Name: Erkennen von Fehlbildungen in Aderhautgefäßsystem in einem Maus-Modell der Altersbedingte Makuladegeneration durch Zeitverlauf Indocyaningrün-Angiographie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 24 s
Description: Erfahren Sie die Indocyaningrün-Angiographie zur Erkennung von Aderhautgefäßfehlbildungen in Mausmodellen der altersbedingten Makuladegeneration. Diese Methode ermöglicht hochwertige Zeitverlaufsbilder für die Forschung.

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Diese Arbeit wurde vom NIH 1R01EY022901, der Career Development Award von Forschung unterstützt, um Blindheit (RPB) Verhütung, CMReeves &amp; MA Reeves-Stiftung, E. Matilda Ziegler-Stiftung für Blinde, Templer Eye Foundation, und eine nicht zweckgebundene Zuwendung an die Abteilung für Augenheilkunde an der University of Utah aus RPB. Balamurali Ambati Wir danken für die technische Unterstützung auf dem Spectralis Multi-Modalität Imaging System und Tao Zhang für Diskussionen und Kommentare zum Manuskript.

1. Vorbereitung der Instrumente <ol><li> Das Verfahren wird in einem Behandlungsraum in einer Tiereinrichtung durchgeführt wird. </li><li> Tragen Gesichtsmasken, Haarhauben, OP-Kittel, sterile Abdeckungen Fuß-und Handschuhe vor dem Beginn des Experiments. </li><li> Hitze Wasser in einem Becher auf ~ 40 ° C auf einer Heizplatte. </li><li> Legen Sie eine sterile blauen Pad auf einem Heizkissen, die später verwendet werden, um die Körpertemperatur der Maus während der Bildgebung halten wird. Schalten Sie das Heizkissen. </li><li> Bereiten Sie die Imaging-System: <ol><li> Entfernen Sie die Staubschutzabdeckung und schalten Sie den Laser. </li><li> Nehmen Sie die 55 °-Objektiv und montieren sie auf die Maschine. </li><li> Öffnen Sie die Imaging-Software aus dem Computer und geben Sie die Daten von der Maus für die Bildgebung unter Blatt eines neuen Patienten (zB Genotyp, Alter, etc.). Unter &quot;Gerätetyp&quot;, wählen Sie Infrarot (IR)-Modus. </li></ol></li></ol> Anmerkung: Es wurde berichtet, dass die Verwendung of eine externe Doppel asphärische Linse können die Bildqualität zu verbessern 17-20 obwohl wir haben kein Problem bei der Beschaffung von qualitativ hochwertigen Bildern von IV-ICGA ohne externe Linsen (siehe repräsentative Ergebnisse, Abbildungen 1-4). 2. Schwanzveneninjektion von ICGA <ol><li> Dilate Maus Augen mit 1% Tropicamide Augenlösung und warten 5 Minuten. </li><li> Wiegen Sie die Maus, um die Menge der Narkose (Ketamin / Xylazin / Acepromazine 65-100/10-20/1-3 mg / kg) benötigt bestimmen. </li><li> Abrufen einer sterilen 1-ml-Spritze mit einer 32 G-Nadel. Spritzen Sie die Maus intraperitoneal mit Anästhetika (13 mg / ml Ketamin, 2,6 mg / ml Xylazin, 0,3 mg / ml Acepromazine in sterilem PBS). Warten Sie, bis die Maus vollständig