-4-100</td><td></td></tr><tr><td>1,2-Dichlorethan-13C2</td><td>Sigma</td><td>714321</td><td>80 mM Stammlösung, gelagert bei -80 μC. Verwendung als Referenz in NMR-Spektren bei 24 mM.</td></tr><tr><td>Formaldehyd (36,5 Gew.-%)</td><td>Sigma</td><td>33220</td><td>Vor Gebrauch eine frische 1 M Lösung herstellen.</td></tr><tr><td>13C-Formaldehyd (99%)</td><td>Cambridge Isotope Laboratories</td><td>CLM-806-1</td><td>Vor Gebrauch eine frische 1 M Lösung herstellen.</td></tr><tr><td>Lysozym (Hühnereiweiß)</td><td>Sigma</td><td>L6376</td><td></td></tr><tr><td>Natriumphosphat (zweibasisches Heptahydrat)</td><td>Sigma</td><td>S9390</td><td></td></tr><tr><td>Natriumphosphat (einbasisch)</td><td>Sigma</td><td>S9638</td><td></td></tr><tr><td>Tricin</td><td>Sigma</td><td>T0377</td><td></td></tr><tr><td>Trifluoressigsäure</td><td>Sigma</td><td>302031</td><td></td></tr><tr><td>700 MHz Varian VNMRS mit 5 mm HCN 5922 Sonde</td><td>Agilent Technologien</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bruker UltrafleXtreme MALDI TOF/TOF</td><td>Bruker</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

methoden, um die nmr-resonanzen von identify<sup&gt; 13</sup&gt; c-dimethyl-n-terminalen amins auf reduktiv methylierte proteine

Methods to Identify the NMR Resonances of the 13C-Dimethyl N-terminal Amine on Reductively Methylated Proteins

Die Kernspinresonanzspektroskopie (NMR) ist eine bewährte Technik für Proteinstruktur- und dynamische Studien. Um Proteine mit NMR zu untersuchen, werden stabile magnetische Isotope typischerweise metabolisch eingebaut, um die Empfindlichkeit zu verbessern und eine sequentielle Resonanzzuordnung zu ermöglichen. Die reduktive 13-C-Methylierung ist eine alternative Markierungsmethode für Proteine, die nicht für eine Überexpression des bakteriellen Wirts geeignet sind, die gebräuchlichste Methode des Isotopeneinbaus. Die reduktive 13-C-Methylierung ist eine chemische Reaktion, die unter milden Bedingungen durchgeführt wird und die primären Aminogruppen eines Proteins (Lysin-ε-Aminogruppen und die N-terminale α-Aminogruppe) in 13C-Dimethylaminogruppen modifiziert. Die Struktur und Funktion der meisten Proteine wird durch die Modifikation nicht verändert, was sie zu einer praktikablen Alternative zur metabolischen Markierung macht. Da die reduktive 13-C-Methylierung spärliche Isotopenmarkierungen hinzufügt, sind traditionelle Methoden zur Zuordnung der NMR-Signale nicht anwendbar. Es wurde eine alternative Zuordnungsmethode entwickelt, die die Massenspektrometrie (MS) verwendet, um die Zuordnung von Protein-13-C-Dimethylamin-NMR-Signalen zu unterstützen. Die Methode beruht auf partiellen und unterschiedlichen Mengen an 13C-Markierung an jeder primären Aminogruppe. Eine Einschränkung der Methode ergibt sich, wenn der N-terminale Rest des Proteins ein Lysin ist, da die α- und ε-Dimethylaminogruppen von Lys1 nicht einzeln mit MS gemessen werden können. Um diese Einschränkung zu umgehen, werden zwei Methoden beschrieben, um die NMR-Resonanz der 13C-Dimethylamine zu identifizieren, die sowohl mit dem N-terminalen α-Amin als auch mit der Seitenkette ε-Amin assoziiert sind. Die NMR-Signale des N-terminalen α-Dimethylamin und der Seitenkette ε-Dimethylamin des Hühnereiweiß-Lysozyms Lysozym, Lys1, sind in 1 H-13C heteronuklearen Einzelquanten-Kohärenzspektren identifiziert.

