Name: Herstellung von primären Myogenic Vorläuferzelle / Myoblastenkulturen von Basal Wirbelstammbaum (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 51 s
Description: Erfahren Sie die Kultivierung myogener Vorläuferzellen aus Teleostei zur Untersuchung der Myogenese in vitro. Diese Methode nutzt mechanische und enzymatische Dissoziation von Epaxialmuskulatur auf Laminin-Substrat.

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Die Autoren bedanken sich bei vielen Dank an Dr. verlängern. Josep Planas und Juan Castillo für ihre berufliche Expertise in der Entwicklung und Anwendung dieser Kultur-Protokoll, um kleine Fische und Amphibien. Dank gebührt auch den zahllosen Menschen, die unermüdlich mit der Dissektion und Dissoziation von Muskelgewebe von vielen Fischen (sowohl in Art und Zahl), darunter Matthew Lade, Delci Christensen, Zachary Fowler, Brooke Franzen, Nathan Froehlich, Kira Marshall unterstützt haben, Ben Meyer, Ethan Remily und Sinibaldo Romero. Diese Arbeit wurde von der University of Alabama in Birmingham Fachbereich Biologie Start-up-Fonds, Zentrum für Protease Forschung NIH # 2P20 RR015566, NIH Grants NIAMS # R03AR055350 NDSU Advance-FORWARD NSF Zuschuss # HRD-0811239 zu PRB unterstützt und. Unterstützung wurde auch von der UAB Nutrition Obesity Research Center Auszeichnung # P30DK056336, NIH NIDDK vorgesehen. Sein Inhalt sind allein in der Verantwortung der Autoren und nicht unbedingtdie offizielle Meinung des NIH.