betäubt wird (~ 5 min). </li><li> Platzieren Sie die Maus Schwanz in 40 ° C warmem Wasser, um Vasodilatation der Vene führen. </li><li> Abrufen einer 1 ml-Spritze mit einer 32 G-Nadel. Ziehen Sie die gewünschte Menge an ICG, typischerweise 50 &amp;mgr; l 1 mg / ml ICG, die steril mit einem 0,2 &amp;mgr; m-Spritzenfilter filtriert, in ein steriles Röhrchen, für eine 25 g-Maus (2 mg / kg) ist. Achten Sie darauf, um die Luft in die Spritze einzuführen. </li><li> Wischen Sie den Schwanz mit einem Alkoholtupfer, um den Bereich injiziert werden sterilisieren. </li><li> Halten den Schwanz mit einer Hand, so daß die laterale Schwanzvene steigend. Mit der Abschrägung der Nadel nach oben, die Nadel zu injizieren ~ 2 mm in die Vene zu einem minimalen Winkel. Achten Sie darauf, um die Vene zu perforieren. Zeichnen Sie wieder auf die Spritze leicht und suchen nach Spuren des Blutflusses in die Nadel-Hub, der anzeigt, dass die Nadel wurde erfolgreich in die Vene eingeführt. </li><li> Langsam spritzen ICG in die Vene. Es sollte minimal sein Widerstand bei der Injektion. Entfernen Sie die Nadel und wenden Sie einen Alkoholtupfer direkt auf die Injektionsstelle für ca. 5-10 Sekunden, um Blutungen zu stoppen. Die Maus ist dann bereit für die Bildgebung. Um die Frühphase (0-4 min nach der Injektion) zu fangen, ist es essential für Bild mit der Maus schnell. </li></ol> Hinweis: Mouse Augen können leicht trocken und kann Katarakt unter Narkose zu entwickeln. Es ist wichtig, das Auge feucht indem sterile PBS während des Verfahrens zu halten. Wischen Sie überschüssiges PBS mit einem sterilen Wattestäbchen, bevor ICGA Aufnahme. Andere Labors haben eine Kontaktlinse eingesetzt, um Austrocknung der Hornhaut 17-20 vermeiden. 3. ICG-Angiographie <ol><li> Start, um Bilder aufzunehmen 30-40 sec nach ICG-Injektion, die die Erfassung der frühen Phase der Aderhautfüllung ermöglicht, bis Netzhaut-und Aderhautkreisläufe sind bei maximaler Helligkeit (0-4 min). Die Netzhautgefäßsystem wird am besten bei Fokus ~ 35-45 Dioptrien und Aderhautgefäßsystem wird bei 10-15 Dioptrien sichtbar visualisiert. Hinweis: Während der ersten Untersuchung eines Tiermodells, wird empfohlen, um Bilder aus allen Winkeln (nasal, temporal, dorsalen und ventralen) zu erfassen, um alle möglichen abno identifizierenrmalities in das Gefäßsystem. Während der frühen Phase sind die beiden mittleren und großen choroidalen Arterien und Venen gut visualisiert. Im Tiermodell in diesem Protokoll verwendet wird, kann choroidalen Läsionen (zB polypoidal Streckungen) beginnen, 1 min in der frühen Phase angezeigt. </li><li> Stellen Sie die Bildschärfe über das Gefäßsystem. Steuerung für Helligkeit und Fokus mit dem Steuermodul und Fokusknopf auf. Diese Werte sind digital einstellbar und leicht konstant gehalten. Den