Name: Histochemische Färbung von Arabidopsis thaliana Sekundärzellwand-Elemente (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-13T23:10:00.000+00:00
Duration: 10 min 39 s
Description: Lernen Sie histochemische Färbemethoden zur Visualisierung von Sekundärzellwand-Elementen in Arabidopsis thaliana. Diese Technik ermöglicht die Analyse von Zellwandkomponenten wie Lignin und Zellulose in Pflanzenstängeln.

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Wir sind dankbar für die Bearbeitung von Sabin Russell Unterstützung. Diese Arbeit war Teil des DOE Joint BioEnergy Institute (http://www.jbei.org) durch das US Department of Energy, Office of Science, Office of Biological-und Umweltforschung, unterstützt durch Vertrag DE-AC02-05CH11231 zwischen Lawrence Berkeley National Laboratory und das US Department of Energy.

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Die Autoren haben keine finanziellen Konflikte offenzulegen.

A. thaliana Stammabschnitte werden häufig verwendet, um die Organisation der Zellen in der sekundären Zellwand zu untersuchen und qualitativ untersuchen die Unterschiede zwischen Wildtyp und transgenen Pflanzen. Die am häufigsten verwendeten Techniken zum Schneiden der Proben sind direkte schneidend; oder, wenn Proben in Agarose-oder Fixiermittel eingebettet ist, kann mit einem Schnitt Vibratom oder Mikrotom durchgeführt werden. Im Gegensatz zu schneidend, die letzten beiden ermöglichen die Verringerung des Ris...

Die Pflanzenzellwand hält eine Fülle von Informationen innerhalb seiner verschiedenen Komponenten: Lignin, Cellulose, Hemicellulose (Xylan, Glucuronoxylan, Xyloglukan, Arabinoxylans, gemischte Verknüpfung Glucan oder Glucomannan) und Pektin. Die histologische Techniken liefern wichtige visuelle Hinweise in Studium Unterschiede innerhalb der sekundären Zellwände auf organisatorischer und zellulärer Ebene. Verschiedene histologische Techniken wurden entwickelt und kann in der Literatur gefunden werden, aber diese Techniken kann schwierig und zeitaufwendig für Anfänger sein, weil sehr ausführliche Protokolle mit einfachen visuellen Anweisungen sind selten, wenn überhaupt vorhanden. Das Ziel dieser Studie ist es, einfache Richtlinien zur histologischen Färbung Techniken bieten, um qualitativ hochwertige Bilder zu erhalten. Unterteilen des Schaftgewebe ist der erste Schritt bei der Visualisierung von Zellwänden und Zellformen. Obwohl von Hand geschnitten Abschnitte sind kostengünstig und weniger Zeit für die Vorbereitung, die Verwendung eines Vibratom bietet Kontinuität undliefert qualitativ hochwertige Bilder. Mit einem Vibratom ermöglicht die Herstellung besserer Datenqualität durch die Erzeugung auch Abschnitte mit der gleichen Stärke, die hilft, scharfe Bilder und reduziert das Risiko der Herstellung ungenau Unterschiede zwischen den Proben, die einfach von einer schlechten Probenvorbereitung verursacht werden würde. Mit Harze an die frische Proben zu beheben, kann eine Herausforderung für Anfänger und kann immer noch zeitaufwändig sein, selbst für Experten, wenn eine Analyse muss schnell durchgeführt werden. Darüber hinaus wird es unmöglich, irgendeine biologische Aktivität der Probe zu messen, wenn es in ein Harz eingebettet sind. Eine