Ethikerklärung: Alle hier beschriebenen Experimenten mit Wirbeltieren wurde vorab von der Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss der Universität von Alabama in Birmingham zugelassen und steht im Einklang mit den Richtlinien des Amtes für Labortierschutz, National Institutes of Health der USA gegründet Department of Health and Human Services. 1. Vorbereitung für Kultur <ol><li> Bereiten Sie das Basismedium wie folgt: 9 mM NaHCO 3 (1,51 g pro 2 l), 20 mM HEPES (9,53 g pro 2 l) in DMEM (13,48 g / L; 26.96 g pro 2 l). <ol><li> Bestimmen Sie, pH-Wert und anpassen, um 7.40 mit HCl oder NaOH. </li><li> Bestimmen Sie Osmolalität und passen auf ~ 300 mOsm mit NaCl (falls erforderlich). </li><li> Filter mit sterilisieren (2) 1 L Vakuum-Sterilisationssysteme und bei 4 ° C vor Licht für bis zu 2-3 Monate geschützt. HINWEIS: In den Tabellen 1 und 2, für vollständige Reagenz, Werkzeuge, Verbrauchsrungen, und Geräteinformationen. </li></ol></li><li> Vorbereitung Poly-L-Lysin-behandelten Platten durch Auflösen von 5 mg γ-bestrahlt Poly-L-Lysin (&gt; 300.000 MW) in 50 ml ultrareinem Wasser steril. Vorsichtig mischen durch Umdrehen für 10 Minuten bei Raumtemperatur, die Gewährleistung der vollen Auflösung von Lysin Polymere. </li><li> Pipettieren Sie die notwendige Menge an Poly-L-Lysin-Lösung in jede Vertiefung, nach Plattentyp (Tabelle 3). Lassen Platten in Laminarströmungshaube 5 Minuten stehen. </li><li> Dann entfernen Poly-L-Lysin-Lösung und zweimal mit sterilem Wasser. Lassen Platten an der Luft trocknen in Laminarströmungshaube für 20 Minuten. </li><li> Erhalten 1 mg Laminin (Engelbreth-Holm-Swarm-Ursprung) und lösen in 50 ml Basismedium in einer Endkonzentration von 20 ug / ml. Gelten Laminin Lösung von Poly-L-Lysin-behandelten Zellkulturplatten mit 2 &amp;mgr; g / cm 2. (Siehe Tabelle 3 für verschiedene Plattengrößen) </li><li> Schwenken Sie die Lösung zu sorgen full und Berichterstattung. Dichtungsplatten mit Labor Band und in Brutschrank für 24 Stunden. Der Inkubator sollte auf geeignete Temperatur für verwendeten Arten (siehe Tabelle 7) eingestellt werden und keine zusätzlichen Gase müssen mit Inkubator aufgenommen werden. HINWEIS: Laminin erlaubt sein muss, um Platten für 24 Stunden vor der Aussaat Zellen anhaften werden. Nichtbeachtung führt zu schlechter bis gar keine Zellhaftung führen. </li><li> Bereiten Medien, wie in Tabelle 4 beschrieben. Komplette Medien wird am besten vorbereitet den Tag der Nutzung. </li><li> In Vorbereitung für die Gewebe-Isolation, montieren Sie die folgenden Punkte und Autoklaven: 300-500 ml-Becherglas (s); Glaspetrischalen; Skalpell handhabt; Pinzette (fein und grob); Dissektion Schere; und mehrere Blatt wasserabweisend Autoklaven Papier. HINWEIS: Für jede Person, die Unterstützung bei der Dissektion Prozess, (2) Skalpellgriffe, (1) Zange (Typ je nach persönlicher Vorliebe), (1) Sektion Schere, und (5-10) Blatt wasserabweisend Autoklaven Papier sindausreichend. </li><li> Zusätzlich zu den obigen Artikel autoklaviert, zusammen 70% Ethanol, eine Gewichtsbilanz, sterile 50 ml konische Röhrchen (Anzahl ist abhängig von der Größe der Kultur) und Eis. </li></ol> 2. Gewebedissektion <ol><li> Bevor Sie beginnen, zu gewährleisten, dass eine ausreichende Fischbestand vorhanden ist. HINWEIS: Das Alter der Fische verwendet werden, ist von entscheidender Bedeutung. Während Fisch von zwei verschiedenen Arten können mit vergleichbaren Gewichts zu sein, wird ein jüngerer Fische einer Art mehr als eine ältere MPC Fische einer anderen Art zu besitzen. Als allgemeine Regel gilt, jünger Fisch, vor allem bei der Arbeit mit Salmoniden, sind am besten. Für danionins, können die Fische so alt wie 1 Jahr optimal genutzt werden, während Salmoniden Alter von 4-6 Monaten oder jünger (bis 15 g) sind optimal. </li><li> Für jede 5 g Gewebe seziert werden aliquote 25 ml Isolationsmedium in ein steriles 50 ml konischen Röhrchen. </li><li> Wiegen, Plattenmasse und Anzahl der Röhre (n). Zeigen Röhrchen auf Eis. </li><li> Euthanize 2-3 Fischzu einer Zeit, durch Eintauchen in&gt; 300 mg / l Natriumbicarbonat gepufferte Tricainmethansulfonat. Lassen Kiemendeckel Bewegung für&gt; 5 minuten aufhören und dann tauchen Fische in 70% Ethanol (in den sterilen Becher enthalten) für 30 Sekunden. </li><li> Fisch entfernen aus 70% Ethanol und setzen auf wasserabweisend Autoklaven Papier. Direkt hinter dem Kiemendeckel, mit einem Skalpell, um einen oberflächlichen, flachen Schnitt zu machen. Entfernen die Schuppen und die Haut durch Ergreifen der Haut an der oben genannten Einschnitt und ziehen in Richtung Schwanz des Fisches. </li><li> Nach Hautentfernung, die Verbrauchsteuern epaxialen, schnell glykolytische &quot;weißen&quot; Muskel der Fisch von beiden Seiten (die langsame oxidativen &#39;rot&#39; Muskel in der Nähe der Seitenlinie befindet vermeiden) und in Isolationsmedium. Entsorgen Sie den Rest der Fische durch Institution erforderlich. HINWEIS: Während es durchaus zu Kultur MPCs aus rotem Muskel Ursprung ist möglich, fast jede Publikation mit Knochenfisch Mittelmeer-Partnerländern eingesetzt hat Zellen aus der epaxialen m isoliertyotome. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2,4-2,6, bis eine ausreichende Menge des Muskels erhalten. Während der Präparation, sicherzustellen, dass gepoolte Muskelgewebe bleibt auf Eis, um die Lebensfähigkeit der Zellen zu erhalten. </li></ol> 3. Mechanische Dissoziation <ol><li> Gießen einer Röhre von 25 ml / 5 g Muskelgewebe in eine Glaspetrischale. Mit zwei Skalpellgriffe in Kombination mit Aufbau # 10 Skalpellklingen, zerkleinern Gewebe zu einem Brei oder Püree Konsistenz. Ein &quot;Hin-und-her&quot;-Bewegung ziehen die Skalpellklingen aneinander vorbei am besten funktioniert. HINWEIS: Während Gewebe Homogenisatoren kann angemessen erscheinen, wird die Anzahl der lebensfähigen Zellen drastisch reduziert werden, wenn nicht abgeschafft. </li><li> Mit einer 25 ml serologische Pipette und serologische Pipette, entfernen Sie die aufgeschlämmt Gewebe und in der Original konischen Rohr ersetzen. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3.1-3.2, bis alle Gewebe in alle Röhrchen wurde mechanisch dissoziiert. </li><li> Zentrifuge Gewebe für 5 Minuten bei 300 × g und 10 ° C. </li><li> Folldurch Zentrifugation, entsorgen Sie die 25 ml Medium Überstand mit einer Pipette 25 ml serologische, Vakuumsauger, oder durch sorgfältige Dekantieren. </li><li> 25 ml Waschmedium in jedes Röhrchen, resuspendieren Gewebe und wie oben zentrifugieren. </li><li> Zweimal waschen mit Waschmedium, das Entfernen der Überstand jeder Zeit. </li></ol> 4. Enzymatische Dissoziation <ol><li> Während Schritt 3.4, bereiten Collagenase-Lösung durch die Kombination von 0,22 g Typ IV Kollagenase und 44 ml Basismedium (oder ausreichender Menge mit 0,11 g/0.22 ml). </li><li> Rühren in einem Becherglas für 10-15 Minuten bei 4 ° C. Filter sterilisieren mit einer 50 ml-Spritze und ein 0,45 &amp;mgr; m-Spritzenfilter. HINWEIS: Mehr als ein Spritzenfilter erforderlich sein, abhängig von der Kollagenase-Zubereitung. Collagenase aus anderen als Worthington Biochemical Anbieter wurden, stellt heute mehr Schwierigkeiten bei der Filtration. Collagenase wird verwendet, um Peptidbindungen in Collagen, die das Endomysium bilden distanzieren. DiesVerdauung wird diese Schutzbarriere der Muskelfasern zu entfernen. </li><li> Für jedes g Muskelgewebe, resuspendieren Gewebe in einem 0,2% Collagenase-Lösung. Für 5 g Muskelgewebe, 10 ml Kollagenase-Lösung und 15 ml Basismedium. </li><li> In 10 ul PSF pro ml Collagenase-Lösung / Basismedium (zB 250 ul bis 25 ml). Sicherzustellen, dass die Gewebe gut suspendiert, da dies die Effizienz der enzymatischen Verdauung beeinflussen. </li><li> Inkubieren Muskelgewebe in Kollagenase für 60 Minuten bei 18 ° C unter leichtem Schütteln. Je nach dem Grad der mechanischen Dissoziation und Arten kann Collagenaseverdau bis 90 Minuten verlängert werden, obwohl dies die Lebensfähigkeit der Zellen zu beeinflussen. </li><li> Nach Collagenaseverdau, Zentrifuge konische Röhrchen bei 300 xg für 5 Minuten bei 12 ° C. Überstand verwerfen und resuspendieren Gewebe in 25 ml Waschmedium. </li><li> Zentrifugieren bei 300 x g für 5 min bei 126; C Wiederholen Sie mit Waschmedium ein zweites Mal. </li><li> Gewebe nach dem Waschen zweimal resuspendieren Muskelgewebe in 25 ml Waschmedium und Verreiben mit 10 ml serologische Pipette bis das Gewebe / Homogenisat Medium gelangt in die und aus der Pipette mit relativer Leichtigkeit. 10.05 Triturationen ist in der Regel ausreichend. <ol><li> Wiederholen Sie mit einer 5 ml Pipette serologischen und dann einer 16-Gauge-Metallkanüle mit einer Spritze befestigt. </li></ol></li><li> Zentrifuge konische Röhrchen bei 300 xg für 5 Minuten bei 12 ° C. Überstand dekantieren. </li><li> Während der über 5-minütige Zentrifugation, bereiten Sie die Trypsinverdau Lösung durch die Kombination von 0,25 g Trypsin mit 5 ml Basismedium. </li><li> Rühren bei 4 º C für 10-15 Minuten und Filter sterilisieren mit einer 20 ml-Spritze und 0,45 &amp;mgr; m-Spritzenfilter. </li><li> Abrufen konische Röhrchen und 100 ul Trypsin-Lösung und 4,9 ml der Dissoziation Medium für jeden 1 g Muskelgewebe zu jedem Rohr. Für example, 500 &amp;mgr; l Trypsin-Lösung und 24,5 ml Dissoziation Medium 5 g von Muskelgewebe. HINWEIS: Trypsin ist eine Serinprotease, die myogene Vorläuferzellen aus der Basalmembran getrennt werden. </li><li> Resuspendieren Gewebe in der Trypsin / Dissoziation Medium auch. Inkubation für 20 Minuten bei 18 ° C. </li><li> Nach der ersten Inkubation Trypsin, Zentrifuge konische Röhrchen bei 300 x g für 1 min bei 12 ° C. </li><li> Trypsin zu neutralisieren, indem die Überstände mit Trennmedium in einer Konzentration von 1 Volumen Überstand in 4 Volumina Isolationsmedium. Lagerung bei 4 ° C in der zweiten Trypsin Verdauung. </li><li> Um die verbleibende Pellet von Gewebe, wiederholen Sie die Schritte von 4,12 bis 4,15, die Kombination der Überstand nach Schritt 4.15 mit dem Überstand / Isolationsmedium von der ersten Trypsin Verdauung. </li><li> Alternativ: Die Collagenase und Trypsin-Verdaus kann kombiniert werden, um die Zellausbeute zu maximieren. &lt;ol&gt; <li> Um dies zu tun, verreiben die Kollagenase verdaut unter Verwendung einer Metallkanüle (6 in der Länge und 16 Gauge am besten) bis zu einer 20 ml-Spritze, bis das Homogenat leicht durch die Kanüle hindurchgeht. </li><li> Zu dem Homogenat, 500 &amp;mgr; l Trypsin-Lösung (hergestellt in Schritt 4.10) und Inkubation bei 18 ° C für 20 Minuten. </li><li> Nach der Inkubation Zentrifuge konische Röhrchen bei 300 × g für 1 Minute bei 12 ° C. </li><li> Trypsin zu neutralisieren, indem die Überstände mit Trennmedium in einer Konzentration von 1 Volumen Überstand in 4 Volumina Isolationsmedium. </li><li> Lagerung bei 4 ° C in der zweiten Trypsin Verdauung. </li><li> Fahren Sie mit Schritt 4.18 als mit dem Standard-Protokoll. </li></ol></li><li> Dispense die endgültige Überstand / Isolationsmedium Mischung in 50 ml konische Röhrchen und bei 300 g zentrifugiert für 10 Minuten bei 12 ° C. </li><li> Entfernen Sie die Überstände kümmert sich die Zelle nicht zu störenPellets. Pipette 2 ml Vollmedium in jedes Röhrchen, Lösen jeder Zellpellet. </li><li> Kombinieren Sie Zellen in Vollmedium in einem 50 ml konischen Röhrchen suspendiert. </li><li> Spülen jedes Röhrchen mit 1 ml vollständigem Medium, kombiniert mit dem Pool von Zellen, die zuvor resuspendiert. </li><li> Man reibt mit einem Metall-Kanüle und Spritze 5-10 mal. </li><li> Filter Zellsuspension durch einen 100 um Zellsieb, Spülen mit Vollmedium. </li><li> Filtern Sie die Zellsuspension durch ein 40 um Zellsieb. </li><li> Ausreichend Vollmedium auf 50 ml und zentrifugiert bei 300 g für 10 Minuten bei 15 ° C. </li></ol> 5. Zählen, Verdünnung und Seeding der Zellen <ol><li> Nach der letzten Zentrifugation in Schritt 4,25, entfernen Überstand durch vorsichtiges Dekantieren oder mit einer serologischen Pipette. Zellpellet in 5 ml Vollmedium. </li><li> Mit Zellen vollständig suspendiert, entfernen 20 ul; Der Zellsuspension und in ein 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen. </li><li> In 5 ul Trypanblau-Farbstoff und 5 Minuten warten. Verwendung eines Hämocytometer, bestimmen die Anzahl der lebensfähigen Zellen. </li><li> Bei Bestimmung, verdünnten Zellen auf die benötigte Konzentration. Teleost MPCs werden am besten bei 150.000-200.000 Zellen pro cm 2 ausgesät. Für einen Sechs-Well-Plattieren Strategie Verdünnen Zellen auf 1,5 x 10 6 bis 2,0 x 10 6 pro ml ausreichend unterstützt Proliferation und Differenzierung. </li><li> Abrufen von Poly-L-Lysin-Behandlung, Laminin-beschichteten Platten und Samenzellen. (Siehe Tabelle 5 für die Plattenspezifischen Verdünnungen und Überzug Bände.) HINWEIS: Tabelle 6 zeigt durchschnittliche Anzahl der Zellen isoliert pro Gramm Muskelgewebe aus verschiedenen Knochenfischarten isoliert. Regenbogenforelle (O. mykiss) weisen weniger MPCs pro Gramm Muskelgewebe als tun Zebrafisch (D. rerio) und wird dadurch benötigen mehr Fisch aus für die richtige Aussaat isolieren. </li><li> Dichtungsplatten mit Labor Band und in Kühlbrutschrank bei der entsprechenden Temperatur. Mittelmeer-Partnerländern von allen hier aufgeführten (außer Mäuse) Spezies unter normalen atmosphärischen Bedingungen ohne Kohlendioxid (CO 2)-Supplementierung inkubiert werden. (Siehe Tabelle 7). </li><li> Alternative: Einige Laboratorien haben ein Protokoll, das für die Mittelmeer-Partnerländern, um so an die Kultur Substrate für 40 Minuten halten ruft angenommen. <ol><li> Dann spülen Platten mit Waschmedien, alle lose befestigt und nicht-adhärenten Zellen zu entfernen. Warnung: Dieser Schritt ist sehr wichtig, um &quot;nicht-spezifische&quot; Haftung von anderen Zellen (z. B. Fibroblasten) zu dem Kultursubstrate zu vermeiden. </li><li> Fügen komplette Medien-und Ortszellen im Brutschrank und pflegen, wie unten beschrieben. </li></ol></li></ol>

