Name: In-vivo-Elektrophysiologische Messungen an Maus Ischiasnerven (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 7 s
Description: Lernen Sie elektrophysiologische Messungen zur Analyse von Nervenleitgeschwindigkeiten am Ischiasnerv von Mäusen. Diese Methode ermöglicht zuverlässige Untersuchungen neuromuskulärer Erkrankungen in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde vom SFB 604, DFG MO 1421/2-1 und Krebshilfe 107.089 (HM) unterstützt. AS ist Empfänger eines Young Investigator Award von der Kinder Tumor Foundation (New York, USA).

Die vorliegende Studie wurde nach dem Tierschutzgesetz der Bundesrepublik Deutschland (Tierschutzgesetz der Bundesrepublik Deutschland) durchgeführt und wurde durch das Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz (Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit) zugelassen. 1. Einrichten der Messungen <ol><li> Betäuben die Mäuse durch Isofluran / O 2-Inhalations - zur Einleitung der Anästhesie 3%, 2% für die Wartung Isofluran in 100% Sauerstoff (Abbildung 1). Bestätigen ausreichende Anästhesie durch Testen einfache Reflexe wie Bewegung Reflexe und Prüfung von Sensibilität für Low-grade-Schmerzen. Verwendung der Salbe auf die Augen zu Trockenheit während der Narkose zu vermeiden wird empfohlen, aber nicht unbedingt notwendig, weil das Verfahren dauert in der Regel nur 30 min / Tier insgesamt. Im Falle der Überlebensversuche, verwalten rechtzeitige länger wirkenden Analgetika für die Verwaltung von postoperativen Schmerzen. </li><li> Rasieren Sie das Fell mit einem elektrischen Rasierer Abdeckung der hinteren Gliedmaßen und durchzuführen, Enthaarung mit einem handelsüblichen Haarentfernungscreme während Tiere sind bereits im Analgesie. Um pathogen-freien Status während des gesamten Verfahrens zu erhalten, tragen aseptischen Handschuhe und Instrumente immer sorgfältig mit 70% Ethanol gereinigt. </li><li> Kontrolle der Körpertemperatur Stabilität durch eine Rückkopplung gesteuert Heizplatte und rektale Thermosonde (Abbildung 2). Falls erforderlich, verwenden Sie bitte ein steriles Tuch, um die Wärmeplatte zwischen den Tieren, um eine sterile experimentellen Umgebung halten zu decken. Darüber hinaus ist es empfehlenswert, eine Heizplatte, die elektronisch über einen integrierten Sensor gesteuert wird, die Erwärmungstemperatur, um Gewebeschäden zu vermeiden ≤ 40 ° C zu begrenzen verwenden. <img alt="Figur 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1.jpg" /> Abbildung 1. Experimental Setup, das ein narkotisierten Maus mit rasierten Hinterbeine. </li><li> Nehmen Elektrokardiographie (EKG)-Aufnahmen, die Herzfrequenz als Vitalparameter zu überwachen. Legen Sie drei Elektroden für EKG-Aufzeichnungen, wie folgt: eine Elektrode unter die Haut jedes Vorderbein und eine Elektrode unter der Haut im Nackenbereich. </li><li> Kontakt mit Gel für optimale Leitfähigkeit / Übergangswiderstand Platz Ringelektroden. Die Sensorelektrode (schwarz markiert) an der Position, wo der Gastrocnemius-Muskel seinen maximalen Durchmesser angeordnet. Die Referenzelektrode (rot gekennzeichnet) wird direkt unter der Sensorelektrode platziert. Hinweis: Bitte siehe &#39;Werkstofftabelle &quot;für Ausstattungsdetails. </li><li> Markieren Sie die richtigen Messpositionen mit vorgegebenen, aber konsistente Entfernung zwischen dem proximalen und distalen Ischiasnervenstimulation und die Bleielektrode. Experimentelle Vorschlag: Bei einem Abstand von 4 mm von der Sensorelektrode, wird die distale Stimulation statt.In einem Abstand von 16 mm zur Sensorelektrode wird das proximale Stimulation aus (Fig. 2) durchgeführt werden. </li></ol><img alt="Figur 2" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2.jpg" /> 2. Repräsentatives Bild, das die experimentelle Situation unmittelbar vor Beginn der Messungen. Der weiße Pfeil zeigt die Position des Sensor (schwarz) und Referenz (rot) Elektrode am Gastrocnemius-Muskel des linken Hinterbein. Die Stimulation von Nadelelektroden werden an definierten Positionen in Bezug auf den schwarzen Sensorelektrode durchgeführt werden. Der Punkt, der distal Stimulation (schwarze Markierung mit &quot;DS&quot; an der linken Hinterbein) einen Abstand von 4 mm von der Fühlerelektrode; der Ort der proximalen Stimulation (schwarze Markierung mit &quot;ps&quot;) ist 16 mm entfernt. Die rote Linie auf der rechten Hintergliedmaße zeigt die ca.<html> iMate anatomischen Verlauf des Ischiasnervs. Darüber hinaus werden die groben Positionen der relevanten Hinterbeinmuskeln als Landmarken dargestellt. Das Sternchen zeigt die rektale Temperatursonde. 