Eine Methode zur systematischen Elektrochemische und elektrophysiologische Bewertung der Neural Aufzeichnungselektroden

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, die beste Elektrode für die akute neuronale Aufzeichnung zuverlässig zu bestimmen. Dies wird erreicht, indem zunächst blanke Elektroden modifiziert werden, in diesem Fall durch Abscheidung von organisch leitenden Polymeren. In einem zweiten Schritt werden die In-vitro-Eigenschaften der Beschichtungen getestet.

Als nächstes werden die Elektroden in ein Rattentiermodell für die akute neuronale Aufzeichnung eingesetzt. Der letzte Schritt besteht darin, die Elektroden in vitro erneut zu testen, um ihre Biostabilität zu bestimmen. Letztendlich wird ein Vergleich verschiedener Elektroden mit einer Reihe von Analysetechniken, einschließlich Elektrophysiologie und Elektrochemie, verwendet, um die wichtigsten chemischen und physikalischen Eigenschaften von neuronalen Implantaten zu bestimmen.

Diese Methode kann dazu beitragen, Schlüsselfragen bei der Entwicklung neuer Gehirn-Maschine-Schnittstellen zu beantworten, z. B. welche Schlüsselelektrodeneigenschaften das Signal-Rausch-Verhältnis und die Stabilität von Inq zu Bio verbessern können. Sime und Morgan werden mich bei diesem Eingriff unterstützen. Beginnen Sie dieses Verfahren, indem Sie eine Ratte durch IP-Injektion von Urethan anästhesieren.

Stellen Sie sicher, dass die Anästhesie einsetzt, indem Sie auf einen Zehenquetschreflex testen. Wenn die Anästhesie nicht ausreicht, sollten zusätzliche Dosen von Urethan verabreicht werden. Als nächstes rasieren Sie den Kopf der Ratte.

Lege es in Bauchlage auf eine homöo-thematische Platte. Führen Sie dann eine rektale Sonde ein, um die homöo-themische Platte auf 37,5 Grad Celsius zu halten. Anschließend wird ein Ohrbügel in die ungefähr erwartete Endposition innerhalb des stereotaktischen Rahmens gebracht und das Tier so eingestellt, dass der Ohrbügel in der äußeren akustischen Akustik positioniert wird.

Richten Sie dann den zweiten Ohrbügel aus und setzen Sie ihn in die kontralateralen äußeren akustischen Mitos ein. Positionieren Sie danach das Tier so, dass die Ohrbügel mit dem Zahnhalter ausgerichtet sind. Öffne den Kiefer des Tieres mit einer Rattenzahnzange

Haken Sie die oberen Schneidezähne über den Zahnhalter und klemmen Sie die Nase fest. Machen Sie dann einen Schnitt in der Haut des Kopfes bei etwa einem Millimeter rechts von der Mittellinie und von 10 Millimetern rostral bis 10 Millimetern. Coddle of Lambda ziehen die Haut und den Muskel seitlich aus dem Schnitt zurück.

Um die parietalen und interparietalen Knochen freizulegen, schrubben Sie die Oberfläche des freiliegenden Knochens mit 20%iger Wasserstoffperoxidlösung und einem Mullkissen unter dem Mikroskop. Bohren Sie ein Loch von etwa drei Quadratmillimetern in den interparietalen Knochen, so nah wie möglich an Lambda und der Mittellinie. Spülen Sie das Loch mit steriler Kochsalzlösung, um Knochen, Staub oder Fragmente zu entfernen, die die Elektrode beschädigen könnten.

Danach sezieren Sie mit der stumpfen, stumpfen Schere unterhalb des Nackens. Um einen Hohlraum zu schaffen, wickeln Sie einen Silber- und Silberchloriddraht mit Watte ein und tränken Sie ihn mit Kochsalzlösung. Führen Sie dann die Referenzelektrode in den Hohlraum ein.

Sie anschließend einen Schnitt in der Dura mater auf der Sagittalebene. Befestigen Sie das Elektrodenarray mit der Spitze einer Nadel am Elektrodenmanipulator. Stellen Sie dann die Position über der Öffnung mit einem Ros-Coddle-Winkel von 19 Grad ein.

Führen Sie die Elektrode manuell etwa zwei Millimeter in das Gehirn in Richtung des Colus inferior ein. Befestigen Sie dann den Lautsprecher an der linken hohlen Ohrstange. Stellen Sie sicher, dass der Verstärker eingeschaltet ist.

Schließen Sie danach die Tür der Aufnahmekammer. Liefern Sie jetzt Ausbrüche von weißem Rauschen. Die maximale Rate, mit der Bursts übermittelt werden sollten, beträgt eine Burst alle 200 Millisekunden.

