Name: Extrazelluläre Draht Tetrode Aufnahme im Gehirn frei zu gehen Insekten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-01T16:30:00.000+00:00
Duration: 15 min 28 s
Description: Erfahren Sie die extrazelluläre Tetrode-Aufnahme zur Erfassung neuronaler Aktivität im Gehirn frei beweglicher Insekten. Diese Methode ermöglicht die Synchronisation von Neuraldaten mit Verhaltensvideos.

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Die Autoren danken Nick Kathman für Anregungen und Hilfe bei der Vorbereitung des Manuskripts. Diese Technik wurde in Verbindung mit der Arbeit der unter dem Förder AFOSR FA9550-10-1 bis 0054 und die National Science Foundation unter Grant No IOS-1120305 RER unterstützt entwickelt.

1. Vorbereitung der Tetrode Drähte <ol><li> Ziehen Sie eine sehr dünne Nichromdraht (Durchmesser 12 um, PAC-Beschichtung) von etwa 1,1 m Länge. Befestigen Sie ein Band-Tag an jedem Ende. Aufhängen des Drahtes über eine horizontale Gewindestange, so dass die beiden Enden auf der gleichen Höhe in der Nähe der Tischplatte. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 1.1 für einen zweiten Draht, so dass zwei weitere Enden für insgesamt 4, und legen Sie sie neben dem ersten Draht (etwa 1 cm dazwischen). </li><li> Kleben Sie die vier Enden zusammen mit einem Band-Tag und bringen Sie den Tag mit einem motorisierten Drehwickelvorrichtung. Diese Vorrichtung kann aus einem preiswerten Gleichstrommotor erfolgen. </li><li> Wickeln der Tetrode in einer Richtung für 2 min (60 rpm) und Entspannen in der Gegenrichtung für 30 Sekunden. </li><li> Verwenden Sie eine Heißluftpistole, um die Drähte miteinander zu verschmelzen. Die Drähte nicht berühren, mit der Pistole. Verwenden Sie drei nach oben und unten aus wechselnden Richtungen spielt mit jedem Durchlauf dauert etwa 10 Sekunden. </li><li> Schneiden der Oberseite und der Unterseite der Wickeldrähte. Die vier Drähte verdreht sind einan einem Ende fusioniert D gemeinsam, aber getrennt an dem anderen. </li><li> Fügen Sie die Stützrohr. Schneiden Sie ein 30 cm Länge von Polyethylen-Schlauch (Durchmesser: 0,28 mm innen, außen 0,61 mm). Fädeln Sie den Tetrode sehr langsam und vorsichtig in das Tragrohr, so dass sie nicht knicken. </li><li> Sobald die geschmolzene Ende erscheint auf der anderen Seite, durchziehen, so daß es eine gleiche Länge des Drahtes an beiden Enden des Führungsrohrs. </li><li> Besorgen Sie sich die getrennten Ende jeder Draht mit einer Zange. Mit der Basis der Flamme eines Gasbrenners, sorgfältig zu verbrennen die Isolierung aus der letzten 2 oder 3 mm von jedem Draht. Heizen Sie den Draht, bis es glüht, aber nicht kräuseln. </li><li> Schließen Sie die Tetrode mit einer Mann-Frau-IC-Sockel-Adapter, der das Aufnahmegerät passt. Setzen Sie den deinsulated Ende jedes Drahtes in eine andere Steckdose des Adapters mit einer Pinzette. Stabilisieren Sie den Draht in die Buchse mit einem kleinen Messingstift. Verwenden Sie einen feinen Spitze Lötkolben und füllen den Sockel mit dem geschmolzenen Lot. Seien Sie vorsichtig, um nicht zu kontaktierender zerbrechliche Draht mit dem Lötkolben. </li><li> Überprüfen Sie die Impedanz jeder Draht und die inter Impedanz jedes Adernpaar. <ol><li> Platzieren des geschmolzenen, verdrehte Ende in einen Behälter mit Salzlösung und eine Verbindung ein Kupferdrahtleiter von der Salzlösung zu dem Ohmmeter. </li><li> Das andere Ende des Messgeräts auf den Steckbolzen, die den Draht. Die Impedanz jeder Draht sollte unter 3 MOhm sein. </li><li> Wenn die oben genannten Werte nicht erreicht werden, erneut versuchen, die Lötverbindungen. </li><li> Entfernen Sie die Kabel von der Kochsalzlösung, spülen Sie die Spitzen mit Wasser, und testen Sie die unter Draht Impedanz für jede Paarung (n = 6). Die Zwischenwiderstand sollte über 5 MOhm sein. </li><li> Wenn die oben genannten Werte nicht erreicht werden, schneiden Sie eine kleine Menge von der Spitze an der fusionierten Ende und erneut zu testen. </li><li> Entsorgen Sie alle Kabelsatz, die nicht erfüllt, sowohl der Impedanzanforderungen für alle Drähte. </li></ol></li><li> Sichern Sie die Tetrode. <ol><li> Falten Sie ein kleine rechteckige Pappschachtel slightly größer als der Steckdosenadapter. </li><li> Bringen Sie den Adapter in der Box mit der männlichen Seite an der Unterseite. Dringen das Feld, so daß alle Stifte der männlichen Seite außerhalb der Box, während der Rest des Adapters innerhalb des Kastens. </li><li> Kleben Sie die Ecken der Box auf der Außenseite. Verwenden Sie kleine Stücke von doppelseitiges Klebeband auf der Innenseite der Box, einzelne Litzen zu stabilisieren. Der Draht sollte verschmolzen werden, wie es aus dem Feld. </li><li> Mischen Sie schnell Satz 2 Komponenten Epoxidharz und gießen Sie in das Feld, um den Adapter und alle Drähte zu sichern. </li><li> Befestigen Sie das nahe Ende der Führungsschlauch an einer Seite der Box mit Dentalwachs, aber lassen Sie die Rohrleitung, so dass der Tetrode kann durch frei an beiden Enden gezogen werden öffnen. </li></ol></li><li> Schärfen Sie die Tetrode. <ol><li> Vor jedem Versuch, schneiden Sie die Spitze der