Name: Helminthensammlung und -bestimmung von Wildtieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-14T20:15:00.000+00:00
Duration: 9 min 37 s
Description: Lernen Sie die standardisierte Protokollierung zur Helminthensammlung und -bestimmung von Wildtieren. Diese Methode umfasst Nekropsie, Organuntersuchung, Parasitenextraktion, Konservierung und morphologische Identifizierung durch Klärung und Färbung.

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Die Autoren danken Dr. Joe N. Caudell, Krankheitsbiologe für das Indiana USDA APHIS Wildlife Services Program an der Purdue University, für die Bereitstellung von Proben, die für die Sammlung von Helminthen für die Produktion dieses Videos verwendet wurden. Jennifer Serafin bereitete alle chemischen Lösungen vor.

Tiere, die in den folgenden Experimenten verwendet wurden, wurden tot als Verkehrstote aufgefunden.
1. Tierautopsie und Screening der wichtigsten Organe für die Helminthensammlung
<ol>
	<li>Positionieren Sie das Tier auf einer ebenen Fläche und untersuchen Sie alle äußeren Öffnungen einschließlich Ohren, Mundhöhle und Augen mit einer Lupe auf das Vorhandensein von Nematoden (rund) und Trematoden (flach und nicht segmentiert) (siehe Abbildung 1).</li>
	<li>Wenn Sie mit Vögeln arbeiten, waschen Sie es mit Leitungswasser, um die Federn vor dem Präparieren zu befeuchten.</li>
	<li>Machen Sie mit einer scharfen Klinge oder einem scharfen Messer und mit Hilfe einer Präparierzange einen Schnitt über die Bauchhöhle und achten Sie darauf, dass keine Organe reißen. Bei Schildkröten mit einem harten Panzer schneiden Sie mit einer Handsäge den Knochen im Brückenbereich zwischen Brust- und Bauchschuppen durch.</li>
	<li>Öffnen Sie die Brusthöhle wie oben; bei großen Tieren kann ein Knochenschneider oder eine kleine Handsäge erforderlich sein, um die Rippen zu durchtrennen.</li>
	<li>Wenn Sie mit Vögeln arbeiten, untersuchen Sie die Luftsäcke vor Ort, bevor Sie Organe entfernen. Verwende bei Bedarf eine Lupe.</li>
	<li>Untersuchen Sie beide Hohlräume auf Filarien-Spulwürmer und große Trematoden.</li>
	<li>Bevor Sie den Magen-Darm-Trakt aus der Bauchhöhle entfernen, binden Sie einen Faden in der Nähe des Anfangs der Speiseröhre und einen weiteren am Ende des Dickdarms (Enddarm).</li>
	<li>Trennen Sie die folgenden Thoraxorgane in Petrischalen (oder Glasschalen, wenn die Organe zu groß sind) zur Untersuchung unter einem Stereomikroskop (10-30x): Herz und große Blutgefäße, Luftröhre und Lunge.</li>
	<li>Leber, Gallenblase und -gang, Bauchspeicheldrüse, Milz, Nieren und Harnblase werden entnommen und wie in Schritt 1.8 beschrieben untersucht.</li>
	<li>Entfernen Sie das gesamte Verdauungssystem und legen Sie jeden Abschnitt in Glasschalen/Tabletts.</li>
	<li>Nach der Organentnahme waschen Sie die Körperhöhle mit einem Schlauch oder einer Spritzflasche, die mit 0,9 % Kochsalzlösung gefüllt ist, in ein 106 μm Maschensieb und untersuchen Sie den Siebinhalt unter einem Stereomikroskop auf das Vorhandensein von Filarienwürmern oder Bluttrematoden.</li>
	<li>Öffnen Sie jeden Abschnitt des Verdauungstraktes mit einer Schere, kratzen Sie die Schleimhaut ab und untersuchen Sie sie sorgfältig auf das Vorhandensein von großen Parasiten (>1 cm). Verwende bei Bedarf eine Lupe. Der Rüssel von Acanthocephalanen ist oft tief in der Darmwand verankert und muss möglicherweise vorsichtig mit einer Pinzette und/oder einer kleinen Schere aus dem Gewebe gezogen werden.</li>
	<li>Legen Sie jeden geöffneten Abschnitt unter fließendes Wasser und waschen Sie den gesamten Inhalt in ein 106 μm Sieb, wie in Schritt 1.11 beschrieben.</li>
	<li>Öffnen Sie das Herz und die großen Blutgefäße (Lungen- und Aorta), die Luftröhre sowie die Harn- und Gallenblase und untersuchen Sie den Inhalt auf die gleiche Weise.</li>
	<li>Schneide und toupiere feste Organe wie Lunge, Leber, Nieren, Milz und Bauchspeicheldrüse mit einer scharfen Klinge und Pinzette. Waschen Sie sie unter fließendem Wasser in ein 106 μm großes Sieb, wie in Schritt 1.11 beschrieben.</li>