2. Mess <ol><li> Prinzip: Führen Sie eine Reihe von Nervenstimulationen mit Einzel wiederholt erzeugt Rechteckimpulse von 0,1 ms Dauer von Einweg-28 G monopolare Nadelelektroden (Wiederholungsrate 200 ms, siehe Abbildung 3A). Für Offline-Datenanalyse, empfiehlt es sich, gleichzeitig gemeinsam erwerben Stimulationssignale mit der neuromuskulären Funktion Wirkungs-Kurve (3B) durch Nervenstimulation. Durchschnittlich eine Reihe von Maximalreaktionen (&quot;Vertreter der neuromuskulären Funktion response&quot;) für die anschließende Datenanalyse. Um zuverlässige Daten, aufzeichnen und später durchschnittlich mindestens 3 unabhängige, optimale Reaktionskurven pro Stimulationsstelle und Tier zu produzieren. p_upload/51181/51181fig3highres.jpg &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/51181/51181fig3.jpg &quot;/&gt; Abbildung 3. Verfahren für die Datenerfassung und Analyse (schematische Darstellung). Wiederholt erzeugten Impulse werden auf den Ischiasnerv über Nadelelektroden (obere Reihe in Abbildung 3A) aufgebracht. Gleichzeitig werden mehrere entsprechende neuromuskuläre Antwort-Kurven aufgezeichnet (untere Reihe in Abbildung 3A). Wenn gemittelt und vergrößert, neuromuskuläre Reaktionskurven durch Stimulationsimpulse (obere Reihe in 3B) zeigen die folgenden charakteristischen Eigenschaften (untere Reihe in Abbildung 3B): Latenz der Signalantwort sowie Dauer und Amplitude des Signals werden angezeigt und können für nachfolgende Berechnungen und Statistiken erhalten werden. Unregelmäßige Signalleitung und / oder suboptimalen Aufnahmen in der Regel in verschiedenen Signal Verformungen führen mit mehr als nur eine positive und eine negative Ablenkung oder Signal Verformung(Bimodale Form) mit reduzierter Amplitude (3C). </li><li> Führen proximalen Stimulation mit einer Nadelelektrode bei bestimmten Position (&quot;PS&quot; in Fig. 2). <ol><li> Um beste Aufnahmebedingungen mit Maximalamplituden zu erreichen, visualisieren die tatsächlichen Wirkungs-Kurven auf die gleichzeitige Stimulation Prozess. Damit ist der Experimentator in der Lage, die Form der Antwortkurven als auch die Größe der Amplitude sofort zu beurteilen. </li><li> Wenn nötig, leicht und genau die Position und / oder den Winkel des Stimulations-Nadel in Bezug auf den Ischiasnerv zu manipulieren. Diese schonende Optimierung der Stimulationsbedingungen ermöglicht Erreichen konstanter Amplituden mit der größtmöglichen Wert und einem Wirkungs-Kurve von typischen zweiphasigen Form (Abbildung 4). </li></ol></li><li> Führen distalen Stimulation mit einer Nadelelektrode bei bestimmten Position (&quot;ds&quot; in Fig. 2). </li><li> Nach completion der Messung, übertragen Sie die Maus getestet zu einem separaten Käfig, bis er das Bewusstsein wiedererlangt, um ausreichend Brustlage zu halten. Ein Tier nicht unbeaufsichtigt und in der Gesellschaft von anderen Tieren, bis es vollständig von der Narkose erholt. Verwalten Sie rechtzeitig länger wirkenden Analgetika für die Verwaltung von postoperativen Schmerzen. Die systemische Verabreichung von nichtsteroidalen Antirheumatika (NSAR) und Opioide sind für 1-3 Tage empfohlen. </li><li> Alternativ zu opfern, die noch narkotisierten Maus in eine schnelle und humane Art und Weise ohne weitere Schmerzen für das Tier, zB durch Hals-Luxation. </li></ol><img alt="Fig. 4" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4.jpg" /> Abbildung 4. Illustration, die CMAP Aufnahmen mit Maximalamplituden zu bestimmen. Eine vollständige Anmeldung Serie vorgestellt. (A </strong&gt;) Insertion Punkt mit minimalem CMAP Antwort. (B) Leichte Stimulationsnadel Bewegung führt CMAP Aufnahmen mit maximalen Amplituden. (C) Weitere Änderungen in Nadelplatzierung produzieren CMAP Aufnahmen mit unterschiedlichen Amplituden darunter nahezu maximale Amplitude. (D) Stimulation Nadel-Ersatz mit Serien CMAP Aufnahmen von nahezu maximale Amplitude. Hinweis: Typische Abnahme in CMAP Amplituden während wiederholter Stimulation bei optimalen Stimulationsstelle 12, 13 auf. Sternchen zeigen CMAP Aufnahmen mit für die Mittelung dargestellten Maximalamplituden. 3. Analyse <ol><li> Auszug Nervenleitungsparameter auf der Grundlage der repräsentativen neuromuskuläre Funktion Antwort-Datensatzes unter Verwendung eines geeigneten Software-Paket (zB AtisaPro). Hinweis: Bitte behandeln Sie zeitbezogene Datenermittlung mit besonderer Sorgfalt, da Wendepunkt Bestimmung der Verbindung motorische Aktion Topfrenz (CMAP) Beginn und Beendigung kann schwierig sein. Ein Verfahren, mit prüft Reproduzierbarkeit ist in Fig. 3B, wo die Tangenten an Signalausschläge nach Beginn und vor Beendigung verwendet werden angegeben. </li><li> Berechnen &#39;Signal Latenz &quot;und&quot; CMAP&#39; Werte. <ol><li> Latency &#39;stellt die Zeitverzögerung zwischen Anregung und CMAP Beginn, während der Zeitspanne zwischen CAMP Beginn der erste negative Ausschlag nach Rückkehr zum Ausgangswert wird als initial&#39; CMAP Dauer. Verwenden der Differenz zwischen den distalen und proximalen Latenzen zu Leitungsgeschwindigkeit mit dem Abstand zwischen den distalen und proximalen Stimulationsstellen berechnen. Leitungsgeschwindigkeit = Latenz / Abstand zwischen Stimulationsorte </li><li> CMAP &#39;(Verbindung Motor Aktionspotential) Amplitude stellt die Größe zwischen maximalen positiven und negativen Wendepunkt des CMAP Signal (in mV). CMAP = Wert &quot;positiven Wendepunkt&quot; - negativen Trendwende po-Wert &#39;int &#39; </li></ol></li></ol>