Tetrode mit einem scharfen Skalpell, keine Schere. Dies verhindert, Brech-und Spreizen der Drahtenden, während eine saubere flache Kante für den nächsten Schritt. <ol&gt; <li> Verwenden Sie eine kleine Drehwerkzeug vertikal montiert mit mittel-und feinkörnigen Schleifscheiben (diese können auf einer Plattform kombiniert werden), um die Tetrode polieren und entfernen Sie einige Spitze Isolierung. Halten Sie das Paket in der Nähe von seinem Ende mit einer Pinzette. Neigen Sie den Draht gesetzt Ende mit einem 45 °-Winkel gegenüber der Schleifscheibe und sanft berühren, um den mäßig schnell drehende Scheibe für 1 bis 2 Sekunden jeweils auf den mittleren und dann die feinen Körnungen. Wiederholen Sie diesen Vorgang noch dreimal, axial Drehen des Bündels 90 ° jeder Zeit. Es ist kritisch, daß die Spinrichtung der Schleifscheiben ist von der flachen Winkel der Drahtenden, sonst Trennung der Drähte auftreten. </li><li> Das gewünschte Ergebnis wandelt das Bündelende von einer geraden Kante zu einer Spitze mit kleinen Mengen Isolierung vom Ende jedes Drahtes entfernt. Überprüfen Sie den Punkt mit einem Binokular vor dem Beschichten der Tetrode. Wenn ein Ausfransen an der Spitze auf, nachgeschnitten und nachpolieren. </li><li> Wenn Impedanz Tests während der subsequent Beschichtungsschritt zeigt extrem niedrige Werte unter Draht (weniger als 4 MQ), zeigt es zu viel Material während des Polierschritt entfernt. Umschnitt und nachpolieren die Tetrode. </li></ol></li><li> Platte der Tetrode. Setzen Sie die Spitze des Tetrode in eine gesättigte Kupfersulfat-Lösung (85 ml Wasser, 5 ml Schwefelsäure, 50 g Kupfersulfat). Platte jeder Draht mit einem Strom von 2,5 &amp;mgr; A mit einem Stimulus Isolator. Spritzen Sie die Strom für 1 Sek., Pause für 1 Sek. und wiederholen Sie diesen Vorgang 4x. </li><li> Prüfen Sie die Impedanz eines jeden Drahtes und der interimpedance von jedem Paar von Drähten. Die Impedanz von jedem Draht sollte zwischen 0,5 bis 1 MOhm und der Zwischenwiderstand sollte über 4 MOhm sein. </li><li> Montieren Sie den Adapter auf die heads eines Mehrkanal-Recording-System. </li><li> Bringen Sie einen gebogenen Insektenstift zu einem Mikromanipulator. Bringen Sie die Spitze der Tetrode zu den Insekten Stift mit Dentalwachs </li></ol></li></ol> 2. Vorbereitung der Tiere <ol><li> Anesthetize dieKakerlake mit Eis. </li><li> Nachdem die Kakerlake mehr bewegt, hemmen die Kakerlake vertikal zu einer flachen Oberfläche Kork mit großen Sattel Pins, die das Insekt zu überspannen, aber einen Teil seines Körpers nicht durchdringen. </li><li> Übertragen Sie die Zubereitung in einem Kunststoffbehälter und legen Eis rund um das Tier, den Blutfluss und Körperbewegungen zu minimieren. </li><li> Positionieren Sie eine Kunststoffkragen am Hals, um den Kopf zu stützen und legen Dentalwachs um den Kopf, um sie zu stabilisieren. </li><li> Schneiden Sie ein kleines Fenster zwischen der Augenflecken mit einer Rasierklinge und entfernen Sie die Nagelhaut aus dem Kopf. </li><li> Entfernen Bindegewebe und Fett mit einer Pinzette, um das Gehirn freizulegen. </li><li> Legen Sie einige Kakerlake Salzlösung in die Kopfkapsel, die Hirngewebe abzudecken. </li><li> Um das Gehirn desheath, verwenden Sie einer feinen Pinzette vorsichtig greifen die Hülle auf der Oberseite des Gehirns und verwenden Sie ein anderes feinen Pinzette, um den Mantel auseinander in der Drahtbereich implantiert reißen. </li><li> Öffnen Sie ein kleines Loch in der vorderen Kopfkapsel an das Gehirn Witzh ein Insekt Pin. Legen Sie ein Geflecht von drei größeren Durchmessern (56 um) isolierten Kupferdrähten in das Loch, um als Referenz / Masseelektrode dienen. </li><li> Senken Sie die Spitze der Tetrode auf der Hirnoberfläche mit dem Mikromanipulator und positionieren Sie es in der Nähe der Hirnregion von Interesse. </li><li> Vorsichtig zwei kleine Stücke von dünnen Azetat (2 mm x 1 mm), etwas größer als das Loch in der Kopfkapsel, vor und hinter der Tetrode. </li><li> Einschalten des Aufzeichnungssystems. </li><li> Langsam senken die Tetrode 150-250 &amp;mgr; m unter der Hirnoberfläche je nach Aufnahmequalität. </li><li> Schalten Sie das Aufzeichnungssystem. </li><li> Bewegen der beiden Stücke Azetat möglichst nahe an der Tetrode wie möglich, ohne es zu berühren (Fig. 1A). </li><li> Erhitzt eine kleine Spachtel oder abgeflachte Injektionsnadel und steckte es in Dentalwachs, so dass es flüssiges Wachs an der Spitze der Spachtel. Das andere Ende von jedem Stück von Acetat-Folie von der vorsichtig berührenTetrode mit dem Spatel, so dass flüssiges Wachs kann auf jedem Stück fließen und verschließen die Lücke zwischen ihm und dem Kopf Nagelhaut. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 2.16. Lassen Sie eine kleine Menge des flüssigen Wachses auf die Acetatfolie jeder Zeit. Starten Sie den Prozess weit weg von der Tetrode und bewegen sich allmählich auf ihn zu. Schließlich wird die Tetrode wird von Dentalwachs verankert werden. Vermeiden Sie, dass heißes Wachs in den Hohlraum und auf das Gehirn. </li><li> Verwenden Sie die gleiche Methode wie die Schritte 2,16 und 2,17, um die Referenz / Masseelektrode mit Wachs zu verankern. </li><li> Erhitzen Sie das Wachs, das die Tetrode wird an der Mikromanipulator, um die Tetrode von ihm zu lösen. </li><li> Schlingen Sie die Tetrode in die Dentalwachs auf den Kopf, um eine Zugentlastung (1B) zu liefern. </li><li> Decken Sie die Zugentlastung Schleife mit Dentalwachs (Abbildung 1C). </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Zwänge und übertragen Sie die Vorbereitung auf eine Petrischale. Rain die Vorbereitung Rückenseite mit großen Sattel Pins. </li><li> Befestigeneine Stange an der Halsschild mit einer Klebepistole. Dies ist ein Holzstäbchen, die aus dem Halsschild über den Bauch erstreckt. </li><li> Bringen Sie die Spitze der Tetrode Schlauch an dem hinteren Ende der Stange mit Dentalwachs. </li><li> Verankern Sie die Tetrode und die Bezugs / Masseelektrode zur vorderen Ende der Stange mit Dentalwachs. </li><li> Ziehen der Tetrode aus dem Muffenende des Rohrstranges so weit wie möglich, aber nicht auf sie zu zerren, um die Chance, dass das Tier den Abschnitt des Tetrode außerhalb der Rohrleitung (1D) beschädigt zu beseitigen. </li><li> Entfernen Sie alle Beschränkungen. Befestigen Sie die Referenz / Masse-Elektrode mit der Tetrode Schlauch mit Dentalwachs. </li><li> Warten Sie mindestens 60 Minuten für das Tier, von dem Eis vor jedem Experiment Narkose erholen. </li></ol> 3. Experimentelle Verfahren <ol><li> Schließen Sie einen PC sowohl mit dem Aufzeichnungssystem und einer LED-Licht mit einem USB-Kabel an den seriellen Port. </li><li> Starten neuronalen Aufnahmen. </li><li>Starten Sie Videoaufnahmen mit 20 Bildern pro Sekunde für das Gehen Experimente mit dem Bild Motmot Erwerb Paket 16 oder 120 fps für Kletterversuche mit einer Hochgeschwindigkeitskamera. </li><li> Legen Sie die Kakerlake in ein 40 cm x 40 cm Plexiglas Arena für Experimente zu Fuß oder ein 58 cm lang, 5 cm breit und 5 cm hoch Arena für Kletterversuche. Das Lauf Arena eine transparente Barriere, die sich von der Mitte der rechten Wand zur Mitte der Bahn, über der die heads befindet. Die Barriere wird verwendet, um Tiere aus zu Fuß in Bereichen, wo die Kamera-Ansicht wird durch die heads blockiert verhindern. Die Kletterarena hat einen Acrylblock (entweder 1,2 cm oder 1,8 cm hoch und 5 cm breit) oder ein Regal an einer vergleichbaren Höhe in der Mitte. </li><li> Generieren Sie einen TTL-Impuls vom PC aus über eine maßgeschneiderte MATLAB-Befehl. (S = seriell (&#39;COM4&#39;); fopen (s); s.RequestToSend = &#39;off&#39; / s.RequestToSend = &#39;auf&#39; /; fclose (s); löschen (s) ;). Der TTL-Puls erzeugt ein malstampfen für das Aufzeichnungssystem und entweder ein-oder ausgeschaltet wird das LED-Licht. </li><li> Lassen Sie die Kakerlake, die Arena zu erkunden, bis es nicht mehr bewegt seit mehr als 30 Sekunden, um zu Fuß Experimenten. Lassen Sie die Kakerlake, entweder den Block / Regal oder Tunnel klettern über durch das Regal für Kletterversuche. </li><li> Stoppen Sie die Videoaufnahmen. </li><li> Stoppen neuronalen Aufnahmen. </li><li> Notieren Sie sich die von der TTL-Impuls erzeugt Zeitstempel. </li><li> Entfernen Sie die Schabe aus der Arena und warten Sie mindestens 3 min. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3,2-3,10 für den nächsten Versuch. </li><li> Sobald alle Aufnahmen abgeschlossen sind, vergehen 5 Sekunden von 5 uA Gleichstrom durch einen der Drahtspitzen (Anode) und der Referenzelektrode (Kathode) zu Kupfer in das Gehirn an der Drahtspitze hinterlegen. </li></ol> 4. Offline-Analyse <ol><li> Synchronisieren von Video-und neuronalen Daten durch die Verknüpfung der Rahmen, in dem das LED-Licht eingeschaltet ist und die Zeitstempel von der Aufzeichnungssystem aufgezeichnetdieser Moment. </li><li> Mark Drahtspitze Standorten. Verwenden Timms Intensivierung Verfahren in 12 um Serienschnitte 17 ausfallen und beobachten die Kupfer. Prominente Ablagerungen sollten in 3-8 benachbarten Abschnitte (etwa 18-48% der Länge des dorsalen ventralen Ebene der Bereich, den wir aus aufzeichnen) (Abbildung 2) zu sehen sein. </li><li> Korrelieren spezifische elektrische Impulse an die Aktivität einzelner Neuronen. Folgen Spike im Detail an anderer Stelle 10,14,18 gelegt Sortierverfahren. Verwenden Sie das Programm KlustaKwik (Version 1.5, Autor K. Harris, Rutgers University), um erste, automatische Clustering erzeugen. Importieren Sie sie in das Programm MClust (Version 3.5, Autoren Redish AD et al., University of Minnesota) für die weitere Verfeinerung und Analyse (Abbildung 3). </li><li> Verfolgen Sie die Bewegungen der Schabe. Für Experimente zu Fuß, extrahieren Sie die Position der Schabe (visuell) Mitte der Masse und ihrer Körperorientierung in jedem Rahmen des video Aufnahmen über den Caltech Mehrere Fly Tracker (Version 0.1.5.6; http://ctrax.sourceforge.net/) und die damit verbundene FixErrors Toolbox für MATLAB 19. Für Kletterversuche, extrahieren Sie die Position des Blocks und Kopf-und Halsschild der Schabe in jedem Frame des Videos mit Bewegungsanalyse-Software-Paket. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, keine Interessenkonflikte.