	<li>Notieren Sie die Arten der gefundenen Parasiten, die Anzahl der einzelnen Parasiten und das/die Organ(e), in dem/die sie gefunden werden. Die Fixierungs- und Färbemethoden sind unten aufgeführt.</li>
	<li>Beschriften Sie Fläschchen/Gläser, indem Sie ein kleines Stück einer einfachen Karteikarte mit Bleistift beschreiben (Tinte und linierte Karteikarten "laufen" in Alkohol- und Fleckenproben).</li>
</ol>
2. Konservierung von Helminthen
<ol>
	<li>Helminthen, die für spätere genetische Studien konserviert werden müssen, geben Sie sie direkt in 80-90%iges Ethanol (ohne Glycerin). Das Ethanol sollte durch Verdünnung von 95 % Ethanol, vorzugsweise in Reagenzqualität, hergestellt werden (Tabelle 1). Lassen Sie diese Proben niemals Formalin aussetzen, da Formalin die DNA in einen unbrauchbaren Zustand abbaut.</li>
	<li>Legen Sie lebende Trematoden auf einen Objektträger aus Glas in einen Tropfen Kochsalzlösung, legen Sie einen gläsernen Deckglas auf und führen Sie den Objektträger über eine Flamme, ohne die Kochsalzlösung zu kochen.
	<ol>
		<li>Lassen Sie den Objektträger in eine Petrischale fallen, die AFA (Alkohol-Formalin-Essigsäure, siehe Tabelle 1) enthält, und lassen Sie den Deckel abschwimmen.</li>
		<li>Ein bis mehrere Tage in AFA fixieren, mit Leitungswasser abspülen und zur Langzeitlagerung in 5-ml-Glasfläschchen (oder größere Glasfläschchen/Gläser je nach Größe und Anzahl der Parasiten) umfüllen, die mit 70% Ethanol gefüllt sind.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Fixieren Sie tote Trematoden in AFA oder 10 % gepuffertem Formalin für 48 Stunden und geben Sie sie dann zur Langzeitlagerung in ein mit 70 % Ethanol gefülltes Fläschchen/Glas.</li>
	<li>Entspannen Sie lebende Cestoden in einer Petrischale, indem Sie sie mit fast kochendem Wasser übergießen und dann zur Langzeitlagerung in ein mit 70 % Ethanol gefülltes Fläschchen/Glas umfüllen.</li>
	<li>Entspannen Sie lebende Acanthocephalane, indem Sie sie in einer Petrischale für ein bis mehrere Stunden in Leitungswasser im Kühlschrank (~4 °C) legen, bis der Rüssel vollständig umgestülpt ist (dies kann bis zu 24 Stunden dauern). Zur Langzeitlagerung in ein mit 70 % Ethanol oder AFA gefülltes Fläschchen/Glas umfüllen.</li>
	<li>Tote Cestoden und Acanthocephalane sind genauso zu behandeln wie tote Trematoden (siehe oben).</li>
	<li>Lebende kleine (<5 mm) oder zerbrechliche Nematoden (z. B. Trichostrongyliden, Kapillariden) in heißem (siedennahe) 70%igem Ethanol abtöten und in einem Fläschchen/Glas aufbewahren, das mit 70 % Ethanol und 5 % Glycerin (Tabelle 1) gefüllt ist, um die Würmer im Falle einer Verdunstung zu konservieren.</li>
	<li>Töten (und reinigen) mittlere bis große (>5 mm) Nematoden (z. B. Ascariden, Spiruriden, Oxyuriden, Filariden) ab, indem sie mit kalter Eisessigsäure in eine Petrischale gegeben werden (Tabelle 1) und nach 15 Minuten in ein mit 70 % Ethanol und 5 % Glycerin gefülltes Fläschchen/Glas überführt werden. Die Essigsäure kann auf diese Weise wiederholt verwendet werden.</li>
	<li>Tote Nematoden direkt in ein Fläschchen/Glas geben, das mit 70 % Ethanol und 5 % Glycerin gefüllt ist.</li>
</ol>
3. Taxonomische Identifizierung von Helminthen
<ol>
	<li>Bereiten Sie Harris' Hämatoxylin vor, indem Sie Hämatoxylin in Alkohol und Ammoniumaluminiumsulfat in Wasser mit Hitze auflösen. Beide Lösungen mischen und zum Kochen bringen.
	<ol>
		<li>Natriumjodat hinzufügen und 2-3 Min. kochen lassen. Die Lösung (541 Filterpapier) filtrieren, nachdem sie wieder Raumtemperatur erreicht hat.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Überfärben Sie Trematoden, Cestoden und Acanthocephalane, indem Sie sie über Nacht in verdünntem (1:10) Harris-Hämatoxylin oder Semichon-Karmin belassen (siehe Tabelle 1).
	<ol>
