Name: Beurteilung Myogenic Antwort und Vasoaktivität In Resistance Mesenterialarterien Mit Druck Myographie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 48 s
Description: Erfahren Sie die Druckmyographie zur Bewertung vaskulärer Reaktivität in kleinen mesenterialen Widerstandsarterien. Diese Methode ermöglicht die Messung myogener Kontraktionen und pharmakologischer Reaktionen.

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Sandeep Khurana wird durch NIH (K08DKO81479) unterstützt. Vikrant Rachakonda durch (T32DK067872) unterstützt.

Die hier gezeigten Beispiele sind aus Experimenten von IACUC in Georgia Regents Universität zugelassen - Protokoll Nr: # 2011-0408 1. Vorbereitung der Reagenzien <ol><li> Bereiten Sezieren Lösung Lager: Für 500 ml Stammlösung Dissektion (5x), lösen sich 21,18 g NaCl, 0,875 g KCl, 0,739 g MgSO 4, 1,049 g MOPS und 0,019 g EDTA in 450 ml Milli-Q-Wasser. PH-Wert auf 7,3 bis 7,4 unter Verwendung von 1 N NaOH. Stellen Sie die Lautstärke auf 500 ml mit Milli-Q-Wasser. Stammlösung kann bis zu 7-10 Tage gelagert werden. Siehe Tabelle 1 für eine Liste von Chemikalien und deren Anbieter. Siehe Tabelle 2 Konzentration in mM. </li><li> Bereiten Sie Arbeits Dissektion Lösung: Bereiten Sie frische Arbeits Dissektion Lösung jeden Tag. Für 100 ml Arbeitslösung, aufzulösen 0,091 g Glucose, 0,016 g NaH 2 PO 4 und 0,022 g Natriumpyruvat in 79,8 ml Milli-Q-Wasser. 0,2 ml 1 M CaCl 2 und 20 ml Präparation Lösung Lager auf volu bringenmich zu 100 ml. </li><li> Vorbereitung physiologische Salzlösung (PSS): Zu 1000 ml PSS herzustellen, löse 0,365 g KCl, 6.545 g NaCl, 0,296 g MgSO 4, 0,163 g KH 2 PO 4, 2,072 g Glucose, 2,184 g NaHCO 3 und 2,383 g in 950 ml HEPES Milli-Q-Wasser. PH-Wert auf 7,3 bis 7,4 unter Verwendung von 1 N NaOH. Stellen Sie die Lautstärke auf 1000 ml mit Milli-Q-Wasser. Entfernen 2 ml Lösung und ersetzen Sie sie mit 2 ml 1 M CaCl 2. (Frische PSS muss täglich hergestellt werden) </li><li> Bereiten Calcium (Ca 2+) kostenlos PSS: Für 100 ml PSS ohne Ca 2+, lösen sich 0,036 g KCl, 0,654 g NaCl, 0,029 g MgSO 4, 0,016 g KH 2 PO 4, 0,207 g Glucose, 0,218 g NaHCO 3, 0,238 g HEPES, 0,015 g EGTA und 0,0026 g Natriumnitroprussid (SNP) in 95 ml Milli-Q-Wasser. PH-Wert auf 7,3 bis 7,4 unter Verwendung von 1 N NaOH. Stellen Sie die Lautstärke auf 100 ml mit Milli-Q-Wasser. </li></ol> 2. Herstellung von Glas Kanülen <ol><li> Ziehen Glaspipettenum die 100-150 um gekippt Kanülen mit einer Pipette Abzieher nach Herstellerrichtlinien zu erzeugen. </li><li> Bevel die Glaskanüle Spitzen mit einem Mikroelektrodenschweißkantenformer, Feuer polieren sie und biegen Sie die Glaskanüle Tipps von ~ 45 ° unter Verwendung eines Hitzesonde. </li><li> Laden Sie die Kanülen in die Mikropipette Halter und befestigen Sie die Mikropipette Halter an der Perfusionskammer. </li></ol> 3. Herstellung der Perfusionskammer <ol><li> Rinse Perfusionskammer mit Milli-Q-Wasser, gefolgt von Sezieren Lösung für jede 5 min. Laden Sie die Kammer mit 2 ml Lösung Dissektion. </li><li> Saug-Dissektion Lösung durch die Kanüle mit 10 ml Spritze und füllen Sie sorgfältig die gesamte Kanüle und den beigefügten Schlauch blasenfrei. Absaugen vorsichtig, um die Erzeugung von Blasen zu verhindern. </li><li> Bereiten Sie zwei Nähte mit einem halben Knoten jeweils mit stumpfen Pinzette. Da ophthalmische Monofilament Nylonnaht (10-0, 0,2 metrische) verwendet werden, um die Knoten, die nur vorzubereiten1-2 mm im Durchmesser, kann Dissektionsmikroskop