Name: Einzel-Anlage, steril Mikrokosmen für Knöllchenbildung und des Wachstums der Pflanze Hülsenfrucht Medicago truncatula Mit dem Rhizobia Symbiont Sinorhizobium meliloti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-10-01T09:00:00.000+00:00
Duration: 20 min 1 s
Description: Lernen Sie die Einzelpflanzen-Sterilmikrokosmen-Methode zur Untersuchung der Symbiose zwischen Medicago truncatula und Sinorhizobium meliloti. Diese Technik ermöglicht die kontrollierte Beobachtung von Wurzeln und Knöllchen.

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Diese Arbeit wurde von der USDA National Institute of Food and Agriculture, Landwirtschaft und Nahrungsmittelforschung Initiative 2010-65108 Zuschuss finanziert - 20582 zu KMJ Wir danken Brian K. Washburn für kritische Durchsicht des Manuskripts.

Ausführen der Schritte 1, 2, 4 und 6 in einem sterilen Abzug mit laminarer Strömung wird empfohlen. 1. Vorbereitung von M. truncatula A17 Sämlinge Hinweis: M. truncatula A17 Samen in diesen Studien verwendet werden unter Gewächshausbedingungen gekühlt bei ~ 22 ° C, oder in einem Pflanzenwachstumsraum bei 22-26 ° C mit ~ 150-400 mmol / m -2 s -1 Licht gehalten hergestellt. <ol><li> Gießen Sie die Keimung der Samen Platten: Mit 100 mm quadratische Platten (15 mm tief) und gießen autoklaviert 1,1-1,2% w / v Agar-10 bis zu einer Tiefe von 3-5 mm gereinigt. Jede Platte wird verwendet, um ~ 0,25 bis 0,5 g Samen (entspricht 63 bis 125 Samen / Platte) keimen werden. Hinweis: Es ist wichtig, Pflanzenzellkultur-geprüft, gereinigt Agar für alle in diesem Protokoll beschriebenen Platten zu verwenden. Der Verkäufer und Katalognummer Informationen für den Agar ist in der Tabelle der spezifischen Reagenzien und Geräten angegeben. </li><li> Scarify / sterilisieren M. truncatula A17 Saatguts: Wiege ausreichend Samen für die gewünschte Anzahl von Keimlingen. (M. truncatula A17 Samen ~ 4 mg) Platz Samen in sterile 125 ml-Kolben mit einer sterilen Folienabdeckung (0,25-0,5 g Samen / Kolben; dies ~ 63-125 Samen) und Pipette 20 ml konzentrierter (96%) H 2 SO 4 an den Seiten des Kolbens. Hinweis: Säure Skarifikation werden die Samen zu sterilisieren. Auch durch Pipettieren der Säure entlang der Seiten des Kolbens, wird es erneut sterilisieren das Innere des Kolbens, die in Kontakt mit den nicht sterilisierten Samen gekommen ist. </li><li> Break up Klumpen von Saatgut mit einem sterilen Glaspipette. Der Kolben schwenken häufig für 10-12 min. Klein, braun Gruben werden auf die Samen sichtbar. Dies sind winzige Löcher in der Samenschale 11. Hinweis: Tragen Sie einen Augenschutz und Handschuhe bei der Arbeit mit konzentrierter H 2 SO 4. </li><li> Entfernen H 2 SO 4 und spülen Samen: Wenn mindestens 10% der Samen haben kleine braune Gruben, oder 12 Minuten vergangen sind, je nachdem, welcherzuerst kommt, entfernen Sie alle Säure aus den Kolben mit einem sterilen Glaspipette. (Ort Abfallsäure in eine 1-2 L Becherglas mit mindestens 300 ml Leitungswasser. Dadurch wird die Säure zu verdünnen und eine Überhitzung zu vermeiden.) Neigen Sie den Kolben, um die verbleibende Säure in der Kurve der Flasche sammeln und mit einem kleinen Glaspipette auf entfernen Sie alle verbleibenden Säure. Wenn Restsäure bleibt, wird es mit dem Spülwasser reagieren, heizen die Samen und sie töten. <ol><li> Spülen von Samen schnell Gießen 100 ml sterile Reinstwasser in jeden Kolben. Die überschüssige Menge Wasser wird die Säure verdünnt und während der Reaktion der Säure mit dem Wasser Überhitzung und Saatgut Schäden zu vermeiden. Gießen Sie das Wasser ab und Flamme sterilisieren die Lippe der Flasche. </li><li> Spülen Samen 8-10x mit 50 ml sterilem Reinstwasser. Schwenken Sie die Flasche bei jeder Spülung. Der Kolben ist an dieser Stelle als steril zu betrachten und die Lippe der Flasche sollte vor jeder Spülung geflammt werden. </li></ol></li><li> Lassen Samen trinken über Nacht: Nach derletzten Spülgang, gießen Sie 50 ml sterile Reinstwasser in jeden Kolben, ersetzen Sie die sterile Folienabdeckung auf jeder Flasche und bei 4 ° C über Nacht im Dunkeln. </li><li> Platz Samen auf die Keimung Platte: Nach dem Lösen Samen über Nacht trinken, Wasser abgießen, spülen 2x mit ~ 25 ml ultrareines Wasser, dann mit 20 ml sterilem Reinstwasser, Wirbel um Samen zu suspendieren und gießen Sie sie auf eine 1,1-1,2% Agar Keimung Platte aus Schritt 1.1. Wenn Samen in der Flasche bleiben, fügen Sie mehr Wasser und wieder zu gießen. Verteilen Sie die Samen von jeder Flasche eine Platte (63 bis 125 Samen / Platte). <ol><li> Schwenken Sie die Platte, um die Samen zu verteilen. Die Samen sollten gleichmäßig in einer 4-5 cm-Band an einem Ende der Platte verteilt werden. Dies wird die &quot;top&quot; der Platte sein. Der &quot;Boden&quot; 5-6 cm sollte frei von Samen (2A) gehalten werden. </li><li> Zeichnen Sie das Wasser mit einer sterilen Pipette. Kippen die Platte in einem 45 °-Winkel zu den verbleibenden Wasserablauf an der Unterseite der Platte lassen. Setzen Sie den Deckel auf der tilted Platte und vor Licht schützen. Die Platten sollten auf 10-20 min ablaufen gelassen werden. (2B). </li></ol></li><li> Richten