Es gibt nichts zu offenbaren.

Myogenen Programms in welcher suchten Spezies, kann am einfachsten durch eine in-vitro-System untersucht werden. In der Tat, nach der Isolierung, myogenen Vorläuferzellen (MPCs) in Fisch oder myosatellite Zellen (MSC) in Säugetieren geben Sie einfach dieses stark regulierten Prozess, der die Proliferation, Zellzyklus-Entzug, und die terminale Differenzierung von Myoblasten und die Fusion von Myoblasten in diesen entstehenden Myotuben. Der allgemeine Mangel an transgenen Reportergens Stämme piscine Arten (mit de...

Erhebliche Verständnis von Säugetier myogenesis hat durch die Wiederholung dieses Prozesses sowohl in primären Maus (Mus musculus) Myoblasten-Kulturen und die gut beschriebene Maus-abgeleitete Zelllinie gewonnen wurden, C2C12 5. Beginnend in den 1950er Jahren 6, diese Kulturen haben viel Fortschritt im Verständnis der murinemyogenic Programm durch die Erweiterung, myogenesis in anderen Wirbeltieren führte, und. Zusätzlich einzelnen Zelle myofiber Explantat Techniken haben das Verständnis der Wechselwirkungen zwischen Zellen und der umgebenden Satelliten Muskelfasern 7-9 für Untersuchungen myogenesis besonders attraktiv aufgrund der kurzen Zeit von Vorläuferzelle 10 zu unterscheiden, der relativen Leichtigkeit der Transfektion für RNAi erhöht. Zellkulturen 11-14, transgene 15,16 und Überexpression Studien 14,17,18, in-vitro-Expansion, gefolgt von In-vivo-Transplantation 18-20, und sogar Layoutarison myogener Vorläuferzellen und deren Regel Agenten in Taxa 21,22. Während die Unterschiede aufgrund der künstlichen Umgebung des Kultursystems beschrieben worden, 5,23, haben diese in vitro-Systemen nachgewiesen unverzichtbar für unser Dissektion der komplizierten Programm für die Bildung von vielkernigen sein, mononukleären terminal differenzierten myofibersfrom proliferative Vorläuferzellen bekannt myosatellite Zellen (MSC) unter den Säugetieren. Außerhalb der Klasse Mammalia jedoch die Erhaltung und / oder Divergenz der Mechanismen, die myogenesis schlecht verstanden werden, vor allem wegen der Schwierigkeiten bei der Kultivierung von myogenen Vorläuferzellen (MPCs) und Myoblasten aus verschiedenen Taxa. Tatsächlich haben die Grund Myoblastenkulturen nur in drei Vögel 24-26, ein Reptil 27, ein paar Amphibien 28-30, und einige Fische 1,3,4,31-33 beschrieben. Kontinuierliche myogenen Zelllinien aus veandere als Nagetiere 34-36 rtebrates sind noch seltener, nur mit dem Nicht-Säuger myogenen Zelllinie, die aus der japanischen Wachtel (Cortunix japonica) abgeleitet, QM7 37. Trotz vieler Versuche der Verewigung, bleibt ein Knochenfisch myogenen Zelllinie schwer zu fassen und ein Protokoll für die effiziente Transfektion dieser Zellen wurde erst in diesem Jahr 15 veröffentlicht. So sind klar und gut optimierte Protokolle für die Kultivierung von primären Myoblasten MPCs und aus einer Vielzahl von Wirbeltieren sehr notwendig, um nicht nur weiter unser Wissen über die Evolution des myogenen Programm zu erweitern, aber die Macht der vergleichenden Physiologie beschäftigen, um Durchbrüche in machen die Behandlung von menschlichen Skelettmuskelerkrankungen und Störungen. Während die Literatur enthält viele Berichte von MPC / Myoblasten Isolierung 38-49, ist es üblich, dass Autoren, die Protokolle für solche Trennungen in kurzen, oft unvollständig, Formate zu beschreiben. Ferner sind die lehrreichsten Protokolle RepoRTED haben für Mäuse von 50 bis 53 entwickelt, und einige von diesen setzen auf Antikörperselektion 54,55 oder Fluoreszenz Transgene 56,57, so dass diese Protokolle unbrauchbar oder unpraktisch durch Muskel Biologen genutzt innersten Nicht-Nagetieren. Mit wenig über piscine-, Amphibien-, Reptilien-und Myogenese eine detaillierte und gründliche Protokoll, mit audiovisuellen Führung und mit nachgewiesener Effizienz in entfernt verwandten Arten beschrieben, wäre sehr hilfreich, um das Feld ein. Zuerst von Powell und Kollegen im Jahr 1989 58 beschrieben, wurde das folgende Protokoll ursprünglich entwickelt, um PLM und Myoblasten aus Salmonidfischen (nämlich, Regenbogenforelle, Oncorhynchus mykiss und Atlantischer Lachs, Salmo salar) und einigen größeren Karpfenfischen (dh Goldfisch, Carassiusauratusauratus) zu isolieren . Im Jahr 2000 Fauconneau Paboeuf und optimiert eine primäre Myoblastenkultur für Regenbogenforelle 59 und minoroptimizations made dieses Protokoll nutzbar in mehrere kleinere Elritzen der Danioninae Clade (Zebrafisch, Danio rerio, und riesige Danio, Devario aequipinnatus) 32 aufgrund der vielen genetischen Werkzeuge für die Zebrafisch-Arbeit zur Verfügung und damit seine nahen Verwandten. Knochenfische sind attraktiv für Organismen Studie aufgrund ihrer unterschiedlichen Wachstumsstrategie (zumindest in den meisten Arten). Große Salmoniden, wie die meisten Fische, unbestimmt wachsen, mit Wachstumspotenzial durch eine Asymptote bei Fälligkeit uneingeschränkten, auch im Alter 60-62. Anders als Zebrafisch, große danionins wie der riesige Danio 63 und Schnurrbart danio Display Wachstum typisch für Knochenfische Potenziale, die ihre direkten Gegenüberstellung zu einer idealen Plattform für das Verständnis, ob MPC Zellschicksal Wahl spielt eine Rolle im Skelettmuskel-Hypertrophie-Hyperplasie gegenüber. Ebenso haben wir gezeigt, dass dieses Protokoll mit Mäusen und axolotls verwendet werden, wobei relativ hohe Zellausbeute und VIABility Indizes. Urodele Salamander, wie der mexikanische Axolotl (Ambystomamexicanum), besitzen die bemerkenswerte Fähigkeit, Gewebe zu regenerieren, einschließlich ganzer Gliedmaßen und Schwänze 64-66. Diese Eigenschaft macht diese Amphibien interessante Modelle der Skelettmuskelabbau und Alterung. Mit dem unten beschriebenen Protokoll kann ein ähnlicher Ansatz durchgeführt werden, wie es in vielen Fischarten durchgeführt worden, die eine noch breitere Vergleichs Rahmen für solche Studien. Wie viele wirklich Vergleichs Biologen schätzen, die am sinnvollsten Fortschritte in der Grundlagen der Biologie und translationale Biomedizin ist möglich, wenn Daten innerhalb der breitesten Spektrum analysiert (hier der gesamte Wirbel Linie) werden.