benötigt. </li><li> Visualisierung unter Dissektionsmikroskop Verwenden Dissektion Zange beide Kanülen mit teilweise geschlossenen Naht Knoten ein wenig weg von der Spitze zu laden. Später wurden diese Knoten wird vorsichtig auf die arterielle Durchbohrte Enden geschoben werden kann und vollständig geschlossen ist. </li></ol> 4. Sammlung von Mesenterialarterie Arcade von Sprague-Dawley Ratten <ol><li> Suchen Genehmigung der örtlichen Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) vor der Durchführung dieser Experimente. Haus Tiere in der Tierhaltung mit kontrollierter Temperatur und Beleuchtung und ermöglicht freien Zugang zu Wasser und einer kommerziellen Nagerfutter. </li><li> Ratten anästhesiert durch intraperitoneale Injektion von Ketamin (80 mg / kg) und Xylazin (10 mg / kg). Bestätigen tiefer Narkose durch Zehen Prise und bei Bedarf weitere Anästhetika verabreichen. </li><li> Nach der Bestätigung der chirurgischen Anästhesie, einschläfern das Tier durch Enthauptung. Folgen Sie AAALAC Richtlinien für utiLizing geeignete Methoden für die Tier Euthanasie. </li><li> Verwenden Sie eine Dissektion Schere und eine Zange, eine Mittellinie Laparotomie vom Becken bis Brustbein durchzuführen. Dies wird in zwei Schritten: Zuerst die Haut einzuschneiden und zweiten, einzuschneiden die zugrunde liegende Muskelschicht. Es ist darauf zu achten, dass die intra-abdominalen Organe verletzen werden. </li><li> Schneiden Sie das proximale Ende des Darms in der Nähe des Pylorus und das distale Ende in der Nähe des ileo-cecal Kreuzung. Binden Sie beide Enden getrennt des Lecks der Chymus und Kot wodurch Kontamination der extrazellulären Badlösung zu verhindern. Einzuschneiden Mesenterium an seiner Basis in der Nähe des Futtergefäß dh A. mesenterica superior und überweisen Sie den gesamten Dünndarm-mesenterica Bett in ein 50 ml Becherglas mit eiskaltem Sezieren Lösung. </li><li> Erlauben gewonnene Gewebe in eiskaltes Dissektion Lösung für 5 Minuten bleiben und spülen Sie mit frischem Dissektion Lösung loswerden Blut zu bekommen. </li></ol> 5. Isolierung und Kanülierung von 4 th </sup&gt; Sortieren Mesenterialarterie <ol><li> Festzunageln das proximale Ende des Darms auf der rechten Seite in einem Sylgard-beschichtete Schale. Verlängern Sie die verbleibenden Darm in einer gegen den Uhrzeigersinn Weg, Pinning das Segment unten, um die Mesenterium verteilt und das Aussetzen der Blutgefäße (Abbildung 1). Beachten Sie: Sie isolieren arterielle Segmente bei Raumtemperatur. Ansonsten legen wir mesenterica Arcade-Schüssel auf Eis enthält. Einige Labors, einschließlich derjenigen, an unserer Hochschule, verwenden Kühleinheiten zu Arterien bei 4 ° C zu sezieren. </li><li> Unter einem Stereo-Zoom-Mikroskop sezieren 3. und 4. Ordnung kleinen Mesenterialarterien (~ 260 &amp; mgr; m), die parallel zu den Dünndarm mit einer kleinen Schere. Erste sezieren entfernt all die Abdeckung Fett. Dann sezieren die Vene und zu isolieren, die Arterie mit V-förmigen Verzweigungspunkt. Achten Sie darauf, um das ausgewählte Segment zu punktieren. Starten Sie sezieren das Fett in der Nähe eines 2. Ordnung Zweig und finden Sie den Weg zu 3. oder 4. order Gefäße. <ol><li> Hinweis: Arterien und Venen können auf der Grundlage ihrer Wandstärke unterscheiden - Arterienwand dicker als die Vene. Außerdem, wenn angrenzende Bindegewebe sanft senkrecht zur Gefäße, Venen Zusammenbruch leicht, während Arterien nicht gezogen. Seit Arterien mit Lumendurchmesser &lt;400 &amp; mgr; m großen Standorten der systemischen