einfache Technik, die Agarose und eine hausgemachte Form beschäftigt ist hilfreich für die Einbettung von Stammzellen Gewebe, und es kann auch in anderen Anwendungen Dissektion der Weichteile erfordern, genutzt werden. Im Vergleich zu Proben in Harz eingebettet, hat dieses Verfahren den Vorteil, dass das Gewebe gesund und reduzierendem Probenmanipulation. Schneiden Gewebe über einen Vibratoms ist sehr präzise und homogen erzeugtschiedenen Abschnitten, die je nach dem Ziel der Studie kann dann mit verschiedenen Färbetechniken verwendet werden. Die einfachsten Methoden, um Lignin und andere Aromaten visualisieren beschäftigen ultraviolettem (UV) Licht. Anregung der aromatischen Moleküle auf durch UV-Licht ist eine alte Technik, aber es ist immer noch eine der schnellsten Ansätze zur Visualisierung von Lignin. Doch tatsächlich ist die UV-Visualisierung nicht ideal für die Erkennung Lignin, weil UV-Licht werden andere Aromaten zu erregen. 1-3: Lignin besteht hauptsächlich aus drei Bausteinen, die Monolignole (Coniferylalkohol, Sinapylalkohol und p-Cumarylalkohol hydroxycinnamyl Alkohole) gemacht. Phloroglucin Flecken können Hinweise auf den Umfang der in das Xylem, Fasern und Luftröhrengewebe 4 vorhanden Zimtaldehyde bereitzustellen. Phloroglucinol ist ein guter Indikator für die allgemeine Zimtaldehyde und kann zwischen Zimtaldehyde und anderen Aromaten unterscheiden. Die Sinapylalkohol Monomere nachgewiesen werden kannund differenziert durch die Verwendung Maule Fleck. Toluidinblau O eine polychromatische Farbstoff und hat die Fähigkeit, verschiedene Elemente der Zellwand in verschiedenen Farben färben daher 5,6. Der primäre Einsatz von Toluidinblau O ist es, Pektin und Lignin 5,6 zu erkennen. Der Vorteil der Verwendung von Toluidinblau O ist, dass viele Elemente der Zellwand kann in einem einzigen Schritt dargestellt werden. Sowohl Calcofluor weiß und Kongorot sind leicht zu verarbeiten und kann verwendet werden, um Zellulose zu visualisieren. Calcofluor weißen Flecken Cellulose, Callose und andere nicht-substituierten oder schwach substituierten β-Glucane 6-9, während Kongorot Flecken direkt an β-(1 → 4)-Glucane und insbesondere zu Cellulose 10,11. Das Ziel dieser Studie ist es, einfache Richtlinien für die Verwendung der oben genannten Färbetechniken, um qualitativ hochwertige Bilder von A zu erhalten bieten thaliana stammt.

<table><tbody><tr><td>Agarose</td><td>EMD</td><td>MERC2125</td><td>CAS-Nummer: 9012-36-6</td></tr><tr><td>Phloroglucinol</td><td>Sigma</td><td>P 3502</td><td>1,3,5-trihydroxybenzol [CAS-Nummer: 108-73-6]</td></tr><tr><td>Salzsäure</td><td>EMD</td><td>HX0603-75</td><td>CAS-Nummer: 7647-01-0</td></tr><tr><td>Ammoniumhydroxid</td><td>EMD</td><td>AX1303-6</td><td>CAS-Nummer: 1336-21-6</td></tr><tr><td>Toulidinblau O</td><td>Sigma</td><td>T3260</td><td>Blutenchlorid, Toloniumchlorid [CAS-Nummer 92-31-9]&nbsp;</td></tr><tr><td>Kaliumpermanganat</td><td>Sigma</td><td>223468</td><td>CAS-Nummer 7722-64-7&nbsp;</td></tr><tr><td>Ethanol 190 proof</td><td>KOPTEC</td><td>V1401</td><td>CAS-Nummer: 64-17-5</td></tr><tr><td>Congo Red</td><td>Sigma&nbsp;</td><td>C6277</td><td>Dinatrium-3,3'-[[1,1'-biphenyl]-4,4'-diylbis(azo)]bis(4-aminonaphthalin-1-sulfonat) [CAS-Nummer 