<ol><li>Kimura, J. 3rd ed. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKimura%2C+J+%22Electrodiagnosis+in+Diseases+of+Nerve+and+Muscle%22">Electrodiagnosis in Diseases of Nerve and Muscle</a>. , Oxford University Press. (2001).</li>
<li>Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+temperature+on+neuromuscular+electrophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Effects of temperature on neuromuscular electrophysiology.</a> Muscle Nerve. 24, 867-882 (2001).</li>
<li>Xia, R. H., Yosef, N., Ubogu, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dorsal+caudal+tail+and+sciatic+motor+nerve+conduction+studies+in+adult+mice%3A+technical+aspects+and+normative+data%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Dorsal caudal tail and sciatic motor nerve conduction studies in adult mice: technical aspects and normative data.</a> Muscle Nerve. 41, 850-856 (2010).</li>
<li>Zielasek, J., Martini, R., Toyka, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+abnormalities+in+P0-deficient+mice+resemble+human+hereditary+neuropathies+linked+to+P0+gene+mutations%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Functional abnormalities in P0-deficient mice resemble human hereditary neuropathies linked to P0 gene mutations.</a> Muscle Nerve. 19, 946-952 (1996).</li>
<li>Raynor, E. M., Ross, M. H., Shefner, J. M., Preston, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+between+axonal+and+demyelinating+neuropathies%3A+identical+segments+recorded+from+proximal+and+distal+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Differentiation between axonal and demyelinating neuropathies: identical segments recorded from proximal and distal muscles.</a> Muscle Nerve. 18, 402-408 (1995).</li>
<li>Pareyson, D., Scaioli, V., Laura, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+and+electrophysiological+aspects+of+Charcot-Marie-Tooth+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromol.+Med%22%5BJournal%5D)">Clinical and electrophysiological aspects of Charcot-Marie-Tooth disease.</a> Neuromol. Med. 8, 3-22 (2006).</li>
<li>Schulz, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Merlin+isoform+2+in+neurofibromatosis+type+2-associated+polyneuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Merlin isoform 2 in neurofibromatosis type 2-associated polyneuropathy.</a> Nat. Neurosci. 16, 426-433 (2013).</li>
<li>Lamontagne, A., Buchthal, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+studies+in+diabetic+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurol.+Neurosurg.+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological studies in diabetic neuropathy.</a> J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 33, 442-452 (1970).</li>
<li>Andersen, H., Nielsen, J. F., Nielsen, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inability+of+insulin+to+maintain+normal+nerve+function+during+high-frequency+stimulation+in+diabetic+rat+tail+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Inability of insulin to maintain normal nerve function during high-frequency stimulation in diabetic rat tail nerves.</a> Muscle Nerve. 17, 80-84 (1994).</li>
<li>Magda, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+electrodiagnostic+abnormalities+and+criteria+in+a+cohort+of+patients+with+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Comparison of electrodiagnostic abnormalities and criteria in a cohort of patients with chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch. Neurol. 60, 1755-1759 (2003).</li>
<li>Lindberg, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+neuropathy+in+porphobilinogen+deaminase-deficient+mice+imitates+the+peripheral+neuropathy+of+human+acute+porphyria%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Motor neuropathy in porphobilinogen deaminase-deficient mice imitates the peripheral neuropathy of human acute porphyria.</a> J. Clin. Invest. 103, 1127-1134 (1999).</li>
<li>Massey, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electromyography+in+disorders+of+neuromuscular+transmission%5BTitle%5D)+AND+%22Sem.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Electromyography in disorders of neuromuscular transmission.</a> Sem. Neurol. 10, 6-11 (1990).</li>
<li>Stalberg, E., Falck, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+electromyography+in+neurology%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr.+Clin.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">The role of electromyography in neurology.</a> Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 103, 579-598 (1997).</li>
<li>Osuchowski, M. F., Teener, J., Remick, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+model+of+sciatic+nerve+conduction+in+healthy+and+septic+mice%3A+reliability+and+normative+data%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Noninvasive model of sciatic nerve conduction in healthy and septic mice: reliability and normative data.</a> Muscle Nerve. 40, 610-616 (2009).</li>
<li>Oh, S. S., Hayes, J. M., Sims-Robinson, C., Sullivan, K. A., Feldman, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+anesthesia+on+measures+of+nerve+conduction+velocity+in+male+C57Bl6%2FJ+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Lett%22%5BJournal%5D)">The effects of anesthesia on measures of nerve conduction velocity in male C57Bl6/J mice.</a> Neurosci. Lett. 483, 127-131 (2010).</li>
<li>Dilley, A., Lynn, B., Pang, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pressure+and+stretch+mechanosensitivity+of+peripheral+nerve+fibres+following+local+inflammation+of+the+nerve+trunk%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Pressure and stretch mechanosensitivity of peripheral nerve fibres following local inflammation of the nerve trunk.</a> Pain. 117, 462-472 (2005).</li>
<li>Vleggeert-Lankamp, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiology+and+morphometry+of+the+alpha-+and+beta-fiber+populations+in+the+normal+and+regenerating+rat+sciatic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Electrophysiology and morphometry of the alpha- and beta-fiber populations in the normal and regenerating rat sciatic nerve.</a> Exp. Neurol. 187, 337-349 (2004).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die beschriebenen Protokoll bietet eine einfache und zuverlässige Methode, um Ischiasnerv Leitungseigenschaften an narkotisierten Mäusen ohne die Notwendigkeit, den Nerv der Zinsen aussetzen zu bestimmen. Dennoch bewirkt diese experimentelle Verfahren Gewebeverletzungen durch Nadelpunktion. Es ist daher eine sinnvolle Option, um die Tiere nach Abschluss der Aufnahmen zu opfern. , Im Vergleich zu anderen invasiven Verfahren, die die Belichtung des Nerven vor Aufnahmen erfordern, ist jedoch Gewebeschäden vergleichsweise k...