Während frühere elektrophysiologische Untersuchungen zur CC oder anderen Regionen der Insektengehirn haben uns Einblicke in die zentrale Steuerung von Verhalten zur Verfügung gestellt, wurden die meisten von ihnen entweder in zurückhaltenden Vorbereitungen 9,11 oder vernetzt diejenigen 10,14 durchgeführt. Als Ergebnis des Tieres sensorische Erfahrung und physiologischen Zustand sehr verschieden von denen in der Natur sein könnte. Darüber hinaus sind die Aufgaben, die der Verhaltens Tier führen könn...

Dieser Artikel beschreibt ein erfolgreiches System für die Aufnahme von Neuronen im zentralen Komplex (CC) der Schabe, Blaberus discoidalis, wie der Insektenwanderungen in einer Arena und befasst sich mit Objekten, die es auf etwa unter drehen, Tunnel-oder klettern über Hindernisse führen. Die Drähte können auch mit einem Stimulator, um die Aktivität in der umgebenden Neuropil mit nachfolgeVerhaltensÄnderungen hervorrufen verbunden werden. Im letzten Jahrzehnt hat beträchtliche Aufmerksamkeit auf die Rolle von verschiedenen Hirnregionen bei der Kontrolle der Insektenverhalten gespielt gerichtet. Viel von diesem Schwerpunkt in Richtung der Mittellinie Gehirn Neuropilen die kollektiv als Zentralkomplex (CC) bezeichnet werden, gerichtet. Fortschritte wurden als Ergebnis von verschiedensten Techniken gezielt Fragen über die Rolle von CC-Verhalten erzielt. Diese Techniken reichen von neurogenetischen Manipulationen, vor allem in Drosophila, verbunden mit der VerhaltensMund Analyse 1-3, zu elektrophysiologischen Techniken, die neuronale Aktivität im CC und versuchen, diese Tätigkeit zu verhaltensrelevanten Parameter beziehen überwachen. Elektrophysiologische Techniken umfassen intrazellulären Aufnahme von einzelnen identifizierten Neuronen 4-9 und extrazelluläre Aufnahme, oft mit Mehrkanal-Sonden 10,11. Diese beiden Techniken sind kostenlos. Intrazelluläre Aufnahme mit scharfen Elektroden oder ganze Zelle Patch liefert sehr detaillierte Daten über Neuronen identifiziert, aber ist mit einer oder zwei Zellen auf einmal begrenzt, erfordert begrenzte oder keine Bewegung, und kann für eine relativ kurze Zeit aufrechterhalten werden. Extrazelluläre Aufnahmen können leicht eingerichtet werden, keine Zurückhaltung erfordern, und kann für Stunden gehalten werden. Bei Mehrkanal-Tetroden und Cluster-Schneiden, können ziemlich große Populationen von Neuronen gleichzeitig 9,12 analysiert werden. Während ganze Zelle patch wurde erfolgreich in tethered Insekten 13 verwendet, fühlen wir, dass es auch eine Notwendigkeit für Techniken, die uns auf neuronale Aktivität im Gehirn aufzeichnen für längere Zeit in frei Insekten verhalten, als sie mit Barrieren zu befassen Vorwärtsbewegung zu ermöglichen. Die Notwendigkeit, wie die Insekten bewegt und springt nach oben und unten geschoben aufzeichnen uns zu extrazellulären Aufnahmeverfahren. Wir haben gute Erfolge zurückhaltende Aufnahme in die Vorbereitungen mit handelsüblichen 16 Kanäle Silizium-Sonden 11, hatte jedoch die geringe Größe auch große Kakerlaken bedeutet, dass die Sonden müssen aus dem Körper angebracht werden. Das, gepaart mit der Zartheit der Sonde Zinken, machte sie nicht für eine kostenlose Stadt Vorbereitung. In zwei früheren Projekten haben wir Bündel von feinen Adern als Tetrode ähnliche Aufzeichnungseigenschaften zu erreichen, aber in einem robusteren Anordnung. Diese Tetrode Bündel erlaubt uns, von Kakerlaken angebunden aufzeichnen eind beziehen CC Einheit Aktivität auf Veränderungen in Schrittgeschwindigkeit 14 und Drehverhalten von anten Kontakt mit einer Stange 10 resultieren. So nützlich diese Präparate angebunden wurde und wird weiterhin sein, präsentieren einige Einschränkungen tun sie. Erstens, die Verhaltensweisen, die das Insekt durchführen können, sind begrenzt auf einer Ebene. Das heißt, wir könnten leicht evozieren Veränderungen in Gehgeschwindigkeit oder Drehen, aber Klettern und Tunnel Aktionen waren nicht möglich, zumindest mit der typischen Halteseil Anordnung. Zweitens sind unsere Vorbereitungen tethered &quot;Open-Loop&quot;. Das heißt, dass sie nicht für die normale Bewegung bezogene Rückkopplung zu dem System zu ermöglichen. So wie die Schabe schaltet unsere Haltegurt, dessen visuelle Welt nicht entsprechend geändert. Es ist möglich, Closed-Loop-Systeme zu bauen Halteseil, um diese Art von Feedback einzuführen. Sie sind jedoch durch die Komplexität der Programmierung und Hardware des simulierten visuellen Umgebung beschränkt. Nevertheless, fühlten wir uns, dass wir auf unsere bestehenden tethered Aufnahmeverfahren durch die Aufnahme von dem Tier zu verbessern, wie es ging frei in einer Arena oder Spur und stieß auf Objekte wie es wäre, in seiner natürlichen Umgebung. Obwohl drahtlose Systeme für die Aufzeichnung von Gehirnaktivität 15 wäre ideal, aktuellen Systeme haben Beschränkungen in der Anzahl der Aufzeichnungskanäle, die Zeit der Datenerfassung, Akkulaufzeit und Gewicht. Wir haben deshalb entschieden, zu versuchen, unseren angebundenen Aufzeichnungssystem für den Einsatz in frei beweglichen Vorbereitungen anzupassen. Wie besser drahtlose Systeme zur Verfügung stehen, kann dieses Verfahren leicht auf solche Vorrichtungen angepasst werden. Das System, das in diesem Artikel beschrieben wird ist leicht, funktioniert sehr gut und scheint wenig schädliche Wirkung auf das Verhalten der Schabe haben. Mit einem preiswerten Hochgeschwindigkeitskamera und Cluster-Schneidesoftware, kann die Aktivität einzelner Nervenzellen im Gehirn, um die Bewegung bezogen werden. Hier beschreiben wir die preparation der Tetrode Drähte und ihre Implantation in das Insekt Gehirn sowie Aufnahmetechniken für die elektrische Aktivität und Bewegung, und wie diese Daten können für eine nachfolgende Analyse zusammengebracht werden.