Abstand von der Maus Auge des Kameraobjektivs konstant mit der hier beschriebenen Technik die Bildqualität zu gewährleisten, ist reproduzierbar. Hinweis: Da das Gerät nur Bild ein Teil des hinteren Augen, versuchen wir, den Fokus, Helligkeit und den Abstand zwischen Linse und Auge der Maus konstant zu halten, da wir das gesamte Bild hinteren Augen aus verschiedenen Blickwinkeln. Der Schlüssel dazu ist, um die kreisförmige Lumineszenz durch die ICG durch das Auge mit dem Feld auszurichten vie emittiertenw der Kamera. Dies wird durch das von links nach rechts durchgeführt, oben und unten, und in-und aus Einstellungen der Kameraposition, bis das gesamte Bild hat keine dunklen Stellen. Wenn die Lumineszenz und das Sichtfeld der Kamera aufgereiht sind, wird der Abstand vom Auge auf die Linse reproduzierbar sein für den nächsten Satz von Bildern als auch in einem optimalen Abstand zur Bildqualität. </li><li> Sobald das Gefäßsystem im Fokus ist, erfassen die Bildrahmen durch Drücken der runden schwarzen Knopf auf der Erfassungsmodul. Die runde schwarze Taste kann auch verwendet werden, zu reduzieren oder zu verbessern das Signal des ICG für beste Bildqualität werden. </li><li> Bestimmen Sie den optimalen Blickwinkel und Fokussierung Tiefe Bild choroidalen Läsionen. Es ist wichtig, die Position des Auges, die Fokussierungstiefe und andere Geräteeinstellungen für den gesamten Zeitverlauf ICGA fixiert zu halten. Die Bilder werden durch Drücken erwerben Taste auf dem Touch-Screen-Panel des Erfassungsmodul gespeichert. </li><li> Erwerben Sie Bilder in der mittleren Phase bei 15.06 min achternäh Injektion. Hinweis: Sowohl die Aderhaut und Netzhautgefäße werden weniger deutlich. Aderhautgefäßsystem erscheint als diffuse Fluoreszenz. Aderhautläsionen aufweisen Hyper entstehen im Gegensatz zu den Fading umgebenden normalen Hintergrundfluoreszenz. </li><li> Erwerben Sie Bilder in der Spätphase bei 17-25 Minuten nach der Injektion. Hinweis: Hyperfluoreszenz verblasst. Beide Aderhaut-und Netzhautgefäße sind nicht mehr sichtbar. Der Sehnervenkopf wird schwarz. Hyperfluoreszente choroidalen Läsionen maximale Kontrast mit dem Verblassen Hintergrund. </li><li> Nach Abschluss der Übernahme von Bildern, gelten eine klare Schmiermittel Augen-Gel auf Maus Augen und lassen Sie die Maus auf einem Heizkissen für die Verwertung. </li><li> Zurück Mäuse in ihre Käfige und Haltebereich. Export Bilder als Tiff oder JPEG-Dateien zur weiteren Analyse. </li></ol> Anmerkung: Der Zeitpunkt für jede Phase ist nicht absolut. Wir fanden, dass der Zeitpunkt der each Phase kann je nach der Menge des eingespritzten ICG ändern. Mehr ICG neigt dazu, jede Phase zu verlängern. Der beste Weg, um eine Phase zu definieren, ist nach den wichtigsten Funktionen der einzelnen oben aufgeführten Phase.