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Tabelle 1. Katalognummer</td></tr> <tr><td></td><td></td><td>(bevorzugt vs. alternativ)</td>Menge <td>pro Kultur</td></tr><tr><td>&gamma;-bestrahltes Poly-L-Lysin</td><td>Sigma-Aldrich (MP Biomedicals)</td><td>P5899 (ICN19454405)</td><td>5 mg</td></tr><tr><td>DMEM (hohe Glukose)</td><td>Sigma-Aldrich (Zellgro)</td><td>MT-50-003-PB (D7777)</td><td>2 L</td></tr><tr><td>Laminin</td><td>BD Biosciences ( Sigma-Aldrich)</td><td>CB-40232 (L2020)</td><td>1 mg</td></tr><tr><td>Natriumbicarbonat (NaHCO3)</td><td>Fisher Scientific (Sigma-Aldrich)</td><td>BP328-500 (S5761)</td><td>1,51 g</td></tr><tr><td>HEPES (C8H18N2O4S)</td><td>Fisher Scientific (Sigma-Aldrich)</td><td>BP310-1 (H6147)</td><td>9,53 g</td></tr><tr><td>Antibiotikum/Antimykotikum</td><td>Thermo Scientific (Sigma-Aldrich)</td><td>SV3007901 (A5955)</td><td>17-20 mL</td></tr><tr><td>Gentamicinsulfat</td><td>Lonza (Sigma-Aldrich)</td><td>BW17-519Z (G1397)</td><td>2-3 mL</td></tr><tr><td>Spenderserum für Pferde</td><td>Thermo Scientific (Sigma-Aldrich)</td><td>SH3007403 (H1270)</td><td>75 mL</td></tr><tr><td>Fötales Rindersera</td><td>Thermo Scientific (Sigma-Aldrich)</td><td>SH3007103 (F2442)</td><td>25 mL</td></tr><tr><td>Kollagenase (Typ IV)</td><td>Worthington (Sigma-Aldrich)</td><td>LS004189 (C9891)0,44</td> <td>g</td></tr><tr><td>Trypsin (aus der Bauchspeicheldrüse)</td><td>MP Biomedizin (Sigma-Aldrich)</td><td>ICN15357125 (T5266)</td><td>1 g</td></tr><tr><td colspan="4">Tabelle 2. Verbrauchsmaterialien, Werkzeuge und Ausrüstungen</td></tr><tr><td>Verbrauchsmaterialien</td><td></td><td>Ausrüstung</td><td></td></tr><tr><td>Zellkulturplatten</td><td>Pinzetten (grob)</td><td>Serologischer Pipettierer</td><td></td></tr><tr><td>steril 50 mL konische Röhrchen</td><td>Pinzetten (fein)</td><td>pH-Messgerät</td><td></td></tr><tr><td>Laborband</td><td>Skalpellgriffe</td><td>Kühlinkubator (Echotherm)</td><td></td></tr><tr><td>0,2 &mu; m Vakuum-Sterilisationssysteme</td><td>Skalpellklingen (#10, #11)</td><td>Laminar-Flow-Haube</td><td></td></tr><tr><td>Wasserabweisendes Autoklav Papier</td><td>Chirurgische Schere</td><td>Vakuumverteiler</td><td></td></tr><tr><td>Serologische Pipetten</td><td>Petrischalen aus Glas</td><td>Mikroosmolalitätsmessgerät</td><td></td></tr><tr><td></td><td>12-16 g Kanülen mit Luer-Locks</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Tabelle 3. Optimierte Volumina für die Beschichtung von Zellkulturplatten</td></tr><tr><td>Plattengröße</td><td>cm^2 pro Well</td><td>Poly-L-Lysin*</td><td>Laminin**</td></tr><tr><td>6 Well</td><td>9,5</td><td>1,6 mL</td><td>1</td></tr><tr><td>24 Well</td><td>1,9</td><td>0,32</td><td>0,2</td></tr><tr><td>48 Well</td><td>0,95</td><td>0,16</td><td>0,1</td></tr><tr><td>96 Well</td><td>0,32</td><td>0,06</td><td>0,03</td></tr><tr><td>*0,1 mg/ml Konzentration</td><td>** 0,020 mg/ml Konzentration</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Tabelle 4. Medien für Isolierung, Dissoziation und Kultur</td></tr><tr><td>Reagenzienisolierung</td><td></td><td></td><td>Wasch-Dissoziationsbasis</td></tr><tr><td></td><td>Medium 419,25 mL</td><td>395,40 mL</td><td>297,00 mL</td></tr><tr><td>Gentamicinsulfat**</td><td>0,75 mL</td><td>0,60 mL-Spenderserum</td><td></td></tr> <tr><td>für Pferde</td><td>75,00 mL</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum***</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>* PSF: Penicillin/Streptomycin/Fungizon-Cocktail (100x); ** 50 mg/ml-Konzentration; Characterized</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Tabelle 5. Empfohlene Verdünnungs- und Beschichtungsvolumina</td></tr><tr><td>Plattengröße</td><td>cm^2 pro Vertiefung</td><td>Verdünnungsvolumen</td><td></td></tr><tr><td>6 Vertiefung</td><td>9,5</td><td>1,5-2,0x10^6 Zellen/ml</td><td>1 ml</td></tr><tr><td>24 Vertiefung</td><td>1,9</td><td>1,5-2,0x10^6 Zellen/ml</td><td>250 &mu; L</td></tr><tr><td>48 Well</td><td>0,95</td><td>1,5-2,0x10^6 Zellen/mL</td><td>150 &mu; L</td></tr><tr><td>96 Well</td><td>0,32</td><td>1,5-2,0x10^6 Zellen/ml</td><td>50-100 &mu; L</td></tr><tr><td colspan="4">Tabelle 6. Durchschnittliche Anzahl von Zellen pro g Gewebe</td></tr><tr><td>Spezies</td><td>Durchschnittliche # Zellen/g Gewebe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Danio rerio</td><td>6.400.000</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Danio dangila</td><td>1.783.000</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Devario aequipinnatus</td><td>1.797.000</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oncorhynchus mykiss</td><td>66.800<</td><td></td><td></td></tr><tr>td colspan="4">Tabelle 7. Empfohlene Inkubationstemperaturen</td></tr><tr><td>Spezies</td><td>Temperatur</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Danio/ Devario spp.</td><td>26 - 28 Grad; C</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oncorhynchus/Salmo spp.</td><td>10* - 18 Grad; C</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ambystoma mexicanum</td><td>18&deg; C</td><td></td><td></td></tr><tr><td>* Niedrigere Temperaturen führen zu niedrigeren Proliferationsraten.</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