573-58-0]</td></tr><tr><td>Fluoreszierender Aufheller 28/ Calcofluor White</td><td>Stain Sigma</td><td>F3543&nbsp;</td><td>4,4'-Bis[[4-[Bis(2-hydroxyethyl)amino]-6-anilino-1,3,5-triazin-2-yl]amino]stilben-2,2'-disulfonsäure [CAS-Nummer 4404-43-7]&nbsp;</td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica</td><td>Leica Mikrotom mit vibrierender Klinge VT1000S</td><td>http://www.leicabiosystems.com/products/sectioning/vibrating-blade-microtomes/details/product/leica-vt1000-s/</td></tr> <tr><td>Razor</td><td>American Safety Razor Company</td><td>Artikel # 60-0139-0000&nbsp;</td><td>Doppelschneidige Klinge aus Edelstahl (Personna Super)</td></tr><tr><td>Mikrozentrifugenröhrchen mit Schraubverschluss (2 ml)</td><td>VWR</td><td>16466-044</td><td></td></tr><tr><td>Mikrozentrifugenröhrchen (0,6 ml)</td><td>Axygen Scientific</td><td>MCT-060-C</td><td></td></tr><tr><td>Handschuh</td><td>Bel-Art</td><td>380000000</td><td>SCIENCEWARE&nbsp; Hot Hand Protector Mitt</td></tr><tr><td>Tissue Adhesive</td><td>Ted Pella Inc</td><td>10033</td><td>Bei 4 & deg; C oder 20 &Grad; C für 3 Monate oder länger Lagerung</td></tr><tr><td>Mikrowelle</td><td>Panasonic</td><td>NN-SD762S</td><td>PELCO Pro CA 44 Sofort-Tissue-Klebstoff</td></tr><tr><td>Kamera mit CCD-Chip ohne mechanischen Verschluss</td><td>Hamamatsu</td><td>C4742-95</td><td></td></tr><tr><td>Hochgeschwindigkeits-Farbkamera&nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>QImaging</td><td>MicroPublisher 5.0 RTV-Kamera-Software</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>&nbsp; Molecular Devices</td><td>MetaMorph Version 7.7.0.0</td><td></td></tr><tr><td>Imagining anaylsis&nbsp;</td><td>Adobe&nbsp;</td><td>Photoshop CS4</td><td></td></tr><tr><td>Micro Cover Brille, quadratisch, Nr. 1</td><td>VWR</td><td>48366-067</td><td>22 x 22 mm (7/8 x 7/8") - Deckgläser sind korrosionsbeständig und gleichmäßig dick und flach. Die Dicke Nr. 1 beträgt 0,13 bis 0,17 mm.</td></tr><tr><td>Frosted Micro Slides, 1 mm</td><td>VWR</td><td>48312-003</td><td>75 x 25 mm - 1 mm</td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>Alcan Verpackung</td><td>BRNDPM998</td><td></td></tr><tr><td>TX2 Filter Würfel</td><td>Leica</td><td>11513851/11513885</td><td>Filter für die Kongorot-Analyse mit einem Bandpass von 560/40.</td></tr></tbody></table>

histochemische färbung von<em&gt; arabidopsis thaliana</em&gt; sekundärzellwand-elemente

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Arabidopsis thaliana ist ein Modellorganismus, der häufig verwendet wird, um verschiedene zelluläre Prozesse in Pflanzen zu verstehen und zu manipulieren, und er wurde ausgiebig bei der Untersuchung der sekundären Zellwandbildung eingesetzt. Die Ablagerung der sekundären Zellwand erfolgt, nachdem die primäre Zellwand abgelegt wurde, ein Prozess, der ausschließlich von spezialisierten Zellen durchgeführt wird, wie z. B. solchen, die Gefäß- und Fasergewebe bilden. Die meisten sekundären Zellwände bestehen aus Cellulose (40–50 %), Hemicellulose (25–30 %) und Lignin (20–30 %). Mehrere Mutationen, die die Biosynthese der sekundären Zellwand beeinflussen, wurden isoliert, und die entsprechenden Mutanten können offensichtliche Veränderungen der biochemischen Zusammensetzung oder