<table><tbody><tr><td>Nichrom-Draht&nbsp;</td><td>Sandvik Heating Technology</td><td>Kanthal RO-800</td><td>Verwendung für Tetroden</td></tr><tr><td>Biomedizinische Polyethylenschläuche</td><td>A-M Systems</td><td>800700</td><td>Verwendung für Tetrodenschläuche</td></tr><tr><td>Lynx-8</td><td>Neuralynx</td><td></td><td>Verwendung für Multiunit-Aufnahmen</td></tr><tr><td>Cheetah 32</td><td>Neuralynx</td><td></td><td>Verwendung für Multiunit-Aufnahmen</td></tr><tr><td>Hochgeschwindigkeitskamera</td><td>Basler</td><td>A602f</td><td>Verwendung für Videoaufzeichnungen für Gehexperimente</td></tr><tr><td>Hochgeschwindigkeitskamera</td><td>Casio</td><td>EX-FC150</td><td>Verwendung für Videoaufzeichnung für Kletterexperimente</td></tr><tr><td>WINanalyze</td><td>Winanalyze</td><td>Version 1.4</td><td>3D Verwendung für Video-Tracking&nbsp;</td></tr><tr><td>MATLAB</td><td>MathWorks</td><td>MATLAB R2012b</td><td>Verwendung für die Erzeugung von TTL-Impulsen und die Offline-Datenanalyse</td></tr></tbody></table>

