Name: Einrichten einer In-vitro- Modell der Ratte Blut-Hirn-Schranke (BBB): Ein Fokus auf BBB-Undurchlässigkeit und Rezeptor-vermittelten Transport (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 26 s
Description: Lernen Sie die Einrichtung eines reproduzierbaren In-vitro-Modells der Blut-Hirn-Schranke bei Ratten. Diese Methode nutzt Endothelzellen und Astrozyten zur Untersuchung von Barrierefunktionen und Arzneistofftransport.

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Finanzielle Unterstützung für VECT-HORUS wird aus dem Fonds Einzigartige Interministériel (FUI / MEDUL Projekt) und VECT-HORUS und dem UMR7259 Labor von der Agence Nationale de la Recherche (ANR, TIMPAD, VECtoBrain, VEC2Brain, ADHOC und PREVENTAD Verbundprojekte) anerkannt . Die UMR7259 Labor bestätigt auch finanzielle Unterstützung von der CNRS und von Aix-Marseille Université.

1. Herstellung von Ratten Astrozyten Für jedes Präparat verwenden 10 Neugeborenen Wistar-Ratten beiderlei Geschlechts. <ol><li> Opfere die Ratten durch Schneidköpfe mit einer Schere und sofort übertragen sie in einem trockenen Petrischale unter einer Sterilbank. Entfernen Sie die Gehirn aus dem Schädel, ohne das Kleinhirn und sofort übertragen sie in eine Petrischale mit kaltem Dissektion Puffer: HBSS ergänzt mit 1% Rinderserumalbumin (niedrige Endotoxin-BSA), Penicillin 100 Einheiten / ml und Streptomycin 100 ug / ml. </li><li> Schneiden Sie die Gehirne in der Hälfte, die zwei Gehirnhälften zu trennen und sie in eine saubere Petrischale mit Dissektion Puffer auf Eis. Schneiden Sie den Sehnerv und entfernen Sie die Hirnhaut unter einem Stereomikroskop. </li><li> Ausführlich in 50 ml kaltem Dissektion Puffer waschen Rindenstücke. </li><li> Legen Sie die kortikale Stücke aus drei Gehirne in ein 15 ml-Falcon-Röhrchen und distanzieren sich ausdrücklich von Auf-und Abpipettieren einem Staatsstreichle Mal mit einer 10 ml Einmalpipette mit blauer Spitze ausgestattet in 6 ml 0,05% Trypsin - 0,02% EDTA für 5 min bei 37 ° C. </li><li> Hinzufügen von 24 ml DMEM, ergänzt mit 10% FBS und die Antibiotika Penicillin 100 Einheiten / ml Streptomycin und 100 &amp;mgr; g / ml, eine Medien genannt glialen Zellmedien (GCM) und Zentrifugieren bei 300 xg für 5 Minuten bei RT. FBS Chargen wurden ausgewählt und für das Wachstum und Überleben von Astrozyten cutures validiert. </li><li> Das Pellet, das die dissoziierten Zellen in 10 ml GCM und Platte in eine 75 cm 2-T-Kolben (T75). Ändern Sie das Medium am nächsten Tag, um die Zelltrümmer und DNA zu entfernen. Ersetzen Sie den Kulturmedien zweimal pro Woche. </li><li> Nach 1 Woche Proliferation, schütteln die Gliazellen mit einem Orbitalschüttler bei 60 Upm während 24 Stunden bei 37 ° C in GCM. Wenn die T75 nicht in einem Inkubator mit 5% CO 2/95% Luft bei 37 ° C befeuchteten Atmosphäre platziert werden, ergänzen das Medium mit 5 mM HEPES. Waschen Sie die Zellen zweimal remove das nicht haftende Mikrogliazellen. </li><li> Drei Wochen nach der Aussaat, wasche die Zellen zweimal mit DPBS ohne Calcium und Magnesium. In 3 ml warmem Trypsin-EDTA 0,05% 0,02%, bei 37 ° C und warten, bis die Zellschicht verteilt ist (in der Regel 5 min). Hemmen Trypsin-Aktivität durch Zugabe von 10 ml GCM, übertragen Sie die Zellsuspension in ein 15 ml-Falcon-Röhrchen und-Zentrifuge bei 120 g für 8 min. </li><li> Resuspendieren Sie das Pellet in Astrozyten 90% FBS - 10% DMSO, übertragen sie in Kryoröhrchen (2 x 10 6 Zellen pro Kryoröhrchen) und lagern in flüssigem Stickstoff. </li></ol> 2. Isolierung von Rattenhirn-Mikrogefäße Unsere experimentellen Verfahren werden von der Ethikkommission der Medizinischen Fakultät der Universität Marseille zugelassen und entsprechen den nationalen und europäischen Bestimmungen (EU-Richtlinie Nr. 86/609). Alle Anstrengungen wurden unternommen, um das Leiden der Tiere zu minimieren und reduzieren die Anzahl der verwendeten Tiere. <ol><li> Für jede Zubereitung und für eine experimenter, verwenden Sie 3 5 Wochen alten Wistar-Ratten. </li><li> Montag der ersten Woche, bereiten zwei T75-Flaschen durch Beschichtung mit Kollagen Typ IV und Fibronektin, sowohl bei 1 ug / cm 2 in sterilen Kultur Wasser (10 ml pro T75). Erlauben, bei 37 ° C bis microvessel Aussaat haften. </li><li> Mittwochmorgen von der ersten Woche einschläfern die Ratten unter einer zunehmenden Fluss von CO 2 zu Schläfrigkeit führen, Verlust von Körperhaltung und Atemunterbrechung, dann durch einen Genickbruch folgte. Sprühen die Köpfe mit 70% Ethanol. Schneiden Sie die Köpfe mit einer Schere und übertragen Sie sie in eine trockene Petrischale unter einer Sterilbank. </li><li> Entfernen Sie die Gehirn aus dem Schädel, ohne das Kleinhirn und die Sehnerven, übertragen sie dann in eine Petrischale auf Eis gekühlt und mit kaltem Dissektion Puffer gefüllt (HBSS ergänzt mit 1% BSA, Penicillin 100 Einheiten / ml und Streptomycin 100 ug / ml) . </li><li> Schneiden Sie die Gehirne in Hälfte 2, um die Gehirnhälften und separate Mittelhirn aus für trennenebrain. Übertragen Sie die Vorderhirn in eine saubere Petrischale auf Eis mit Dissektion Puffer. </li><li> Nehmen Sie ein paar Halbkugeln in eine neue Petrischale mit kaltem Dissektion Puffer, um vorsichtig die Hirnhäute von den Vorderhirn unter einem Stereomikroskop mit N ° 5 gebogenen Pinzette. Dann reinigen Sie das Innere des Gehirns, um die Bettdecke von Myelin zu entfernen und eine Schale aus Kortex. Diese Schritte sollten nicht mehr als 2 Stunden für die Gewebeerhaltung und Überleben der Zelle. </li><li> Distanzieren die Rinde von 3 Gehirne in 6 ml kaltem Dissektion Puffer in einem 7 ml Dounce Homogenisator um 10 nach oben und unten Schläge mit jeweils 2 Stößel von verschiedenen Freigaben, um 71, gefolgt von 20 um. </li><li> Teilen die Suspension, um das Äquivalent von 1 Kortex in 1 ml einer 50 ml-Falcon-Röhrchen und Zentrifugieren bei 1.000 xg für 5 Minuten bei RT zu erhalten. Überstand verwerfen. </li><li> Verdauen die Suspension aus 1 Kortex mit 1 ml einer Enzymlösung, die eine Mischung aus Collage / Dispase (60 ug / ml R11; 0,3 U / ml), DNase Typ I (35 ug / ml - 20 K-Einheiten / ml) und Gentamicin (50 ug / ml) in einem Schüttler für 30 min bei 37 ° C. </li><li> Mischen Sie die 1 ml von 1 Kortex verdauen mit 10 ml 25% BSA / HBSS 1X und separate durch dichteabhängige Zentrifugation bei 3.600 g für 15 min bei RT. Die obere Scheibe (Myelin und Hirnparenchym) und der Überstand vorsichtig in ein sauberes 50 ml Falcon-Röhrchen übertragen und wiederholen Sie den Zentrifugieren. Halten Sie das resultierende Pellet, das die Gehirnmikrogefäßen bei 4 ° C. </li><li> Vorsichtig verwerfen die obere Scheibe und den Überstand. Resuspendieren beide resultierenden Pellets, die die Gehirnmikrogefäßen mit 1 ml kaltem HBSS 1X und übertragen in einen sauberen 50-ml-Falcon-Röhrchen. </li><li> Waschen der Mikrogefäße durch Zugabe von 20 ml kaltem HBSS 1X und Zentrifuge bei 1000 × g für 5 min. Überstand verwerfen. </li><li> Weitere verdauen die Mikrogefäße von 1 Kortex mit 1 ml des gleichen Enzymlösung, wie in Schritt 2.9 während 1 h bei 37 ° C in einem SH beschriebenAker. </li><li> Dann mischen Sie die verdaut Mikrogefäßen aus jeder der drei Kortex in eine Röhre und weiter in zwei 50 ml Falcon-Röhrchen zu trennen, um Mikrogefäße aus dem Gegenwert von einem und einem halben (1,5) pro Röhrchen extrahiert Kortex erhalten. 30 ml kaltem Dissektion Puffer und Zentrifugieren bei 1.000 xg für 5 Minuten bei RT. </li><li> Resuspendieren der Mikrogefäß Pellet in 10 ml DMEM/F12 mit 20% Rinderplättchenarmes Plasma abgeleiteten Serum, basischen Fibroblasten-Wachstumsfaktor (bFGF, 2 ng / ml), Heparin (100 ug / ml), Gentamicin (50 ug / ml) ergänzt, und HEPES (2,5 mM), genannt endothelialen Zellmedien (ECM) mit Puromycin ergänzt war, bei 4 ug / ml. </li><li> Nehmen Sie die 2 beschichtet T75-Flaschen aus dem Brutschrank, saugen das überschüssige Beschichtung und Platte die Mikrogefäße aus jedem Röhrchen in einer T75-Flasche (Mikrogefäßen von 1,5 Kortex pro T75-Flasche entnommen). </li></ol> 3. Reinigung und Proliferation von RBEC Primocultures <ol><li> Reinigung: Mittwoch bis Freitag, fügen puromycin bei 4 ug / ml zum Kulturmedium. Ändern Sie das Medium am Donnerstag. Am Freitag, waschen Sie die Zellen und fügen Puromycin bei 2 pg / ml bis Montag. </li><li> Proliferation: Am Montag der zweiten Woche, waschen Sie die Zellen, und fügen Sie Insulin, Transferrin und Natriumselenit Ergänzung zu den Kulturmedien, bis die Kulturen bis zu 90% Konfluenz am Mittwoch der zweiten Woche. </li></ol> . 4 Differenzierung: Einrichten der In-vitro-Modell BBB <ol><li> Montag der zweiten Woche, Filter (Polyethylen, 12 Brunnen, Porengröße 1,0 um) vorzubereiten durch Beschichtung mit einer Mischung aus Kollagen Typ IV und Fibronektin sowohl auf 0.5μg/cm 2 in sterilen Kultur Wasser (500 ul der Mischung in der oberen Kammer und 1,5 ml sterile Kultur Wasser in der unteren Kammer). Erlauben, bei 37 ° C bis RBEC Aussaat haften. </li><li> Montag der zweiten Woche, fünf Tage vor der Gründung der Co-Kultur-tauen Sie die Astrozyten aus Kryoröhrchen bei 37 ° C und Transferin einem 15 ml Falcon mit 10 ml GCM. Zentrifugieren der Suspension bei 120 · g für 8 min bei RT. </li><li> Resuspendieren des Pellets in Astrozyten GCM und Platte bei einer Dichte von 30 x 10 3 Zellen pro cm 2 in 12-Well-Platten. </li><li> Mittwoch der zweiten Woche, kurz vor Dissoziation RBEC mit Trypsin, waschen zweimal die Pre-beschichtete Filter mit DMEM/F12-Medium. Pre-füllen die Kammern mit ECM: 1,5 ml in der unteren Kammer und 0,5 ml im oberen Fach. </li><li> Mittwoch der zweiten Woche, waschen doppelt so RBEC mit DPBS ohne Calcium und Magnesium. 4 ml warmem Trypsin 0,05% - 0,02% EDTA-Lösung bei 37 ° C pro T75-Flasche während 30 Sekunden genau. Dann entfernen Sie 3,5 ml Trypsin-Lösung und beobachten unter dem Mikroskop. Wenn die Zellschicht beginnt, sich von der Matrix zu trennen, damit sie durch leichtes Antippen der Kante des T75-Kolben, bis alle Zellen schwimmen. </li><li> In 9 ml ECM pro T75-Flasche und Überführung in ein 15 ml-Falcon-Röhrchen. Sehr sanft distanzieren die ZelleSuspension durch Auf-und Abpipettieren 4 mal mit einer 10 ml Pipette mit einer gelben Spitze ausgestattet (vermeiden Sie die Produktion von Luftblasen in der Lösung). Zählen der Zellen in der Suspension (etwa 3 x 10 6 cells/T75) und unmittelbar auf der Platte vorbeschichtet und Fertig Filter mit hoher Dichte (160 x 10 3 Zellen / Filter somit etwa 18 filters/T75) (Abbildung 8 ). Am folgenden Tag (Donnerstag), ändern zweimal das Medium der oberen Kammer, um die Zelltrümmer zu entfernen. </li><li> Donnerstag der zweiten Woche, dem Tag vor der Gründung der Co-Kultur, ersetzen Sie die Astrozyten Kulturmedien von 1,5 ml Differenzierungsmedien (ECM mit Hydrocortison bei 500 nM), die mit 1/3 konditionierten Medium von der basalen Fach ergänzt werden einer früheren Co-Kultur (3 Tage des Kontakts zwischen Endothelzellen und Astrozyten). </li><li> Freitag der zweiten Woche als Tag 0 der Differenzierung definiert; ersetzen Sie den Kulturmedien aus dem Filter containing der RBEC Differenzierung mit Medien. Übertragen Sie die RBEC Filter in die Vertiefungen, die die Astrozyten. Unter diesen Bedingungen in vitro-Modelle unterscheiden und Express-Übergang-verwandten Proteinen innerhalb von 3 Tagen. </li><li> Die Modelle halten ihre optimale Differenzierung während der drei Tage, zwischen Montag und Mittwoch der dritten Woche. </li></ol>