visuelle Phänotypen aufweisen oder auch nicht, da diese Mutationen durch kompensatorische Reaktionen maskiert werden könnten. Färbeverfahren wurden in der Vergangenheit verwendet, um Unterschiede auf zellulärer Basis aufzuzeigen. Bei diesen Methoden handelt es sich ausschließlich um visuelle Analysemittel; Nichtsdestotrotz ist ihre Rolle bei der schnellen und kritischen Analyse von großer Bedeutung. Kongorot und Calcofluorweiß sind Färbungen, die zum Nachweis von Polysacchariden verwendet werden, während Mäule und Phloroglucinol häufig zur Bestimmung von Unterschieden im Lignin verwendet werden, und Toluidinblau O zur unterschiedlichen Färbung von Polysacchariden und Lignin. Die scheinbar einfachen Techniken des Schneidens, Färbens und Darstellens können für Anfänger eine Herausforderung sein. Beginnend mit der Probenvorbereitung unter Verwendung des A. thaliana-Modells beschreibt diese Studie die Protokolle einer Vielzahl von Färbemethoden, die leicht für die Beobachtung der Zell- und Gewebeorganisation in sekundären Zellwänden von Pflanzen implementiert werden können.

Stem Einbetten und Schneiden: Die Verwendung des hausgemachten Kunststoffform, um die Stiele einbetten in 7% Agarose erwies sich schnell und einfach (Abbildung 1). Die beiden Teile (A und B; Abbildung 1) des eingebetteten Ampullensystem machen es einfach, die einfache Wiedergabe der Stammzellen in Agarose eingebettet, wie die Agarose nicht den Fläschchen Teile, die inert sind, bleiben, damit das System sauber. Die Fläschchen können mehrmals über Jahre wiederverwendet werden. Die ...

Die Zusammensetzung der pflanzlichen Zellwand variiert je nach Gewebetyp und kann Lignin, Zellulose, Hemicellulosen und Pektin umfassen. Es wurden verschiedene Färbetechniken entwickelt, um Unterschiede auf Zelltypebene sichtbar zu machen. Dieser Artikel ist eine Zusammenstellung häufig verwendeter Techniken zur Zellwandfärbung.

Histochemische Färbung von<em&gt; Arabidopsis thaliana</em&gt; Sekundärzellwand-Elemente

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die histochemische Färbung sekundärer Zellwandstrukturen in Arabidopsis ANA darzustellen. Dazu wird zunächst der Pflanzenstängel in Aros eingebettet. Anschließend wird der in Aros eingebettete Stängel ausgeformt und auf Probenträger übertragen, die dann mit einem Vibratom in Querschnitte für den Stammabschnitt geschnitten werden.Anschließend werden die Schnitte verschiedenen histochemischen Färbeprozeduren unterzogen. Abschließend kommt die Mikroskopie zum Einsatz, um die unterschiedlichen Veränderungen der Elemente der sekundären Zellwand, die mittels der histochemischen Färbung sichtbar gemacht wurden, darzustellen. Diese Methode kann dabei helfen, zentrale Fragen in der Zellwandforschung zu beantworten, beispielsweise Veränderungen von makulären Geweben in Pflanzenstielen.Im Allgemeinen werden Personen, die neu in dieser Methode sind, Schwierigkeiten haben, da einfache, aber kritische Schritte, die hier in den Protokollen erwähnt werden, zuvor nicht ausführlich dokumentiert oder auf einfache Weise dargestellt wurden. Zunächst bereiten Sie eine selbstgebaute Form zur Einbettung der Stängel unter Verwendung von Plastikgefäßen vor. Schneiden Sie zunächst mit einer Rasierklinge