Sie Keimung: Entfernen Sie alle Wasser, das an der Unterseite des geneigten Platte mit einer sterilen Pipette gesammelt hat. <ol><li> Setzen Sie den Deckel und verschließen Sie die Platte mit Parafilm. Handschuhe und steril zu halten (Abbildung 2C). </li><li> Stapeln Sie die Keimung Platten und dann wieder alle von ihnen bis zu einem Winkel von 90 °. Die Samen werden auf der vertikalen Oberfläche des Agars zu liegen. Voll eingesogen Samen sollten einfach auf die Agar haften. Die Wurzeln werden nach unten wachsen (Abbildung 2D). </li><li> Wickeln Sie die Stapel von Keimen Platten in Folie, um Licht zu blockieren und halten bei 25 ° C für 3 Tage. </li></ol></li></ol> Hinweis: Wenn die Keimung Erlös für weniger als 3 Tagen kann Wurzeln zu kurz, um den Agar in Mikrokosmen zu erreichen. Wenn Keimung geht mehr als 4 Tage vor der Übertragung auf Mikrokosmos Platten, Überleben von Keimlingen werdenarm sein. Wenn M. verglichen werden truncatula Ökotypen oder Mutanten mit langsameren Keimraten sind, sollte die langsam keimenden Ökotyp dürfen länger als 3 Tage, um zu keimen. 2. Vorbereitung der einzelnen Platten Mikrokosmen <ol><li> Bereiten Jensen-Medium 12 (siehe Tabelle 1 für Komposition), so dass ~ 70 ml Medium für jeden Mikrokosmos. Bereiten Sie in Krüge oder Flaschen, die sind praktisch für schnelle Gießen (nicht mehr als 1-2 l pro Krug) und hinterlassen einen magnetischen Rührstab in den Krug beim Autoklavieren. <ol><li> Nach Medium gekühlt, um ~ 55-65 ° C, Ergänzungen hinzugefügt wurden, und pH-Wert überprüft (siehe Tabelle 1), gießen in Runde 100 mm Durchmesser, 15 mm tiefe Teller. Die Platten sollten gegossen werden ~ 0,9-1 cm tief (~ 70 ml / Platte). </li><li> Komponenten der Jensen-Medium kann eine trübe Niederschlag zu bilden, so ist es wichtig, den Krug auf den Magnetrührplatte regelmäßig zurück, um Komponenten aus Absetzen zu verhindern. Niederschläge können überIVK in der Platte, nachdem sie zu verfestigen, und müssen sich nicht auf die Leistung, solange sie gleichmäßig auf die Platten verteilt sind. </li><li> Stapel Platten während des Gießens, um die Bildung von Kondenswasser auf den Plattendeckel zu verhindern. </li></ol></li><li> Nach Jensen Platten erstarrt, Kerbe beide Platten und Deckeln mit einem Gewicht von Spatel, der in eine U-Form 5 (Fig. 3A) gebogen worden ist. Erhitzen Sie die Biegung der Spatel mit einem Brenner, bis Red Hot, Kerb 5-6 Platten und dann wieder erwärmen. Wenn die Kerb Deckel auf dem Kerbplatte gelegt, wird dies eine ovale Portal, über das die Aufnahmen der Sämling wachsen (3B) erstellen. Wenn gekerbten Platten gespeichert werden sollen, einzeln zu wickeln mit Paraffinfilm .. </li></ol> 3. Vorbereitung der Kulturen Sinorhizobium meliloti Zwei Tage vor Pflanzen Impfungen, starten Kulturen aller S. meliloti-Stämme auf Sämlingen inokuliert werden. Cultures sollte LBMC (Luria-Bertani [Miller])-Medium mit 13 2,5 mM MgSO 4, 2,5 mM CaCl 2 und entsprechenden Antibiotika (TY-Medium funktioniert auch gut), gezüchtet werden. So wenig wie 2-3 ml jeder Kultur wird ausreichend sein. <ol><li> Wachsen bei 30 ° C unter Schütteln für 2 Tage, bis die Zellen dicht sind. </li><li> Für die meisten Pflanzen Impfungen, der Wachstumsphase des S. meliloti ist nicht kritisch. Typischerweise spät angemeldet oder frühen stationären Phase-Zellen verwendet werden. </li></ol> 4. Aufbahrung M. truncatula Sämlinge zu einzelnen Mikrokosmen <ol><li> Nach 3 Tagen, öffnen Sie eine Keimplatte (in Schritt 1) ​​hergestellt und sofort mit sterilem Reinstwasser fluten. Dip-Zange in Ethanol und Flamme kurz zu sterilisieren. Verwenden sterilen Pinzette vorsichtig schieben die Wurzelspitzen aller Sämlinge unter dem Wasser um ein Austrocknen zu verhindern. Wurzeln werden 2-6 cm lang reichen. Die Mehrheit wird 3-4 cm sein. Wählen Sämlinge mit geraden Wurzeln und ohne erkennbareDefekte. </li><li> Überprüfen Sie die Deckel der mittel Mikrokosmen der Jensen für den Aufbau von Kondensation. Streichen Sie den Deckel, um die Kondensation zu entfernen oder ersetzen sie durch eine neue Kerb Deckel. Wenn es einen Überschuss von Kondensation am Deckel kann der Sämling Wurzel an dem Deckel haftet und dann sterben nach der Kondensation trocknet. </li><li> Mit Hilfe der Pinzette vorsichtig wählen Sie einen Sämling von der Keimung Platte durch den Keimblättern und legen den Root auf mittlere Mikrokosmos eines Jensen. Stellen Sie sicher, dass die Wurzelspitze in Kontakt mit dem Agar. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Samenschale, wenn sie noch vorhanden ist. Die Samenschalen sollten nach dem Einweichen in Wasser für 5-10 Minuten locker sein. Necken Sie vorsichtig die Samenschale mit der Zange, bis es nachgibt, und entsorgen. Die Keimblätter und etwa 0,5 cm von Aufnahmen sollten aus dem U-Kerbe in der Platte (4A) vorstehen. Den Deckel der Platte vorsichtig wieder mit der U-Kerbe der Deckel über den Keimling, die Schaffung eines Portals für den Keimling (4B).Stellen Platten in horizontaler Stapel beiseite, bis alle Sämlinge auf Mikrokosmen gelegt. </li><li> Nutzen Sie alle Sämlinge von jeder Platte, die Keimung lebensfähig aussehen und haben einen geraden Stamm. (Wenn möglich, lassen Sie eine Platte von Sämlingen ungeöffnet als Ersatz für verwelkten Sämlinge kurz vor der Impfung zu verwenden.) </li><li> Nach dem Verlegen Sie alle Sämlinge, damit sie auf der horizontalen Jensen Mikrokosmen zu sitzen, während die S. meliloti Inokulum Suspensionen sind in Vorbereitung. </li></ol> 5. Vorbereitung von S. meliloti Inokulum Suspensionen <ol><li> Überprüfen S. meliloti-Kulturen in regelmäßigen Abständen nach der Impfung sicher sein, dass sie wachsen. Nach 2 Tagen Wachstum sollte die OD600 zwischen 2 und 4 liegen. </li><li> Pipette 0,5 ml jeder Kultur in ein steriles 1,5-ml-Röhrchen und Zentrifuge pelletieren. Überstand entfernen. </li><li> Entweder in 0,85% NaCl oder sterile sterile Reinstwasser Waschen der Zellen zweimal. Die Zellen in 0,5 ml 0,85% steärgern NaCl oder Reinstwasser. </li><li> Messung der OD 600 von einer 1/10 Verdünnung von S. resuspendiert meliloti-Kulturen aus Schritt 5.3. Auf Basis dieser Messwert, machen eine Suspension von jeder Kultur in sterilem Reinstwasser bei OD 600 = 0,05. Wenn die Zelldichte zu hoch ist, kann die Knöllchenbildung gehemmt werden. Machen Sie genug von der verdünnten Suspension, so dass 100 ul kann auf jede Sämling geimpft werden. Die Trübung der OD 600 = 0,05 Suspension sollte mit dem Auge gerade noch wahrnehmbar sein. </li></ol> 6. Inokulation und Abdichtung von Mikrokosmen <ol><li> Unmittelbar vor Beginn der Impfungen, überprüfen verwelkten Sämlinge, die nicht den Transfer zum Medium Mikrokosmen der Jensen überlebt haben. Ersetzen Sie diese mit frischen Setzlinge Setzlinge von der Keimung Platten. </li><li> Öffnen Sie jeden Mikrokosmos und impfen 100 ul der entsprechenden S. meliloti-Suspension auf die Keimlingswurzel. Setzen Sie den Deckel und beiseite in horizontaler stacks von 6-10 Mikrokosmos. Für jede S. meliloti Stamm verglichen werden, zu inokulieren mindestens 15 Pflanzen. Für Stämme, die feinen Unterschiede in symbiotische Produktivität, impfen 30-35 Pflanzen. Lassen Sie mindestens 10 Pflanzen als Negativkontrolle unbeimpfte. Impfen 30-35 Pflanzen mit S. meliloti 1021 oder andere geeignete Wildtyp-Stammes, die als Positivkontrolle dienen. </li><li> Nachdem der S. meliloti Suspension Zeit zu adsorbieren auf der Wurzeloberfläche hatte und die Suspension Flüssigkeit in das Agar (mindestens 20 min.) eingeweicht, wickeln jede Platte individuell mit Paraffinfilm. Platten sollten an den Rand der Kerbe gewickelt werden, aber die Paraffinfilm sollte nicht das Wachstum des Keimlings (4C) zu blockieren. </li><li> Zum Zeitpunkt der Verpackung, eine abschließende Überprüfung zum Wurzeln in das Innere des Deckelplatte geklebt. Halten Wurzeln aus dem Deckel entfernen, lag die Platte flach auf der Bank und tippen Sie auf oder blättern Sie den Deckel, um die Wurzel wieder nach unten auf die Agar-su klopfenn-Schnittstelle. </li><li> Richten Sie die Sämling-Portale der einzelnen Stapel von 6-10 Platten. Lag die Stapel in einem 90 ° Winkel mit der nach oben weisenden Sämlingen (Fig. 4D). Die Klebrigkeit der Paraffinfilm werden die Platten an Ort und Stelle lange genug, um den gesamten Stapel in Folie wickeln zu halten, so dass ein 1-2 cm breiter Streifen ausgepackt, wo die Keimlinge entstehen (4E). Die Folie wird die Wurzeln vor Licht zu schützen. </li><li> Legen Sie die Folie verpackten Stapeln in einem beleuchteten Wachstumskammer oder Wachstums Zimmer zu 21-25 ° C, 60-70% relativer Luftfeuchtigkeit und 100-175 mmol / m -2 s -1 Licht auf einem 16 Stunden Licht / 8 h Dunkel-Zyklus ( Abbildung 1a). Unter diesen Wachstumsbedingungen, verlängerte Inkubation bei Lichtstärken von mehr als 200 mmol / m -2 s -1 kann eine nachteilige Wirkung auf das Pflanzenwachstum haben. </li></ol> 7. Die Untersuchung der Wurzelsysteme und Quantifizierung der Symbiose Phänotypen Pflanzen können in halten werdenMikrokosmen für bis zu 9 Wochen. <ol><li> Knoten-Nummer kann bei einer Reihe von Zeitpunkten nach dem Entfernen der Folie von jedem Stapel und Zählen Knoten quantifiziert werden. Entwicklung von Knötchen auf Pflanzen mit S. geimpft meliloti 1021-Wildtyp sind von 10 bis 14 Tage nach der Impfung deutlich. </li><li> Symbiotische Produktivität kann auch zu jedem Zeitpunkt durch Messen der Länge der entstehenden Aufnahmen gemessen werden. </li><li> Schluss Quantifizierung der symbiotischen Produktivität ist in der Regel mit 7 Wochen nach Inokulation durch Abnehmen des Shooting und Messung der Frischgewicht des Shootings durchgeführt. Dieser Schritt kann so spät zu 9 Wochen, wenn mehr Wachstum erwünscht ist, durchgeführt werden. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Es gibt mehrere Schritte des Protokolls, die kritisch für den Erfolg sind: 1) die Notwendigkeit der Verwendung von gereinigtem, Pflanzenzellkultur getestet Agar kann nicht überbetont werden. Dies ist nicht kritisch für Alfalfa Keimlingen, aber es kritisch für das Wachstum von M. ist truncatula A17. 2) Es ist wichtig, um Setzlinge auf vertikalen Agarplatten keimen wie in Schritt 1 beschrieben. Die weit verbreitete Technik der keimenden Sämlinge auf einem invertierten horizontalen Fläche in einer 15 mm t...