		<li>Entfärben Sie es mit 70 % saurem Ethanol, bis die Organe sichtbar sind (kann zwischen einigen Sekunden und über einer Stunde dauern und sollte genau beobachtet werden).</li>
		<li>Stoppen Sie die Entfärbung, indem Sie die Proben für mindestens 30 Minuten auf 70 % basisches Ethanol umfüllen. Als nächstes dehydrieren Sie sie in einer Reihe von abgestuften Ethanolen (80 %, 95 %, 100 %) und klären Sie sie in Xylol oder Methylsalicylat auf.</li>
		<li>Montieren Sie die Proben auf einen Objektträger, nachdem Sie einen Tropfen Kanadabalsam und ein Deckglas hinzugefügt haben. Über Nacht trocknen lassen.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kleine bis mittlere Nematoden und Acanthocephalane für 15-30 min in temporären Halterungen von Lactophenol auf einem Objektträger mit Deckglas reinigen.
	<ol>
		<li>Verwenden Sie 80% Phenol für bis zu 60 Minuten für große Nematoden (Asariden und Spiruriden) und Acanthocephalane. Untersuchung unter einem Lichtmikroskop (40-400X) zur Beurteilung kleinerer Strukturen (männliche Spikulen und Haken).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Verwenden Sie die folgenden Ansätze für die Untersuchung von Sonderstrukturen.
	<ol>
		<li>Bei Cestoden wird das Scolex abgeschnitten und auf einen Objektträger in Lactophenol und "Squash" mit einem Deckglas zum Messen und Zählen von rostellaren Haken gelegt (siehe Abbildung 1B).</li>
		<li>Bei Nematoden schneiden Sie das vordere Ende ab und montieren Sie es auf einem Objektträger, geben Sie ein paar Tropfen Lactophenol (ohne Deckglas) oder in Glyceringelee für eine dauerhafte Halterung (mit Deckglas) und beobachten Sie die Mundwerkzeuge unter einem Lichtmikroskop (35-400X) (siehe Abbildung 1D).</li>
		<li>Schneiden Sie die Schwänze großer Nematoden ab und montieren Sie sie auf einen Objektträger aus Lactophenol mit Deckglas, um die ventralen Papillen und die Morphologie der Spikulen bei Männchen unter einem Lichtmikroskop zu beobachten (siehe Abbildung 1D).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Identifizieren Sie Parasiten für Arten unter Verwendung einer Kombination aus Primärliteratur und taxonomischen Standardreferenzen, wie z. B.:
	<ol>
		<li>Trematoden: Yamaguti (1958, 1971)3,4 und Gibson et al. 5-7</li>
		<li>Acanthocephalane: Yamaguti8</li>
		<li>Cestoden: Yamaguti9, Schmidt10 und Khalil et al. 11</li>
		<li>Nematoden: Yamaguti12 und Anderson et al. 13</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Verwahrstelle von Helminthen in der U.S. National Parasite Collection
<ol>
	<li>Hinterlegung repräsentativer Helminthenexemplare bei der U.S. National Parasite Collection (USNPC). Dies ist für die meisten Parasitenzeitschriften obligatorisch. Nach der Einreichung erhält jede Helminthenart eine Zugangsnummer für die Aufnahme in Handschriften.</li>
	<li>Geben Sie bei der Einreichung von Proben folgende Informationen an: 1) Wissenschaftlicher Name des Parasiten; 2) Informationen über den Wirt (Art, Längen-/Breitengradkoordinaten des geografischen Standorts); 3) Organ im Wirt; 4) Name der Entnahme der Proben und Datum der Entnahme; 5) Art des verwendeten Fixiermittels, Flecks oder Räum-/Eindeckmediums; 6) Standort anderer Sammlungen (Museums- und Zugangsnummern), wenn an anderer Stelle zusätzliche Exemplare eingereicht werden; und 7) Informationen zu Veröffentlichung und Zeitschrift. Diese Daten sollten ebenfalls zusammen mit den Proben und unter separater Abdeckung gesendet werden.</li>
	<li>Verpacken Sie die Proben in starken Behältern mit stoßfestem, absorbierendem Material. Klebeband/Parafilm schrauben Sie Verschlüsse auf Glasfläschchen und legen Sie jedes Fläschchen in eine separate Plastiktüte. Wickeln Sie die Dias in Papier ein und legen Sie sie in eine Diabox mit stoßdämpfendem Material dazwischen.</li>
	<li>Senden Sie die Proben und den separaten Brief mit Informationen über die Proben an: U.S. National Parasite Collection, USDA, ARS, ANRI, Bldg. 1180, BARC-East, 10300 Baltimore Avenue, Beltsville, MD 20705-2350.</li>
</ol>