Gefäßwiderstand, für dieses Protokoll verwendeten wir 4. Ordnung Ratte Mesenterialarterien (Lumendurchmesser &lt;300 &amp; mgr; m). </li></ol></li><li> Isolieren einer 4-5 mm Schnitt der Arterie parallel an den Dünndarm. Visualisieren Sie alle 5. Ordnung Branchen Einbettung in Dünndarm und schneiden Sie sie leicht von der Herkunft der Filialen und einen Teil zu bewahren. Diese erhaltenen Teile der Äste dienen als Haltestellen (mit Dissektion Zange) für die Übertragung von arteriellen Segmenten zu einer Perfusionskammer und anschließend führen ihre Kanülierung. </li><li> Dann schneiden Sie die arterielle Segmente, indem sie 2 Einschnitte distal5. Um Zweige auf jeder Seite der Arterie und überträgt es auf der Perfusionskammer (siehe Abbildung 1C und Legende). </li><li> Kanülieren einem Ende der Gefäße auf einem Glas-Mikropipette (Durchmesser: 100 bis 150 &amp; mgr; m) mit einer Pinzette Dissektion, indem die Spitzen der Arteriensegment mit Dissektion Pinzette. Schieben Sie den zuvor geladenen teilweise geschlossene Naht auf den kanülierten Ende und sichern. Hinweis: Das proximale Ende der Arterie kann auf die Glaskanüle, die servo-gesteuerten Druckregeleinrichtung verbunden ist, um in situ-Umgebung nachahmen kanüliert werden. </li><li> Anhängen einer Präparierlösung geladen 10 ml Spritze mit dem Sperrhahn in diese Kanüle, so daß Präparierlösung im Schlauch verbindet die Kanüle und Hahn übergeht, daß in der Spritze verbunden ist. Erhöhen Sie vorsichtig die Spritze. Die Gravitationskraft auf die Lösung, die intra vaskulären Blut von dem offenen Ende des Behälters zu entfernen. Nach dem Entfernen der intraarterieller BlutSchließen Sie den Wasserhahn. Hinweis: Alternativ legen Sie den Wasserhahn, um den Druckregler, einschalten und vorsichtig erhöhen den Druck auf 5-10 mm Hg, um das gleiche Ergebnis zu erzielen. </li><li> Binden das distale Ende der Gefäße auf eine zweite Glaskanüle durch vorsichtiges Bringen des anderen Kanüle so dicht wie möglich an der ungebundene Ende des Arteriensegment. Schieben Sie den zuvor geladenen teilweise geschlossene Naht auf den kanülierten Ende und sichern. Es muss darauf geachtet nicht zu zerren oder zu ziehen auf den arteriellen Segmenten werden. Stellen Sie sicher, dass Hähne auf beide Kanülen angebracht sind geschlossen. </li><li> Übertragen Perfusionskammer auf der Stufe der inversen Mikroskop mit Live-Videoaufzeichnungsgeräte. </li><li> Schließen Sie den Absperrhahn der Kanüle mit dem proximalen Ende der arteriellen Segment zu einem servogesteuerten Druckregelgerät gebunden und stellen Sie sicher, dass Hahn in die andere Kanüle befestigt bleibt geschlossen, um eine stabile intraluminale Druck aufrecht zu erhalten. </li><li> Als nächstes befestigen Sie den Vakuumschlauch, um die Ansaugöffnung einnd der Infusionsschlauch an die Perfusionsöffnung der Kammer. Hinweis: abgeschrägte Nadel-Port wird für Saug- und stumpfen Nadel-Port für die Perfusion verwendet. </li><li> Beginnen Perfusion Gefäß mit warmem PSS durch Einreihen-Lösung Heizer (37 ° C, wobei Gasgemisch äquilibriert: 5% CO 2, 5% O 2 und 90% N auf einen neutralen pH und eine angemessene Sauerstoffversorgung 17 zu erhalten) bei 2 ml / min unter Verwendung von eine peristaltische Pumpe. Drehen Sie das Vakuum auf auch. Legen Sie einen Thermistor in der Kammer auf Temperatur kontinuierlich zu überwachen. </li><li> Als die Temperatur der PSS in der Kammer nähert ~ 37 ° C (in der Regel innerhalb von 5 min), langsam steigern intraluminale Druck von 20 bis 