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YF ist Erfinder von zwei Patentanmeldungen, die für die AMD-Mausmodell in dieser Arbeit verwendet werden. SK, ZB, ADJ und haben nichts zu offenbaren.

In dieser Studie haben wir gezeigt, die Verwendung von ICGA für Bild choroidalen Läsionen in HTRA1 transgenen Mäusen. Die Eigenschaften der frühen, mittleren und späten Phasen der ICGA in unserem Mausmodell entsprechen den Zeitverlauf auch in Studien am Menschen ein. Dies ist wichtig, um bessere Vergleiche zwischen der menschlichen Pathologie und Tier Phänotypen, die von unschätzbarem Wert für die Erforschung der pathophysiologischen Mechanismen und Behandlungsstrategien von Bedingungen, die der Aderhaut wie ...

Indocyaningrün-Angiographie (ICGA) ist ein diagnostischer Test zur Imageprobleme, die Blutgefäße in den Augen stehen. Das Absorptionsspektrum der ICG Bereiche 790-805 nm, während das Emissionsspektrum im Bereich von 770 bis 880 nm mit der Peakemission bei 835 nm 1. Dies unterscheidet sich von den anderen bekannten Farbstoff Fluorescein-Natrium, dessen Spektrum liegt im sichtbaren Bereich. Das Infrarotspektrum ermöglicht ICG durch retinale Pigmentepithel (RPE), serosanguineous Flüssigkeit und Fettausscheidungen, die alle leicht zu blockieren Visualisierung durch Natrium-Fluorescein-basierte Fluoreszenzangiographie (FA) zu durchdringen. ICG ist zu 98% an Proteine ​​gebunden im Gefäßsystem, was zu weniger Extravasation, so dass verbesserte Bildgebung von Aderhautgefäße und choroidalen Läsionen 1,2. ICGA ist fast die einzige Wahl, um choroidalen Gefäßsystem, die hinter RPE visualisieren. Abbildung 1 zeigt den Vergleich der ICGA und FA in bildgebenden Gefäßsystem in der Maus die Augen. FA kann be zur Abbildung der Netzhautgefäßsystem gut, aber nicht der choroidalen Gefäßsystem. Im Gegensatz dazu können die Bild ICGA sowohl retinalen und choroidalen Gefäßsystem verwendet werden. ICGA ist mit hochauflösenden Digital-Imaging-Systeme oder Scanning-Laser-Ophthalmoskop (SLO) zusammen mit infrarotempfindlichen Videokameras, die wir in dieser Studie verwenden durchgeführt. In der Klinik hat ICGA bei der Diagnose eine Reihe von chorioretinale Störungen mit Beteiligung des Aderhautgefäßsystem einschließlich polypoidale choroidalen Vaskulopathie (PCV), Netzhaut angiomatöse Proliferation (RAP), angioiden Streifen, vitelliformen Makuladystrophie, Zentral serosa, choroidalen Hämangiom, Blutungen der Netzhaut empfohlen arteriolar Makroaneurysmen, choroidale Tumoren und bestimmte Formen von Uveitis posterior 1,3. Die Kombination von ICGA mit FA und Optische Kohärenztomographie (OCT) bieten leistungsstarke Tools für die Ärzte in der Diagnose und Behandlung der exsudativen altersbedingten Makula-Degeneration (AMD) 10.04. ICGA ist besonders nützlich für die Diagnose von Bedingungen, die die Aderhaut. In der Tat ist ICGA als der Goldstandard für die Diagnose von PCV, eine Variante der exsudativen AMD 11-13. PCV wird von einem Netzwerk von verzweigenden Gefäßen mit endständigen polypoidal Streckungen in der choroidalen Gefäß 11-13 gekennzeichnet. PCV wird häufig mit rezidivierenden serosanguineous Abteilungen der RPE und Netzhaut mit Leck und Blutungen aus den Komponenten polypoidal 11,14,15 verbunden. Vor kurzem berichteten wir die Erzeugung des ersten PCV Tiermodell durch menschliche HTRA1, ein multifunktionales Serinprotease transgen exprimiert, in Maus retinalen Pigmentepithel (RPE) 16. Wir haben gezeigt, dass eine erhöhte HTRA1 induzierten charakteristischen Merkmale der PCV, z. B. polypoidal Läsionen. Hier zeigten wir den Einsatz von Zeitverlauf ICGA durch Schwanzveneninjektion in die Forschung mit unserem AMD HTRA1 Mausmodell. Unsere Daten legen nahe, dassIV-ICGA überlegen ist IP (oder subkutan (SC))-ICGA, die derzeit im Bereich 17,18 für die Charakterisierung von Läsionen in der Aderhaut verwendet werden. Erklärung zum Tierforschung Tierversuche wurden nach den Protokollen, die von Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) genehmigt durchgeführt und wurden in Übereinstimmung mit der ARVO Erklärung für die Nutzung von Tieren in Ophthalmic und Vision Research durchgeführt.