<ol><li>Atkinson, C. T., Thomas, N. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAtkinson%2C+CT+%22Parasitic+Diseases+of+Wild+Birds%22">Parasitic Diseases of Wild Birds</a>. Hunter, D. B. , John Wiley & Sons, Blackwell Press. Hoboken, New Jersey, USA. (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Parasitic+Diseases+of+Wild+Mammals%22">Parasitic Diseases of Wild Mammals</a>. Samuel, W. M., Pybus, M. J., Kocan, A. A. , Second Edition, Iowa State University Press. Ames, Iowa, USA. (2001).</li>
<li>Yamaguti, S. Parts 1 and 2. The Digenetic Trematodes of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. I, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1958).</li>
<li>Yamaguti, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Synopsis+of+Digenetic+Trematodes+of+Vertebrates%22">Synopsis of Digenetic Trematodes of Vertebrates</a>. I and II, Keigaku Publishing Company. Tokyo, Japan. (1971).</li>
<li>Gibson, D. I., Jones, A., Bray, R. A. Keys to the Trematoda. 1, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2002).</li>
<li>Jones, A., Bray, R. A., Gibson, D. I. Keys to the Trematoda. 2, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2005).</li>
<li>Bray, R. A., Gibson, D. I., Jones, A. Keys to the Trematoda. 3, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2008).</li>
<li>Yamaguti, S. Acanthocephala of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. V, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1963).</li>
<li>Yamaguti, S. The Cestodes of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. II, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1959).</li>
<li>D, G. Keys to the Cestode Parasites of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aD%2C+G+%22CRC+Handbook+of+Tapeworm+Identification%22">CRC Handbook of Tapeworm Identification</a>. , CRC Press Inc. Boca Raton, Florida, USA. (1986).</li>
<li>Khalil, L. F., Jones, A., Bray, R. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKhalil%2C+LF+%22Keys+to+the+Cestode+Parasites+of+Vertebrates%22">Keys to the Cestode Parasites of Vertebrates</a>. , CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (1994).</li>
<li>Yamaguti, S. The Nematodes of Vertebrates. Parts 1 and 2. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. III, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1961).</li>
<li>Anderson, R. C., Chabaud, A. G., Willmott, S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates: Archival Volume (Nos). 1-10. , CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2009).</li>
</ol>