100 mmHg und überprüfen Schiffe auf Dichtheit. Dies wird mit Hilfe der automatischen Druckeinstellung des Druckreglers erfolgen. Entsorgen Sie Gefäße mit Leck und Ersetzen mit einem anderen Segment. Die Schiffe mit Leckagen nicht in der Lage, um den Druck zu halten. </li><li> Beurteilen Sie die arterielle Segment biegt, während der Druck bei 100 mmHg beibehalten.Mit der Schraube-Hebel, bewegen Sie die Kanüle, um den arteriellen Segment zu begradigen. Nicht zu strecken die arterielle Segmente; das Ziel ist, in vivo arteriellen Segmentlänge zu imitieren. </li><li> Reduzieren Sie den Druck auf 70 mmHg (in vivo Druck im mesenterialen arcade 18 imitieren) und lassen Sie den arteriellen Segment zu stabilisieren und zu entwickeln myogenic Ton. Arterien variabel (40-70 mmHg) nach Versuchsstrategie und Gefäßbett unter Druck gesetzt werden. Ein zuvor veröffentlichten Aufsatz gibt einen hervorragenden Überblick über die Variabilität in MT in arterielle Segmente aus verschiedenen Gefäßbetten 8. </li></ol> 6. Messung der Arteriendurchmesser <ol><li> Ansicht Arterien 10X-Objektiv auf einem Mikroskop mit einem Schwarzweiß-Videoladungsgekoppelte Einrichtung Kamera ausgestattet. Messen Lumendurchmesser mit Hilfe von Video-Framegrabber und Echtzeit-Rand-Erkennungssystem. Eine Liste von Geräten verwendet wird, die in Tabelle 3 vorgesehen. </li><li> Überwachung und Aufzeichnung Gefäß diameter kontinuierlich. </li><li> Beachten Sie für die Entwicklung von MT. Hinweis: Es wird festgestellt, dass bei Ratten mesenterischen Arterien Widerstand bei 70 mmHg, Entwicklung von MT wird von ~ 20% Abnahme des Durchmessers gekennzeichnet. MT variiert je nach Gefäßbett und Tierarten. </li><li> Bestätigen Gefäß Lebensfähigkeit durch die Beurteilung Vasokonstriktor und gefäßerweiternde Reaktionen auf 1 uM Phenylephrin (Phe) und 1 &amp; mgr; M Acetylcholin (ACh). </li><li> Am Ende jedes Experiments bestimmen passive Durchmesser (PD) durch Inkubation von Arterien in Ca 2+ -freiem PSS für 20 min. </li></ol> 7. Myogenic Antwort <ol><li> Reduzieren Sie den Druck auf 20 mm Hg und damit der Durchmesser zu stabilisieren. Erhöhen Sie die intraluminale Druck in kleinen Schritten (20, 40, 60, 80 und 100) und bei jeder Druckstufe ermöglichen Arterien, um eine stabile Durchmesser (in der Regel innerhalb von 5 Minuten) zu erreichen. </li><li> Reduzieren Sie die intraluminale Druck auf 20 mmHg und Inkubation des arteriellen Segment in Ca 2+ -freien PSS enthält 0,39 mMEGTA und 0,1 mM SNP. Ermöglichen die arterielle Durchmesser zu stabilisieren (normalerweise 15 min). </li><li> Wiederholen Sie den Drucksprungantwort in Ca 2+ -freien PSS enthält 0,39 mM EGTA und 0,1 mM SNP. </li></ol> 8. Interpretation der Ergebnisse und Berechnung von Daten <ol><li> Berechnen Sie die MT als die prozentuale Differenz der für Ca 2+ beobachtet Durchmesser enthaltenden gegen Ca 2+ -freien PSS bei jedem Druck nach folgender Berechnung: <img alt="Gleichung 1" fo:src="/files/ftp_upload/50997/50997eq1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50997/50997eq1.jpg" /></li><li> Für Arterien unterziehen Gefäßbewegung des Durchmessers kann durch Mittelung der Plateauphase 1 min berechnet werden. Exprimieren die gesammelten Daten als Prozent der maximalen Erholung (% PD) gemäß der Beziehung:% PD = 100 x [&amp; Delta; D / PD]; &amp; Delta; D die Differenz zwischen dem Durchmesser vor und nach der Zugabe von jedem Untersuchungswirkstoff (z Phe); PD ist passive Durchmesser (auch diemaximaler Durchmesser). </li></ol>