den kegelförmigen Boden eines 2 ml Schraubkappen-Mikrozentrifugenröhrchens ab.Dieses Bauteil wird als Teil A bezeichnet, mit einer Spritzennadelstichstelle und einem Loch in der Tubenkappe, das etwas größer ist als der Durchmesser des einzubettenden Stiels. Schneiden Sie anschließend einen halben Zentimeter von der Unterseite eines 0,6-Milliliter-Mikrozentrifugenrohrs ab. Dieses Bauteil wird als Teil B bezeichnet. Fügen Sie den abgeschnittenen halben Zentimeter des 0,6-Milliliter-Mikrozentrifugenrohrs in das vorgeschnittene 2-Milliliter-Mikrozentrifugenrohr ein.Versiegeln Sie die beiden Teile mit Parafilm. Schneiden Sie mithilfe einer Rasierklinge einen Sprossabschnitt aus dem gewünschten Bereich heraus, lösen Sie eine 7 %ige Aros-Lösung im Mikrowellengerät bei niedriger Intensität auf. Sobald die geschmolzene Aros-Lösung auf etwa 50 Grad Celsius abgekühlt ist, pipettieren Sie langsam fünf Milliliter der Agros-Lösung in die vorgefertigte Kunststoffform, um das Gefäß zu füllen.Nachdem sich das Aeros für 30 bis 60 Sekunden abgekühlt hat und halbfest ist, wird der Stiel in das mit Aeros gefüllte Gefäß gegeben. Danach wird der durchlöcherte Verschluss so platziert, dass die Spitze des Stiels vom Verschluss gehalten wird. Das Gefäß wird dann bei Raumtemperatur oder bei vier Grad Celsius für 10 bis 30 Minuten stehengelassen, bis es vollständig erstarrt ist.Entfernen Sie die Form, indem Sie sie vorsichtig aus dem Röhrchen herausziehen. Öffnen Sie die Parafolie und drücken Sie mit dem Daumen vorsichtig auf den Boden von Teil B des Moleküls, um die erstarrten Aros von Teil A auf einen Glasobjektträger freizugeben. Einschnitt gleiten lassen.Schneiden Sie den in den Aros eingebetteten Stängel in drei annähernd gleich große Stücke von jeweils 1,2 Zentimeter Länge. Schneiden Sie den Teil des Stängels aus, der sich nicht im Aros befand, und entsorgen Sie ihn. Stellen Sie sicher, dass die Probenscheibe sauber und vollständig trocken ist.Verwenden Sie weiche Papiertücher, um Feuchtigkeit von dem Aros-Block mit den Proben zu entfernen. Geben Sie einen kleinen Tropfen Gewebekleber auf die Probenträgerplatte. Setzen Sie den Aros-Block schnell so auf, dass die Proben entweder senkrecht zur Platte für Querschnitte oder parallel zur Platte liegen.Für longitudinale Querschnitte den Klebstoff wirken lassen, damit die Probe bei Raumtemperatur oder bei vier Grad Celsius 10 bis 30 Minuten lang an der Probenträgerscheibe fixiert wird. Die Probenträgerscheibe auf der Pufferwanne oder -wanne so fixieren, dass der Block von Aros, an dem die Schnitte angefertigt werden sollen, parallel zur Rasierklinge steht. Die Pufferwanne mit destilliertem Wasser bei Raumtemperatur füllen, bis die Proben vollständig untergetaucht sind.Schneiden Sie eine Rasierklinge in zwei Hälften und kürzen Sie die Enden mit einer robusten Schere so, dass die Klinge vollständig flach bleibt. Befestigen Sie eine Hälfte der vorgeschnittenen Rasierklinge am Messerhalter. Stellen Sie den Winkel am Messerhalter auf 84 Grad, die Geschwindigkeit auf 0,90 Millimeter pro Sekunde und die Frequenz auf 50 Hertz ein.Schneiden Sie die Schnitte im Dauerbetrieb auf eine Dicke von 100 Mikrometer. Sammeln Sie die Schnitte während des Schneidens in der Pufferwanne mit einer Einweg-Plastikpipette. Überführen Sie einige Schnitte in 2-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen für die Fluorol-Färbung.