Elektrophysiologische Messungen sind ein unverzichtbares Werkzeug für die Untersuchung der funktionellen Integrität der peripheren Nerven in beiden klinischen und Laborumgebungen. Beim Menschen wird eine große Anzahl von neuromuskulären Störungen und Neuropathien diagnostisch beruhen auf elektrophysiologischen Messungen. Durch Messen Nerven Eigenschaften wie Leitungsgeschwindigkeit oder mögliche Amplituden des Signals ist es möglich, den ungefähren Ausgangs von peripheren Nervenerkrankungen zu charakterisieren. Die Nervenleitungsgeschwindigkeit ist stark abhängig von der schnellen Signalausbreitung durch Myelinisierung aktiviert. Daher demyelinisierende Prozesse zeigen in der Regel verringert Leitungsgeschwindigkeiten 4. Die Verbindung Motor Aktionspotential (CMAP) - Korrelation mit der Anzahl der Funktions Axone - ist ein Indikator für axonalen Schaden, wenn deutlich reduziert 5. Somit wird mittels der elektrophysiologischen Methoden die Ätiologie von peripheren Nervenschädenunterschieden werden kann, wie zum erblichen Neuropathien 6,7, diabetische Neuropathie 8,9, chronisch inflammatorische demyelinisierende Polyneuropathie (CIDP) 10, 11 oder metabolische Neuropathien. Normalerweise in der Anwendung am Menschen nicht-invasive Aufnahmen auf der Nervus ulnaris oder bevorzugt werden. Bei Mäusen ist es einfach zu Nerven Eigenschaften der Ischiasnerv, der größte Nerv des peripheren Nervensystem (PNS), die sowohl große analysieren - und Kleinkaliber Axone der motorischen und sensorischen Systems. Die wie hier gezeigt Verfahren ist eine schnelle, einfache und zuverlässige Methode, um alle für die Elektrophysiologie an peripheren Nerven in der intakten Maus relevanten Standardwerte zu messen. Durch die Aufnahmen aus einer geschützten Organismus werden physiologischen Bedingungen des Nerven-Umgebung gewährleistet.