Michel Khrestchatisky ist Direktor des Labors UMR7259, Mitbegründer und wissenschaftlicher Berater des Biotechnologieunternehmens VECT-HORUS.

Wir beschreiben die Umsetzung eines Wochen reproduzierbare Protokoll für die Isolierung und Beschichtung von Mikrogefäßen des Gehirns, nach der Reinigung und der Kultur der RBEC und weiteren Aufbau von Co-Kulturen mit primären Ratten-Astrozyten, ein in vitro-Modell mit BBB BBB charakteristischen Eigenschaften zu erzeugen. Erfolgreich Gründung in-vitro-Kulturen BBB standardisiert erfordert optimale Bedingungen in den mehreren aufeinander folgenden Schritte des Prozesses. Das Modell wurde (a) optimiert, um die niedrigsten parazellulären Permeabilität, die der &quot;Heilige Gral&quot; der in-vitro-Modelle BBB bleibt, und (b) für Auslauf und RMT Mechanismen validiert erhalten. Produktion, Reinigung und Proliferation von RBEC Die größte Herausforderung bei der Kultivierung RBEC ist, um die Reproduzierbarkeit zwischen verschiedenen Kulturen zu erreichen. Standardisierung des Protokolls erfordert hochwertige Werkzeuge für disAbschnitt, hochwertige Reagenzien und Respekt Reagenz Ablaufdaten. Der Versuchsleiter muss in der Mikro-Dissektion unter Stereomikroskop für die schnelle Entfernung der Hirnhäute und große Schiffe aus der Kortexoberfläche qualifizierte werden. Sobald das Gehirn isoliert und mechanisch dissoziiert, ist eine der großen Herausforderungen, die optimale enzymatische Verdauung der frisch isolierten Gehirnmikrogefäßen. Die Art und Qualität der verwendeten Enzyme ist kritisch. Eine Mischung aus Collage Typ I und II und Dispase in hoher Konzentration mit geringer Variabilität zwischen den Chargen verwendet. Wichtig sind auch die Dauer der enzymatischen Verdauung und das Verhältnis zwischen Enzymkonzentration / Gewebegewicht / Volumen der Verdauung. Die beste Ausbeute von Gehirnmikrogefäß-Produktion wurde mit dem Äquivalent von 1 Kortex des Gehirns in 1 ml Collage erhalten / Dispase bei 60 ug / ml während der beiden Aufschlüsse 30 Minuten und 1 Stunde mischen sind. Ebenfalls kritisch ist die Beseitigung von verunreinigenden Zells (Astrozyten und vor allem Perizyten). Diese Zellen vermehren sich bei höheren Rate als Endothelzellen und nicht tight junctions zu etablieren mit dem letzteren, wodurch die Einrichtung einer homogenen Zellschicht mit guten parazellulären Restriktions. In Anbetracht, dass Gehirn-Endothelzellen exprimieren deutlich höhere Efflux-Pumpen, insbesondere P-gp im Vergleich zu den anderen Zelltypen in Mikrogefäßen gefunden, tolerieren sie besser die ansonsten toxischen Konzentrationen von P-gp-Ligand Drogen, während nicht-Endothelzellen werden eliminiert. Puromycin-Behandlung bei 4 ug / ml für die ersten zwei Tage wurde durch zwei weitere Tage bei 2 ug / ml, gefolgt gute Endothelzellen Reinheit zu erhalten. Diese Auswahl kann auch Endothelzellen begünstigen im Vergleich zu denen von Venen, Pre-Kapillare Arteriolen oder größere Mikrogefäße und führen zu strengeren Monoschichten. Darüber hinaus ist die Verwendung von armes Plasma abgeleiteten Rinderserum eine Notwendigkeit Reinkulturen von Endothelzellen 47,48 erhalten. Das Plasma-derIved Serum fehlt Plättchenwachstumsfaktor (PDGF), die mitogen für Fibroblasten ist für glatte Muskelzellen und Perizyten daher. Wir haben beobachtet, dass die Behandlung von Kunststoff und Filter mit einer Mischung aus Kollagen Typ IV von Mäusen und menschlichem Fibronectin ergibt einen erheblichen Vorteil, mit einem 2-fachen Anstieg der Proliferation Ausbeute im Vergleich mit der traditionellen empfohlen Kollagen Typ I aus Rattenschwanz. Wichtige Hinweise für die Zellproliferation von der extrazellulären Matrix wie beispielsweise Integrin-und Wachstumsfaktor (bFGF) Aktivierung 49 vorgesehen. Pufferkonzentration und pH-Wert der Kulturmedien beschrieben worden sind, positiv auf die parazelluläre Dichtigkeit 50 auswirken, und wir beobachteten eine bessere Reproduzierbarkeit der Kulturen mit dem Zusatz von HEPES-Puffer mit 5 mM. Differenzierung von RBEC: Co-Kultur-Establishment auf Filter einfügen Nach Gehirn-Endothelzellen haben been gereinigt und wurden 6 Tage lang vermehrt, können sie auf Filtern plattiert werden. Zellbeschichtung mit hoher Dichte ist entscheidend, um eine perfekte Monoschicht zu erhalten. Ein Aussaatdichte von 160x10 3 Zellen pro 12-Well-Platte Filter notwendig und ausreichend war, um eine Monolayer 24 Stunden nach der Aussaat zu erhalten. Allerdings ist Isolierung von primären Gehirn Endothelzellen aus ihrer Umgebung ein Paradox in den Bau einer BBB-in vitro-Modell, wie es ist bekannt, dass primäre Zellen und insbesondere Gehirn Endothelzellen, sind stark von ihrer Umgebung reguliert und induktive Faktoren hergestellt die verschiedenen umliegenden Zelltypen. Gehirn-Endothelzellen allein kultiviert schnell dedifferenzieren und verlieren einige spezifische Hirn endotheliale Marker. Somit sollte primären endothelialen Zellen bei niedrigen Passage (P1) zumindest teilweise verwendet werden und neu verbunden, mit ihrer Umgebung durch Co-Kultur mit Astrozyten oder Medium durch Astrozyten 47,51 konditioniert. Dies giltgilt für Astrozyten-Differenzierung als Gehirn-Endothelzellen und Astrozyten sind in Zwei-Wege-Induktion beteiligt. Kultivierung RBEC mit Astrozyten führte zu starken Induktion von interendothelialen TJ 52,23. Die molekularen Mechanismen der Re-Induktion weitgehend unbekannt, und Forschung ist im Gange in mehreren Laboratorien auf bestimmte modulierenden Faktoren von Astrozyten sezerniert wird, die eine optimale endothelialen Zelldifferenzierung 53,54 fördern könnten. Faktoren, die von Endothelzellen des Gehirns einschließlich Leukämie inhibierenden Faktor (LIF) sezerniert wurde gezeigt, dass Astrozyten 55,56 Differenzierung zu induzieren. Bevor Co-Kultur-Gründung, wurden Astrozyten, die Differenzierung Medium, das die Glucocorticoid-Rezeptor-Agonist Hydrocortison ausgesetzt und Co-Kultur-konditionierten Medium. Hydrocortison ist bekannt, dass die Dichtheit der Endothelzellen des Gehirns zu verbessern und wird in BBB-Modelle vor allem aus Ratte und Maus 57 58,59 endothelialen Zellen verwendet. Das konditionierte mediUm ist von der unteren Kammer der Endothelzelle / Astrozyten Co-Kultursystem nach 3 Tagen gesammelt und zur späteren Verwendung eingefroren. Der Einsatz von Co-Kultur-konditionierten Mediums reduziert die Zeit der endotheliale Zelldifferenzierung zu 3 Tage mit optimalen parazellulären Permeabilität für 2 Tage und auch eine verbesserte Reproduzierbarkeit zwischen den Kulturen. Insgesamt ist das Protokoll beschreiben wir ergibt eine reproduzierbare TEER über 300 Ohm · cm 2 und eine durchschnittliche parazellulären Permeabilität Koeffizienten Pe (LY) von 0,26 ± 0,11 x 10 -3 cm / min, ähnlich zu den besten Primärzellbasis BBB Modelle 22, 12. Das Protokoll wird beschrieben in der vorliegenden Manuskript mit dem vorgeschlagenen Modulation von Mikrogefäß enzymatische Verdauung kann erweitert werden, um Zellen aus Rattenrückenmark 60 und von Mäusen Hirnendothelzellen. Molekulare und funktionelle Charakterisierung AußerdemTJ Induktion, Astrozyten auch zur Expression von Effluxtransporter wie P-gp in Hirnendothelzellen 61 beitragen. Wir zeigen in der Tat Ausdruck der Effluxtransporter P-gp in der BBB-Modell und wir zeigen die Polarität der P-gp Effluxpumpe Lokalisierung mit biochemischen Methoden und P-gp-Aktivität unter Verwendung eines funktionellen Assays. GLT-1-Expression wurde in den basalen Membranfraktion von Mikrogefäßen festgestellt, jedoch nicht in kultivierten RBEC detektiert. Wir vermuten, dass GLT-1 wurde in unserer RBEC Kultur im Vergleich zu in vivo-Bedingungen und damit nicht durch Western-Blot-Analyse nachweisbar geregelt. Überschüssige Glutamat neurotoxisch und in vivo ist GLT-1 gegen Glutamat-Efflux aus den basalen Fach (Parenchym) zu der apikalen Kammer (Durchblutung) verantwortlich. In Astrozytenkulturen bleibt GLT-1-Expression sehr gering und wird durch Zugabe von Glutamat im Medium 62,63 induziert. Wir conf auchirm der Ausdruck der Zustrom Transporter an der apikalen Membran, wie LRP1, LDLR und TfR. Die Funktionalität der TfR und LDLR wurde mit Bindung und Transportexperimente von Tf-Cy3 und DiLDL von der luminalen auf die abluminalen Seite der Monoschicht wie zuvor mit einem Rind in vitro BBB Modell 64 gezeigt demonstriert. Interessanterweise wurde gezeigt, dass die Lipid Anforderung von Astrozyten erhöht die Expression von LDL-Rezeptor auf Endothelzellen Hirn 65,66 weitere Bestätigung der physiologischen Sprechen zwischen Astrozyten und Endothelzellen des Gehirns, einschließlich in vitro. Wir haben uns entschieden, Transport mit Fluoreszenzfarbstoffen wie veranschau wie Cy3 