Überführen Sie die Stängelabschnitte in ein Mikrozentrifugenröhrchen. Geben Sie ein Milliliter der Fluorol-Lösung zum Röhrchen und verschließen Sie es unverzüglich. Da die Salzsäure im Fluoro-Gluc-Anol-Farbmittel stark ätzend ist, bewegen Sie das Röhrchen vorsichtig, um sicherzustellen, dass alle Abschnitte angefärbt werden.Pipettieren Sie die Schnitte vorsichtig in eine abgeschnittene Pipettenspitze und auf einen Mikroskoptrichter. Bedecken Sie die Schnitte mit einem Deckglas. Untersuchen Sie die Schnitte unter Hellfeldbeleuchtung.Die Lösung trocknet innerhalb von fünf bis zehn Minuten aus, was zu einer Verschlechterung der Proben führt. Daher muss die Bildaufnahme innerhalb dieses Zeitraums abgeschlossen werden. Für die Mal-Färbung überführen Sie die Stängelschnitte in ein Mikrozentrifugenröhrchen.Geben Sie ein Milliliter der 0,5%igen Kaliumpermanganatlösung in das Reagenzglas mit den Schnitten. Pipettieren Sie die 0,5%ige Kaliumpermanganatlösung vorsichtig auf und ab, vorzugsweise, ohne die Schnitte zu stören. Nach einer zweiminütigen Inkubation und wiederholtem Pipettieren lassen Sie das Mikrozentrifugenröhrchen stehen, bis sich alle Schnitte abgesetzt haben.Unter Verwendung einer Ein-Milliliter-Pipette 700 Mikroliter einer 0,5%igen Kaliumpermanganatlösung entnehmen und 700 Mikroliter destilliertes Wasser hinzufügen, um das Kaliumpermanganat auszuspülen. Dies drei bis vier Mal wiederholen oder bis die wässrige Lösung klar bleibt. Nach dem schnellen Entsorgen des Wassers umgehend ein Milliliter 3%ige Salzsäure hinzufügen, bis die intensive braune Färbung der Schnitte verschwunden ist.Das kann innerhalb von drei bis fünf Minuten geschehen oder zwei Waschschritte zu je fünf Minuten erfordern. Entfernen Sie mit einer Pipette die gesamte 3%ige Salzsäurelösung und geben Sie sofort ein Milliliter konzentrierte Ammoniumhydroxid-Lösung hinzu. Überführen Sie die Stängelschnitte vor der Bildgebung unter Helligkeitsfeldbeleuchtung für die Kongorot-Färbung in ein Mikrozentrifugenröhrchen und geben Sie ein Milliliter der 0,5%igen Kongorot-Lösung hinzu.Pipettieren Sie die 0,5%ige Congo-Rot-Lösung vorsichtig auf und ab, ohne die Schnitte zu stören. Bevor Sie die Schnitte gemäß dem Textprotokoll inkubieren und waschen, pipettieren Sie die Präparate vorsichtig in eine abgeschnittene Pipettenspitze und auf einen Objektträger. Bedecken Sie sie anschließend mit einem Deckglas. Die Proben am Mikroskop beobachten. Unter blauer Lichtanregung mit einem Emissionsfilter von 560 Nanometern für die Calciro-Weiß-Färbung sichten. Die Stängelschnitte in ein Mikrozentrifugenröhrchen überführen und ein Milliliter der 0,02 %igen Calciro-Weiß-Lösung hinzufügen.Pipettieren Sie die Lösung vorsichtig mehrmals auf und ab. Fahren Sie dann mit der Inkubation und den Waschschritten der Schnitte gemäß dem schriftlichen Protokoll fort, bevor Sie die Schnitte unter UV-Licht untersuchen. Für die Toluidinblau-O-Färbung überführen Sie die Stängelschnitte in ein Mikrozentrifugenröhrchen.Anschießend ein Milliliter der 0,02 %igen Toluidinblau-O-Lösung in das Reagenzröhrchen