Die Interaktion zwischen der Hülsenfrüchte Wirtspflanze Medicago truncatula A17 und dem Bakterium rhizobial Sinorhizobium meliloti 1021 ist eine der am meisten gefügig Modellsysteme für die Untersuchung von Knöllchenentwicklung und Stickstoff-fixierenden Symbiose. Die Genome der beiden Symbiosepartnern wurden sequenziert 1,2 und sowohl Pflanzen-und Bakterium sind zugänglich für genetische Manipulation 3,4. Analyse der Phänotypen von sowohl pflanzlichen und bakteriellen Mutanten erfordert die Fähigkeit, die Stufen des Knotens Entwicklung zu beobachten und die symbiotische Produktivität über die Zeit quantifiziert. Hier beschreiben wir ein Verfahren zur Beobachtung der Knöllchen Entwicklung M. truncatula cv. Jemalong A17 mit S. geimpft meliloti 1021 innerhalb der einzelnen Mikrokosmen von Standard, rund 100 mm Durchmesser, 15 mm tief Laborplatten (1A) gemacht. Das Shooting wird durch eine Kerböffnung an der Seite der Platte (ausgesetzt und wächst Figurn 1B, 1C und 1E). Wurzeln in den Mikrokosmen enthalten und steril gehalten, während eine Beobachtung durch den Deckel der Platte (Fig. 1D). Da die Aufnahmen zugänglich ist, wird sein Wachstum nicht eingeschränkt und es können in periodischen Zeitabständen, ohne die Sterilität des Wurzel gemessen werden. Das Verfahren zum Erzeugen von Kerbplatte Mikrokosmen wurde ursprünglich von Leigh et al. 5 für wachsende Alfalfa-Pflanzen entwickelten, aber es war nicht weit trotz seiner vielen Vorteile gegenüber anderen Verfahren angewandt. Eine Variante dieses Verfahrens wurde auch für die Analyse der Wechselwirkung zwischen Pflanzenwurzeln und Mykorrhiza 6 entwickelt. Wir haben nun eingerichtet und für das Wachstum von M. optimiert dieses Verfahren truncatula Pflanzen. Die Vorteile dieses Protokolls über häufigsten verwendeten Verfahren sind nachstehend beschrieben. Es gibt mehrere Methoden, die derzeit im breiten Einsatz für Knöllchen Studien von M. truncatula inokuliertlated mit S. meliloti 7. Das am häufigsten verwendete Verfahren für die großtechnische Herstellung von knotige Wurzeln ist das Wachstum in aeroponischen Senkkästen 7. Bei diesem Verfahren werden die Pflanzen in einem großen Gefäß suspendiert und Wurzeln werden mit einer Mischung aus S. belüftet meliloti-und Nährstofflösung 7. Diese Methode ist praktisch, wenn nur ein Genotyp von S. meliloti getestet werden. Da es Aerosolisierung von hohen Konzentrationen von Bakterien erfordert, gibt es eine hohe Wahrscheinlichkeit einer Kreuzkontamination zwischen den Kästen mit verschiedenen Bakterienstämmen beimpft. Ein weiteres Verfahren, das oft verwendet wird, um große Mengen von inokulierten Pflanzen herzustellen, ist das Wachstum in Kübeln oder Töpfen, Perlit, Vermiculit, Sand oder calcinierten Ton, die mit Nährstofflösung infundiert werden und mit S. inokuliert meliloti 7. Diese Methode erfordert die Verwendung von offenen Kübeln oder Töpfen und erfordert Bewässerung und die Wiederauffüllung der Nährlösung. Ein weiterer Nachteil ist, dass Pflanzen Töpfemuss dieses teilchenförmige Matrix zur Prüfung der Wurzeln und Knollen entfernt werden. Ein weiterer Nachteil dieser Methode ist, dass ein großer Bereich der Inkubator Platz benötigt, wenn viele verschiedene S. meliloti Genotypen zu vergleichen sind, weil ein separater Topf muss für jeden Bakterien Genotyp verwendet werden. Die &quot;Leonard jar&quot; ist eine Variante dieser Methode 8,9. Ein Leonard Glas besteht aus zwei sterilisierte Gefäße übereinander gestapelt der anderen und durch einen Docht verbunden sind. Wachstumsmedium ist in dem unteren Gefäß gegeben und durch den Docht durch Kapillarwirkung in eine Wachstumsmatrix von Perlit, Vermiculit, Sand oder calcinierten Ton im oberen Gefäß gezogen. Der Keimling (s) in der Wachstumsmatrix eingebracht und mit S. inokuliert meliloti. Dieses Verfahren erfordert keine Bewässerung, aber Prüfung der Wurzeln und Knollen erfordert, dass der Keimling aus dem teilchenförmigen Wachstumsmatrix entfernt werden. Es gibt mehrere Methoden, die einfach nicht zulassen Prüfung roots. Eine davon ist die transparente Kunststoff &quot;Wachstumsbeutel&quot; 7. Ein Nachteil dieses Verfahrens ist, dass häufige Bewässerung da nur ≤ 10 ml flüssiges Medium ist optimal für wachsende M. erforderlich truncatula in Beuteln 7. Pouch Experimente sind in der Regel auch nach ~ 2 Wochen 7 begrenzt, bedingt durch den Zerfall des Papiers Docht in dem Beutel. Zwei weitere Methoden, die üblicherweise verwendet werden, sind ähnlich unserer Verfahren, daß die Pflanzen auf Agarplatten gezüchtet und die Wurzeln sichtbar sind, aber diese Verfahren weisen Nachteile auf, die unserem Verfahren vermeidet. Bei diesen Verfahren werden die Pflanzen vollständig in 24,5 cm x 24,5 cm Agar-Platten um die Spitze mit porösen chirurgischen Band versiegelt oder in Agar-Schrägröhrchen mit Baumwolle Topfen oder Kunststoffkappen verschlossen gewachsen 7 enthalten. Beide Methoden ermöglichen eine einfache Prüfung der Wurzeln und steril gehalten werden. Jedoch werden die Agar-Schrägröhrchen in der Regel mit 20 ml Agarmedium gewachsen 7 und erfordern eine Bewässerung und Nährstoffddition für langfristige Wachstum der Pflanzen. Pflanzen innerhalb der 24,5 cm x 24,5 cm gewachsen Agar-Platte Mikrokosmen ausreichend Feuchtigkeit und Nährstoffe, die für langfristiges Wachstum, aber die wachsende Shooting wird schnell in die geschlossene Platte Mikrokosmos und Ethylengas aufbauen kann Hemmung Nodulation 7 eingeschränkt. In dem hier beschriebenen Verfahren wird der Shooting ausgesetzt und wächst frei außerhalb des Mikrokosmos, der ~ enthält 70 ml Medium, so dass langfristige Wachstum. Das hier beschriebene Verfahren kann nicht nur für die Untersuchung der Nodulation von Hülsenfruchtpflanzen, aber auch für die Untersuchung der Wurzel Phänotypen anderen mittelgroßen Anlagen nützlich sein. Der Unterschied zwischen diesen Mikrokosmen und einem traditionellen Polycarbonat Pflanzengewebe-Kulturgefäß ist, dass Wurzeln in den hier beschriebenen Platten Mikrokosmen wachsen auf der vertikalen Oberfläche des Agars anstatt nach unten in eine horizontale Schicht aus Agar am Boden des Glases. Dies ermöglicht die Wurzel aus der Agar-Oberfläche mit minimaler d angehoben werdenAmage Wurzelhaare und minimale Haftung Agar zu der Wurzeloberfläche, der die Prüfung der Wurzelhaare durch Mikroskopie ermöglicht.