extrazelluläre draht tetrode aufnahme im gehirn frei zu gehen insekten

Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

Das zunehmende Interesse an der Rolle der Hirnaktivität in Insektenmotorsteuerung erfordert, dass wir in der Lage zu überwachen neuronale Aktivität während Insekten führen natürliche Verhalten. Wir haben bereits eine Technik entwickelt, zum Implantieren Tetrode Drähte in den zentralen Komplex der Schabe Gehirne, die uns erlaubt, gleichzeitig die Aktivität mehrerer Neuronen aufzuzeichnen, während ein angebundenes Kakerlake schaltet oder veränderte Schrittgeschwindigkeit. Während ein großer Fortschritt, Fessel Vorbereitungen Zugang zu begrenzten Verhaltensweisen und oft nicht über Rückkopplungsprozesse, die in sich frei bewegenden Tieren auftreten. Wir präsentieren nun eine modifizierte Version der Technik, die uns aus dem zentralen Komplex der frei beweglichen Kakerlaken, wie sie zu Fuß in einer Arena und befassen sich mit Barrieren durch Drehen, Klettern oder Tunnel aufzeichnen können. Mit High-Speed-Video-und Schneid Cluster gekoppelt ist, können wir jetzt beziehen sich die Hirnaktivität auf verschiedene Parameter der Bewegung frei verhalten Insekten.