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Autoren haben keine finanziellen Konflikte.

Kritischen Schritte, Fehlersuche und Änderungen In einem typischen isobaren Gefäß Vorbereitung wird die Arterie bei 70 mmHg zwischen zwei Glas Kanülen mit warmem (37 ° C) PSS perfundiert Druck gesetzt. Nach 30-45 min, Arterien entwickeln MT, gekennzeichnet durch spontane Abnahme des Durchmessers, die in 20-30 Minuten stabilisiert. Die Widerstandsarterien aus verschiedenen Gefäßbetten entwickeln variablen MT. Zum Beispiel Ratte Widerstand Mesenterialarterien entwickeln MT ~ 25% der PD, während c...

Kleinen Widerstand Arterien sind entscheidend für SVR und spielen eine wichtige Rolle in der Pathophysiologie von vielen Krankheiten 1,2. Erkrankungen wie Diabetes 3, Schwangerschaft 4, Ischämie-Reperfusion 5, Fettleibigkeit und Bluthochdruck 6,7 werden häufig mit veränderten Mikrogefäßfunktion. Vascular Myographie können nicht nur wichtige Erkenntnisse über Änderungen der mikrovaskulären Funktion bei verschiedenen Krankheiten, sondern auch dazu beitragen, therapeutische Ziele und bewerten die Wirksamkeit von vasoaktiven Verbindungen. Kreislauf-Funktion wurde unter Verwendung von isolierten kleinen Arterien unter isometrischen oder isobaren Bedingungen Gefäß 8 untersucht. Detaillierte Beschreibung der isometrischen Myographie anderswo 9 vorgesehen. Jedoch gibt es Unterschiede in den Daten aus isometrischen gegen isobaren Präparationen 10-12 erhalten. Da unter Druck Arterienpräparate erlauben die Untersuchung der mikrovaskulären Funktion in nahezu physiologischen Bedingungen, diegewonnenen Erkenntnisse können besser mit In-vivo-Verhalten der Gefäßbett 8,13 korrelieren. Im Jahr 1902 die Wirkung von transmuralen Druck zuerst beschrieben Bayliss auf Gefäßdurchmesser 14. Er beobachtete, in kleinen Widerstand Arterien von verschiedenen vaskulären Betten von Kaninchen, Katzen und Hunden, die eine Abnahme des Drucks wurde durch Vasodilatation gefolgt, und eine Zunahme der Druck wurde durch Vasokonstriktion gefolgt. Dieses Phänomen ist als myogenen Reaktion bekannt. Bayliss und nachfolgende Forscher festgestellt, dass in isobaren Bedingungen geringen Widerstand Arterien entwickeln nachhaltige Verengung als MT 15,16 bekannt. Sowohl myogenen Antwort und MT kann durch Verwendung von Druck Myographie (PM) -Verfahren bewertet. PM wird in erster Linie verwendet, um Vasoaktivität der kleinen Arterien, Venen und anderen Fahrzeugen zu bestimmen. Neben der Beurteilung der Wirkung von vasoaktiven Verbindungen auf Gefäßdurchmesser, PM - wie der Name sagt - wird verwendet, um intravaskuläre Druck-vermittelte ch bewertenanges auf Gefäßdurchmesser. In den letzten Jahrzehnten Fortschritte in der Computer-Software, die eine verbesserte Videomikroskopie und Glaspipette Ziehen, haben PM leichter durchzuführen hat. Jedoch bleibt Dissektion von lebensfähigem intaktem Segmente kleiner Blutgefäße mühsam und manchmal schwierig. Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll zur myogenen Reaktion in kleinen mesenterialen Widerstandsarterien von Ratten isoliert studieren.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Chemisch</stark></td></tr><tr><td>Acetylcholin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A6625</td><td></td></tr><tr><td>Calciumchlorid (CaCl2)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>223506</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-Glukose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G5767</td><td></td></tr><tr><td>Ethylenglykol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N',N'-Tetraessigsäure (EGTA)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E3889</td><td></td></tr><tr><td>Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E9884</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H3784</td><td></td></tr><tr><td>Magnesiumsulfat (MgSO4)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>MOPS</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M5162</td><td></td></tr><tr><td>Phenylephrin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P6126</td><td></td></tr><tr><td>Kaliumchlorid (KCl)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>Kaliumphosphat (KH2PO4)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5655</td><td></td></tr><tr><td>Natriumbicarbonat (NaHCO3 )</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S6014</td><td></td></tr><tr><td>Natriumchlorid (NaCl)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>Natriumhydroxid (NaOH)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5881</td><td></td></tr><tr><td>Natriumnitroprussid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>13451</td><td></td></tr><tr><td>Monobasisches Natriumphosphat-Monohydrat (NaH2PO4)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9638</td><td></td></tr><tr><td>Natriumpyruvat</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P8574<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">Tabelle 1.