<table><tbody><tr><td>Agar gereinigt, in Pflanzenzellkulturen getestet</td><td>Sigma</td><td>A7921</td><td></td></tr></tbody></table>

einzel-anlage, steril mikrokosmen für knöllchenbildung und des wachstums der pflanze hülsenfrucht<em&gt; medicago truncatula</em&gt; mit dem rhizobia symbiont<em&gt; sinorhizobium meliloti</em

Single-plant, Sterile Microcosms for Nodulation and Growth of the Legume Plant Medicago truncatula with the Rhizobial Symbiont Sinorhizobium meliloti

Rhizobia Bakterien bilden symbiotische, Stickstoff-fixierende Knöllchen an den Wurzeln der Leguminosen-kompatible Host-Pflanzen. Einer der gut entwickelten Modellsysteme für die Untersuchung dieser Wechselwirkungen ist die Pflanze Medicago truncatula cv. Jemalong A17 und die rhizobial Bakterium Sinorhizobium meliloti 1021. Wiederholte Bildgebung von Pflanzenwurzeln und Scoring von symbiotischen Phänotypen erfordert Methoden, die nicht-destruktive entweder Pflanzen oder Bakterien sind. Die symbiotische Phänotypen von einigen pflanzlichen und bakteriellen Mutanten offensichtlich nach relativ kurzer Perioden des Wachstums und haben langfristige Beobachtung der Wirt / Symbionten Interaktion erfordert. , Feine Unterschiede in der Effizienz und symbiotische Knoten Seneszenz Phänotypen, die in den frühen Stadien der Knöllchen Verfahren ersichtlich sind, erfordern jedoch relativ lange Wachstumsperioden, bevor sie bewertet werden können. Mehrere Verfahren wurden für langfristiges Wachstum und Beobachtung dieser Wirt / Symbionten Paar entwickelt.Viele dieser Verfahren erfordern jedoch wiederholt Wässern, die die Möglichkeit der Verunreinigung durch andere Mikroorganismen erhöht. Andere Verfahren erfordern einen relativ großen Raum für das Wachstum einer großen Zahl von Pflanzen. Die hier beschriebene Methode, symbiotische Wachstum von M. truncatula / S. meliloti in sterilen Einweg-Anlage in Mikrokosmen, hat mehrere Vorteile. Pflanzen in diesen Mikrokosmen ausreichend Feuchtigkeit und Nährstoffe, um sicherzustellen, dass die Bewässerung nicht bis zu 9 Wochen erforderlich, eine Kreuzkontamination verhindert wird beim Gießen. Dies ermöglicht Phänotypen zu quantifizieren, die in kurzfristigen Wachstumssysteme, wie subtile Verzögerungen bei der Entwicklung und Knötchen Knötchen frühen Seneszenz verpasst werden könnte. Auch werden die Wurzeln und Knollen im Mikro leicht durch die Deckelplatte betrachtet, so up-Verwurzelung der Pflanzen für die Beobachtung ist nicht erforderlich.

Die Herstellung und die Impfung von diesen Mikrokosmen Platte ist relativ einfach im Vergleich zu den meisten anderen in der Einleitung beschrieben sind. Die Verwendung dieser Mikrokosmos ermöglicht auch längere Pflanzenwachstum (bis zu 9 Wochen) ohne Wasser-oder Nährstoffergänzung, Pflege von Stamm Sterilität, sowohl einfache Prüfung der Wurzeln und der Schutz der Wurzeln vor Licht, ungezwungen Wachstum von Pflanzen schießt, einfachen Zugang zu den Dreharbeiten für Längenmessung und Entfernen von Pflanzen aus den Mikro...

Wachstum von Medicago truncatula Pflanzen in Symbiose mit der Stickstoff-fixierenden Bakterien Sinorhizobium meliloti einzeln steril Mikrokosmen von Standard-Laborplatten ermöglicht häufige Prüfung der Wurzelsysteme und Knötchen, ohne Sterilität. Pflanzen in den Wachstumskammern für bis zu 9 Wochen aufrechterhalten werden.

Einzel-Anlage, steril Mikrokosmen für Knöllchenbildung und des Wachstums der Pflanze Hülsenfrucht<em&gt; Medicago truncatula</em&gt; Mit dem Rhizobia Symbiont<em&gt; Sinorhizobium meliloti</em