Wir haben nichts offenzulegen

Es ist äußerst schwierig, Wurmparasiten, auch als Gattung, auf der Grundlage von schlechtem Material zu identifizieren. Insbesondere Cestoden und Trematoden neigen dazu, nach dem Tod des Wirts abzusterben und sich ziemlich schnell zu verschlechtern. Die Taxonomie der Cestoden hängt stark von der Anzahl, Größe und Form der rostellaren Haken ab, die oft in gefrorenem Material verloren gehen. Gleiches gilt für bestimmte Trematoden mit Stacheln um den oralen Sauger wie Echinostomien und Heterophyide, die ebenfalls häufig ver...

Wirbeltiere werden von vier Hauptgruppen von Helminthen (Würmern) parasitiert. Zwei der Gruppen, Trematoden oder Egel und Cestoden oder Bandwürmer, gehören zum Stamm der Platyhelminthes. Die beiden anderen Gruppen sind die Nematoden oder Spulwürmer (Nematoden) und die Acanthocephalans oder Dornenkopfwürmer (Acanthocephala). Viele dieser Parasiten sind als Ursachen für Morbidität und Mortalität bei Wildvögeln und Säugetieren dokumentiert1,2.
Die meisten Helminthen haben komplexe Lebenszyklen, an denen mehr als ein Wirt beteiligt ist1,2 . Zum Beispiel haben Trematoden einen oder zwei Zwischenwirte (in der Regel wirbellose Tiere) und einen Endwirt. Alle Wirte müssen verfügbar sein, damit der Zyklus abgeschlossen werden kann und somit adulte Helminthen in den endgültigen Wirten (die Gegenstand dieses Manuskripts sind) vorhanden sind. Daher ist es wichtig zu bedenken, dass saisonale Schwankungen in der Prävalenz und Intensität einiger Wurmarten auftreten können und ein langfristiges Monitoring wünschenswert ist, um die vollständige Wurmung der Auna eines bestimmten Wirts zu erfassen.
Die optimale Methode zum Sammeln von Helminthen besteht darin, einen Wirt zu untersuchen, der eingeschläfert wurde. Dies ermöglicht das Sammeln von Helminthen, während sie noch leben, und für ihre richtige Entspannung und Fixierung. Material von Wirten, die länger als 24 Stunden tot waren oder für die Untersuchung eingefroren und aufgetaut wurden, ist oft minderwertig und schwer zu identifizieren. Trematoden und Cestoden von gefrorenen oder formalinisierten Wirten sind oft stark kontrahiert und haben Strukturen verloren, die für die Identifizierung entscheidend sind, wie z. B. die oralen Stacheln bei Trematoden oder die Haken am Scolex von Bandwürmern. Die Realität sieht jedoch so aus, dass das meiste Material, das heutzutage von Wirbeltierwirten zur Verfügung steht, gefroren oder konserviert ist.
Datenbanken, die DNA-Sequenzinformationen für Helminthen enthalten, wachsen schnell und daher ist die taxonomische Identifizierung bereits für viele Arten möglich. Daher sollten Helminthen für mögliche DNA-Analysen so weit wie möglich aufbewahrt werden. DNA von guter Qualität ist jedoch nicht möglich, wenn die Proben in Formalin fixiert werden. Die hier beschriebenen Methoden zur Gewinnung und Abtötung von Helminthen liefern Material, das sich für die DNA-Extraktion und genetische Analysen eignet.
Im Folgenden beschreiben wir detaillierte Methoden zur Nekropsie von Wirbeltieren (Amphibien, Reptilien, Vögel und Säugetiere; monogene Trematoden von Fischen sind nicht enthalten) für die Sammlung von Helminthen, gefolgt von Verfahren, wie sie für die taxonomische Identifizierung konserviert und verarbeitet werden können.