Reduktive Methylierung und pH
Eine pH-abhängige chemoselektive reduktive 13C-Methylierungsreaktion wurde an Lysozym demonstriert. Bei niedrigem pH bevorzugt die Reaktion das N-terminale α-Amin gegenüber den Seitenketten-ε-Aminen, während bei hohem pH das Gegenteil gilt. In Lösung liegen die Aminogruppen des Proteins im Gleichgewicht zwischen der freien Aminform und der konjugierten Säure vor, wobei dieses Gleichgewicht durch den pH-Wert beeinflusst werden kann. Der optimale pH...

Es werden zwei Verfahren zur Zuordnung der α- und ε-Dimethylamin-Kernspinresonanzsignale eines reduktiv 13C-methylierten N-terminalen Lysins beschrieben. Eine Methode nutzt die pH-induzierte Selektivität der reduktiven Methylierungsreaktion, und die andere verwendet Aminopeptidase, um das N-terminale Lysin selektiv zu entfernen.

Methoden, um die NMR-Resonanzen von Identify<sup&gt; 13</sup&gt; C-Dimethyl-N-terminalen Amins auf reduktiv methylierte Proteine

Nuclear magnetic resonance (NMR) spectroscopy is a proven technique for protein structure and dynamic studies. To study proteins with NMR, stable magnetic ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist die Zuordnung des Alpha- und Epsilon-Kohlenstoffs 13 Dimethylamin NMR-Resonanz des endterminalen Lysins, Rests von Lysozym. Dies wird erreicht, indem zunächst reduktiv Lysozym bei niedrigem und hohem pH-Wert mit einer subgeometrischen Menge an Kohlenstoff-13-Formaldehyd methyliert wird.Der zweite Schritt besteht darin, die Proben mit niedrigem und hohem pH-Wert reduktiv zu methylieren, wobei die natürliche Häufigkeit für Formaldehyd überschüssig ist, um die Methylierung abzuschließen. Der letzte Schritt besteht darin, die reduktiv methylierten Proben für die NMR-Analyse in D-Zwei-O-Puffer zu puffern. Bei der zweiten Methode wird das Ziel durch den Abbau der Aminopeptidase einer Lysozymprobe erreicht.Der zweite Schritt besteht darin, die verkürzte Proteinprobe reduktiv mit überschüssigem Kohlenstoff-13-Formaldehyd zu methylieren, gefolgt von einem Pufferaustausch für die NMR-Analyse. Letztendlich wird die NMR-Spektroskopie verwendet, um das Fehlen von Kohlenstoff-13-Methylresonanz zu zeigen, um Zuordnungen vorzunehmen. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden besteht darin, dass sie die eindeutige Zuordnung sowohl der Alpha- als auch der SSON-Dimethyllamin- und ML-Resonanz des internen Lysins eines Proteins ermöglicht. Markieren Sie drei Ein-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen mit F-L-S-L-P-H und HPH lösen Sie drei Proben Lysozym in einer zuvor hergestellten Pufferlösung bei einem pH-Wert von sechs. 7,5 und 10, um eine Endkonzentration von fünf Milligramm pro Milliliter zu erhalten.Decken Sie die Röhren mit Alufolie ab, um sie vor Degradation durch Lichteinwirkung zu schützen. Anschließend werden 6,1 Mikroliter einer zuvor hergestellten einmolaren Dimethylamin-Bohrkomplexlösung in das FLS-Röhrchen und 3,2 Mikroliter derselben Lösung in das LPH- und HPH-Röhrchen gegeben. Nach vorsichtigem Vortexen der Mischungen werden 12,3 Mikroliter einer zuvor hergestellten einmolaren Kohlenstoff-13-Formaldehydlösung in die FLS-Probe und 6,1 Mikroliter derselben Lösung in die L-P-H-N-H-P-H-Proben gegeben.Schütteln Sie die Reaktionsgemische bei vier Grad Celsius für zwei Stunden. Wiederholen Sie die vorherigen Schritte, indem Sie die gleichen Aliquoten von DMAB und Kohlenstoff-13-Formaldehyd in die entsprechenden Röhrchen geben. Schütteln Sie die Reaktionsgemische über Nacht bei vier Grad Celsius für eine Gesamtreaktionszeit von 18 bis 24 Stunden nach dem Schütteln, tauschen Sie den Puffer jeder Probe durch drei Milliliter Phosphatpuffer bei pH 7,5 aus, um überschüssige Reagenzien und Nebenprodukte mit einem Zentrifugalfilter bei einem