geben und die Lösung vorsichtig mehrmals auf- und abpipettieren. Danach die Schnitte wie im Textprotokoll beschrieben inkubieren und waschen, bevor sie unter Hellfeldbeleuchtung betrachtet werden. Weitere Einzelheiten zu Mikroskop- und Kameraeinstellungen für die Bildaufnahme sowie zum Verfahren für die UV- und Hellfeldbildgebung sind dem Textprotokoll zu entnehmen.Die aromatischen Verbindungen, einschließlich des Lignins in den Zellen, können aufgrund ihrer Autofluoreszenz unter UV-Licht sichtbar gemacht werden. Xylem und Interf-Fasern zeigten unter UV-Beleuchtung Autofluoreszenz, nicht jedoch Mark- und Rindengewebe oder Epidermis, da Lignin und aromatische Polymere während der sekundären Zellwandbildung abgelagert werden, während die Fluorol-Färbung mit Aldehyd-Endgruppen des Lignins reagiert und eine rosa oder fuchsiafarbene Färbung ergibt, wie unter UV-Beleuchtung beobachtet. Eine fuchsiafarbene Färbung ist im Xylem und in den Interf-Fasern zu sehen, fehlt jedoch im Mark, in der Rinde und in der Epidermis.In der Regel korreliert die Intensität der Färbung in qualitativer Weise mit dem Grad der Lignifizierung. Die MALS-Färbung ist spezifisch für den Nachweis von Ingallignin-Einheiten in Xylem und Interfaserfasern. Eine rote Färbung weist auf das Vorhandensein von Ingallignin-Einheiten in den Ligninelementen hin.Jedoch wird eine intensivere rote Färbung in den Fasern im Vergleich zu den Xylemgeweben beobachtet, was darauf hindeutet, dass die Fasern einen höheren Gehalt an Ingver-Lignin enthalten, während das Xylem stärker mit Gua-Lignin-Einheiten angereichert ist. Mit Calzio-Rot gefärbte Stängelabschnitte wurden unter UV-Licht untersucht und zeigten, dass Epidermis, Kortex und Mark angefärbt wurden, da alle diese Gewebe Cellulose als wichtigstes Polysaccharid-Polymer in ihren Zellwänden enthalten. Mit Congo-Rot gefärbte Schnitte wurden unter blauer Lichtanregung betrachtet und färbten ebenfalls Epidermis, Kortex und Mark an.Im Gegensatz zu Calcior färbt Congo-rot Polysaccharide im Xylem und in den Interfaserfasern stärker und scheint weniger durch die Anwesenheit von Lignin odine beeinflusst zu werden. Blau O wird als polychromatischer Farbstoff klassifiziert, da er zu einer mehrfarbigen Probe führt. Odine Blau O ist ein ionischer Farbstoff, der an negativ geladene Gruppen bindet und unterschiedliche Farben erzeugt.Wenn sich der Farbstoff mit verschiedenen ionischen Gruppen in der Zelle verbindet, zeigte die Färbung mit Astra-Blau O von Querschnitten der Sprosse, dass Xylem und interfazikuläre Fasern lignifiziert sind, da sie eine grünlich-blaue oder blaue Färbung aufweisen, was mit den Ergebnissen der UV- und Fluoroglucan-Analyse übereinstimmt. Im Gegensatz dazu zeigen das Mark und das Kortex sowie das Epidermisgewebe eine grünlich-blaue oder blaue Färbung, obwohl sie nicht lignifiziert sind, da sie einige Pektinpolymere in ihren Zellwänden enthalten. Nachdem Sie dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Pflanzensprosse in Schnitte zerlegt und die verschiedenen Gewebe in der Pflanzenzellwand mit unterschiedlichen histochemischen Farbstoffen differenziell anfärbt.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

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