Rhizobial  bacteria form symbiotic, nitrogen-fixing nodules on the roots of compatible host  legume plants.  One  of the most well-developed model systems ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die symbiotischen Phänotypen von Medicago-Truncatula-Pflanzen, die mit verschiedenen mutierten Varianten des stickstofffixierenden Bakteriums Sinorhizobium meliloti inokuliert wurden, mithilfe einzelner steriler Mikrokosmen aus Standard-Laborplatten zu quantifizieren. Dies wird erreicht, indem zunächst Medicago truncatula-Samen (17 Samen) mit Säure skarifiziert und anschließend auf Agarplatten keimen lassen. Der zweite Schritt besteht darin, einzelne sterile Mikrokosmen herzustellen, wobei mittels einer gebogenen heißen Spatelkante eine Kerbe in jede erstarrte Platte und deren Deckel geschnitten wird, um die Platte abzuschließen.Später wird an der Seite ein ovales Loch freigelassen. Danach werden einzelne Mula-Keimlinge auf den Mikrokosmen so angeordnet, dass die Wurzelspitze den Agar berührt und 0,5 Zentimeter der Röhre aus dem U-förmigen Ausschnitt in der Platte herausragen. Der letzte Schritt ist die Inokulation mit SME-Latte und die Inkubation der Platten als mit Folie umwickelte Stapel in einer beleuchteten Wachstumskammer.Letztendlich dienen die Quantifizierung der Pflanzensprosslänge und -masse sowie die Bestimmung des Knöllchentyps dazu, den relativen symbiotischen Erfolg jedes S. milliotii-Hochstamms oder ULA-Mutanten zu zeigen. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber anderen Methoden, die eine kontinuierliche visuelle Untersuchung des Wurzelwachstums wie Wachstumsbeutel und Cason ermöglichen, besteht darin, dass das Risiko einer Kreuzkontamination von Pflanzen, die mit verschiedenen Cy. Melo-Stämmen inoculiert wurden, äußerst gering ist. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Forschungsbereich der Zoia-Leguminosen-Symbiose zu beantworten, beispielsweise den zeitlichen Ablauf der Wurzelknöllchenentwicklung in Mego-trica-Pflanzen, die mit einer Sammlung von S. meliloti-Stämmen inoculiert wurden, die Wurzeln mit unterschiedlicher Effizienz besiedeln.Die visuelle Demonstration dieser Methode ist entscheidend, da die Herstellung der Mikrokosmen und die Übertragung der Keimlinge schriftlich schwer zu beschreiben sind. Bei der Demonstration dieses Verfahrens werden mir Haji Mendez, ein Doktorand, und Clotilde Caru, eine Postdoktorandin in meinem Labor, assistieren. Dieses Verfahren beginnt mit der Sterilisation des M-Stammes aula.17 Samen durch Säurebehandlung: Wiegen Sie zunächst ausreichend viele Samen für die gewünschte Anzahl an Sämlingen. Da Mula-A-17-Samen etwa vier Milligramm wiegen, überführen Sie die Samen in sterile 125-Milliliter-Flaschen mit sterilen Aluminiumfolienabdeckungen und pipettieren 20 Milliliter konzentrierte Schwefelsäure entlang der Innenwand des Kolbens. Das Entlangpipettieren der Säure an der Kolbenwand dient der Sterilisation des Kolbeninneren, das mit unsterilen Samen in Berührung kommt.Zerstückeln Sie Klumpen von Samen mit einer sterilen Glaspipette. Schwenken Sie jeden Kolben regelmäßig für 10 bis 12 Minuten. Kleine braune Vertiefungen werden an den Samen sichtbar.Dies sind winzige Löcher in der Samenschale, wenn mindestens 10 % der Samen kleine braune Vertiefungen aufweisen, oder 12 Minuten vergangen sind, je nachdem, welches Ereignis zuerst eintritt; entfernen Sie dann mit einer sterilen Glaspipette sämtliche Säure aus dem Kolben. Kippen Sie den Kolben, um die restliche Säure in der Krümmung des Kolbens zu sammeln, und verwenden Sie eine kleine Glaspipette, um die verbleibende Säure vollständig zu entfernen. Spülen Sie die Samen, indem Sie schnell 100 Milliliter steriles, ultrareines Wasser in jeden Kolben geben. Das überschüssige Wasservolumen verdünnt die Säure und verhindert eine Überhitzung sowie Schädigungen der Samen während der Reaktion der Säure mit dem Wasser. Gießen Sie das Wasser ab und sterilisieren Sie den Kolbenrand durch Flammenbehandlung.Geben Sie 50 Milliliter sterilem Ultrapure-Wasser in jeden Kolben und schwenken Sie. Gießen Sie das Wasser ab und flammen Sie den Flaschenhals ab. Geben Sie weitere 50 Milliliter steriles Ultrapure-Wasser hinzu und schwenken Sie auf diese Weise.Spülen Sie die Samen acht bis zehn Mal nach der letzten Spülung. Geben Sie 50 Milliliter sterilem Ultrapure-Wasser in jeden Kolben, ersetzen Sie die sterile Folienabdeckung und stellen Sie bei vier Grad Celsius über Nacht im Dunkeln ab. Um die Samen am folgenden Tag quellen zu lassen, nehmen Sie die beiden Kolben in eine sterile Lamellenflusswerkbank.Alle nachfolgenden Schritte müssen in einer sterilen Fließwerkbank durchgeführt werden, da luftgetragene Schimmelpilzsporen die problematischsten Kontaminationen darstellen. Gießen Sie das Wasser aus jedem Kolben ab und spülen Sie diesen zweimal mit jeweils etwa 25 Milliliter ultrareinem Wasser aus. Nach dem zweiten Spülgang geben Sie 20 Milliliter steriles, ultrareines Wasser zu jedem Kolben hinzu, schwenken, um die Samen erneut in Suspension zu bringen, und gießen die Samen in eine Keimplatte mit 1,1 bis 1,2 % Agar; schwenken Sie die Platte, um die Samen zu verteilen.Die Samen sollten gleichmäßig in einem vier bis fünf Zentimeter breiten Streifen verteilt werden. An einem Ende der Platte befindet sich die Oberseite der Platte. Die unteren fünf bis sechs Zentimeter sollten samenfrei bleiben.Entfernen Sie das Wasser mit einer sterilen Pipette. Neigen Sie die Platte für 10 bis 20 Minuten um einen Winkel von 45 Grad, damit das verbleibende Wasser an den Boden der Platte abfließen kann. Entfernen Sie anschließend mit einer sterilen Pipette das