herstellung von primären myogenic vorläuferzelle / myoblastenkulturen von basal wirbelstammbaum

Preparation of Primary Myogenic Precursor Cell/Myoblast Cultures from Basal Vertebrate Lineages

Aufgrund der inhärenten Schwierigkeiten und Zeit mit dem Studium der myogenen Programm in vivo beteiligt, Primärkultursysteme von den ansässigen adulten Stammzellen der Skelettmuskulatur abgeleitet, die myogenen Vorläuferzellen (MPCs) sind unverzichtbar für unser Verständnis von Säugetierskelettmuskelentwicklung bewährt und Wachstum. Besonders bei den basalen Taxa der Wirbeltiere sind jedoch begrenzt, die molekularen Mechanismen, die die Selbsterneuerung, Proliferation und Differenzierung von MPC Beschreibung von Daten. Von besonderem Interesse sind mögliche Mechanismen, die die Fähigkeit der basalen Wirbeltieren zu erheblichen postlarvalen Skelett myofiber Hyperplasie (dh Knochenfische) und die vollständige Regeneration nach Anhängsel Verlust (dh urodele Amphibien) zu unterziehen zugrunde liegen. Zusätzlich könnte die Verwendung von kultivierten Myoblasten im Verständnis der Regeneration und der Wiederholung des myogenen Programm und die Unterschiede zwischen ihnen zu unterstützen. ZuZu diesem Zweck beschreiben wir im Detail ein robustes und effizientes Protokoll (und Variationen) für die Isolierung und die Aufrechterhaltung MPCs und ihre Nachkommen, Myoblasten und Myotuben unreifen, in der Zellkultur als Plattform für das Verständnis der Evolution des myogenen Programm, beginnend mit dem mehr basalen Wirbeltieren. Aufbauend auf der Modellorganismus Status der Zebrafisch (Danio rerio) berichten wir über die Anwendung dieses Protokolls auf kleine Fische des Cyprinidengewässer Clade Danioninae. Parallel kann dieses Protokoll genutzt werden, um eine breitere vergleichenden Ansatz durch Isolierung MPCs aus dem mexikanischen Axolotl (Ambystomamexicanum) und sogar Labornagern zu verwirklichen. Dieses Protokoll wird heute weitgehend in Studium myogenesis in mehreren Fischarten, darunter die Regenbogenforelle, Lachs und Meerbrassen 4.1 verwendet.

Vierundzwanzig Stunden nach der Aussaat, myogenen Vorläuferzellen (MPCs) sollte sichtbar für das Laminin Substrat befestigt werden (siehe Abbildungen 1a und 1d). Nach der Aussaat, Zellen (MPCs) trifft eine spindelartige Form, bezeichnend für diesen Zelltyp (Abbildung 1) und sind MyoD1 + (Abbildung 2). In Danio Arten, erscheinen MPCs kompakter mit kleineren bipolaren Prozesse als tun MPCs von Oncorhynchus und Salmo-Arten. Doch ...

In-vitro-Kultur haben Systeme unerlässlich, um unser Verständnis von Wirbel myogenesis bewährt. Allerdings bleibt noch viel zu über Nicht-Säuger-Skelettmuskel-Entwicklung und das Wachstum gelernt werden, vor allem in den basalen Taxa. Eine effiziente und robuste Protokoll für die Isolierung der adulten Stammzellen aus diesem Gewebe, die myogene Vorläuferzellen (MPCs) und Erhaltung ihrer Selbsterneuerung, Proliferation und Differenzierung in einer Primärkultur Einstellung ermöglicht die Identifizierung von konservierten und unterschiedliche Regulationsmechanismen ganzen die Wirbellinien.

Herstellung von primären Myogenic Vorläuferzelle / Myoblastenkulturen von Basal Wirbelstammbaum