und Dil bedenkt, dass spektrofluorimetrischen Analyse ist in den meisten Labors zur Verfügung, und kann sich als nützlich erweisen, um in vitro BBB-Modelle zu validieren. Quantifizierung der Fluoreszenz ist jedoch weit weniger empfindlich als die Radioaktivität und erfordert eine Erhöhung der Anzahl von Experimenten, um signifikante Daten zu erhalten.Idealerweise Tf und LDL sind in der Regel radioaktiv markierten (Jod-125) für eine solche Bindung / Aufnahme und den Transport Experimenten. Wir zeigen auch, dass die differenzierte Endothelzellen Monoschicht mit der vorgeschlagenen Protokoll erhalten reagiert auf Entzündungen, die durch TNF-α induziert, wie von CCL2 Mitteilung und BBB Öffnung enthüllt. CCL2 (MCP-1) und seinem Rezeptor CCR2 in ZNS-Erkrankungen wie Multiple Sklerose, experimenteller autoimmuner Enzephalomyelitis (EAE) 67, ZNS-Trauma und 68 werden als Mediatoren der Leukozyten-Migration in das ZNS unter Bedingungen neuroinflammatorische 69,70 bekannt beteiligt. Mit dem Protokoll getestet, können wir nicht feststellen, auf einer polarisierten Sekretion von CCL2 weil BBB-Öffnung ermöglicht die CCL2-Konzentration zwischen den beiden oberen (apikal) und unteren (basal) Fächer ausgleichen lassen. Folglich wir deutlich unterschätzt die Menge des durch die CCL2 RBEC im apikalen Kammer bei 24 Stunden (5A) hergestellt. &gt; Gesamtübersicht und Grenzen der In-vitro-Modelle BBB: I n Vivo gegenüber In-vitro-und Nager gegen Menschen Vergleiche Viel versprechende ZNS-Medikamente, die wirksam bei der BBB-Passage in vitro nachgewiesen scheiterte in klinischen Studien wegen fehlender Vorhersehbarkeit von in-vitro-Modelle BBB oft auf Zellen anderer Spezies als Mensch isoliert basiert. Nach bestem Wissen unseren Erkenntnissen sind die in-vitro-Modelle BBB wahrscheinlich mehr Vorhersage, wenn es um das Studium mechanistische Aspekte von Protein-Netzwerken, Signaltransduktion, Transporter und Rezeptoren kommt. Jeder Mechanismus, Weg oder das Ziel in vitro untersucht werden muss, um seine Regulierung durch komplementäre Umweltreize (andere Zelltypen, Chemikalien, Proteine) mit der gleichen Tierspezies ist und in-situ-Untersuchungen kombiniert werdenUnd, wenn möglich, mit Mikrogefäßen und Endothelzellen aus Menschen isoliert, mit den Einschränkungen und Vorsicht hervorgerufen unten. In-vitro-BBB-Modelle müssen als autonome Systeme, Regelung von Körper isoliert gesehen werden kann, aber immer noch mit großen in-vivo-Eigenschaften und das Potenzial für Regulierung durch Umweltreize dotiert. Kein &quot;ideales&quot; in vitro BBB Modell wurde noch vorgeschlagen 71,72,73 weil die endotheliale Zellmonoschichten fehlen einige wichtige Bestandteile des Neuro Glia Gefäßeinheit (NGVU) und von Blut und Körperregulierung isoliert. Das Fehlen von Perizyten 74,16 oder 17,18 Neuronen oder die verschiedenen Bestandteile der extrazellulären Matrix für die Kunststoffbeschichtung oder dem Kulturmedium und das Serum für das Zellwachstum in den häufigsten und &quot;einfachste gemacht&quot; in vitro BBB Modelle basierend auf Endothelzellen verwendet Zellen mit Astrozyten differenziert kann die Proteinexpression i modulierenn Vergleich mit der in vivo Situation 75. Diese Modelle können viele Transporter in vivo angezeigt zu äußern, aber nicht alle. In einigen Fällen wurden die ersten Transportparameter in isolierten Mikrogefäßen (am nächsten zu der in vivo-Situation) überprüft, und studierte dann in Zellkultursystemen 76,61. Molekularbiologischen Forschung hat es der Charakterisierung von Gen-und Proteinexpression in isolierten Mikrogefäßen und niedrigen Gang Endothelzellkulturen aus der gleichen Art, und zwischen den verschiedenen Arten, meist aus Kleintiere wie Nagetiere (Mäuse und Ratten) oder vom Rind und Schwein Vergleich zu Menschen 77,78,75,15. Transkriptomischen Vergleich zwischen in vivo-und in vitro-Gehirn mikrovaskulären Endothelzellen zeigten zahlreiche Gentranskripten, die differentiell exprimiert wurden und die am häufigsten in vitro signifikant herunterreguliert. Transcripts Zustrom Transportern wie TfR und pr Codierungoteins in Vesikeltransport beteiligt sind vor allem in kultivierten Endothelzellen des Gehirns herunterreguliert, was auf eine allgemeine Abnahme der Endozytose und Vesikeltransport in solchen Zellen. Kultur Manipulation in Bezug auf Reinheit (Puromycin-Behandlung) und die Behandlung mit Hydrocortison kann dazu beitragen, ein &quot;in-vivo-ähnlichen&quot; Genexpressionsprofil 77 wiederherzustellen. Transkriptom-Studien ergaben auch wichtige Unterschiede zwischen Arten, die weiter erschweren Prognosen auf Arzneimittelaufnahme bei Menschen auf der Grundlage Nagetier in vitro BBB-Modelle 75. In-vitro-Modelle, die BBB-Co-Kultur von humanen Endothelzellen und Astrozyten wurden 15 beschrieben. Obwohl relevant sind diese Modelle schwieriger zu implementieren regelmäßig, wie sie dass geregelte Zugang zur postmortalen menschlichen Gewebe und es gibt Heterogenität der Qualität / Eigenschaften der menschlichen Gehirn-Endothelzellen, je nach Alter, Krankheiten und möglicherweise medizinische treatment von Spendern. Anstrengungen unternommen, um neue in-vitro-Modellen, die eine bessere Reproduktion der physiologischen, anatomischen und funktionellen Eigenschaften der in vivo BBB entwickeln. Co-Kulturen, die drei-Zelltypen sind sehr restriktiv und schwierig erscheint, routinemäßig zu implementieren. Bis heute sind die komplexesten in vitro BBB-Modelle sind die dynamischen in-vitro-Modelle (DIV-BBB), die gefäßartige Organisation mit Astrozyten gehören und beinhalten eine Strömung von Medium, das den Blutfluss 75,79,80,81,82 nachahmt, 83,84,85. Wenn zerebralen Endothelzellen zu einer Strom ausgesetzt ist, aktiviert die erzeugte Scherspannung mechanotransducers an der Zelloberfläche, die die Expression verschiedener Gene in Endothelzellen Physiologie wie Zellteilung, Differenzierung, Migration und Apoptose beteiligt 80 zu modulieren. In vivo Scherbeanspruchung durch den Blutstrom erzeugt wird, ist für mitotische Festnahme an der Zellkontakt, der die Einrichtung ermöglicht ein verantwortungsendothelialen Zellschicht der Blutgefäße 80. Genom-und Proteom-Analyse des normalen menschlichen Gehirn mikrovaskulären Endothelzellen zeigte die Auswirkungen der Schubspannung in Endothelzellen BBB Physiologie 84. Scherbeanspruchung ist für das Überleben der Zelle, einen höheren Grad der endothelialen Zelladhäsion, Effluxpumpe Induktion und bessere Polarisation Transporter 75, der Regulierung des Glukosestoffwechsel 75,86, Oxidation durch CYP450 Enzyme 75 und die Regulierung der parazelluläre Permeabilität durch Erhöhung der Expression von Genen, die für die interzelluläre junctional Elemente wie Occludin und ZO-1 87,75,80 und damit hohe TEER rund 1.500 - 2.000 Ohm · cm 2, in der Nähe von in vivo bekannten Parameter 79,80 In der Biotechnologie-und Pharmaindustrie, Routine-Screening von Drogen oder sogar Hochdurchsatz-Screening (HTS) und die Bemühungen um Tierversuche zu reduzieren, führtefür die Entwicklung der verschiedenen Zelllinien in Ersatz der Primärkultur von zerebralen Endothelzellen, die schwieriger zu routineAufbau verbleiben verwendet werden. In den meisten Fällen wurden Primärkulturen von zerebralen Endothelzellen mit einer immortalisierenden Gen (SV40 oder Polyoma large T-Antigen und Adenovirus-E1A) entweder durch Transfektion von Plasmid-DNA oder durch eine Infektion mit retroviralen Vektoren transduziert 88,89,75,. Mehrere endothelialen Zelllinien von zerebralen Ursprungs wie die RBE4, GP8/3.9, GPNT, RBEC1, TR-BBBs oder rBCEC4 Rattenzelllinien 88,75, der b.End3 Mauszelllinie 90,75, die PBMEC/C1 entwickelt - 2 Schweine-Zelllinie 87,75, und die hCMEC/D3 menschlichen Zelllinie 89,75. Andere Modelle, die sich auf Zellen des nicht-zerebralen Ursprungs wie der Madin-Darby-Hundenieren (MDCK)-Zelllinien oder Caco2 12,75 berechnet. Unter den verschiedenen menschlichen Groß endothelialen Zelllinien hat das hCMEC/D3 weit zitieren wordend verbessert und als ein Modell der BBB seit seiner Gründung im Jahr 2005 91,92. Wie bei Primärkulturen, Zelllinien vorhanden Vorteile und Grenzen. Sie sind leichter zu handhaben als Primärkulturen haben eine erweiterte Lebensdauer, sind gut gekennzeichnet und lassen Reproduzierbarkeit zwischen Großversuche. Allerdings können Zelllinien, Gewebe-spezifische Funktionen verlieren, verlieren Umweltregulierung und erwerben ein Molekular Phänotyp ganz andere Zellen in vivo 75, 89. Insbesondere Monoschichten aus Zelllinien vorhanden Dichtheit reduziert, niedrige TEER und Show-Transporter Profilvariation 75,89 erzeugt. Somit Tierversuchen oder Studien in Primärzellen sind oft trotz ihrer zusätzlichen Komplexität bevorzugt.