<table><tbody><tr><td>Konzentrische Nadelelektroden (Stimulation)</td><td>Natus Medical Incorporated, San Carlos, CA, USA</td><td>9013S0901</td><td></td></tr><tr><td>Digitale Ringelektroden (Aufzeichnung)</td><td>Natus Medical Incorporated, San Carlos, CA, USA</td><td>9013S0302</td><td></td></tr><tr><td>ToM - Tower of Measurement (A/D-Wandler)</td><td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AtisaPro, Datenerfassungs- und Analysesoftware</td><td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HSE-Stimulator T</td><td>Hugo Sachs Elektronik, Hugstetten, Deutschland</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

in-vivo-elektrophysiologische messungen an maus ischiasnerven

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Elektrophysiologische Untersuchungen ermöglichen eine rationelle Einteilung der verschiedenen neuromuskulären Erkrankungen und der Hilfe, zusammen mit neuropathologischen Techniken, im Verständnis der Pathophysiologie ein. Hier beschreiben wir eine Methode, um elektrophysiologische Untersuchungen an Maus Ischiasnerven in vivo durchzuführen. Die Tiere werden mit Isofluran, um Analgesie für die getesteten Mäuse gewährleisten betäubt und ungestört Arbeitsumgebung während der Messungen, die ca. 30 min / Tier zu nehmen. Eine konstante Körpertemperatur von 37 ° C wird durch eine Heizplatte gehalten und kontinuierlich durch eine rektale Thermosonde 2 gemessen. Zusätzlich wird ein Elektrokardiogramm (ECG) routinemßig während der Messungen, um aufgezeichnet, um den physiologischen Zustand der untersuchten Tiere zu überwachen. Elektrophysiologische Aufzeichnungen werden auf den Ischiasnerv, der größten Nerv-ten durchgeführtE peripheren Nervensystem (PNS), die Versorgung der Hintergliedmaße Maus sowohl mit motorischen und sensorischen Nervenbahnen. In unserem Protokoll, bleiben Ischiasnerven in situ und müssen daher nicht extrahiert oder ausgesetzt werden, so dass Messungen ohne negative Nervenreizungen zusammen mit aktuellen Aufnahmen. Mit entsprechenden Nadelelektroden 3 führen wir sowohl die proximalen und distalen Nervenstimulationen, die Registrierung der Potentiale übertragen mit Messelektroden an Wadenmuskulatur. Nach der Datenverarbeitung, zuverlässig und sehr konsistent Werte für die Nervenleitgeschwindigkeit (NLG) und der Verbindung Motor Aktionspotential (CMAP), die Schlüsselparameter für die Quantifizierung des Brutto peripheren Nervenfunktionsfähigkeit, erreicht werden kann.

<html> Wir haben eine Reihe von in-vivo-elektrophysiologische Messungen an Ischiasnerven von 12 Mäusen in dieser Studie insgesamt: 6 Tieren jedes Geschlechts. Die Messungen wurden mit der dargestellten Protokoll durchgeführt und lieferte die folgenden Ergebnisse: Sowohl männliche als auch weibliche Mäuse zeigen eine mittlere Ischiasnervenleitungsgeschwindigkeit von ca. 20 m / s (Abbildung 5). Dies steht im Einklang mit anderen Messungen in der Literatur. Darüber hina...

Messungen der Nervenleitungseigenschaften in vivo beispielhaft ein leistungsfähiges Werkzeug, um verschiedene Tiermodellen für neuromuskuläre Erkrankungen zu charakterisieren. Hier präsentieren wir eine einfache und zuverlässige Protokoll, mit dem elektrophysiologische Analysen über Ischiasnerven von betäubten Mäusen durchgeführt werden.