Due to the inherent difficulty and time involved with studying the myogenic program in vivo, primary culture systems derived from the resident adult stem ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, myogene Vorläuferzellen von Teleostiern zu kultivieren, um in vitro Myogenese durchzuführen. Dies wird erreicht, indem zunächst der Epaxialmuskel vom Organismus präpariert wird. Der zweite Schritt ist die mechanische Dissoziation des isolierten Gewebes.Anschließend wird das Gewebe enzymatisch dissoziiert, um die gewünschten Zellen zu verteilen. Der letzte Schritt besteht darin, die isolierten myogenen Vorläuferzellen auf einem Laminin-Substrat zu plattieren. Letztendlich in vitro.Die Myogenese wird verwendet, um die Wirkungen verschiedener Behandlungen auf Veränderungen in der Genregulation und -expression, der Proteinausprägung sowie phänotypischen Zellveränderungen zu zeigen. In diesem Video wird die Einrichtung eines Primärkultursystems aus myogenen Vorläuferzellen von Teleostiern demonstriert. Die visuelle Darstellung dieser Technik ist unerlässlich, da einige der Dissoziationsschritte schwer zu erlernen sein können.Eine korrekte und ausreichende Dissoziation ist entscheidend, um ein geeignetes Zellpräparat für die spätere Kultur zu isolieren. Zunächst bereiten Sie alle für das Verfahren benötigten Medien und Lösungen vor. Danach stellen Sie zusätzliche Artikel zusammen, die für die Gewebeisolation erforderlich sind.Vorheriges Autoklavieren, wo nötig. Stellen Sie sicher, dass zusätzliche Materialien für jede Person vorbereitet werden, die bei dem Präparationsvorgang hilft. Weitere bereitzuhaltende Gegenstände umfassen 70 % Ethanol, eine sterile Waage, 50-Milliliter-Konischgefäße und Eis für jeweils fünf Gramm zu präparierendes Gewebe.Geben Sie 25 Milliliter Isolationsmedium in ein steriles 50-Milliliter-Konischgefäß. Wiegen und notieren Sie die Massennummer, stellen Sie die Gefäße anschließend auf Eis. Wenn Sie bereit sind, holen Sie einen Fisch für die Gewebedissection hervor und tauchen Sie ihn 30 Sekunden lang in 70 % Ethanol, bevor Sie ihn auf wasserabweisendem Autoklavierpapier platzieren. Direkt hinter den Erla verwenden Sie ein Skalpell, um einen oberflächlichen, flachen Einschnitt zu machen, greifen Sie die Haut an der Einschnittstelle und ziehen Sie sie in Richtung Schwanz, um Schuppen und Haut zu entfernen.Als Nächstes schneiden Sie das weiße, schnell zuckende, glykolytische Muskelgewebe des Fisches von beiden Seiten aus. Vermeiden Sie dabei das nahe der Seitenlinie gelegene rote, langsam oxidierende Muskelgewebe. Legen Sie das Muskelgewebe in das Isolationsmedium und entsorgen Sie den Rest des Fisches.Sammeln Sie das Gewebe weiter, bis während der Dissektion eine ausreichende Menge an Muskelgewebe gewonnen wurde. Stellen Sie sicher, dass das gesammelte Muskelgewebe auf Eis bleibt, um die Zellviabilität zu erhalten. Beginnen Sie, indem Sie eine Röhrchenprobe des Muskelgewebes in eine Glas-Petrischale gießen. Verwenden Sie zwei Skalpelle in einer Hin-und-her-Bewegung, um das Gewebe zu zerkleinern, bis die Gewebesuspension leicht entfernt werden kann.Mit einer 25-Milliliter-Pipette das Gewebepüree in das ursprüngliche Reagenzglas zurückgeben. Diese Schritte wiederholen, bis das gesamte Gewebe mechanisch dissoziiert ist. Nach der Verarbeitung des gesamten Gewebes fünf Minuten zentrifugieren, das Überstand entfernen und das Gewebe mit frischem Medium waschen, bevor eine weitere Zentrifugation durchgeführt wird.Nach gründlichem Waschen resuspendieren Sie das Gewebe und inkubieren es 60 Minuten bei 18 Grad Celsius mit einer Kollagenase-Lösung unter sanftem Schütteln. Am Ende der Inkubation zentrifugieren Sie die Röhrchen, um die Zellen zu pelletieren. Nach zweimaligem Waschen resuspendieren Sie das Gewebe in Waschmedium.Als Nächstes wird das Gewebshomogenat so lange trituriert, bis es mit relativer Leichtigkeit in und aus einer 10-Milliliter-Pipette bewegt werden kann. Wiederholen Sie diesen Vorgang mit einer 5-Milliliter-Pipette und anschließend mit einer Metallkanüle mit 16 Gauge, die an eine Spritze angeschlossen ist. Nach gründlicher Homogenisierung wird das Gewebe abzentrifugiert und der Überstand dekantiert.Suspendieren Sie das Gewebe erneut in drei Portionen Dissoziationsmedium und inkubieren Sie es 20 Minuten lang bei 18 Grad Celsius. Anschließend stellen Sie die Röhrchen für einen kurzen Spin in die Zentrifuge, nachdem zentrifugiert wurde. Gießen Sie das Überstandsvolumen in vier gleiche Volumina der Isolierung.Medium bei vier Grad Celsius zum verbleibenden Pellet geben. Die soeben gezeigten Wasch- und Dissoziierungsschritte wiederholen und das resultierende Überstand mit dem zuvor gesammelten verbinden.Geben Sie die endgültige Mischung in 50-Milliliter-Konischgefäße und zentrifugieren Sie. Entfernen Sie nach der Zentrifugation das Überstandsvolumen, wobei darauf geachtet werden muss, den Zellpellet nicht aufzuwirbeln. Pipettieren Sie zwei Milliliter komplettes Medium in jedes Gefäß. Zur Auflösung die resuspendierten Zellen in einem 50-Milliliter-Konischglas vereinigen. Jedes Gefäß mit einem Milliliter komplettem Medium ausspülen und die Spülflüssigkeit dem Pool der resuspendierten Zellen hinzufügen.Tragen Sie das Gewebe mit einer Metallkanüle und einer Spritze fünf bis zehn Mal auf. Nach dem Filtrieren der Zellsuspension so viel vollständiges Medium hinzufügen, dass insgesamt 50 Milliliter erreicht werden, und zentrifugieren. Die Zellen gewinnen, den Überstand entfernen und fünf Milliliter vollständiges Medium hinzufügen.Nach dem Resuspendieren eine kleine Probe entnehmen, um die Anzahl der lebensfähigen Zellen zu bestimmen. Mit einem H&auml;mocytometer arbeiten. Laminin-L&ouml;sung von den mit Poly-L-Lysin behandelten Platten entfernen.Nachdem die Zellen auf die erforderliche Konzentration verdünnt wurden, pipettieren Sie sie auf die vorbereiteten Platten und verschließen Sie diese. Stellen Sie die verschlossenen Platten in einen gekühlten Inkubator, der auf die geeignete Temperatur eingestellt ist. 24 Stunden nach der Aussaat sollten myogene Vorläuferzellen oder MPCs sichtbar an dem Laminin-Substrat haften, wobei sie ursprünglich kompakter erscheinen.MPCs von Zebrafischen nehmen ähnliche Morphologien wie Regenbogenforellen an. Innerhalb von vier Tagen der Kultur sollten Myotuben innerhalb von sechs bis neun Tagen der Kultur entstehen. In der Kultur wird gezeigt, dass MPCs und Myoblasten MyoD1 exprimieren.Während Myoblasten zu Myotuben differenzieren, beginnen sie, Myogenin zu exprimieren. Diese Daten zeigen die Zellproliferation während der Kultur unter Verwendung der BRDU-Inkorporation. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man isoliert und kultiviert.Myogene Vorläuferzellen aus einer Vielzahl von Fischarten nach ihrer anfänglichen Entwicklung in Zellen von Monets. Diese Technik ebnete Forschern auf dem Gebiet der Muskelbiologie den Weg, neue Ansätze in der Muskelbiologie und bei anderen Organismen sowie bei anderen Teleostiern wie Danios, ebenso wie bei anderen Amphibien oder Amphibien wie Axel.Lots, zu erforschen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Die Mikro-seziert Explantate Technik ist eine robuste und zuverlässige Methode zur Isolierung proliferative Skelettmuskelzellen von Jugendkriminalität, adulte oder embryonale Muskeln als eine Quelle der Skelettmuskulatur Stammzellen. Einzigartig sind diese Zellen klonal abgeleitet, um Skelettmuskulatur Stammzelllinien für in vivo-Transplantation verwendet produzieren.