<table><tbody><tr><td>Spectralis Multi-Modality Imaging System</td><td>Heidelberg Engineering, Deutschland</td><td>SPECTRALIS HRA+OCT</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamid ophthalmische Lösung (1%)</td><td>Bausch & Lomb</td><td>NDC 24208-585-64</td><td>zur Erweiterung der Pupillen</td></tr><tr><td>GenTeal Gel</td><td>Genteal</td><td>NDC 58768-791-15</td><td>&nbsp; klares Gleitgel für die Augen&nbsp;</td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Vedco Inc</td><td>NDC 50989-996-06</td><td></td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>NADA 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Acepromazin</td><td>Vedco Inc</td><td>NDC 50989-160-11</td><td></td></tr><tr><td>32-G Nadel</td><td>Steriject</td><td>PRE-32013</td><td></td></tr><tr><td>1-ml Spritze</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Indocyanin Green</td><td>Pfaltz & Bauer</td><td>I01250</td><td></td></tr></tbody></table>

erkennen von fehlbildungen in aderhautgefäßsystem in einem maus-modell der altersbedingte makuladegeneration durch zeitverlauf indocyaningrün-angiographie

Detecting Abnormalities in Choroidal Vasculature in a Mouse Model of Age-related Macular Degeneration by Time-course Indocyanine Green Angiography

Indocyaningrün-Angiographie (oder ICGA) ist eine Technik, die von Augenärzten durchgeführt, um Anomalien der Aderhaut und Netzhautgefäß verschiedener Augenkrankheiten, wie altersbedingte Makula-Degeneration (AMD) zu diagnostizieren. ICGA ist besonders nützlich, um das hintere Bild choroidalen Gefäßsystem des Auges aufgrund ihrer Eignung zur Durchdringung durch die pigmentierte Schicht mit Infrarotspektrum. ICGA Zeitverlauf kann in frühe, mittlere und späte Phasen unterteilt werden. Die drei Phasen liefern wertvolle Informationen über die Pathologie von Augenproblemen. Obwohl der Zeitverlauf ICGA durch intravenöse (IV)-Injektion ist weit verbreitet in der Klinik für die Diagnose und Behandlung von Aderhautproblemen eingesetzt, ICGA durch intraperitoneale Injektion (IP) wird häufig in Tierversuchen eingesetzt. Hier zeigten wir die Technik, um hochauflösende ICGA Zeitverlauf Bilder in Mäusen durch Schwanzveneninjektion und konfokale Scanning-Laser-Ophthalmoskopie erhalten. Wir nutzten diese Technik, um das Bild choroidalen legen in einem Mausmodell der altersbedingten Makuladegeneration. Obwohl es viel einfacher, ICG zur Maus Vaskulatur von IP einzuführen, zeigen unsere Daten, dass es schwierig ist, reproduzierbare ICGA Zeitverlaufsbildern von IP-ICGA erhalten. Im Gegensatz dazu ICGA über Schwanzveneninjektion bietet hochwertige ICGA Zeitverlauf Bilder vergleichbar mit Studien am Menschen. Darüber hinaus haben wir gezeigt, dass ICGA geführt auf Albinomäuse gibt klarere Bilder von choroidalen Gefäßen als pigmentierter Mäuse durchgeführt. Wir schlagen vor, dass die Zeit-Gänge-IV-ICGA sollte eine gängige Praxis in AMD Forschung auf der Grundlage von Tiermodellen zu werden.

Wir führten ICGA Zeitverlauf in HTRA1 transgenen Mäusen und Kontroll WT Wurfgeschwistern, die beide auf der CD1 Hintergrund. Der Albino CD1 Hintergrund wurde ausgewählt, um Indocyaningrün-Angiographie (ICGA)-Bildgebung (siehe Diskussion) zu erleichtern. Einige Aneurysma wie Streckungen begann in der frühen Phase in der HTRA1 Maus erscheinen (Abbildung 2, eine rote Pfeil zeigt die Erweiterung an der Spitze eines Schiffes und ein roter Kreis zeigt eine Läsion polypoidal Cluster-Typ). Aderhautgefäße sind d...