gesamte Wasser, das sich am Boden der geneigten Platte gesammelt hat.Setzen Sie den Deckel auf und versiegeln Sie die Platte mit Parafilm. Stapeln Sie die Keimplatten und drehen Sie sie anschließend alle um. In einem 90-Grad-Winkel liegen die Samen auf der vertikalen Oberfläche des Agars.Vollständig imbibierte Samen sollten leicht am Agar haften. Die Wurzeln wachsen nach unten. Wickeln Sie den Stapel der Keimplatten in Folie ein, um das Licht auszublenden, und lagern Sie ihn drei Tage lang bei 25 Grad Celsius.Um dieses Verfahren zu beginnen, bereiten Sie Jenssens Medium gemäß dem Rezept und den Anweisungen im beigefügten Manuskript vor. Nachdem das Medium abgekühlt ist, die Zusatzstoffe hinzugefügt und der pH-Wert überprüft wurde, beginnen Sie damit, das Medium in runde Platten mit einem Durchmesser von 100 Millimetern und einer Tiefe von 15 Millimetern zu gießen.Die Platten sollten etwa 0,9 bis einen Zentimeter tief gegossen werden, wobei etwa 70 Milliliter Medium pro Platte verwendet werden. Stapeln Sie die Platten beim Gießen, um die Bildung von Kondensat auf den Plattendeckeln zu verhindern.Bestandteile des Jenssenschen Mediums können einen trüben Niederschlag bilden, daher ist es wichtig, das Gefäß regelmäßig auf die magnetische Rührplatte zurückzustellen, um zu verhindern, dass sich die Bestandteile absetzen. Nachdem die Jenssenschen Platten erstarrt sind, müssen sowohl die Platten als auch die Deckel mit einem U-förmig gebogenen Messlöffel eingeritzt werden. Erhitzen Sie die Krümmung des Messlöffels mit einem Brenner, bis sie glühend heiß ist, ritzen Sie fünf bis sechs Platten ein, erhitzen und ritzen Sie dann erneut, und ritzen Sie auch die Deckel der Platten ein.Wenn der kerbig gestaltete Deckel auf die kerbige Platte gesetzt wird, entsteht eine ovale Öffnung, durch die der Keimling wachsen kann. Drei Tage, nachdem Mulasamen wie zuvor gezeigt zur Keimung aufgebracht wurden, öffnen Sie eine Keimplatte und fluten Sie diese unverzüglich mit steriler, ultrareiner Wasser. Tauchen Sie eine Pinzette in Ethanol und flämmen Sie sie kurz zur Sterilisation ab.Verwenden Sie die sterilen Pinzette, um die Wurzelspitzen aller Keimlinge vorsichtig unter Wasser zu drücken, um Austrocknung zu verhindern; wählen Sie Keimlinge mit geraden Wurzeln und ohne offensichtliche Defekte aus. Überprüfen Sie die Deckel der Mikrokosmen mit Jenssens Medium auf Ansammlung von Kondenswasser. Schlagen Sie mit der Pinzette gegen den Deckel, um die Kondensflüssigkeit zu entfernen.Heben Sie vorsichtig eine Keimling von der Keimplatte an den Edins auf und legen Sie die Wurzel auf ein Jenssen's Medium-Mikrokosmos. Stellen Sie sicher, dass die Wurzelspitze mit dem Agar in Kontakt ist.Entfernen Sie vorsichtig die Samenschale, falls diese noch vorhanden ist. Lockern Sie die Samenschale mit der Pinzette, bis sie nachgibt, und entsorgen Sie die Samenschale sowie etwa 0,5 Zentimeter des Keimlings. Sollte der Keimling aus der U-förmigen Aussparung in der Platte hervorstehen, setzen Sie den Deckel vorsichtig wieder auf, wobei die U-förmige Aussparung des Deckels über dem Keimling liegen muss, um vor der Inokulation der Mikrokosmen einen Zugang für den Keimling zu schaffen. Inokulum-Suspensionen werden aus S. mil-latte-Kulturen hergestellt, wie im begleitenden Text beschrieben.Jede Suspension wird in steriler, ultrareiner Wasserlösung auf einen OD 600 von 0,05 verdünnt, wobei die Trübung der Suspension gerade noch mit bloßem Auge wahrnehmbar sein sollte. Öffnen Sie jeden Mikrokosmos und impfen Sie 100 Mikroliter der entsprechenden Salvati-Suspension auf die Wurzel der Keimpflanze auf. Setzen Sie den Deckel wieder auf und stellen Sie die Mikrokosmen in horizontalen Stapeln mit je sechs bis zehn Einheiten für jeden zu vergleichenden SEL-Stamm beiseite.Bepflanzen Sie mindestens 15 Pflanzen für Stämme mit subtilen Unterschieden in der symbiotischen Produktivität. Bepflanzen Sie 30 bis 35 Pflanzen. Lassen Sie mindestens 10 Pflanzen unbeimpft als negative Kontrolle; beimpfen Sie 30 bis 35 Pflanzen mit Esme Lata 1 0 2 1 oder einem anderen geeigneten Wildtyp-Stamm als positive Kontrolle. Warten Sie danach mindestens 20 Minuten, damit die Esme-Lata-Suspension an der Wurzeloberfläche adsorbieren und die Flüssigkeit in das Agarosegel eindringen kann. Wickeln Sie jede Platte einzeln mit Parafilm ab; die Platten sollten bis zum äußersten Rand der Aussparung umwickelt werden, wobei das Parafilm jedoch das Wachstum der Keimlinge nicht behindern darf. Richten Sie die Keimlingsöffnungen jedes Stapels aus sechs bis zehn Platten aus. Stellen Sie den Stapel im 90-Grad-Winkel auf, wobei die Keimlinge nach oben zeigen. Die Klebrigkeit des Paraffinfilms hält die Platten so lange an Ort und Stelle, bis der gesamte Stapel mit Folie umwickelt ist, wobei ein Streifen von ein bis zwei Zentimetern in dem Bereich, wo die Keimlinge austreten, unbedeckt bleibt. Stellen Sie die mit Folie umwickelten Stapel in eine beleuchtete Wachstumskammer oder ein Wachstumsraum, das auf geeignete Bedingungen eingestellt ist.Pflanzen können bis zu neun Wochen in Mikrokosmen gehalten werden. Die Knöllchenanzahl kann zu einer Reihe von Zeitpunkten quantifiziert werden, indem die Folie von jedem Stapel abgewickelt und die Knöllchen gezählt werden. Sich entwickelnde Knöllchen an Pflanzen, die mit dem Wildtyp SME 1 0 2 1 inoculiert wurden, sind 10 bis 14 Tage nach der Inokulation sichtbar.Die symbiotische Produktivität kann ebenfalls zu jedem Zeitpunkt durch die Messung der Länge der austretenden Hülle bestimmt werden. Die endgültige Quantifizierung der symbiotischen Produktivität erfolgt gewöhnlich sieben Wochen nach der Inokulation, indem die Hülle abgetrennt und das Frischgewicht der jungen Maiskeimlinge gemessen wird. Das Wachsen in Mikrokosmen in einem Inkubator ist auf diesem Foto dargestellt.Wenn dicht gepackt, passen mehr als 220 Mikrokosmen auf ein 73,8 cm mal 67,5 cm großes Inkubatorfach. Diese nächsten vier Bilder zeigen verschiedene Ansichten von Mikrokosmen, die Mula enthalten. 