Molekulargewichtsschnitt von drei Kilodalton zu entfernen, konzentrieren Sie die Proben auf 500 Mikroliter unter Verwendung einer Zentrifuge mit einem 35-Grad-Festwinkelrotor bei vier Grad Celsius und 7 Grad. 500 RCF.Wiederholen Sie die vorherigen Schritte anschließend zweimal. Decken Sie die teilweise beschrifteten Probenröhrchen mit Alufolie ab und geben Sie 6,1 Mikroliter einer frisch zubereiteten einmolaren DMAB-Lösung dazu. Nachdem die Proben vortext wurden, geben Sie 12,3 Mikroliter einer frisch zubereiteten Formaldehydlösung mit einer molaren natürlichen Häufigkeit in die Röhrchen.Schütteln Sie die Reaktionsgemische bei vier Grad Celsius für zwei Stunden. Fügen Sie die gleichen Aliquots von DMAB und natürlichem Formaldehyd wie im vorherigen Schritt hinzu und schütteln Sie die Reaktionsgemische über Nacht bei vier Grad Celsius für eine Gesamtreaktionszeit von 18 bis 24 Stunden nach dem Pufferaustausch mit 50 millimolaren Natriumphosphatpuffern. Übertragen Sie 10 Mikroliter Aliquote jeder Probe in saubere Mikrozentrifugenröhrchen und lagern Sie die Proben bei minus 20 Grad Celsius für die MALDI MS-Analyse.Als nächstes fügen Sie 375 Mikroliter einer zuvor hergestellten zwei molaren Natriumboratpufferlösung in vier konische 15-Milliliter-Röhrchen hinzu. Para-Folie die Oberseiten der Röhren und Löcher in die Para-Folie stechen. Die Röhrchen in einen lyophilisierten Kolben geben und die Probe einfrieren.Sobald die Proben eingefroren sind, wird ein Kolben zum Trocknen auf einen Gefriertrockner gelegt, nachdem die Probe aus der Pipette des Gefriertrockners entnommen wurde, 15 Milliliter D zwei O in jedes Röhrchen gegeben und gemäß diesem Etikett drei konische Vier-Milliliter-Röhrchen mit Zentrifugalfiltern mit F-L-S-L-P-H und HPH gemischt. Geben Sie ca. 500 Mikroliter jeder Probe in die entsprechenden Filterröhrchen. Fügen Sie dann drei Milliliter 50 Millimolar Natrium Puffer hinzu.Geben Sie einen pH-Wert von 8,5 in jedes Röhrchen. Konzentrieren Sie die Proben auf 500 Mikroliter mit einer Zentrifuge mit einem 35-Grad-Festwinkelrotor bei vier Grad Celsius und 7.500 RZB. Nachdem Sie die Falle unter jedem Filter geleert haben, geben Sie weitere drei Milliliter Puffer zu den Proben und konzentrieren Sie sie auf 500 Mikroliter.Wiederholen Sie die vorherigen Schritte viermal mit dem Bissysäure-Protein-Assay. Bestimmen Sie die Konzentration jeder Probe. Verdünnen Sie die Lysozymproben mit 50 millimolaren Natriumhohlraumpuffern, um eine Endkonzentration von 150 Mikromolar zu erhalten.Übertragen Sie als Nächstes 530 Mikroliter jeder Probe in ein Fünf-Millimeter-NMR-Röhrchen. Bereiten Sie dann eine 80 Millimolare Stammlösung von Kohlenstoff 13 vor, die mit einem zwei DI CHLORO-Ethan in D zwei O markiert ist. Verdünnen Sie die Lösung auf 24 Millimolare mit D zwei O und überführen Sie sie dann in ein koaxiales Einsatzröhrchen, um es als NMR-Referenz zu verwenden. Nach dem Ausführen eines 1D-Protonenkohlenstoffs H-S-Q-C-N-M-R integrieren Sie die Peakbereiche für jede Resonanz.Bereiten Sie eine Lösung von fünf Milligramm pro Milliliter Lysozym in Reinstwasser vor. Übertragen Sie 250 Mikroliter der Lysozymlösung in ein sauberes Ein-Milliliter-Zentrifugenröhrchen. Fügen Sie dann 25 Mikroliter einer 0,1-molaren Dreierlösung bei einem pH-Wert von acht und sechs Mikrolitern von 16 Mikrogramm pro Milliliter hinzu.Eine romanis proteolytische Aminopeptidase-Lösung in das Zentrifugenröhrchen. Inkubieren Sie die Mischung sechs Stunden lang bei 37 Grad Celsius. Nach der Inkubation fügen Sie der Probe weitere sechs Mikroliter der Aminopeptidaselösung hinzu, um ein Molverhältnis der Aminopeptidase von eins zu 50 zu erhalten, die weitere 20 Stunden bei 37 Grad Celsius inkubiert wird.Anschließend entsalzen Sie 30 Mikroliter der Probe