Viele Medikamente entwickelt, um das Zentrale Nervensystem (ZNS) zu behandeln Erkrankungen sind nicht imstande, die Hirnparenchym in therapeutisch relevanten Konzentrationen zu erreichen. Die BBB schützt Gehirn Nervengewebe, die durch Schwankungen der Plasma-Zusammensetzung, das aus Krankheitserregern, und unterhält Homöostase des Hirnparenchym durch die Einschränkung nicht-spezifischen Ionenfluss, Peptide, Proteine ​​und sogar Zellen in und aus dem Gehirn ein. BBB Eigenschaften durch intime Nähe und Übersprechen zwischen den spezialisierte Klasse Hirnkapillarendothelzellen und benachbarte Elemente der Neuro Glia-Kreiseinheit (NGVU) wie Neuronen induziert und aufrechterhalten wird, Gliazellen (Astrozyten genauer Endfüßchen) und Perizyten umhüllt in der Basalmembran, die hauptsächlich aus Kollagen Typ IV, Fibronectin, Laminin und Proteoglykane 2,3 besteht. Perizyten decken etwa 22 - 32% des Endothels an der Kapillare Ebene und spielen eine wichtigeRolle bei der Regulation der Proliferation Endothel, Angiogenese-und Entzündungsprozessen. Endothelzellen bilden eine kontinuierliche Bahn für die innere Oberfläche der Kapillaren. Sie werden von TJs, das eine bandartige Struktur an der apikalen Bereich bilden und dazu beitragen, dass Polarisierungszelle verbunden. Astrozyten regulieren BBB Eigenschaften und sind Quellen von wichtigen Regulationsfaktoren wie TGF-β, GDNF, bFGF und IL-6. Astrozyten in GFAP mit unvollständiger Funktionalität mangelhaft sind nicht in der Lage, um BBB-Eigenschaften 4 zu regeln. Neuronen nicht direkt strukturell in der Bildung der BBB beteiligt, sondern auch regulieren wichtige Aspekte der Proteinexpression und BBB Funktionen 5. Um die Struktur, Physiologie und Pathologie des BBB weiter untersuchen, wurden in vitro-Modelle der Blut-Hirn als Forschungswerkzeuge entwickelt. Gehirn-Endothelzellen wurden aus verschiedenen Spezies extrahiert wurden, in vitro-Modelle zu implementieren BBB basierendauf niedrigen Gang Primärkulturen aus Rinder 6,7, Schweine 8,9, 10,11,12 Ratte, Maus 13 und auch menschliche 14,15. Diese Modelle sind bekannt, die in vivo BBB nachahmen insbesondere wenn co-kultiviert mit Glia-Zellen aus Ratten-oder Maus-und / oder Perizyten 16,12, und / oder neuronalen Vorläuferzellen stamm 17 Astrozyten und / oder Neuronen 18. Die &quot;im Labor&quot;-Modelle sind oft von Nagetieren hergestellt, weil sie in vitro / in vivo-Experimenten und-Vergleiche und / oder der Untersuchung von Hirnendothelzellen aus transgenen Modellen 19 erzeugt. Neu in vitro BBB-Modelle entwickelt wurden auch entwickelt, um vorherzusagen Aufnahme in das Gehirn von möglichen ZNS-Wirkstoffkandidaten vor der in-vivo-Tests 15,20,21,3,6,22,11,23. In vitro BBB-Modelle sind in der Regel verwendet, um zu vergleichen der Transport von Medikamenten mit: i) bekannt Eindringen in das ZNS oder mit low Durchlässigkeit über die BBB und keine zentralen Wirkungen, und ii) die scheinbare Pe der gleichen Medikamente in Tiermodellen der gleichen Spezies gemessen. Die Drogen, die leicht passieren die BBB sind meist lipophilen und überqueren die Gehirn endothelialen Zellmembranen durch Lipid-vermittelte freie Diffusion (Koffein, Carbamazepin, etc.). Die negativ transportiert Medikamente wie Digoxin, Verapamil oder Cyclosporin A aktiv durch Hirnendothelzellen Effluxtransporter wie P-gp extrudiert. Viele der neu entwickelten therapeutischen Moleküle sind jedoch Biopharmazeutika, wie rekombinante Proteine, monoklonale Antikörper oder siRNAs. Die meisten von ihnen die BBB nicht kreuzen durch: i) Fehlen spezifische Transporter, und ii) die dicht gepackten Schicht von Endothelzellen, die hochmolekulare Moleküle aus unterziehen parazellulären Durchgang zu verhindern. Mit dieser Grenzen, &quot;Trojanische Pferd&quot; Strategien wurden unter Verwendung von Vektoren (Antikörper, Peptide) gegen bekannte Rezeptoren an der BBB, beteiligt i implementiertn-Rezeptor-vermittelten Transport oder Transzytose (RMT), wie die Transferrin (Tf)-Rezeptors (TfR), der Insulin-Rezeptor (IR) oder Mitglieder der LDL-Rezeptor (LDLR)-Rezeptorfamilie verwandt (LDLR, LRP1). Solche Rezeptoren wurden auf isolierte Gehirn Kapillaren und in der BBB wurden in vivo 24,25 gefunden. Transkriptionsprofile für diese Rezeptoren, insbesondere diejenigen der Familie LDLR wurden analysiert und verglichen zwischen Endothelzellen des Gehirns und Gehirn-Endothelzellen kokultiviert mit Astrozyten im Gehirn oder Kapillaren unmittelbar nach ihrer Extraktion aus Gehirn 26. Pardridge 24 geöffnet, das Feld mit dem OX-26 Antikörper gegen den Transferrinrezeptor (TfR), gefolgt von Antikörper gegen den Insulinrezeptor und den Insulin-Wachstumsfaktor-Rezeptor 27,28. Mit diesen Antikörper basierte Vektoren, hat ArmaGen Technologies einen BBB molekularen Trojaner-Plattform-Technologie über die BBB 29 entwickelt, um Medikamente zu liefern, einschließlich Proteinen. DieLiteratur ist reich an Daten, die LRP1-Expression in Endothelzellen des Gehirns und seiner Rolle als leistungsfähiges endozytischen / Scavenger-Rezeptor. Western-Blot-Analyse ergab, dass LRP1 wird in Fraktionen in Hirnkapillaren angereichert und im Rattenhirn-Kapillarendothelzellen 30 ausgedrückt. Unternehmen wie Angiochem Ziel LRP1 mit von Aprotinin abgeleitetes Peptid-Vektoren, die effiziente Wirkstoff Zustrom über die BBB 31 zu fördern. Allerdings ist auch in LRP1 aktiven Transport von Aß und seine Auslauf / Abstand von Hirnparenchym, um den Blut 32 beteiligt. Solche Daten beinhalten LRP1 in einem bidirektionalen Transport über die BBB in Abhängigkeit von seiner Liganden. biOasis entwickelt die Transcend Technik unter Verwendung eines Proteins Melanotransferrin für den Transport von biologischen wie lysosomalen Enzymen und Antikörpern durch die BHS 33 während VECT-HORUS entwickelt Peptidvektoren, die LDLR 34 zielen. Es werden Daten darauf hindeutet, dass die LRP und LDL-Rezeptor kann zum Unterschied zu transportierenerent Moleküle wie lysosomale Enzyme 35,36 oder Nanopartikel-Komplexen über die BBB 37. Unsere Interessengebiet ist Arzneimittelabgabe an das ZNS mit Vektormolekülen und vektorisiert Drogenkandidaten für die Behandlung von ZNS-Erkrankungen. Insbesondere weist Arzneimittelabgabe über die BBB in den Kontext der Neuroentzündung, ein Prozess, in dessen Umfang variieren kann berücksichtigt werden, aber das ist wahrscheinlich für alle ZNS-Läsionen und Erkrankungen wie Enzephalitis, multipler Sklerose, Alzheimer-Krankheit usw. Neuroinflammation ist mit BBB-Entzündung und möglicherweise mit Veränderungen in Physiologie und Durchlässigkeit BBB bedenkt, dass parazellulären und transzellulären Transport in pathologischen Bedingungen 38,39,40,41,42,43 verstärkt werden verbunden. Zum Beispiel TNF-α, TWEAK und andere Cytokine modulieren Entzündung und Experimenten mit in vitro BBB Modelle haben gezeigt, dass sie den parazellulären Eigenschaften th zu veränderne endotheliale Zellschicht 38,39,40 und TNF-α führt auch zu einem Anstieg der transzellulären Transport von LDL 41, Holotransferrin 42 und 43 Lactoferrin. Unser Ziel war die Entwicklung und Charakterisierung ein optimiertes und hoch reproduzierbare Ratte syngenen BBB-Modell mit Co-Kulturen von primären Gehirn Endothelzellen und Astrozyten. Wir haben 5 Wochen alt und neonatalen Wistar-Ratten für Gehirn-Endothelzellen-Produktion und Astrozyten-Produktion auf. Eine Herausforderung war es, ein Protokoll, das die Produktion von &quot;Wochen reproduzierbar&quot; BBB-Modelle zu etablieren. Um dieses Ziel zu erreichen, wurde jeder Schritt der Produktion Protokoll an festen Tagen in der Woche durchgeführt, ausgehend vom Gehirn Mikrogefäß Produktion am Mittwoch der ersten Woche. Dissektionen wurden fast jede Woche in den letzten 3 Jahren durchgeführt. Um die Reproduzierbarkeit der Kulturen weiter zu verbessern, wurde ein Qualitätssicherungssystem etabliert. Alle Reagents und Chemikalien wurden in einer Datenbank (Datum der Eintragung, Lager, Verfalldatum, etc.) verwiesen. Das Modell wurde nach einer Reihe von Kriterien, wie Endothelzellen Organisation und Reinheit aus, TEER, LY Durchlässigkeit, Reaktion auf pro-inflammatorische Mittel, qualitative und quantitative Ausdruck der TJ-Proteine, die Funktionalität von Efflux-Transporter wie P-gp, und Rezeptoren in Transzytose durch die endotheliale Zellschicht, wie die TfR oder LDL-Rezeptor beteiligt.