Adulten und embryonalen Skelettmuskel Microexplant Kultur und Isolation der Skelettmuskulatur Stem Cells

Engineered Muskelgewebe hat ein großes Potenzial in der regenerativen Medizin, als Krankheit Modell und auch als alternative Quelle für Fleisch. Hier beschreiben wir die Konstruktion von einem Muskel-Konstrukt, in diesem Fall von der Maus Myoblasten Vorläuferzellen, und die Stimulation durch elektrische Impulse.

Engineering Skeletal Muscle Gewebe von Murine Myoblast Progenitor Cells und Anwendung von Elektrostimulation

Die Isolierung und Kultur einer reinen Population von ruhenden Satellitenzellen, eine Muskelstammzellpopulation, ist wesentlich für das Verständnis der Muskelstammzelle Biologie und Regeneration sowie Stammzelltransplantation bei Therapien Muskeldystrophie und anderen degenerativen Erkrankungen.

Isolierung, Kultur und Transplantation von Muskel-Satelliten-Zellen

Dieses Protokoll beschreibt Techniken zur Isolierung lebender Zellen und zur Primärkultur von myogenen und Fibroblasten-Zelllinien aus Muskel- oder Hautgewebe.  Auch eine Technik zur Immortalisierung dieser Zelllinien wird beschrieben.  Insgesamt bieten diese Protokolle ein zuverlässiges Werkzeug zur Erzeugung und Konservierung von patienteneigenen Zellen für nachgelagerte Anwendungen.

Isolierung und Immortalisierung von Patienten stammende Zelllinien von Muskelbiopsie for Disease Modeling

Hier beschreiben wir Einstellungen, um die zirkadiane Biolumineszenz und die sekretorische Aktivität von menschlichen Inselzellen und primären Myotuben parallel zu überwachen. Zu diesem Zweck verwendeten wir die lentivirale Genverabreichung eines Luciferase-Kernuhrreporters, gefolgt von einer in vitro Synchronisation und Sammlung des Ausflussmediums durch kontinuierliche Zellperifusion.

Parallel Messung von Circadian Clock Genexpression und Hormon-Sekretion in primären humanen Zellkulturen

Dieses Protokoll beschreibt eine robuste, reproduzierbare und einfache Methode zur Isolierung und Kultivierung von Myoblasten Vorläuferzellen aus dem Skelettmuskel von Erwachsenen und alten Menschen. Die Muskeln hier sind Fuß- und Beinmuskeln. Dieser Ansatz ermöglicht die Isolierung einer angereicherten Population von primären Myoblasten für funktionelle Studien.

Herstellung und Kultur von Myogenic Vorläuferzellen / Primär-Myoblasten aus Skelettmuskel von adulten und im Alter von Menschen

Hier beschreiben wir eine Methodik, um eine reine Population von menschlichen Myoblasten aus erwachsenem Muskelgewebe zu erhalten. Diese Zellen werden verwendet, um die In-vitro- Skelettmuskeldifferenzierung zu untersuchen und insbesondere Proteine ​​zu untersuchen, die an der Ca 2+ -Signalisierung beteiligt sind.

Isolierung von menschlichen Myoblasten, Beurteilung der myogenen Differenzierung und speicherbetriebenen Kalziumeintrittsmessung

Skelettartiger Muskel Differenzierung ist ein sehr dynamischer Prozess, der besonders auf nukleare Positionierung stützt. Hier beschreiben wir eine Methode um Kerne Bewegungen von live Cell Imaging während Myoblast Differenzierung und Myotube Bildung verfolgen und eine quantitative Charakterisierung der Kerne Dynamik durch Extrahieren von Informationen aus automatisches Tracking durchzuführen.

Nutzung von Live Imaging Track Kerne während Myoblast Differenzierung und Fusion

Myoblaste sind proliferierende Vorläuferzellen, die sich unterscheiden, um polynukleierte Myotuben und schließlich Skelettmuskelmyofien zu bilden. Hier stellen wir ein Protokoll zur effizienten Isolierung und Kultur von primären Myoblasten von jungen erwachsenen Mausskelettmuskeln vor. Die Methode ermöglicht molekulare, genetische und metabolische Studien von Muskelzellen in der Kultur.

Isolierung und Differenzierung von primären Myoblasten von Mausskelettmuskelexplants

Die Skelettmuskulatur besteht aus mehreren Zelltypen, einschließlich residenter Stammzellen, von denen jede einen besonderen Beitrag zur Muskelhomöostase und -regeneration leistet. Hier werden die 2D-Kultur von Muskelstammzellen und die Muskelzellnische in einer ex vivo Umgebung beschrieben, die viele der physiologischen, in vivo und Umwelteigenschaften bewahrt.

Unfraktionierte Massenkultur des Mausskelettmuskels zur Rekapitulation der Nischen- und Stammzellruhe

Dieses Protokoll bietet eine standardisierte Methode zur Isolierung und Anreicherung primärer Myoblasten aus adulten und neonatalen Mausskelettmuskeln durch Gewebedissoziation, sequentielle Filtration, Präplattierung und definierte Kulturbedingungen, wodurch die Etablierung und Pflege von satellitenzellbasierten Myoblastkulturen für nachgelagerte experimentelle Anwendungen ermöglicht wird.

Isolierung von Skelettmuskel-Satellitenzellen für In-vitro-Myogenese-Studien

Erfahren Sie die Kultivierung myogener Vorläuferzellen aus Teleostei zur Untersuchung der Myogenese in vitro. Diese Methode nutzt mechanische und enzymatische Dissoziation von Epaxialmuskulatur auf Laminin-Substrat.

Herstellung von primären Myogenic Vorläuferzelle / Myoblastenkulturen von Basal Wirbelstammbaum

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