Indocyaningrün-Angiographie (ICGA oder) durch Schwanzveneninjektion durchgeführt, bietet hochwertige ICGA Zeitverlauf Bilder, Anomalien in der Maus Aderhaut zu charakterisieren.

Erkennen von Fehlbildungen in Aderhautgefäßsystem in einem Maus-Modell der Altersbedingte Makuladegeneration durch Zeitverlauf Indocyaningrün-Angiographie

Indocyanine Green&#160;Angiography (or ICGA) is a technique performed by ophthalmologists to diagnose abnormalities of the choroidal and retinal ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Anomalien in der Chorioidalgefässversorgung bei Mausmodellen der altersbedingten Makuladegeneration mithilfe der Zeitverlaufsdarstellung mit Endo in Green und Geographie nachzuweisen. Dies wird erreicht, indem zunächst die Tiere und die Injektionslösung vorbereitet werden. Der zweite Schritt besteht in der Injektion von Incy in Green über die Schwanzvene. Als Nächstes werden Aufnahmen des Auges in der frühen mittleren und späten Phase der Indozyaningrün-Angiographie angefertigt, die anschließend exportiert und analysiert werden. Letztendlich kann der zeitliche Verlauf der Indozyaningrün-Angiographie als Standardverfahren zur Charakterisierung verschiedener Läsionstypen in der Aderhaut bei der altersbedingten Makuladegeneration verwendet werden. Mausmodelle.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber unseren bestehenden Methoden, wie der intraperitonealen Injektion von Endosignin Grün, besteht darin, dass sie hochwertige Zeitverlaufsabbildungen liefert, die mit humanen Studien vergleichbar sind. Beginnen Sie das Verfahren, indem Sie die geeignete Kleidung für die Arbeit mit Tieren anlegen. Dazu gehören chirurgische Kittel, sterile Fußüberzüge, Haarhauben, Mundschutz und Handschuhe. Bereiten Sie anschließend die Heizplatte vor, die während der Bildgebung verwendet wird, indem Sie das System einschalten, die Temperatur auf 37 Grad Celsius einstellen und die Platte mit einem sterilen blauen Tuch abdecken.Danach schalten Sie eine Heizplatte ein und erwärmen ein Becherglas Wasser auf 40 Grad Celsius. Bereiten Sie das Bildgebungssystem vor der Schwanzveneninjektion vor, indem Sie den Laser vorwärmen und eine 55-Grad-Linse am Gerät befestigen. Öffnen Sie anschließend die Bildgebungssoftware und geben Sie die Identifikationsdaten der Maus für die Bildgebung unter einem neuen Patientenblatt ein.Wählen Sie unter „Gerätetyp“ den Infrarotmodus aus. Nachdem das Abbildungssystem eingerichtet ist, weiten Sie die Augen der Maus mit einer 1 %igen tropischen IDE-Augenlösung und warten Sie fünf Minuten. Wiegen Sie in dieser Zeit die Maus, um die erforderliche Menge an Anästhetikum zu bestimmen.Injizieren Sie dann eine Mischung aus Ketamin, Xylazin und Acepromazin intraperitoneal, wie im begleitenden Textprotokoll beschrieben. Warten Sie etwa fünf Minuten, bis die Maus vollständig anästhesiert ist. Anstatt die Augen der anästhesierten Maus mit Augensalbe zu bedecken, tragen Sie alle zwei Minuten steriles PBS auf die Augen auf oder setzen spezielle Kontaktlinsen ein, um Austrocknung und die Bildung von Katarakten zu verhindern.Nach der Anästhesie wird der Schwanz der Maus zur Dilatation der Schwanzvene 20 bis 30 Sekunden lang in 40 Grad Celsius warmes Wasser getaucht. Anschließend saugt man mit einer