<table><tbody><tr><td>BSA-Fraktion V niedriges Endotoxin</td><td>PAA</td><td>K45-011-500g</td><td>4 &deg; C&nbsp;</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Invitrogen</td><td>15140-122-20</td> <td>&deg; C</td></tr><tr><td>0,05 % Trypsin-EDTA (1X)</td><td>Invitrogen</td><td>25300-054-20</td> <td>&deg; C</td></tr><tr><td>DMEM Invitrogen mit hohem Glukosegehalt</td><td></td><td>61965-026</td><td>4 > C&nbsp;</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum</td><td>Invitrogen</td><td>10270-098-20</td> <td>&deg; C / 1 Jahr</td></tr><tr><td>T75 Kolben</td><td>Becton Dickinson Falcon</td><td>353135</td><td></td></tr><tr><td>HEPES Puffer (1 M)</td><td>Invitrogen</td><td>15630-056</td><td>4 &deg; C / 1 Jahr</td></tr><tr><td>Kollagen Typ IV Maus (10 x 1 mg)</td><td>Becton Dickinson</td><td></td> <td>356233-20 &deg; C / 1 Monat</td></tr><tr><td>Fibronektin Humain-Plasma (5 mg)</td><td>Becton Dickinson</td><td></td> <td>356008-20 &deg; C / 1 Monat</td></tr><tr><td>Vannas Federschere, gerade (9 cm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>91500-09</td><td></td></tr><tr><td>Schere, gerade (9 cm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>14568-09</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette Dumont #5/45 (11 cm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Graefe Pinzette, Spitzenbreite 0,8 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Graefe Pinzette, Kurvenspitze 0,8 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>11051-10</td><td></td></tr><tr><td>Kollagenasen / Dispase-Mix (2 x 5 mg)</td><td>Roche Diagnostics</td><td>05 401 054 001-20</td> <td>&deg; C / 3 Monate</td></tr><tr><td>DNase I (100 mg / 569 KU / mg)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>DN25-100</td> <td>mg-20 &deg; C / 1 Jahr</td></tr><tr><td>Gentamicin (10 mg/ml)</td><td>Invitrogen</td><td>15710-049</td><td>4 &deg; C / 1 Jahr</td></tr><tr><td>DMEM/F12</td><td>Invitrogen</td><td>31331-028</td><td>4 > C&nbsp;</td></tr><tr><td>Rinderserum aus plättchenarmem Plasma (500 ml)</td><td>Clinisciences</td><td>BT-214-100-20</td> <td>&deg; C / 1 Jahr</td></tr><tr><td>bFGF (10 & Mikro; g)</td><td>Invitrogen</td><td>13256-029-20</td> <td>&deg; C / 6 Monate</td></tr><tr><td>Heparin Na Salz aus der Schweineschleimhaut Grade I</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H3149-100KU</td><td>4 &deg; C / 1 Jahr</td></tr><tr><td>Puromycin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P8833-10</td> <td>mg-20 &deg; C / 6 Monate</td></tr><tr><td>ITSX</td><td>Invitrogen</td><td>51500-056</td><td>4 > C / 1 Jahr</td></tr><tr><td>Polyethylen-Hängezelleneinsatz für 12-Well-Platten</td><td>Millipore</td><td>PIRP15R48</td><td>Porosität: 1 & Mikro; m Oberfläche: 1,1 cm2</td></tr><tr><td>Hydrocortison</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H0888-1</td> <td>g-20 &deg; C / 1 Jahr</td></tr><tr><td>Maus Anti-CD31 / PECAM&nbsp;</td><td>Chemicon</td><td>MAB1393, Klon TLD-3A12 (1 mg/ml)</td><td>1/200 - Fixierung PFA 4%</td></tr><tr><td>Kaninchen Anti-Von Willebrand</td><td>Chemicon</td><td>AB7356</td><td>1/200 - Fixierung PFA 4%</td></tr><tr><td>Maus Anti-Desmine</td><td>Chemicon</td><td>MAB3430</td><td>1/200 - Fixierung PFA 4%</td></tr><tr><td>Maus Anti-Vimentin</td><td>Invitrogen, Zymed</td><td>08-0052 Klon V9, (58 &micro; g/ml)&nbsp;</td><td>1/50 - Fixierung PFA 4%</td></tr><tr><td>Maus Anti-Claudin-5</td><td>Invitrogen, Zymed</td><td>35-2500, (500 &micro; g/ml)</td><td>1/200 - Fixierung PFA 4%</td></tr><tr><td>Kaninchen Anti-ZO-1</td><td>Invitrogen, Zymed</td><td>61-7300 (250 &micro; g/ml)</td><td>1/200 - Fixierung PFA 4%</td></tr><tr><td>Kaninchen Anti-Occludin&nbsp;</td><td>Invitrogen, Zymed</td><td>71-1500 (250 &Mikro; g/ml)</td><td>1/200 - Fixierung PFA 4%</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488, 594 konjugierte Sekundärantikörper</td><td>Invitrogen</td><td></td><td>1/800</td></tr><tr><td>Lucifer Yellow CH, Dilithiumsalz</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L0259-20</td> <td>&deg; C</td></tr><tr><td>TNF-alpha human</td><td>PeproTech</td><td>300-01A-20</td> <td>&deg; C</td></tr><tr><td>Ratte MCP-1 ELISA Kit</td><td>PeproTech</td><td>900-K59</td><td>4 > C / -20 &Grad; C</td></tr><tr><td>Maus Anti-P-Glykoprotein</td><td>Covance, Eurogentec</td><td>SIG-38710-1000, Klon C219 (1mg/ml)</td><td>1/400 - Fixierung PFA 4% 1/200 (Western Blot)</td></tr><tr><td>Kaninchen anti-GLT-1</td><td>Abcam</td><td>ab41621</td><td>1/1.000 (Western Blot)</td></tr><tr><td>Rhodamin 123</td><td>Sigma Aldrich</td><td>83702</td><td>4 &deg; C</td></tr><tr><td>Verapamil Hydrochlorid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>V4629 4</td><td>&deg; C</td></tr><tr><td>Cyclosporin A</td><td>Sigma Aldrich</td><td>30024</td><td>4 &deg; C</td></tr><tr><td>Monoklonaler anti-a2-Makroglobulinrezeptor (CD91, LRP1) gegen die b-Kette der Aminosäure 4291-4344 in einer EGF-Wiederholung</td><td>American Diagnostica</td><td>3501 (100 &micro; g/ml)</td><td>1/5 - Fixierung PFA 4%</td></tr><tr><td>Maus Anti-LDLR</td><td>R& D systems</td><td>AF2255 (200 & Mikro; g/ml)</td><td>1/50 - Fixierung PFA 4%</td></tr><tr><td>Rattentransferrin-Cy3</td><td>Gentaur</td><td>JOR160050</td><td>4 &deg; C</td></tr><tr><td>DiILDL</td><td>Invitrogen</td><td>L-3482</td><td>4 &deg; C</td></tr></tbody></table>