</td></tr><tr><td colspan="4"><table border="1"> <tbody> <tr> <td>Physiologische Salzlösung (1.000 ml)</td> <td> mM</td> <td></td> </tr> <tr> <td>KCl</td> <td>4.9</td> <td>0.365 g</ td> </tr> <tr> <td>NaCl</td> <td>112</td> <td>6.545 g</td> </tr> <tr> <td>MgSO4.7H2O</td> <td>1.2</td> <td>0.296 g</td> </ tr> <tr> <td>KH2PO4</td> <td>1.2</td> <td>0.163 g</td> </tr> <tr> <td>Glucose</td> <td>11.5</td> <td>2.072 g</td> </tr> <tr> <td>NaHCO3</td> <td>26</td> <td>2.184 g</td> </tr> <tr> <td>HEPES</td> <td>10</td> <td>2.383 g</td> </tr> <tr> <td>CaCl2 </td> <td>2</td> <td>2 ml (1M Lager)</td> </tr> <tr> <td>De-ionisiertes Wasser</td> <td></td> <td>998 ml</td> </tr> <tr> <td>Ca2+ freie physiologische Salzlösung (100 ml)</td> <td> mM</td> <td></td> </tr> <tr> <td>KCl</td> <td>4.9</td> <td>0.036 g</td> </tr> <tr> <td>NaCl</td> <td>112</td> <td> 0,645 g</td> </tr> <tr> <td>MgSO4.7H2O</td> <td>1,2</td> <td>0,029 g</td> </tr> <tr> <td>KH2PO4</ td> <td>1,2</td> <td>0,016 g</td> </tr> <tr> <td>Glucose</td> <td>11,5</td> <td>0,207 g</td> </tr> <tr> <td>NaHCO3</td> <td>26</td> <td> 0,218 g</td> </tr> <tr> <td>HEPES</td> <td>10</td> <td>0,238 g</td> </tr> <tr> <td>EGTA </td> <td>0,39</td> <td>0,015 g</td> </tr> <tr> <td>Natriumnitroprussid </td> <td>0,1</td> <td>0,0026 g</td> </tr> <tr> <td>deionisiertes Wasser</td> <td></td> <td>100 ml</td> </tr> <tr> <td>Dissektionslösung, Lager (500 ml)</td> <td> mM</td> <td></td> </tr> <tr> <td>NaCl</td> <td>145</td> <td>21,18 g</td> </tr> <tr> <td>KCl</td> <td>4,7</td> <td>0,875 g</td> </tr> <tr> <td>MgSO4</td> <td>1,2</td> <td>0,739 g</td> </tr> <tr> <td>MOPS</td> <td>2</td> <td>1,049 g</td> </tr> <tr> <td>EDTA</td> <td>0,02</td> <td>0,019 g</td> </tr> <tr> <td>De-ionisiertes Wasser</td> <td></td> <td>500 ml</td> </tr> <tr> <td>Arbeitslösung (100 ml)</td> <td> mM</td> <td></td> </tr> <tr> <td>Dissektionslösung Stamm</td> <td>20 ml</td> </tr> <tr> <td>Glukose</td> <td>1,2</td> <td>0,091 g</td> </tr> < tr> <td>NaH2PO4</td> <td>5</td> <td>0,016 g</td> </tr> <tr> <td>Natriumpyruvat</td> <td>2</td> <td>0,022 g</td> </tr> <tr> < td>CaCl2</td> <td>2</td> <td>0,2 ml (1M Lager)</td> </tr> <tr> <td>De-ionisiertes Wasser</td> <td></td> <td>79,8 ml</td> </tr> </tbody> </table></td></tr><tr><td colspan="4">Table 2. Zusammensetzung der experimentellen Lösungen</td></tr><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>CCD Monochrome Kamera</td><td>Die Bildgebungsquelle</td><td>DMK 21AU04</td><td></td></tr><tr><td>Einzelne Inline-Lösungsheizung</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0102</td><td></td></tr><tr><td>Thermistor</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0108</td><td></td></tr><tr><td>Dualer automatischer Temperaturregler</td><td>Warner Instruments</td><td>TC-344B</td><td></td></tr> Flammender<tr><td>/Brauner Mikropipettenabzieher</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Fluoreszenzsystem-Schnittstelle</td><td>IonOptix</td><td>Modell FSI-700</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette und Schere </td><td>World Precision Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ion Wizard-Core und Analyse</td><td>IonOptix</td><td>Ion Wizard 6.0</td><td></td></tr><tr><td>Laborschläuche</td><td>Silastic</td><td>508-005</td><td></td></tr><tr><td>Männlich Sprague Dawley</td><td>Ratte Harlan Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Master Flex Konsolenantrieb</td><td>Cole-Parmer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Milli-Q Plus Reinstwassersystem</td><td>Millipore</td><td>ZD5211584</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic Monofil Nylon Naht </td><td>Ethicon</td><td>9007G</td><td></td></tr><tr><td>Photometrie und Dimensionierung Mikroskop</td><td>Motic</td><td>AE31</td><td></td></tr><tr><td>Druckservoregler mit Peristaltikpumpe und Druckwandler</td><td>Living Systems Instrumentation</td><td>PS-200</td><td></td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Nikon Instruments Inc</td><td>SMZ660</td><td></td></tr><tr><td>Vessel Chamber</td><td>Living Systems Instrumentation</td><td>CH-1</td><td></td></tr><tr><td>Dissektionsschale</td><td>Living Systems</td><td>Instrumentation DD-90-S</td><td></td></tr><tr><td>Dünnwandige Glaskapillaren</td><td>World Precision Instruments</td><td>TW120-6</td><td></td></tr><tr><td>Microforge</td><td>Stoelting</td><td>51550<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">Table 3.</td></tr></tbody></table>