Ein-Milliliter-Spritze, die mit einer 32-Gauge-Nadel ausgestattet ist, zwei Mikroliter pro Gramm Körpergewicht einer Lösung mit einer Konzentration von einem Milligramm Indocyaningrün pro Milliliter auf. Achten Sie darauf, keine Luftblasen in die Spritze aufzunehmen.Als Nächstes halten Sie mit einer Hand den Schwanz so, dass die seitliche Schwanzvene nach oben zeigt, und desinfizieren Sie die zu injizierende Stelle durch Abwischen mit einem Alkoholtupfer. Anschließend wird die Nadel etwa zwei Millimeter in die Vene unter minimalem Winkel eingeführt, wobei die Schräge der Nadel nach oben weisen sollte. Ziehen Sie leicht am Kolben der Spritze und prüfen Sie, ob Blut in den Nadelhub sichtbar wird, was darauf hinweist, dass die Nadel erfolgreich in die Vene eingeführt wurde.Injizieren Sie dann langsam die Indocyaningrün-Lösung. Beim Injizieren sollte danach ein minimales Widerstandsempfinden bestehen. Entfernen Sie die Nadel und legen Sie einen Alkoholtupfer direkt fünf bis zehn Sekunden lang auf die Injektionsstelle, um eventuelle Blutungen zu stoppen.Die Maus ist nun bereit für die Bildgebung nach Injektion in die Schwanzvene. Überführen Sie die Maus umgehend in das zuvor vorbereitete Bildgebungssystem, um Aufnahmen während der frühen Phase der Chorioidalperfusion anzufertigen. Stellen Sie zunächst das Bild ein und fokussieren Sie auf das gewünschte Gefäßsystem.Stellen Sie die Schärfe zwischen 35 und 45 Dioptrien für die retinale Gefäßversorgung und zwischen 10 und 15 Dioptrien für die choroidale Gefäßversorgung ein. Danach regeln Sie die Helligkeit mithilfe des Steuermoduls und passen die Werte für Schärfe und Helligkeit digital an. Sobald diese eingestellt sind, halten Sie sie für diesen Aufnahmetyp konstant. Achten Sie zudem darauf, den Abstand vom Mausauge zur Kamera konstant zu halten.Um eine reproduzierbare Bildqualität sicherzustellen, führen Sie die anfängliche Untersuchung durch Aufnahme des gesamten hinteren Augenabschnitts aus verschiedenen Winkeln durch. Beginnen Sie damit, den kreisförmigen von der Indocyaningrün-Farbstoff emittierten Leuchtreiz mit dem Sichtfeld der Kamera auszurichten.Um dies zu erreichen, bewegen Sie die Kamera von links nach rechts, von oben nach unten sowie vorwärts und rückwärts. Nehmen Sie Anpassungen der Kameraposition vor, bis das gesamte Bild scharf ist und keine dunklen Bereiche aufweist. Notieren Sie die optimalen Geräteeinstellungen für spätere Wiederholungen des Verfahrens.Sobald die Gefäße scharf gestellt sind, nehmen Sie die Bildsequenzen auf, indem Sie die runde schwarze Taste am Erfassungsmodul drücken. Mit dieser Taste kann auch das Signal von Indoc und Grün reduziert oder verstärkt werden, um die beste Bildqualität zu erzielen. Um einen bestimmten Läsionsbereich basierend auf den vorherigen Screening-Ergebnissen zu untersuchen, richten Sie das Bildgebungssystem mit dem zuvor ermittelten optimalen Winkel und den optimalen Geräteeinstellungen ein.Halten Sie die Position des Blickwinkels, die Schärfentiefe und andere Geräteeinstellungen während des gesamten Vorgangs konstant. Speichern Sie die Bilder, indem Sie die Aufnahmetaste auf dem Touchscreen-Panel des Erfassungsmoduls drücken. Setzen Sie die Bildaufnahme in der frühen Phase fort, bis die Netzhaut- und Choroideazirkulation maximale