einrichten einer<em&gt; in-vitro-</em&gt; modell der ratte blut-hirn-schranke (bbb): ein fokus auf bbb-undurchlässigkeit und rezeptor-vermittelten transport

Setting-up an In Vitro Model of Rat Blood-brain Barrier (BBB): A Focus on BBB Impermeability and Receptor-mediated Transport

Die Blut-Hirn-Schranke (BBB) ​​spezifisch reguliert molekularen und zellulären Fluss zwischen Blut und Nervengewebe. Unser Ziel war die Entwicklung und Charakterisierung eines hoch reproduzierbare syngenen Ratten in vitro-Modell der BHS mit Co-Kulturen von primären Ratten-Gehirn-Endothelzellen (RBEC) und Astrozyten an Rezeptoren in Transzytose durch die endotheliale Zellschicht beteiligt studieren. Astrozyten wurden durch mechanische Präparation folgenden Trypsinverdau isoliert und für die spätere Co-Kultur eingefroren. RBEC wurden von fünf Wochen alten Ratte Kortex isoliert. Die Gehirne wurden von Hirnhaut und der weißen Substanz gereinigt und folgende enzymatische Verdauung mechanisch dissoziiert. Danach wurde das Gewebe-Homogenat in Rinderserumalbumin zentrifugiert, um Bruchstücke von Gefäßnervengewebe zu trennen. Die Gefäßfragmente erfuhr eine zweite enzymatische Verdauung freien Endothelzellen aus ihren extrazellulären Matrix. Die restlichen kontaminierenden Zellen wie Perizyten wurden feitere durch Ausplattieren der Mikrogefäßfragmente in Puromycin-haltigem Medium eliminiert. Sie wurden dann auf Filter für Co-Kultur mit Astrozyten am Boden der Vertiefungen gezüchtet agiert. RBEC ausgedrückt hohe Tight Junction (TJ) Proteine ​​wie Occludin, Claudin-5 und ZO-1 mit einem typischen Lokalisation an den Zellgrenzen hinweg. Die transendotheliale elektrischen Widerstand (TEER) von Hirn endothelialen Monoschichten, was die Dichtheit der TJs erreicht 300 Ohm · cm 2 im Durchschnitt. Die Endothelzellen Permeabilitätskoeffizienten (Pe) für Lucifer Yellow (LY) war in hohem Maße reproduzierbar mit einem Durchschnitt von 0,26 ± 0,11 x 10 -3 cm / min. Gehirn-Endothelzellen in Monoschichten organisiert ausgedrückt Effluxtransporters P-Glykoprotein (P-gp), zeigte einen polarisierten Transport von Rhodamin 123, einem Liganden für P-gp und zeigten spezifische Transport von Transferrin-Cy3 und DiILDL durch die endotheliale Zellschicht. Abschließend bieten wir ein Protokoll für die Einrichtung eines in-vitro-BBB-Modell, das in hohem Maße reproduzierbar durch die Methoden der Qualitätssicherung ist, und das ist für die Forschung auf BBB Transporter und Rezeptoren.

Das Ziel der vorliegenden Studie war es, die Reproduzierbarkeit der einem in vitro-Modell mit BBB eine Ratte syngenen Co-Kultur von Endothelzellen und Astrozyten zu validieren. Die Endothel-Zellschicht vorgestellt hohen und niedrigen TEER LY Durchlässigkeit. Expression spezifischer TJ Proteinen wurden funktionellen Antworten zu Entzündungen und Funktionalität von Transportern und Rezeptoren untersucht.

Einrichten einer<em&gt; In-vitro-</em&gt; Modell der Ratte Blut-Hirn-Schranke (BBB): Ein Fokus auf BBB-Undurchlässigkeit und Rezeptor-vermittelten Transport