beurteilung myogenic antwort und vasoaktivität in resistance mesenterialarterien mit druck myographie

Assessing Myogenic Response and Vasoactivity In Resistance Mesenteric Arteries Using Pressure Myography

Geringen Widerstand Arterien verengen und zu dilatieren bzw. in Reaktion auf erhöhte oder verringerte intraluminale Druck; Dieses Phänomen, das als myogene Reaktion bekannt ist ein Schlüsselregulator der lokalen Durchblutung. In isobar kleinen Widerstand Arterien anhaltend in Verengung als myogene Tonus (MT), die eine wichtige Determinante für den systemischen Gefäßwiderstand (SVR) ist bekannt. Daher ex vivo unter Druck stehende Präparate von kleinen Widerstand Arterien sind wichtige Werkzeuge, um mikrovaskulären Funktion in nahezu physiologische Zustände zu studieren. Um dies zu erreichen, wird eine frisch isolierte intakte Segment eines kleinen Widerstandsader (Durchmesser ~ 260 &amp; mgr; m) auf beiden Glas Kanülen und unter Druck gelagert ist. Diese Arterienpräparate behalten die meisten in vivo Eigenschaften und Genehmigung Beurteilung der Gefäßtonus in Echtzeit. Hier bieten wir Ihnen ein detailliertes Protokoll für die Beurteilung Vasoaktivität in Druck kleiner Widerstand Mesenterialarterien von Ratten; diese Arterien entwickelnpermanente Vasokonstriktion - etwa 25% des maximalen Durchmessers - wenn sie bei 70 mm Hg Druck. Diese arterielle Zubereitungen können verwendet werden, um die Wirkung der Verbindungen auf die experimentellen Verhältnis zwischen intra-arteriellen Blutdruck und Vasoaktivität untersuchen und zu bestimmen, Änderungen der mikrovaskulären Funktion in Tiermodellen von verschiedenen Krankheiten.

Schematische Darstellung eines typischen Druck Myographions Aufbau ist in Abbildung 1 dargestellt. Die beiden Enden des Schiffes sind mit einer Glasmikropipette kanüliert und mit Nähten auf beiden Seiten gesichert. Über eine Rohrleitung und einer offenen Absperrhahn wird eine Kanüle in eine servogesteuerte Druckregler verbunden ist; die andere Kanüle in einen geschlossenen Absperrhahn verbunden. Die Kammer ist mit PSS und Gefäßdurchmesser Änderungen werden durch ein umgekehrtes Mikroskop, um eine CCD-Ka...

Druck Myographie wird verwendet, um Vasoaktivität der kleinen Arterien, die anhaltende Verengung zu entwickeln, wenn unter Druck zu bewerten. Diese Handschrift ein detailliertes Protokoll, um in isolierten Segmenten der kleinen Mesenterialarterien von Ratten, Vasoaktivität und die Wirkung der intraluminale Druck auf die Gefäßdurchmesser zu bewerten.

Beurteilung Myogenic Antwort und Vasoaktivität In Resistance Mesenterialarterien Mit Druck Myographie

Small resistance arteries constrict and dilate respectively in response to increased or decreased intraluminal pressure; this phenomenon known as myogenic ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Wirkung eines pharmakologischen Wirkstoffs oder eines Krankheitszustands auf den druckinduzierten vaskulären Tonus in kleinen mesenterialen Widerstandsarterien zu bestimmen. Dies wird erreicht, indem zunächst die mesenteriale Arterienbogen aus einem murinen Modell isoliert wird. Der zweite Schritt besteht darin, die Arterien vierter Ordnung, also kleine Widerstandsarterien, zu präparieren.Die nächsten Schritte sind die Kanülierung, die Druckbeaufschlagung und die Inkubation der arteriellen Präparation. In PSS ist der letzte Schritt die Beurteilung der physiologischen Integrität der arteriellen Präparation, die durch die spontane Entwicklung eines vaskulären Tonus sowie durch eine geeignete, umkehrbare Reaktion auf einen Vasokonstriktor und einen Vasodilatator nachgewiesen wird. Letztendlich kann die druckinduzierte Konstriktion gemessen werden.Die Bedeutung dieser Technik erstreckt sich auf die Therapie oder Diagnose von Hypertonie, Hypotonie oder vaskulärer Dysfunktion. Da diese Technik Schlüsselmechanismen identifiziert, die den druckinduzierten Veränderungen des vaskulären Tonus zugrunde liegen, einem entscheidenden Fak

assessing-myogenic-response-vasoactivity-resistance-mesenteric

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Eine automatisierte Myographie Methode zur Kraftmessung in isolierten mesenterialen Arterien beschrieben. Es beschäftigt Mulvany-Halpern Auto Dual Wire Myographions 510A, um Antworten auf Phenylephrin und extrazelluläres Calcium zu bestimmen. Die Methode ermöglicht eine konsistente Bestimmung der isometrischen Antworten auf Agonisten in kleinen Gefäßen mit einem Durchmesser von 60 bis 300 um, unabhängig.