In-vivo-Elektrophysiologische Messungen an Maus Ischiasnerven

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

Das übergeordnete Ziel dieser Methode besteht darin, wichtige Eigenschaften der Nervenleitung an SCIC-Nerven lebender Mäuse zu bestimmen. Die zu untersuchende Maus wird auf den Bauch gelegt. Beachten Sie, dass Sie mit der Anatomie des SCIC-Nervs, hier in Blau dargestellt, vertraut sein müssen; die in Schwarz gekennzeichneten Ableitelektroden werden an einer Position platziert, an der der Gastroknöchel seinen maximalen Durchmesser aufweist.Die in Rot gekennzeichneten Referenzelektroden werden einfach unterhalb der Sensorelektroden platziert. Nun muss der Punkt der distalen Stimulation markiert werden. Wir wählten willkürlich einen definierten und konstanten Abstand von vier Millimetern.Der Ort der proximalen Stimulation befindet sich in einem Abstand von 16 Millimetern zur Ableitelektrode. Dies bedeutet, dass zwischen den Stellplätzen für die proximale und distale Stimulation des STIC-Nervs ein Abstand von genau 12 Millimetern besteht. Die Stimulation mittels Nadelelektroden wird anschließend zuerst an der proximalen Stimulationsstelle und danach an der Stelle der distalen Stimulation durchgeführt.Hallo, mein Name ist Alexander Schultz. Ich arbeite am Ance-Institut für H-Forschung in Gina, Deutschland, unter der Leitung von Dr. Helen Morrison. In Zusammenarbeit mit Professor Reinhard Power vom Institut für Molekulare Zellbiologie des Universitätsklinikums Gina haben wir eine Methode etabliert, mit der wir elektrophysiologische Messungen an Sehnerven lebender Mäuse durchführen können.Diese Aufnahmen sind ein leistungsfähiges Werkzeug, um Mausmodelle von neuromuskulären Erkrankungen zu charakterisieren. Beginnen wir also. Dies ist die Ausrüstung, die Sie zur Durchführung der Messungen benötigen.Drei Nadelelektroden für EKG-Aufnahmen. Eine Nadelelektrode zur Stimulation, Ringelektroden zur Ableitung, sowie als Referenz eine Haarelektrode, eine elektrische Rasiermaschine, eine rückgekoppelte Heizplatte, eine ReCaL-Thermo-Sonde, eine Maushalterung für die Anästhesie und Kontaktgel. Die Mäuse werden durch kontinuierliche Inhalation von Isofluran zur Einleitung der Anästhesie narkotisiert.Wir applizierten 3% Isofluran in hundertprozentigem Sauerstoff. Später während der Messungen reicht es aus, mit 2% Isofluran in hundertprozentigem Sauerstoff zu arbeiten. Um den Hautwiderstand während der Messungen zu verringern, entfernen wir das Fell vollständig von den Hintergliedmaßen der untersuchten Mäuse.Dies wird mithilfe eines elektrischen Rasierers erreicht. Zusätzlich verwenden wir eine im Handel erhältliche Enthaarungscreme. Am Ende wird die Creme vollständig entfernt und die Haut mit 70 % Ethanol gereinigt.Im nächsten Schritt bringen wir drei Elektroden zur EKG-Aufzeichnung an, wobei sich eine Elektrode unter der Haut jedes Hinterbeins und eine weitere Elektrode im Nackenbereich unter der Haut befindet. Die Aufzeichnung von EKG-Signalen während der Messungen ermöglicht die Überwachung mindestens eines vitalen Parameters. Beide Hintergliedmaßen werden nach einer ungefähren Positionierung der Ringelektroden mit Klebeband am Boden fixiert.Für eine optimale Signalübertragung verwenden wir ein Kontaktpflaster, das den Übergangswiderstand zwischen der Haut und den Ringelektroden verringert. Die schwarzen Sensorelektroden werden an der Stelle platziert, an der der Gastrocnemius-Muskel seinen maximalen Durchmesser aufweist. Die roten Referenzelektroden werden direkt unterhalb der Sensorelektroden angebracht.Dann werden die genauen Positionen für die Reizung des Nervus ischiadicus definiert und in einem Abstand von vier Millimetern zu den Ableitelektroden markiert. Die distale Reizung erfolgt in einem Abstand von 16 Millimetern zu den Ableitelektroden. Die proximale Reizung wird hier durchgeführt.Hier sehen Sie die Benutzeroberfläche eines Programms zur Datenerfassung und -analyse. In der ersten Zeile wird die EKG-Aufzeichnung dargestellt. In der zweiten Zeile.Sie können die wiederholten Pulse vom Stimulator sehen. In der dritten Zeile erscheinen die von der Erfassungselektrode detektierten Antwortsignale mit einer Abtastrate von 50 Kilohertz. Nun können wir mit den eigentlichen Aufnahmen beginnen.Die Stimulationsnadel wird zunächst an der Position der proximalen Stimulation injiziert. Die korrekte Platzierung der Nadel bzw. die gezielte Stimulation des STIC-Nervs kann durch eine entsprechende Muskelreaktion distal zum STIC-Nerv überwacht werden. Im Bereich der Sensorelektroden werden die von den Sensorelektroden erfassten Signale in der Benutzeroberfläche visualisiert.Gleichzeitig sollten klare biphasische Antwortkurven mit konstanter maximaler Amplitude erzielt werden. Anschließend wird die distale Stimulation auf die gleiche Weise durchgeführt. In der linken oberen Ecke sehen Sie die gleichzeitigen Aufzeichnungen von den stehenden Elektroden in der Benutzeroberfläche.In der oberen Zeile sehen Sie ein repräsentatives Bild eines einzelnen Rechteckimpulses mit einer Dauer von 0,1 Millisekunden, der von den Stimulationsnadelsonden alle 200 Millisekunden angelegt wird. In der unteren Zeile ist eine entsprechende neuromuskuläre Antwortkurve dargestellt. Die Datenanalyse umfasst die Bestimmung der Latenzzeit und der Amplitude der aufgezeichneten Signale. Zu diesem Zweck empfiehlt es sich, mehrere Antwortkurven von einem Stimulationsort zu mitteln.Die Latenz des Signals ist die Zeit zwischen dem Beginn der Reizung und dem Anfang der Antwortkurve. Oder genauer gesagt dem Wendepunkt. Die Zeitdifferenz zwischen den Latenzen nach proximaler und distaler Reizung kann nun verwendet werden, um die Nervenleitgeschwindigkeit zu berechnen. Dazu benötigt man zusätzlich die räumliche Distanz zwischen der proximalen und der distalen Reizung – in unserem Fall 12 Millimeter.Zusätzlich kann die Amplitude der Antwortkurve quantifiziert werden, um das sogenannte zusammengesetzte motorische Aktionspotential zu bestimmen. Es stellt die Größe zwischen den maximalen positiven und negativen Umkehrpunkten des Signals dar. Für einige Anwendungen kann es ebenfalls hilfreich sein, die Dauer der Signalamplitude zu messen, die sich von den ersten bis zu den letzten Wendepunkten der Antwortkurve erstreckt.Die Nervenleitgeschwindigkeit hängt stark von der schnellen Signalweiterleitung ab, die durch die Myelinisierung ermöglicht wird. Daher zeigen demyelinisierende Erkrankungen im Allgemeinen verminderte Leitungsgeschwindigkeiten. Das zusammengesetzte motorische Aktionspotential, das mit der Anzahl funktioneller Axone und neuromuskulärer Verbindungen korreliert, ist ein Indikator für axonale Schäden, wenn es signifikant vermindert ist.Wir haben Ihnen soeben eine einfache und zuverlässige Methode gezeigt, um wichtige Eigenschaften der Nervenleitung bei Mäusen zu bestimmen. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es von großer Bedeutung, den Hautwiderstand durch vollständige Enthaarung und gründliche Reinigung der Haut zu verringern. Anschließend können Sie Signale mit einem optimalen Signal-Rausch-Verhältnis aufzeichnen.Außerdem ist es wichtig, die maximale Reizantwort für eine geeignete Datenaufnahme zu identifizieren. Dies kann durch vorsichtige Bewegung der Stimulationsnadel erreicht werden, sodass biphasische Antwortkurven detektiert werden können. Vielen Dank fürs Zuschauen und viel Erfolg bei Ihren Experimenten.