Helligkeit erreicht haben.Dies kann bis zu vier Minuten dauern. Danach fahren Sie mit der Bildaufnahme in der mittleren Phase zwischen sechs und 15 Minuten nach der Injektion fort. Wie hier zu sehen ist, werden die Chorioidalgefäße in dieser Phase weniger deutlich und erscheinen als diffuse Fluoreszenz.Zusätzlich erscheinen choroidale Läsionen, die Hyperfluoreszenz zeigen, in der späten Phase 17 bis 25 Minuten nach der Injektion, wobei anschließend Bilder aufgenommen werden. In dieser Phase verblasst die Hyperfluoreszenz und die Gefäße sind nicht mehr sichtbar. Außerdem wird der Sehnervenkopf schwarz und die choroidalen Läsionen weisen einen maximalen Kontrast gegenüber dem verblassenden Hintergrund auf.Nach Abschluss der Bildaufnahme tragen Sie ein klares Gleitmittel (IGEL) auf die Augen der Maus auf und lassen Sie die Maus zur Erholung auf einer Heizplatte liegen. Sobald sie wieder etwas Bewegung zeigen, bringen Sie die Mäuse in ihre Käfige und die Aufzuchtbereiche zurück. Exportieren Sie abschließend alle Bilder als Bilddateien oder Videodateien zur weiteren Analyse.Hier wird ein Vergleich der auf Natriumfluoreszein basierenden Fluoreszeinangiographie und der Endocyt-in-Grün-Angiographie bei der Darstellung der retinalen und choroidalen Gefäße der Maus gezeigt. Während retinale Gefäße mit beiden Methoden, FA und ICGA, sichtbar sind, können choroidale Gefäße nur mittels ICGA dargestellt werden. Hier sind Bilder der Choroidea nach intravenöser Injektion von Endo in Green in die Schwanzvene der Wildtypmaus dargestellt.Bei der HT A1 transgenen Maus wurden in keiner der Bildgebungsphasen Dilatationen oder Läsionen festgestellt. Bei beiden Tieren zeigten sich jedoch bereits im Frühstadium Dilatationen und polypoidartige Läsionen vom Cluster-Typ, und im mittleren Stadium traten weitere Läsionen auf, die im Spätstadium deutlicher wurden. Um die Bildqualität zwischen intravenöser Schwanzveneninjektion und intraperitonealer Injektion von Indocyaningrün zu vergleichen, wurden zusätzliche HRA1 transgene Mäuse nach IP-Injektion abgebildet. Die Chorioidalgefäße sind bei beiden Mäusen fünf Minuten nach der Injektion größtenteils unsichtbar und bei einer Maus mehr als zwölf Minuten lang nicht sichtbar.In den unteren Bildfeldern beeinflusst neben der Injektionsstelle auch die Pigmentfarbe die Bildqualität. Hier wurden eine pigmentierte und eine albino Maus mittels zeitlicher Verlaufs-IV-Angiographie in grün, einer Geographie, verglichen. Die albino Maus wies in den frühen und mittleren Phasen deutlich schärfere Bilder sowohl großer als auch kleiner Chorioidalgefäße auf und würde nach ihrer Entwicklung einen geeigneten Zuchtstamm für weitere Untersuchungen in diesem Bereich darstellen.Diese Technik ebnete den Weg für Forscher im Bereich der Sehforschung, um Chorioidee-Anomalien in Mausmodellen zu untersuchen.

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Erkennen von Fehlbildungen in Aderhautgefäßsystem in einem Maus-Modell der Altersbedingte Makuladegeneration durch Zeitverlauf Indocyaningrün-Angiographie (Video) | JoVE Journal

Erkennen von Fehlbildungen in Aderhautgefäßsystem in einem Maus-Modell der Altersbedingte Makuladegeneration durch Zeitverlauf Indocyaningrün-Angiographie

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