A. mesenterica Kontraktion und Entspannung Studies Verwendung automatisierter Draht Myographie

Messungen der KV7 (KCNQ) Kaliumkanal-Aktivität in isolierten arteriellen Myozyten (mit Patch-Clamp-elektrophysiologischen Techniken) parallel mit Messungen constrictor / Dilatator Antworten (mit Druck Myographie) können wichtige Informationen über die Rolle von KV7 Kanäle in vaskulären glatten Muskelzellen Physiologie offenbaren und Pharmakologie.

Exploring arteriellen glatten Muskelzellen KV7 Kalium Kanal Funktion mit Patch-Clamp-Elektrophysiologie und Druck Myographie

In Druck Myographie, wird ein intaktes kleines Segment von einem Schiff auf zwei kleine Kanülen angebracht und unter Druck gesetzt, um eine geeignete luminalen Druck. Hier beschreiben wir die Methode Vasorelaxation Reaktion der Maus 3...

Beurteilung Murine Widerstand Artery Funktion Mit Druck Myographie

Dieses Manuskript beschreibt in Vitro Videomikroskopie Protokolle für die Bewertung der Gefäßfunktion in Ratte zerebralen Widerstand Arterien. Das Manuskript beschreibt auch Techniken für die Bewertung der kapilläre Dichte mit Gewebekulturen beschrifteten Lektine und Gewebe Perfusion mit Laser-Doppler-Flowmetry.

Bewertung der vaskulären Kontrollmechanismen Nutzung Videomikroskopie der isolierten Widerstand Arterien von Ratten

Myograph Leitertechnik dient zur vaskulären glatten Muskelzellen Funktionen und Bildschirm neue Drogen zu untersuchen. Wir berichten über ein detailliertes Protokoll zur Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie und für das screening von neuen Muskelrelaxantien von vaskulären glatten Muskelzellen.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

Das Protokoll beschreibt die Verwendung von Drahtsynografie zur Bewertung der transmural isometrischen Spannung von mesenterischen Arterien, die von Mäusen isoliert sind, unter besonderer Berücksichtigung der Modulation durch Faktoren, die aus Endothelzellen und perivaskulären Fettgewebe freigesetzt werden.

Bewertung der Reaktion der Gefäß-Tone mit isolierten mesenterischen Arterien mit einem Schwerpunkt auf der Modulation durch Perivascular Adipose Tissues

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Konzepte und die technische Anwendung der tensometrischen Myographentechnik unter Verwendung eines Mehrkammer-Myographensystems bei der experimentellen ex vivo Bewertung der Aortenendothelfunktion der Maus.

Messung der endothelabhängigen Vasorelaxation in der thorakalen Aorta der Maus mittels tensometrischer Kleinvolumenkammermyographie

Eine neue Technik, um die Drücke innerhalb des Schädels aufnehmen beschrieben. Die minimal-invasive Methode verwendet eine Glasfaser-Druck-Sensing-System genau zu messen Hirndruck (ICP) in narkotisierten Ratten ohne wesentliche Hirn-Trauma. Die Technik kann in einem weiten Bereich von experimentellen Modellen verwendet werden.

Epidurale Intrakranielle Druckmessung in Ratten mit einem LWL-Druckaufnehmer

Der Dünndarm wird häufig Giftstoffe, die den Blutfluss zu beeinflussen, und kann sich negativ auf die Nährstoffabsorption ausgesetzt. Mit Hilfe eines multimyograph und A. und V. mesenterica isoliert, Verbindungen oder Giftstoffe von Interesse für Vasoaktivität abgeschirmt werden.

Isolierung und Verwendung von Rinder Abschnitte A. und V. mesenterica als Bioassay für Vasoaktivität im Dünndarm Testen

Dieses Manuskript bietet ein Protokoll für die Implantation von Telemetern in die Maus zum Zwecke der Messung des intrauterinen Drucks während der Schwangerschaft.

Intrauterine Telemetrie zur Maus Kontraktionsdruck messen<em&gt; In-vivo-</em

Erfahren Sie die Druckmyographie zur Bewertung vaskulärer Reaktivität in kleinen mesenterialen Widerstandsarterien. Diese Methode ermöglicht die Messung myogener Kontraktionen und pharmakologischer Reaktionen.

Beurteilung Myogenic Antwort und Vasoaktivität In Resistance Mesenterialarterien Mit Druck Myographie

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