The blood brain barrier (BBB) specifically regulates molecular and cellular flux between the blood and the nervous tissue. Our aim was to develop and ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, ein hoch reproduzierbares in-vitro-Modell der Blut-Hirn-Schranke der Ratte aufzubauen. Dies wird erreicht, indem unter einem Stereomikroskop die Sehnerven, das Kleinhirn und die Hirnhäute entfernt, anschließend die beiden Großhirnhemisphären voneinander getrennt und präpariert werden, um ein sauberes Stück Kortex zu erhalten. Der zweite Schritt besteht darin, die Mikrogefäße aus dem Kortex durch enzymatische Behandlung und dichteabhängige Zentrifugation zu isolieren. Anschließend werden die Mikrogefäße ausplattiert und mit Puromycin inkubiert, um die Endothelzellen von kontaminierenden Zellen wie Parasiten zu reinigen. Reine Kulturen von Gehirn-Endothelzellen proliferieren, bis die Zellen eine Konfluenz von 90 % erreichen. Der letzte Schritt besteht darin, die Differenzierung der Ratten-Gehirn-Endothelzellen zu induzieren, indem die Zellen in der oberen Kammer der Insert-Filter kultiviert und mit zuvor vorbereiteten und ausplattierten Ratten-Astrozyten kokoziert werden.Letztlich kann die differenzierte monolayerartige Schicht von Gehirnendothelzellen durch den Nachweis spezifischer Tight-Junction-Proteine sowie durch den Permeabilitätsindex einer Referenzverbindung charakterisiert werden, der die Endothelzellschicht von der oberen Kammer aus durchdringt. In-vitro-BBB-Modelle wie das hier vorgestellte sind nützlich, um die zelluläre Verteilung zentraler Moleküle zu untersuchen und grundlegende zelluläre und molekulare Mechanismen der BBB-Funktion aufzuklären. Insbesondere ermöglichen solche Modelle die Untersuchung von BBB-Rezeptoren und deren Beteiligung an Endozytose, Vesikeltransport und Transzytose in unseren Händen.Die in-vitro-BBB-Modelle werden hauptsächlich verwendet, um die gezielte Ansteuerung spezifischer Rezeptoren mit von uns entwickelten Peptidvektoren zu untersuchen. Um die Arzneimittelverabreichung ins zentrale Nervensystem über die Blut-Hirn-Schranke zu erleichtern, nutzen wir ein Verfahren, das als rezeptorvermittelte Transzytose bekannt ist, auch als Trojanisches-Pferd-Ansatz bezeichnet. Eine visuelle Beschreibung ist entscheidend, da Personen, die neu in dieser Methode sind, über Dissektionsfähigkeiten verfügen müssen und ein Mikroskop benötigen, um während des Zellproduktionsprozesses schnell und präzise genug zu sein, um das Überleben des Gewebes sicherzustellen.Ein weiterer kritischer Punkt ist ein vorzeitiges Beenden der fragilen und der Tele-Salmon-Area, um eine Öffnung der Barriere während der Experimente zu vermeiden. Schließlich wird diese Idee Details entlang des Protokolls aufzeigen, die den Unterschied zwischen roten und visualisierten Protokollen ausmachen, wobei die Durchführung der Prozedur durch mich und meinen Kollegen demonstriert wird. Beginnen Sie dieses Verfahren, indem Sie zwei T-75-Flaschen mit Kollagen Typ vier und Fibronectin bei einem Mikrogramm pro Quadratzentimeter in steriler Kulturflüssigkeit beschichten und sie im Inkubator bei 37 Grad Celsius haften lassen, bis die Besiedlung der Mikrogefäße erfolgt.Zwei Tage später das Gehirn aus dem Schädel von drei fünf Wochen alten Vista-Ratten entfernen und die Gehirne in eine mit kaltem Dissektionspuffer gefüllte Petrischale überführen, die auf Eis steht. Die Gehirne ohne Kleinhirn und Sehnerven dissezieren. Anschließend jedes Gehirn unter dem Stereomikroskop der Länge nach halbieren, um die beiden Großhirnhemisphären zu trennen.Führen Sie einen weiteren Schnitt durch, um das Mittelhirn zu entfernen, und übertragen Sie alle vier Gehirne in eine saubere Petrischale auf Eis mit Dissektionspuffer. Übertragen Sie dann ein Vorderhirn in eine neue Petrischale, die mit kaltem Dissektionspuffer gefüllt ist. Halten Sie es mit einer Pinzette fest und lösen Sie vorsichtig die Hirnhäute von den Rändern des Vorderhirns ab. Danach das Vorderhirn umdrehen und die Hirnhäute vorsichtig entfernen, ohne sie zu zerreißen. Sicherstellen, dass das Vorderhirn vollständig von den Hirnhäuten befreit ist, und den verbleibenden Teil der Sehnerven durchtrennen. Ziel dieses Arbeitsschritts ist es, die Schicht aus weißer Substanz zu entfernen, um eine Cortexschale zu erhalten.Beginnen Sie damit, das Vorderhirn am Rand zu fixieren und ziehen Sie dann vorsichtig die Pinzette entlang der Oberfläche, wobei darauf geachtet werden muss, die Oberfläche der Großhirnrinde nicht zu beschädigen. Stellen Sie anschließend sicher, dass das Gehirn frei von den Hirnhäuten ist, indem Sie es umdrehen und überprüfen, ob keine Reste der Hirnhäute oder großen Oberflächengefäße vorhanden sind. Danach, beginnend mit der Entnahme der drei Gehirne aus dem Schädel, sollte die gesamte Zeit für die Dissektion zur Gewebeerhaltung und Zellüberlebensfähigkeit nicht länger als zwei Stunden betragen.Überführen Sie die Hirnrinden von drei Gehirnen in sechs Milliliter kaltes Dissektionspuffer in einem sieben Milliliter-Down-Homogenisator und dissoziieren Sie anschließend die Hirnrinden mit 10 Auf- und Ab-Bewegungen mit dem ersten Stößel mit größerer Spielfreiheit, gefolgt von 10 Auf- und Ab-Bewegungen mit dem zweiten Stößel mit geringerer Spielfreiheit. Danach überführen Sie sechs Milliliter der Suspension in ein neues 50-Milliliter-Falcon-Röhrchen und spülen den Down-Homogenisator mit 24 Milliliter kaltem Dissektionspuffer aus. Teilen Sie die Suspension auf drei Falcon-Röhrchen auf, um das Äquivalent einer Hirnrinde pro Röhrchen zu erhalten. Anschließend zentrifugieren Sie bei 1000 ×g für fünf Minuten bei Raumtemperatur.Die Beobachtung des Pellets zeigt einen rosa Farbverlauf, der den Anteil der Mikrogefäße aus den Kortizes darstellt. Entsorgen Sie nun den Überstand und homogenisieren Sie das Pellet aus einem Kortex mit einem Milliliter enzymatischer Lösung, die eine Mischung aus Kollagenasen Dyse, DNA Typ eins und Gentamycin enthält. Stellen Sie die Röhrchen 30 Minuten lang in einen Schüttler bei 37 Grad Celsius.Anschießend 1 Milliliter des Verdauungsgemischs mit 10 Milliliter 25 % BSA-HBSS ein Mal verdünnt mischen und die Röhrchen vorsichtig verwirbeln, gefolgt von einer Trennung mittels dichteabhängiger Zentrifugation bei 3.600 G über 15 Minuten bei Raumtemperatur. Nach der dichteabhängigen Zentrifugation enthält das Pellet die Mikrogefäße, während die obere Scheibe Myelin, Hirnparenchym und verbleibende Mikrogefäße enthält. Die obere Scheibe und den Überstand vorsichtig in saubere 50-Milliliter-Falcon-Röhrchen überführen.Achten Sie darauf, das Mikrogefäße-Pellet nicht zu aspirationieren; vorsichtig den Kolben vortexen und die dichteabhängige Zentrifugation während der zweiten Zentrifugation erneut durchführen. Das resultierende Pellet, das die Mikrogefäße enthält, bei vier Grad Celsius aufbewahren. Nach der zweiten dichteabhängigen Zentrifugation die obere Scheibe und die Snat-Mischung vorsichtig entfernen und die resultierenden Pellets, die die Mikrogefäße aus beiden Zentrifugationen enthalten, mit einem Milliliter kaltem HBSS 1 x resuspendieren.Als Nächstes werden die Mikrogefäße mit 20 Milliliter kaltem HBSS 1× gewaschen und bei 1000 ×g fünf Minuten lang zentrifugiert. Anschließend wird der Überstand dekantiert, wobei darauf zu achten ist, die Mikrogefäße nicht zu verlieren. Das Pellet aus Mikrogefäßen aus einem Cortex wird mit einem Milliliter derselben enzymatischen Lösung homogenisiert, nachdem die Röhrchen vorsichtig verwirbelt wurden.Digestieren Sie die Mikrogefäße weitere eine Stunde lang bei 37 Grad Celsius in einem Schüttler. Danach mischen Sie die digerierten Mikrogefäße aus den drei Kortizes in einem Reagenzglas. Teilen Sie die Mischung erneut auf zwei 50-Milliliter-Falcon-Röhrchen auf, um die Mikrogefäße zu erhalten, die aus jeweils der Hälfte eines Kortex stammen.Danach bei 1000 Gs fünf Minuten lang zentrifugieren. Unmittelbar vor dem Ansäen der Mikrogefäße bei Raumtemperatur zwei beschichtete T-75-Flaschen aus dem Inkubator entnehmen und den Überschuss an Beschichtungslösung abpipettieren. Den Überstand verwerfen und das Mikrogefäße-Pellet in einem Milliliter ECM resuspendieren, jedes Gefäß mit ECM auf insgesamt 10 Milliliter auffüllen, angereichert mit vier Mikrogramm pro Milliliter.Verwenden Sie Pur­my­cin, um den Reinigungsprozess zu starten, und impfen Sie die Mikrogefäße im Kolben aus. Stellen Sie anschließend die Kolben in den Inkubator bei 37 Grad Celsius und 5 % CO₂, um die Adhäsion der Mikrogefäße an die Kollagen-Fibronectin-Matrix zu ermöglichen, gefolgt vom Reinigungsprozess. 24 Stunden nach der Aussaat der Mikrogefäße waschen Sie den Zelltrümmer mit frischem ECM ab und ersetzen das Kulturmedium durch ECM, das mit vier Mikrogramm pro Milliliter Pur­my­cin ergänzt ist, bis zum fünften Tag im Inkubator bei 37 Grad Celsius und 5 % CO₂. 24 Stunden nach der Aussaat der Mikrogefäße beginnen die endothelialen Zellen, auf der Kollagen-Fibronectin-Matrix zu migrieren und sich auszubreiten. Am fünften Tag, um den Reinigungsprozess abzuschließen, waschen Sie den Zelltrümmer mit frischem ECM ab und ersetzen das Kulturmedium durch ECM, das mit zwei Mikrogramm pro Milliliter ergänzt ist.Puramycin für drei weitere Tage zur Proliferation. Am Tag acht die Zellen waschen und Insulin, Transferrin und Natriumselenit hinzufügen. Bis zum Tag 10 das Kulturmedium so lange ergänzen, bis die Kulturen eine Konfluenz von 90 % erreichen.Am achten Tag bereiten Sie die Filter von drei 12-Loch-Platten vor, indem Sie sie mit einer Mischung aus Kollagen Typ vier und Fibronectin, jeweils in einer Konzentration von 0,5 Mikrogramm pro Quadratzentimeter in steriler Kulturflüssigkeit, beschichten. Beginnen Sie damit, 1,5 Milliliter sterile Kulturflüssigkeit in die untere Kammer zu geben.Anschießend 0,5 Milliliter der Mischung in die obere Kammer geben. Die Matrix bei 37 Grad Celsius haften lassen, bis am selben Tag die endothelialen Zellen fünf Tage vor der Einrichtung der Ko-Kultur ausgesät werden. Die Astrozyten aus den Kryoröhrchen bei 37 Grad Celsius auftauen und die Zellen in ein 15-Milliliter-Falcon-Röhrchen mit 10 Milliliter GCM überführen, zentrifugieren.Die Suspension bei 120 ×g für acht Minuten bei Raumtemperatur zentrifugieren. Dann das Astrozyten-Pellet in GCM resuspendieren und mit einer Dichte von 30.000 Zellen pro Quadratzentimeter aufplattieren. Die 12-Loch-Platten am 10. Tag vor der Dissoziation der RBEC mit Trypsin in den Inkubator bei 37 °C, 5 % CO₂ stellen.Spülen Sie den vorkodierten Filter mit DMM F 12 Medium, füllen Sie die Kammer mit ECM auf und stellen Sie sie am selben Tag bis zur RBEC-Besiedlung wieder in den Inkubator. Waschen Sie die RBEC zweimal mit DPBS ohne Calcium und Magnesium. Geben Sie pro T 75-Flasche vier Milliliter warme Trypsin-EDTA-Lösung bei 37 Grad Celsius genau 30 Sekunden lang zu und entfernen Sie anschließend 3,5 Milliliter der Trypsin-EDTA-Lösung.Dabei darauf achten, dass die endothelialen Zellen stets von einer Schicht aus Trypsin-EDTA bedeckt sind. Anschließend die Ablösung der Zellen mittels mikroskopischer Beobachtung verfolgen. Sobald die Zellschicht beginnt, sich von der Matrix zu lösen, vorsichtig an den Rand des T-75-Fläschchens klopfen, bis alle Zellen im Suspens.Geben Sie drei Milliliter ECM in jeden T-75-Flasche und überführen Sie die Flasche in ein 50-Milliliter-Falcon-Röhrchen. Wiederholen Sie diesen Schritt zweimal, um durch Spülen des Mediums alle Zellen zu gewinnen.Lösen Sie die Zellsuspension sehr vorsichtig durch viermaliges Auf- und Abpipettieren mit einer 10-Milliliter-Pipette, die mit einer gelben Spitze ausgestattet ist. Zählen Sie die Zellen in der Suspension und impfen Sie sie am folgenden Tag unverzüglich mit hoher Dichte auf die vorcodierten und vorgefüllten Filter auf. Wechseln Sie das Medium des oberen Kompartiments zweimal, um Zelltrümmer zu entfernen und eine Störung der Zellschicht während des Mediumwechsels zu vermeiden.Neigen Sie die Platte leicht und nähern Sie sich mit der Aspirationspipette nicht zu stark an, wobei stets etwas Medium über der Zellmonoschicht verbleibt, um eine Austrocknung der Zellmonoschicht während des Mediumwechsels zu vermeiden. Waschen Sie jeweils nur sechs Inserts gleichzeitig. 24 Stunden nach der Aussaat muss die Zellmonoschicht konfluent sein.Dann am selben Tag, einen Tag vor der Einrichtung der Kokultur, ersetzen Sie am Tag 12 das Kulturmedium der Astrozyten durch 1,5 Milliliter ergänztes Differenzierungsmedium, was als erster Tag der Differenzierung definiert ist. Ersetzen Sie das Kulturmedium der Filter, die die RBEC enthalten, durch Differenzierungsmedium. Danach überführen Sie die RBEC-Filter unter diesen Bedingungen in die Vertiefungen, die die Astrozyten enthalten.In-vitro-Modelle differenzieren sich und exprimieren junction-assoziierte Proteine innerhalb von drei Tagen, wobei die optimale Differenzierung noch drei weitere Tage anhält. Hier wurde die Zellmonoschicht mit Menton immungefärbt, um eine konfluente monoschichtige Gehirnendothelzellschicht mit nicht überlappenden Morphologien und den typischen spindelförmigen Zellen mit endothelialer Morphologie sowie die Expression von Tight-Junction-Proteinen, darunter ZO-1 und Occludin, sichtbar zu machen. Die Dichtheit der Monoschicht im 12-Well-BBB-Modell wurde durch die Messung des Transports von Lucifer Yellow bewertet.Die Ergebnisse werden als Permeabilität oder PE in 10 hoch minus drei Zentimetern pro Minute angegeben, und die Barriere gilt als permeabel oder offen, wenn der PE-Wert von LY über 0,6 × 10⁻³ cm/min liegt. In den letzten Jahrzehnten haben zahlreiche Publikationen und Übersichtsarbeiten Informationen über statische und dynamische in-vitro-BBB-Modelle verschiedener Spezies bereitgestellt. Solche Modelle sind jedoch nach wie vor schwierig zu handhaben, und die Reproduzierbarkeit der Barrierequalität bleibt ein wesentliches Ziel.Nachdem Wissenschaftler dieses Video angesehen haben, sollten sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man ein In-vitro-Modell der PBB herstellt und charakterisiert.