in-vivo-electrophysiological-measurements-on-mouse-sciatic-nerves

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Dieses Video zeigt eine in vivo Technik zur Messung des zusammengesetzten Muskelaktionspotentials (CMAP) bei Mäusen. Es beschreibt die Schritte zum Einrichten von Elektroden, zur Stimulation von Neuronen der Vordergliedmaßen, die die Muskelfasern innervieren, und zum Aufzeichnen von Muskelreaktionen. Die Technik beurteilt die neuronale Demyelinisierung und den Verlust funktioneller Neuronen.

Messung des Aktionspotentials von zusammengesetzten Muskeln in der Vordergliedmaßenmuskulatur von Mäusen in vivo

Dieses Video zeigt das Verfahren zur Aufzeichnung des zusammengesetzten Muskelaktionspotentials (CMAP) bei Ratten durch Anlegen elektrischer Stimuli an den Ulnarnerv, Anpassen der Elektroden für ein optimales Signal und Erhöhen der Stimulation zur Beurteilung der Nervenfunktionalität. Diese Methode ermöglicht die in vivo Untersuchung der peripheren Nervenfunktionen bei neurologischen Erkrankungen.

In vivo Messung des zusammengesetzten Muskelaktionspotentials bei einer Ratte

Dieses Video zeigt eine Einzelfaseraufzeichnung der C-Faser-Nervenleitung bei Ratten. Eine anästhesierte Ratte wird eingeschnitten, um den Ischiasnerv freizulegen, der die unteren Gliedmaßen sensorisch und motorisch versorgt. Anschließend werden die einzelnen C-Fasern freigelegt. Die elektrische Stimulation erfolgt mit Hilfe von Stimuluselektroden, die in den Fuß implantiert werden, und eine Reaktion wird von einer einzelnen Nervenfaser aufgezeichnet.