<table><tbody><tr><td><stark>bindend</stark></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alkohol-Formalin-Essigsäure (AFA)</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (Ethanol) F75F-1GAL (Formaldehyd) BP2401500 (Eisessig)</td><td>Ethanol 85% (85 ml) + Formaldehyd 37% (10 ml) + Eisessig (5 ml)</td></tr><tr><td>Ethanol zur Abtötung und Langzeitkonservierung</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1</td><td>Ethanol 100% (70 ml) + destilliertes Wasser (30 ml)</td></tr><tr><td>Ethanol für Fixier- und DNA-Untersuchungen</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC61511-0010</td><td>Ethanol 80-90% (80-90 ml) + destilliertes Wasser (20-10 ml) bzw</td></tr>. <tr><td>Formalin gepuffert</td><td>Fisher Scientific</td><td>SF100-4</td><td>Formalin 10% (10 ml) + destilliertes Wasser (90 ml)</td></tr><tr><td>Glycerin-Alkohol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (Ethanol) AC15365-1000 (Glycerin)</td><td>Ethanol 70% (95 ml) + Glycerin (5 ml)</td></tr><tr><td><stark>Reinigen, Färben und Einbetten</stark></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol zum Entwässern während der Färbung</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1</td><td>Ethanol 80%, 95%, 100% (80 ml, 95 ml, 100 ml) + destilliertes Wasser (20 ml, 5 ml, 0 ml)</td></tr><tr><td>Lactophenol</td><td>Fisher Scientific</td><td>R400-27-Phenol</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>A931I-1 (Phenol) A407-1 (Ethanol)</td><td>Phenol 100 % (80 ml) + Ethanol 100 % (20 ml)</td></tr><tr><td>Harris' Hämatoxylin</td><td>Fisher</td><td>Scientific S25347 (Hämatoxylin) A407-1 (Ethanol) A567-500 (Ammoniumaluminiumsulfat), S25553 (Natriumjodat)</td><td>Hämatoxylin (5 g) + Ethanol 100% (50 ml) + Ammoniumaluminiumsulfat (100 g) + Natriumjodat (0,37 g) + destilliertes Wasser (1.000 ml)&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Semichon" s Essigsäurekarmin</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2401500 (Eisessig) S25236 (Karmin) A407-1 (Ethanol)</td><td>Eisessig (100 ml) + Karmin (1,5 g) + destilliertes Wasser (100 ml). In einem kochenden Wasserbad 15 min erhitzen und abkühlen lassen. Filtern, um eine Stammlösung herzustellen. Zum Färben 1:2 mit 70% Alkohol mischen.</td></tr><tr><td>Xylol</td><td>Fisher</td><td>Scientific X4-4</td><td>Nur unter einem chemischen Abzug verwenden.</td></tr><tr><td>Methylsalicylat</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25437-Ethanol</td><td></td></tr> <tr><td>basisch</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (Ethanol) S25159A (konzentriertes Ammoniumhydroxid)</td><td>Ethanol 70% (100 ml) + Ammoniumhydroxid (0,1 ml)</td></tr><tr><td>Ethanolsäure</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (Ethanol) SA9233-100 (Salzsäure)</td><td>Ethanol 70% (99,5 ml) +&nbsp; Salzsäure (0,5 ml)</td></tr><tr><td>Kanada-Balsam</td><td>Fisher Scientific</td><td>B10-100</td><td>-</td></tr></tbody></table>

helminthensammlung und -bestimmung von wildtieren

Helminth Collection and Identification from Wildlife

Wilde Tiere werden häufig von einer Vielzahl von Helminthen parasitiert. Die vier Haupttypen von Helminthen sind "Spulwürmer" (Nematoden), "Dornkopfwürmer" (Acanthocephalans), "Egel" (Trematoden) und "Bandwürmer" (Cestoden). Die optimale Methode zum Sammeln von Helminthen besteht darin, einen Wirt zu untersuchen, der weniger als 4-6 Stunden tot ist, da die meisten Helminthen noch am Leben sind. Es sollte eine gründliche Autopsie durchgeführt und alle wichtigen Organe untersucht werden. Die Organe werden über ein 106 μm großes Sieb unter fließendem Wasser gewaschen und der Inhalt unter einem Stereomikroskop untersucht. Alle Helminthen werden gezählt und eine repräsentative Anzahl festgelegt (entweder in 70 % Ethanol, 10 % gepuffertem Formalin oder Alkohol-Formalin-Essigsäure). Zur Speziesbestimmung werden Helminthen entweder in Lactophenol (Nematoden und kleine Acanthocephalane) gereinigt oder mit Harris-Hämatoxylin oder Semichon-Karmin gefärbt (Trematoden, Cestoden und große Acanthocephalane). Helminthen werden durch die Untersuchung verschiedener Strukturen (z.B. männliche Spikulen bei Nematoden oder das Rostellum bei Cestoden) auf Arten festgelegt. Die hier beschriebenen Protokolle können auf jedes Wirbeltier angewendet werden. Sie erfordern ein gewisses Fachwissen, um die verschiedenen Organe zu erkennen und Helminthen von anderen Gewebetrümmern oder Darminhalten unterscheiden zu können. Sammlung, Konservierung und Färbung sind unkomplizierte Techniken, die nur minimale Geräte und Reagenzien erfordern. Die taxonomische Identifizierung, insbesondere von Arten, kann sehr zeitaufwändig sein und die Einreichung von Proben bei einem Experten oder eine DNA-Analyse erfordern.