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Dieses Video beschreibt einen Permeabilitätsassay zur Bewertung der Permeabilität der in vitro Blut-Hirn-Schranke mit Natriumfluoresceinmolekülen.

Assay zur Nachahmbarkeit der Blut-Hirn-Schranke: Ein In-vitro-Assay zur Beurteilung der Durchlässigkeit von BHS-Nachahmung gegenüber Tracermolekülen

Dieses Video demonstriert eine Methode zur Untersuchung der Permeation durch ein in vitro Blut-Hirn-Schranken-Modell (BHS) unter Verwendung von Astrozyten und Endothelzellen auf einem Membraneinsatz, mit freiem FITC und FITC-beladenem Ferritin. FITC-Ferritin band an Rezeptoren auf Endothelzellen und überquerte die Membranbarriere zur unteren Kammer, während freies FITC eine eingeschränkte Permeation zeigte und in der oberen Kammer verblieb.

Untersuchung der Permeation von FITC und FITC-Ferritin durch ein in vitro Blut-Hirn-Schrankenmodell

Eine Methode zur Etablierung eines in vitro Modells der Blut-Hirn-Schranke, die auf einer Co-Kultur von mikrovaskulären Endothelzellen und Astrozyten des Rattenhirns basiert, wird beschrieben und validiert. Dieses System erwies sich als ein valides Werkzeug, um die Wirkung der Nanoformulierung auf die Transbarriere-Permeation von fluoreszierenden Molekülen zu untersuchen.

In - vitro - Permeation von FITC-geladen Ferritine Über eine Ratte Blut-Hirn - Schranke: ein Modell für die Lieferung von Nanoformulated Moleküle zu studieren

Hier beschreiben wir ein in vitro Mausmodell der Blut-Hirn-Schranke, das Impedanzzellspektroskopie verwendet, mit einem Schwerpunkt auf den Auswirkungen auf die Integrität und Permeabilität von Endothelzellen bei Interaktion mit aktivierten T-Zellen.

Ein<em&gt; In Vitro</em&gt; Modell der Blut-Hirn-Schranke Mit Impedanzspektroskopie: Ein Fokus auf T-Zell-Endothelzellinteraktion

Die Erhaltung der Blut-Hirn-Schranke Abdeckung ist der Schlüssel für die Homöostase des zentralen Nervensystems. Dieses Protokoll beschreibt in vitro- Techniken, um die fundamentalen und pathologischen Prozesse abzugrenzen, die die Blut-Hirn-Schrankenabdeckung modulieren.

In-Vitro- Assays zur Beurteilung der Blut-Hirn-Schranke Mesh-artigen Gefäßbildung und -störung

Ziel des Protokolls ist eine optimierte Verfahren für die Einrichtung eines in-vitro- Blut - Hirn-Schranke (BBB) Modells basierend auf primäre porcinen Gehirn endothelial Zellen (pBECs) zu präsentieren. Das Modell zeigt hohe Reproduzierbarkeit, hohe Dichtigkeit und eignet sich für Studien der Transport- und intrazellulären Menschenhandel in der Wirkstoffforschung.

Verbesserte Methode für die Einrichtung einer In-vitro- Blut - Hirn-Schranke Modell auf porcinen Endothelzellen Gehirnzellen basiert

Hier präsentieren wir einen Maus Gehirn vaskulären Permeabilität Assay mit intraperitonealer Injektion von Fluoreszenz Tracer gefolgt von Perfusion, die auf Tiermodelle der Blut - Hirn-Schranke Dysfunktion anwendbar ist. Ein Hemi-Gehirn dient zur Durchlässigkeit quantitativ bewerten und die andere für die Tracer Visualisierung/Immunostaining. Der Eingriff dauert ca. 5-6 h für 10 Mäuse.

Eine In Vivo Blut - Hirn-Schranke Permeabilität Assay bei Mäusen mit Gewebekulturen beschriftet Tracer

Hier wird eine Methode zur Isolierung der Ratte Gehirn mikrogefäßen und für die Vorbereitung der Membran Proben beschrieben. Dieses Protokoll hat den klaren Vorteil zur Herstellung von angereichertem kapilläre Proben mit akzeptablen Protein von einzelnen Tieren ergeben. Proben können dann für robuste Protein Analysen auf das Gehirn mikrovaskulären Endothel verwendet werden.

Eine einfache und reproduzierbare Methode, Membran-Proben von frisch isolierte Ratte Gehirn Mikrogefäßen vorzubereiten

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zur Etablierung eines menschlichen Blut-Hirn-Schranken-Modells (BBB). Die Endothelzellen und Perizyten werden auf jeder Seite eines Einsatzfilters (Blutkompartiment) ausgesät, und Astrozyten werden in der unteren Vertiefung (Gehirnkompartiment) ausgesät. Das charakterisierte Modell wurde für Nanopartikeltransportexperimente verwendet.

Ein Dreifachkulturzellsystem, das die menschliche Blut-Hirn-Schranke modelliert

Die Blut-Hirn-Schranke (BHS) spielt eine entscheidende Rolle bei der Aufrechterhaltung einer stabilen und gesunden Gehirnumgebung. Die BHS-Dysfunktion ist mit vielen neurologischen Erkrankungen verbunden. Wir haben ein 3D-Stammzellmodell der BHS entwickelt, um die zerebrovaskuläre Pathologie, die Integrität der BHS und die Veränderung der BHS durch Genetik und Krankheit zu untersuchen.

Rekonstruktion der Blut-Hirn-Schranke in vitro zur Modellierung und therapeutischen Behandlung neurologischer Erkrankungen

Dieses Protokoll beschreibt ein zuverlässiges und effizientes In-vitro-Modell der Blutschranke des Gehirns. Die Methode verwendet zerebrale vaskuläre Endothelzellen der Maus bEnd.3 und misst den elektrischen Widerstand der Transmembran.

Aufzeichnung der funktionellen Barriereintegrität auf bEnd.3 vaskulären Endothelzellen mittels transendothelialer elektrischer Widerstandsdetektion

Lernen Sie die Einrichtung eines reproduzierbaren In-vitro-Modells der Blut-Hirn-Schranke bei Ratten. Diese Methode nutzt Endothelzellen und Astrozyten zur Untersuchung von Barrierefunktionen und Arzneistofftransport.

Einrichten einer In-vitro- Modell der Ratte Blut-Hirn-Schranke (BBB): Ein Fokus auf BBB-Undurchlässigkeit und Rezeptor-vermittelten Transport (Video) | JoVE Journal

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