In vivo Einzelfaseraufzeichnung von C-Fasern des Ischiasnervs bei Ratten

Quelle: Shannonhouse, J., et al. In vivo Kalzium-Bildgebung von neuronalen Ensembles in Netzwerken primärer sensorischer Neuronen in intakten Spinalganglien. J. Vis. Exp. (2023). Das Video zeigt eine in vivo Calcium-Bildgebungstechnik zur Überwachung der neuronalen Aktivität in den Spinalganglien (DRG) einer transgenen Maus. DRG-Neuronen exprimieren einen Kalziumindikator, der die Fluoreszenzintensität bei Bindung an Kalzium erhöht. Mechanische oder thermische Reize, die auf eine Hinterpfote...

In vivo Calcium-Bildgebung von neuronalen Ensembles in den intakten Spinalwurzelganglien einer Maus

GABAergen präsynaptischen Hemmung ist ein leistungsfähiges hemmende Mechanismus im Rückenmark wichtig für die motorische und sensorische Signalintegration in Rückenmark-Netzwerke. Basiswert primären afferenten Depolarisation kann durch die Aufnahme von Hinterwurzel Potentiale (DRP) gemessen werden. Hier zeigen wir ein Verfahren zur in-vivo-Aufnahme von DRP in Mäusen.

Mess Spinal Präsynaptische Hemmung bei Mäusen durch Spinalgan Mögliche Aufnahme<em&gt; In Vivo</em

Mesenteriale afferente Nerven übermitteln Informationen aus dem Magen-Darm-Trakt zum Gehirn bezüglich der normalen Homöostase sowie der Pathophysiologie. Die Aktivität des gastrointestinalen afferenten Nervs kann beurteilt werden, indem isolierte Darmsegmente mit angeschlossenen afferenten Nerven in ein Organbad eingebaut, der Nerv isoliert und die basale sowie stimulierte Aktivität beurteilt werden.

In - vitro - Aufnahme von Mesenteriale afferenten Nervenaktivität in Maus - Jejunal und Kolon - Segmente

Axonalen Erregbarkeit Techniken bieten ein leistungsfähiges Werkzeug zur Prüfung Pathophysiologie und biophysikalische Veränderungen, die irreversible degenerative Ereignisse vorausgehen. Diese Handschrift zeigt den Einsatz dieser Techniken auf der ulnaren Nerv anästhesierten Ratten.

In Vivo Elektrophysiologische Messungen der Ratte ulnaris mit axonalen Erregbarkeit testen

Die Messung der Nervenleitgeschwindigkeit ist ein nützliches Instrument zur Maus-Modellen der Neurodegeneration zu beurteilen, aber es ist häufig nur angewendet, um den Ischiasnerv im Hintergliedmaßen zu stimulieren. Hier beschreiben wir eine Technik, um zusammengesetzte Muskel Aktionspotential (CMAP) in Vivo in der Maus vordergliedmaße Muskeln innerviert den Plexus brachialis zu messen.

In Vivo Elektrophysiologische Messungen der zusammengesetzten Muskel Aktionspotential aus die Vorderbeine in Maus-Modellen der Motor Neuron Degeneration

Die Singlefaseraufzeichnung ist eine effektive elektrophysiologische Technik, die auf das zentrale und periphere Nervensystem anwendbar ist. Zusammen mit der Vorbereitung der intakten DRG mit dem angeschlossenen Ischiasnerv wird der Mechanismus des Leitungsversagens untersucht. Beide Protokolle verbessern das Verständnis der Beziehung des peripheren Nervensystems mit Schmerzen.

Verwendung von In Vivo Single-Faser-Aufnahme und intakten DorsalWurzel Ganglion mit angeschlossenem Ischiasnerv, um den Mechanismus des Leitungsversagens zu untersuchen

Die klinische Abklärung der Spastik auf Basis des Hoffmann-Reflexes (H-Reflex) und mittels elektrischer Stimulation peripherer Nerven ist eine etablierte Methode. In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll für eine terminale und direkte Nervenstimulation zur Quantifizierung des H-Reflexes in der Vorderpfote der Maus zur Verfügung.

Terminale H-Reflex-Messungen bei Mäusen

Dieser Artikel beschreibt, wie die elektrische Impedanzmyographie in vivo (unter Verwendung von Oberflächen- und Nadelelektrodenarrays) und ex vivo (unter Verwendung einer dielektrischen Zelle) am Musculus gastrocnemius von Nagetieren durchgeführt wird. Es wird die Technik sowohl bei Mäusen als auch bei Ratten demonstrieren und die verfügbaren Modifikationen (z. B. fettleibige Tiere, Welpen) detailliert beschreiben.

Durchführung der In-vivo- und Ex-vivo-Impedanz-Myographie bei Nagetieren

Lernen Sie elektrophysiologische Messungen zur Analyse von Nervenleitgeschwindigkeiten am Ischiasnerv von Mäusen. Diese Methode ermöglicht zuverlässige Untersuchungen neuromuskulärer Erkrankungen in vivo.

In-vivo-Elektrophysiologische Messungen an Maus Ischiasnerven

Weitere Videos entdecken