Wir nahmen die neuronale Aktivität von 50 Einheiten aus dem CC in 27 Vorbereitungen für das Gehen Experimenten. Für 15 dieser Präparate (23 Einheiten), wurden Kletterversuche ebenfalls durchgeführt. Einzelgeräte werden nach der Zubereitung und Stückzahlen benannt (z. B. Einheit 1-2 zeigt Vorbereitung 1, Einheit 2). Momentaufnahmen aus dem Video von einem Kletter Studie sind in Abbildung 4 dargestellt. Das gesamte Video ist in ergänzenden Video 1 ver...

Wir haben bereits eine Technik entwickelt, zum Implantieren Tetrode Drähte in den zentralen Komplex der Schabe Gehirn, die uns in den einzelnen Einheiten der tethered Kakerlaken überwachen Aktivität ermöglicht. Hier präsentieren wir eine modifizierte Version der Technik, die uns auch die Gehirnaktivität aufgezeichnet in sich frei bewegenden Insekten ermöglicht.

Extrazelluläre Draht Tetrode Aufnahme im Gehirn frei zu gehen Insekten

Increasing interest in the role of brain activity in insect motor control requires that we be able to monitor neural activity while insects perform ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, komplexe neuronale Aktivitäten im Gehirn aufzuzeichnen und diese mit den videoaufgezeichneten Verhaltensweisen frei beweglicher Insekten zu synchronisieren. Dies wird erreicht, indem zunächst eine flexible Ableitungstetrode aus äußerst feinem Draht hergestellt wird, wobei die Spitze geschliffen, getestet und beschichtet wird, sowie Material zur Markierung ihres Standorts verwendet und der Draht in Polyethylenröhrchen stabilisiert wird. Der zweite Schritt besteht darin, die Ableitungstetrode in das Gehirn einzuführen, sie mit Acetat und Wachs zu stabilisieren und eine Zugentlastungsschleife am Kopf zu befestigen.Anschließend wird die neuronale Aktivität zusammen mit einer Videoaufnahme des lokomotorischen Verhaltens aufgezeichnet. Synchronisieren Sie das Video mit der Aufzeichnung durch einen Synchronisationsimpuls an eine LED und den Verstärker. Der letzte Schritt besteht darin, Kupfer mittels eines kontinuierlichen elektrischen Stroms abzuscheiden und die Färbung mit der Tims-Methode zu verstärken, um die Aufzeichnungsstelle sichtbar zu machen.Letztlich ermöglichen Methoden zur Sortierung von Mehrfacheinheiten mit hoher Dicht

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Wir beschreiben eine Methode, um die motorische Aktivität, zeitlich auf die elektrisch aufgezeichnet tarsal Kontakt-Signal in ein angebundenes Insekten aufnehmen, zu Fuß auf rutschigem Untergrund. Dies wird verwendet, um die neuronalen Grundlagen des adaptiven Verhaltens unter reduziertem Einfluss der mechanischen Wechselwirkungen zwischen den Beinen durch das Substrat zu studieren.

Studium der neuronalen Basis Adaptive Fortbewegung bei Insekten

Das Video zeigt ein Verfahren zur Implantation einer drahtlosen bidirektionalen Mehrkanal-Elektrodeneinheit in ein Rattengehirn, um mehrkanalige neuronale Netze aufzuzeichnen und zu stimulieren.

Implantation eines drahtlosen bidirektionalen Mikroelektrodensystems in ein Rattengehirn

Das Video zeigt die extrazelluläre Aufzeichnung der neuronalen Aktivität aus dem Zentralnervensystem (ZNS) von Drosophila-Larven. Das durchtrennte ZNS wird in einer Aufzeichnungskammer positioniert, und die elektrische Aktivität eines absteigenden Nervs wird aufgezeichnet, um die Ausgangsfeuerfrequenz zu bestimmen. Dann wird ein Prüfmittel eingeführt, und die Änderung der Brennhäufigkeit wird aufgezeichnet, um die erregende oder hemmende Wirkung des Mittels zu bestimmen.