mit einer C 18-Spin-Säule und eluieren Sie die Probe in einem 80%ACEDONIT-Versuch pro 0,1%TFA, lagern Sie die Probe bei minus 20 Grad Celsius. Für die maldi MS-Analyse bereiten Sie die verbleibende Proteinprobe für die NMR vor, wie zuvor beschrieben. Eine pH-induzierte chemoselektive reduktive Kohlenstoff-13-Methylierungsreaktion wurde an Lysozym bei niedrigem pH-Wert nachgewiesen. Die Reaktion bevorzugt das endterminale Alpha-Amin gegenüber dem Seitenketten-Epsilon-Amin und umgekehrt bei hohem pH-Wert, wie in den NMR-Spektren hier dargestellt.Peak sieben fehlt für die Lysozym-Probe, die bei pH 10 reagiert hat, was darauf hindeutet, dass die Peaks eins bis sechs zu Epsilon-Dimethyl-Aminogruppen gehören und Peak sieben die endterminale alpha-Dimethyl-Aminogruppe ist. Alpha Amin favorisierte reduktiven Kohlenstoff. 13 Methylierung bei pH sechs wurde beobachtet, wenn die Menge an verwendetem Kohlenstoff-13-Formaldehyd auf ein molares Verhältnis von zwei zu sieben reduziert wurde und die Probe nicht weiter mit natürlicher Häufigkeit von Formaldehyd reagierte, wie hier dargestellt, ist die Methylierung bei niedrigem pH-Wert ein Gemisch aus Monomethylaminen und Dimethylaminen.Drei Aminogruppen weisen eine Kohlenstoff-13-Dim-Methylierung auf, was darauf hindeutet, dass diese Gruppen schneller reagierten als die Gruppen mit Kohlenstoff. 13 Monomethyl der drei Kohlenstoff-13-Dimethylamine. Peak sieben hat die höchste Intensität und wurde als N-Termina-alpha-Dimethylamingruppe zugeordnet, was die Zuordnung von Peak sieben bestätigt.Die Verwendung der Probe reagierte bei einem hohen pH-Wert mit der Fähigkeit, die Rate der reduktiven Methylierung der N-terminalen Alpha-Aminogruppe zu verändern. Die MS-assistierte Methode zur Zuweisung des NMR-Residenten kann angewendet werden. Die Lysozymprobe, die bei pH 10 reduktiv Kohlenstoff-13-methyliert war, wurde mit Trypsin verdaut und mit Maldi TOF MS analysiert, da die Alpha-Aminogruppe nicht reduktiv Kohlenstoff-13-methyliert war.Unter diesen Bedingungen kann das MS-Isotopenprofil des tetramethylierten N-terminalen Peptids verwendet werden, um den prozentualen Anteil an Kohlenstoff-13 zu quantifizieren, der an der N-terminalen Epsilon-Dimethyl-Aminogruppe eingebaut ist. Das mit Kohlenstoff 13 markierte DIM-methylierte N-terminale Peptid 6, 6, 2 ergab einen skalierten Prozentsatz an Kohlenstoff. 13 Die Inkorporation von 27 % NMR-Analyse derselben Lysozym-Probe ergab einen prozentualen Kohlenstoff-13-Einbau von 33 % für den sechsten Peak, was darauf hindeutet, dass der sechste Peak das endterminale Lysin-Epsilon-Kohlenstoff-13-Dimethylamin Maldi ist, TOF-Massenspektren von unbehandelten und mit Aminopeptidasen behandelten Lysozymproben sind hier abgebildet.Insulin, das als Positivkontrolle verwendet wurde, zeigt eine Verschiebung zu einem niedrigeren durchschnittlichen Master-Charge-Verhältnis im Vergleich zu seiner nativen Form von 5731,2. Das behandelte Lysozym zeigt eine Verschiebung von 14305,8 bis 13930,5, was dem Verlust der ersten drei endterminalen Reste von Lysozym, Lysin, Valin und Phenylalanin entspricht. Hier sind die NMR-Spektren der unbehandelten und der Aminopeptidase behandelten reduktiv Kohlenstoff-13-methylierten Lysozym-Proben im Vergleich zum kontrollierten Spektrum dargestellt, das Spektrum der mit der Aminopeptidase behandelten Probe zeigt eine Abnahme der Intensität für die Peaks sechs und sieben und einen zusätzlichen Peak mit der Bezeichnung sieben A. Aus diesen Daten können die Peaks sechs und sieben paarweise als Lysin zugeordnet werden, Alpha- und Epsilondimethylamin.Bevor Sie dieses Verfahren ausprobieren, ist es wichtig, die Löslichkeit Ihres Proteins und die verschiedenen phs zu berücksichtigen und das Protokoll entsprechend anzupassen.