Überwachen Sie gleichzeitig die Aktivität an jeder Elektrode mit dem motorisierten Mikroantrieb. Führen Sie das Elektrodenarray langsam ein, bis die akustisch gesteuerte Aktivität an den drei distalsten Elektroden an jedem Schaft aufgezeichnet wird. Führen Sie dann das akustische Stimulationsprotokoll mit 300 Wiederholungen von 50 Millisekunden weißem Rauschen mit einer Wiederholungsrate von einer Sekunde bei 70 Dezibel durch und zeichnen Sie die Multi-Unit-Aktivität an jeder Elektrode mit einer Abtastrate von 24,4 Kilohertz auf.

Führen Sie das Elektrodenarray langsam weitere 200 Mikrometer in den Colliculus inferior ein, um jede Elektrode in ungefähr in der gleichen Position zu positionieren wie die weiter entfernte Elektrode von der ursprünglichen Aufnahmeposition. Wiederholen Sie dann das Protokoll für die akustische Stimulation und die neuronale Aufzeichnung. Führen Sie das Elektrodenarray in Hundert-Mikrometer-Schritten ein und führen Sie das Protokoll für die akustische Stimulation und die neuronale Aufzeichnung durch, bis alle Elektroden die akustisch gesteuerte Aktivität von mindestens drei Positionen aus aufgezeichnet haben.

Ziehen Sie anschließend das Elektrodenarray in 200-Mikrometer-Schritten zurück und führen Sie das Protokoll für die akustische Stimulation und die neuronale Aufzeichnung durch, bis die ursprüngliche Position des Elektrodenarrays erreicht ist. Ziehen Sie dann das Elektrodenarray vorsichtig manuell ein. Spülen Sie bei diesem Verfahren das Elektrodenarray vorsichtig mit destilliertem Wasser ab, um Verunreinigungen zu entfernen.

Schließen Sie dann das Elektrodenarray an eine Potentialstatur an. Setzen Sie das Elektrodenarray vorsichtig in die Prüflösung ein und klemmen Sie es ein. Verbinden Sie als Nächstes den Zähler und die Referenzelektroden mit dem Potentialstat an den Potentialstat.

Führen Sie sequentielle elektrochemische Impedanzspektroskopie und zyklische Volumentelemetrie an allen Elektroden durch. Zwischen jedem Test wird eine Ruhezeit von einer Sekunde verwendet. Alle 32 Elektroden stehen während der gesamten einstündigen Testsitzung in Kontakt mit der Lösung.

Entfernen Sie anschließend das Elektrodenarray aus der Testlösung und spülen Sie es vorsichtig mit entionisiertem Wasser ab. Legen Sie das Elektrodenarray für 24 Stunden in eine enzymatische Reinigungslösung. Wiederholen Sie dann die Vorgänge erneut, bevor Sie die Sonde in einem trockenen Schutzbehälter aufbewahren, um eine Beschädigung und Verschlechterung der Elektrodenoberfläche zu vermeiden.

Diese Abbildung zeigt das Peristimulus-Zeit-Histogramm, das an jeder Elektrode gemessen wurde, gemittelt über 300 Wiederholungen bei 70 Dezibel, weißes Rauschen bei null Mikrometern und 800 Mikrometer Einstichtiefe im Colliculus inferior. Die beschichteten Elektroden sind mit einem Sternchen gekennzeichnet, und diese Abbildung zeigt die an jeder Elektrode gemessenen Strömungsdaten mit 70 Dezibel weißem Rauschen bei null Mikrometern und 800 Mikrometern Einstichtiefe im Colliculus inferior. Die codierten Elektroden sind mit einem Sternchen gekennzeichnet.

Hier ist das Signal-Rausch-Verhältnis beim Ein- und Ausziehen des Elektrodenarrays in den Colliculus inferior dargestellt. 70 Dezibel. Weißes Rauschen an der repräsentativen unbeschichteten Elektrode wird durch die gestrichelte Linie angezeigt, und die leitende polymerbeschichtete Elektrode wird durch die durchgezogene Linie angezeigt. Hier sind unterschiedliche Schalldruckpegel von 40 bis 70 Dezibel auf einem leitenden Polymer dargestellt, das nach diesem Protokoll beschichtet ist.

Andere Methoden wie Röntgenphotoelektronenspektroskopie und Massenspektrometrie können angewendet werden, um die verschiedenen Arten von Proteinen zu verstehen, die auf einer Elektrodenoberfläche absorbiert werden, und wie die verschiedenen Materialien diese beeinflussen könnten.