17 Pflanzen, die mit dem Wildtyp S. meliloti 1021 inoculiert wurden, in den Panels B und C sind Mikrokosmen in einer mit Folie umwickelten Stapelanordnung zu sehen, aus deren Öffnungen die Pflanzen hervorwachsen.Die Sprosslänge kann vom Austrittspunkt aus dem Mikrokosmos aus gemessen werden, ohne die Pflanze zu stören. Abbildung D zeigt einen einzelnen Mikrokosmos mit entfernter Folie, wobei Wurzel und Knöllchen an der Vorderseite der Platte sichtbar sind. Abbildung E zeigt denselben Mikrokosmos flach liegend, mit der Pflanze, die durch die Öffnung in der Platte austritt.Das Wachstum in den Mikrokosmen eignet sich ideal für die Erfassung einer Reihe von Zeitpunkten der Knollenentwicklung und der Sprosslänge. Dieses Diagramm zeigt die Daten zur Sprosslänge für emran atula. 17 Pflanzen, die mit dem Wildtyp Es Malta 1 0 2 1 inoculiert wurden, im Vergleich zu nicht inoculierten Pflanzen sieben und neun Wochen nach der Inokulation.Neun Wochen nach der Inokulation werden die Triebe zur Bestimmung des Frischgewichts abgeschnitten. Nicht inokulierte Pflanzen stellen das Wachstum ein, vergilben und erreichen ein Triebsgewicht von nur etwa 0,01 Gramm. Pflanzen, die mit ssta-Stämmen inokuliert wurden, die Mula effizienter besiedeln, wachsen schneller und erreichen neun Wochen nach der Inokulation ein Gewicht von 0,10 bis 0,12 Gramm.Diese Abbildung zeigt Beispiele für drei symbiotische Phänotypen sieben Wochen nach der Inokulation. Die relative symbiotische Produktivität von MTR aula. A 17-Pflanzen, die mit verschiedenen smeta-Strömen inokuliert wurden, wird anhand der Sprosslänge in Zentimetern, Metern und des Frischgewichts der Sprosse in Gramm quantifiziert.Sterne über den Grafikbalken kennzeichnen einen statistisch signifikanten Unterschied gegenüber dem Wildtyp-Stamm 1 0 2 1 in einem ungepaarten T-Test. Die Anzahl der Wurzelknöllchen an Pflanzen, die mit diesen Stämmen inoculiert wurden, ist in Panel C dargestellt. Eine rosa Färbung zeigt an, dass die Knöllchen funktionsfähig sind und zur Stickstofffixierung in der Lage sind, während kleine weiße Knöllchen gewöhnlich nicht funktionsfähig sind und braune Knöllchen seneszent und nekrotisch sind. Die Vergleiche in dieser Abbildung zeigten, dass die symbiotische Produktivität von M trunk aula A 17-Pflanzen, die mit SML Lavati 1 0 2 1, das das P-S-T-B-L-A FFR fünf XOY-Plasmid trägt, inoculiert wurden – welches die XOY ecop-elternstämmliche Phosphat-Galactose-Phosphotransferase überexprimiert –, höher ist als die des Wildtyps S me 1 0 2 1 und von Stämmen, die das negative Kontrollplasmid P-S-T-B-L-A-F-R fünf tragen.Diese ex oy überexprimierenden Stämme produzieren mehr symbiotisches Exopolysaccharid SAG-Glykan als die Kontrollstämme. Die Fähigkeit, Unterschiede in symbiotischen Phänotypen zu quantifizieren, die mehrere Wochen benötigen, um sich zu manifestieren, ist ein großer Vorteil dieser Methode für alle Maße der symbiotischen Produktivität. Auf MTR Aula A 17 performen die Sano Zoia Medicaid-Stämme WSM 4 1 9 und ABS sieben besser als Smeta 1 0 2 1-Pflanzen, die mit einem XO YN fünf-Null-Mutantenstamm inoculiert wurden, der kein Suc- und O-Glykan produziert; diese wiesen ähnliche Sprosslängen und Frischgewichte wie nicht inoculierte Pflanzen auf und bildeten nur inaktive Knöllchen zum Zeitpunkt, zu dem das Mikrokosmos zerlegt wird und die Sprossfrischgewichte gemessen werden; die Sprosse können ebenfalls entfernt werden.Zur Abbildung repräsentativer Ansichten des M. trunk atula. A 17 Wurzeln nach Entnahme aus den Mikrokosmen sind in dieser Abbildung dargestellt. Die Panels A und B zeigen Bilder 10 Tage nach der Inokulation, und Panel C zeigt ein Bild 14 Tage nach der Inokulation; die Maßstabslinie in jedem Bild entspricht 100 Mikrometern.Die hier gezeigten Wurzeln wurden mit dem Wildtyp Stema 1 0 2 1, einem Stema-Stamm, der eine egg, C Gus-Fusion trägt, und einem Stema-Stamm, der eine SMC 0 0 9 1 1 Gus-Fusion trägt, infiziert. In Panel C ist die Gus-Färbung von STI-Zellen, die die SMC 0 0 9 1 1 Gus-Fusion enthalten, auf den Wurzelhaaren und der Wurzeloberfläche sichtbar. Während des Durchführens dieses Verfahrens ist es wichtig, darauf zu achten, dass die Wurzel der Keimpflanze stets mit dem Agar in Kontakt bleibt.Andere Methoden wie C-Schnitt und Färbung von Knöllchen sowie die Isolierung von Gesamt-RNA aus Wurzeln und Knöllchen können durchgeführt werden, um die Unterschiede in Anatomie, Physiologie und Genexpression zu analysieren, die mit jedem symbiotischen Phänotyp assoziiert sind. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man sterile Mikrokosmen mit Einzelpflanzen zur Beobachtung der Mego Tula Sino Rosa Melo-Symbiose aufbaut, einschließlich Keimung der Samen, Herstellung der Mikrokosmen und Inokulation der Keimlinge.

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Forschung

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Umwelt

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Einzel-Anlage, steril Mikrokosmen für Knöllchenbildung und des Wachstums der Pflanze Hülsenfrucht Medicago truncatula Mit dem Rhizobia Symbiont Sinorhizobium meliloti (Video) | JoVE Journal

Einzel-Anlage, steril Mikrokosmen für Knöllchenbildung und des Wachstums der Pflanze Hülsenfrucht

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