Mithilfe der oben beschriebenen Methoden wurde eine Untersuchung der Helminthen des Maskenspitzmäusen, Sorex cinereus, im Missoula County, Montana, zwischen 2007 und 2011 durchgeführt. Insgesamt wurden 56 Spitzmäuse aus Fallgrubenfallen gesammelt und innerhalb von 2 Stunden nach dem Tod untersucht. Die Gesamtprävalenz der Infektion betrug 96 %; lediglich 2 Spitzmäuse waren frei von Parasiten. Es wurden 15 Arten von Helminthen identifiziert, darunter 9 Arten von Bandwürmern und 6 Arten von Fadenwürmern. Eine Art ...

Wilde Tiere werden häufig von einer Vielzahl von Helminthen parasitiert. Die vier Haupttypen von Helminthen sind "Spulwürmer" (Nematoden), "Dornkopfwürmer" (Acanthocephalane), "Egel" (Trematoden) und "Bandwürmer" (Cestoden). Hier beschreiben wir, wie Helminthen von einem Wirbeltier gesammelt werden und wie sie konserviert und taxonomisch identifiziert werden.

Helminthensammlung und -bestimmung von Wildtieren

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths. The four major types of helminths are &#34;roundworms&#34; (nematodes), ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Helme von Wildtieren zu sammeln, zu konservieren und zu identifizieren. Dies wird zunächst durch eine Sektion eines Wildtieres erreicht. Anschließend werden Helme aus verschiedenen Organen gewonnen und mithilfe verschiedener Techniken konserviert, um sie zu einem späteren Zeitpunkt identifizieren zu können.Schließlich werden die Helme gereinigt, gefärbt und präpariert, und die Arten werden identifiziert. Letztendlich können Ergebnisse erzielt werden, die spezifische Helmstrukturen mittels Klär- und/oder Färbetechniken zeigen, was die Artenbestimmung erheblich erleichtern kann. Obwohl diese Methode zur Identifizierung von Helmen bei Säugetieren, Vögeln, Reptilien und Amphibien angewendet werden kann.Es kann auch auf andere Organismen wie Fische angewendet werden. Legen Sie das Tier zunächst auf eine ebene Fläche und untersuchen Sie mithilfe einer Lupe alle äußeren Öffnungen, einschließlich Ohren, Mundhöhle und Augen, auf das Vorhandensein von Nematoden, CSEs, Zehen und Trematoden. Verwenden Sie dazu eine scharfe Klinge oder ein Messer sowie eine anatomische Pinzette.Erstellen Sie einen Einschnitt über der Bauchhöhle, wobei dara

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Research

Forschung

JoVE Journal

Environment

Umwelt

Helminthensammlung und -identifizierung aus der Tierwelt

Dieser Artikel beschreibt verschiedene Verfahren für das Screening von Ratten und Mäusen zu Endo-oder ectoparasitism erkennen. Mehrere diagnostische Assays gezeigt werden, sowohl die für den Einsatz von lebenden Tieren und denen, die nach Euthanasie der Tiere verwendet. Fotos zur Identitätsfeststellung von Ratte und Maus Parasiten Hilfe einbezogen werden.