Extrazelluläre Aufzeichnung der elektrischen Aktivität im zentralen Nervensystem der Drosophila

Wir zeigen Varianten der extrazellulären Multi-Unit-Aufnahmetechnik, um Geruch hervorgerufenen Reaktionen in den ersten drei Stufen der wirbellosen olfaktorischen charakterisieren. Diese Techniken können leicht an ensemble Aktivität in anderen neuronalen Systemen sowie zu untersuchen.

Multi-unit Recording Methoden zur neuronalen Aktivität in der Locust Charakterisieren (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Olfaktorische Circuits

Dieser Artikel beschreibt die Kakerlake Bauchmark Dissektion und Aufnahmen aus dem extrazellulären cercal Nerven und Verknüpfungen. Hervorgerufenen Reaktionen werden durch elektrische Stimulation der Nerven-oder cercal direkte mechanische Stimulation der Cerci erzeugt.

Neuronalen Schaltkreis-Aufnahme von einem intakten Nervensystem Schabe

Gleichzeitige extrazellulären langfristige Aufnahmen von zwei verschiedenen Hirn Neuropile oder zwei unterschiedliche anatomische Bahnen wurden in Honigbienen etabliert. Diese Aufnahmen ermöglichen die Untersuchung der zeitlichen Aspekte der neuronalen Verarbeitung zwischen verschiedenen Hirnregionen an der einzelnen Neurons als auch auf Ebene des Ensembles in einem Tier verhalten.

Gleichzeitige Langzeit-Aufnahmen auf zwei neuronale Verarbeitungsstufen in Behaving Honigbienen

Diese Methode erstellt eine greifbare, vertraute Umgebung für die Maus zu navigieren und zu erkunden während der mikroskopischen Abbildung oder Einzelzellelektrophysiologischen Ableitungen, die feste Fixierung des Kopfes des Tieres verlangen.

Flach platt Klima angehoben Plattform: Eine neue Methode zur Kombination von Verhalten mit Mikroskopie oder Elektrophysiologie auf Awake frei bewegen Nagetiere

Wir stellen Methoden zur Konstruktion von Elektroden vor, um gleichzeitig extrazelluläre neuronale Aktivität aufzuzeichnen und mehrere neuroaktive Substanzen in der Nähe der Aufzeichnungsstellen bei wachen Mäusen freizusetzen. Diese Technik ermöglicht die detaillierte Analyse mutmaßlicher lokaler synaptischer Eingaben an das interessierende Neuron.

Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse

Wir präsentieren drei neue Methoden, um die gustende Kodierung zu untersuchen . Mit einem einfachen Tier, der Motte Manduca sexta ( Manduca ) , beschreiben wir ein Dissektionsprotokoll, die Verwendung von extrazellulären Tetroden zur Aufzeichnung der Aktivität von mehreren Gustatorrezeptor-Neuronen und ein System zur Bereitstellung und Überwachung von präzise zeitgesteuerten Impulsen.

Neue Methoden zum Studieren der Gustatory Coding

Ein kabelloses, bidirektionale System für neuronale Mehrkanal-Aufnahmen und Stimulation in Ratten frei Verhalten wird eingeführt. Das System ist leicht und kompakt, so dass nur minimale Auswirkungen auf die Futtersorten Verhaltensrepertoire. Darüber hinaus bietet dieses bidirektionale System ein ausgefeiltes Instrument um kausale Zusammenhänge zwischen Aktivierungsmuster Gehirn und Verhalten zu beurteilen.

Ein kabelloses, bidirektionale Schnittstelle für In Vivo Aufnahme und Stimulation der neuronalen Aktivität in Ratten frei Verhalten

Eine neuartige drahtlose Technik zur Aufzeichnung extrazellulärer neuronaler Signale aus dem Gehirn frei schwimmender Goldfische wird vorgestellt. Das Aufnahmegerät besteht aus zwei Tetrodes, einem Microdrive, einem neuronalen Datenlogger und einem wasserdichten Gehäuse. Alle Teile sind mit Ausnahme des Datenloggers und seines Anschlusses maßgeschneidert.

Drahtlose elektrophysiologische Aufzeichnung von Neuronen durch bewegliche Tetrodes in frei schwimmenden Fischen

Erfahren Sie die extrazelluläre Tetrode-Aufnahme zur Erfassung neuronaler Aktivität im Gehirn frei beweglicher Insekten. Diese Methode ermöglicht die Synchronisation von Neuraldaten mit Verhaltensvideos.

Extrazelluläre Draht Tetrode Aufnahme im Gehirn frei zu gehen Insekten

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