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Forschung

JoVE Journal

Chemistry

Chemie

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Paramagnetische Relaxationsverstärkung zur Detektion und Charakterisierung von Selbstassoziationen von intrinsisch ungeordneten Proteinen

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Herstellung und quantitative Messung von freiem und proteingebundenem Arginin und Methyl-Argininen mittels 1H-NMR-Spektroskopie.

Erforschung des Arginin-Methyloms durch Kernspinresonanzspektroskopie

Hier stellen wir ein Protokoll vor, das die Erfassung, Verarbeitung und Analyse einer Reihe von NMR-Experimenten zur Charakterisierung von Protein-Glykan-Wechselwirkungen in Lösung beschreibt. Es werden die gängigsten ligandenbasierten und proteinbasierten Methoden skizziert, die zweifellos zu den Bereichen der strukturellen Glykobiologie und der molekularen Erkennungsstudien beitragen.

Glykan-Protein-Wechselwirkungen entwirren: Kernspinresonanz (NMR) als Rettung

Die NMR-Lösungsstruktur eines Metallochaperon-Modellpeptids mit Cu (I) wurde bestimmt, und ein detailliertes Protokoll von der Probenvorbereitung über die 1D- und 2D-Datenerfassung bis hin zu einer dreidimensionalen Struktur beschrieben.

Struktur- und Koordinationsbestimmung von Peptid-Metall-Komplexen mittels 1D und 2D 1h NMR

Lernen Sie die NMR-Signalzuweisung von α- und ε-Dimethylaminen an reduktiv methyliertem Lysozym mittels pH-abhängiger Selektivität und Aminopeptidase-Behandlung. Diese Methode ermöglicht präzise Proteinanalysen.

Methoden, um die NMR-Resonanzen von Identify

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