Diagnose von Ekto-und Endoparasiten in Laborratten und Labormäusen

Quelle: Morgan, E. et al. Selektive Reinigung wilder Caenorhabditis-Nematoden zur Anreicherung von Darmmikrobiombakterien. J. Vis. Exp. (2021)Dieses Video demonstriert ein Protokoll zur Isolierung von interessanten Darmbakterien aus wilden Caenorhabditis-Würmern . Die Würmer werden zunächst ausgehungert und gewaschen, um die restlichen Nahrungsbakterien von ihrer Oberfläche und dem Darmlumen zu entfernen und gleichzeitig die Zielmikroben zu erhalten. Nach Oberflächenreinigung und mehreren...

Selektive Reinigung von Caenorhabditis-Würmern zur Anreicherung der Darmmikrobiota

Nematoden sind Bodenbewohner-Rundwürmer, die eine Vielzahl von Insekten parasitieren. Wir zeigen, Stichprobenverfahren zur Isolierung dieser Nematoden aus dem Boden mit zwei Techniken: das Insekt Hetze und die modifizierte Weiß Falle, für die Gewinnung von Nematoden aus Bodenproben und infizierten Insektenkadaver auf.

Bodenproben und Isolierung von Nematoden (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Schnelle Biobewertungsprotokolle mit benthischen Makroinvertebraten werden oft verwendet, um die Wasserqualität zu überwachen und zu bewerten. Ein effizientes Protokoll beinhaltet die Sammlung von oberflächenschwimmenden Puppenexuvien (SFPE) von Chironomidae. Hier werden Techniken für die Feldsammlung, die Laborverarbeitung, die Montage von Objektträgern und die Identifizierung von Chironomidae SFPE beschrieben.

Die Nutzung Chironomidae (Diptera) Oberflächenschwimm Pupal Exuviae als schnelle Bioassessment Protokoll für die Wasserkörper

Dieses Protokoll skizziert eine Methode zur effizienten Extraktion lebender Nematoden aus natürlichen Substraten im Feld.

Schnelle Isolierung wilder Nematoden durch Baermann Funnel

Dieses Protokoll kann verwendet werden, um groß angelegte ökologische Untersuchungen von sich selbst lebenden Caenorhabditis-Nematoden durchzuführen. Der Hauptvorteil dieser Methode ist die effiziente Organisation und Analyse von ökologischen und molekularen Daten, die mit den aus der Natur gesammelten Nematoden verbunden sind.

Ein hochgradig skalierbarer Ansatz zur Durchführung ökologischer Untersuchungen von selbstsüchtigen Caenorhabditis-Nematoden

Wir beschreiben eine Methode, um quantifizierbare Hämolymphe effizient aus kleinen Arthropoden für die anschließende Analyse zu gewinnen.

Eine präzise und quantifizierbare Methode zur Hämolymphentnahme von kleinen Gliederfüßern

Diese Arbeit beschreibt die Verwendung einer Flotationsmethode zur Identifizierung von Toxocara canis und Ancylostoma spp., die in Kotproben von Hunden in Mexiko von 2017 bis 2021 unter Feldbedingungen nachgewiesen wurden.

Eine einfache Kotflotationsmethode zur Diagnose zoonotischer Nematoden unter Feld- und Laborbedingungen

Hier zeigen wir wichtige Schritte im Prozess der Herstellung hochwertiger, mit Harz eingebetteter Gliederfüßer für Bildungsunterricht und Öffentlichkeitsarbeit.

Klarharzguss von Gliederpoden für den Einsatz in Bildung, Öffentlichkeitsarbeit und Forschung

Dieses Papier beschreibt ein neues Protokoll, das die pharmakologische Manipulation des Gedächtnisses und der Radiotelemetrie zu dokumentieren und zu quantifizieren, um die Rolle der Kognition in der Navigation kombiniert.

Mit Pharmakologische Manipulation und Hochpräzisions-Radiotelemetrie die Spatial Cognition in frei lebenden Tiere zu studieren

Lernen Sie die standardisierte Protokollierung zur Helminthensammlung und -bestimmung von Wildtieren. Diese Methode umfasst Nekropsie, Organuntersuchung, Parasitenextraktion, Konservierung und morphologische Identifizierung durch Klärung und Färbung.

Helminthensammlung und -bestimmung von Wildtieren

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