Name: Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-23T19:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 29 s
Description: Lernen Sie eine modifizierte Methode zur heterotopen Herztransplantation bei Mäusen mit mikrochirurgischen Anastomosetechniken. Dieses Verfahren ermöglicht die Untersuchung von Transplantatabstoßung und Stammkompatibilität.

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Diese Arbeit wurde von der National Health and Medical Research Council (NHMRC) von Australien Projektstipendium 1029205, die von der Microsearch Foundation von Australien und von der Myee Codrington Medical Research Foundation.

Vor Beginn der Experimente, die Zustimmung ihrer Animal Care Ethik-Kommission des betreffenden Institution für die geplanten Experimente. Pflegen Mäuse im Einklang mit den Anforderungen Ihrer Einrichtung. Das folgende Protokoll wurde von der Universität Sydney und Royal Prince Alfred Hospital Gremien genehmigt worden. Vor Beginn der Operation sollten alle Geräte sorgfältig gereinigt und durch Eintauchen in 80% Ethanol sterilisiert werden. Einige Institute sehen vor dem Autoklavieren dies kann jedoch feinen mikrochirurgischen Instrumente langfristig beschädigen. Wenn möglich Verwendung sterilen Einweg-Geräte. 1. Anästhesie <ol><li> Anesthetize Maus mit Isofluran in einem verschlossenen Behälter dann legen Sie sie in Rückenlage auf einer Betriebspension, schnell Anschluss Betäubung Nasenkegel. Test-Angemessenheit der Narkose durch Einklemmen des Hinterfußes, um sicherzustellen, gibt es keinen Reflex. </li><li> Rasur die Haut mit einem Skalpell undSterilisation mit 80% Ethanol. Zusätzlich können 2% Chlorhexidin in 70% Isopropylalkohol für Haut Sterilisation verwendet werden. Während der Einleitung der Narkose die Isofluran-Konzentration von 3%, aber diese zu reduzieren, um 1-1,5% für die Wartung. Machen Sie Anpassung dieser Konzentration, regelmäßige Atmung und Herzfrequenz zu halten. Haltetemperatur des Tieres auf einem Heizkissen. </li></ol> 2. Donor Betrieb <ol><li> Machen Sie eine Thorakotomie, um das Herz und die Gefäße, indem die Brust durch beide Seiten des Brustkorbs von der Rippenrand bis zur Achselhöhle, gefolgt von einem Querschnitt auf der Ebene der xiphisternum, eine Brustwandklappe bilden aus. Heben Sie diese Klappe oben neben dem Kopf und stecken es in die Arbeitsplatte. Reißen Sie Herzbeutel, die Herz und Gefäße aus. </li><li> Heben Sie die untere Hohlvene mit einer Pinzette in der einen Hand und mit der anderen spritzen 1 ml kalter Kochsalzlösung Heparin proximal zu Herzen durch die IVC, dann einen kleinen Arterienklemme auf der IVC zur Präventiont Fluss Perfusionslösung zurück durch das Nadelloch. </li><li> Mit Gaze und einem Wattestäbchen, zurückziehen das Herz nach unten, um den aufsteigenden Aorta und Lungenschlagader freizulegen. Passieren eine Klinge aus einem Paar von Mikroschere durch den Kanal (Quer Sinus) hinter dem Bündel von Aorta und Lungenarterie und die Aorta schneiden und Lungenarterie zusammen so weit distal wie möglich, um eine ausreichende Länge für die Anastomose zu gewährleisten. </li><li> Krawatte und teilen die IVC rechten oberen Hohlvene (SVC), links SVC und Lungenvenen mit 6-0 Seidenfaden. Binden Sie die IVC und rechts separat SVC dann einen einzigen Faden hinter dem Herzen, um das linke SVC zusammen mit Lungenvenen umkreisen und binden Sie es. Ernten Sie das Herz aus der Entnahmestelle, indem die Gefäße distal der Krawatten, dann speichern Sie es in kaltes steriler Kochsalzlösung bei 4 ° C bis zur Transplantation. Dies führt zu dem Tod des Spenders durch Ausbluten. </li></ol> 3. Empfänger Betrieb <ol><li> Anesthetize dieEmpfänger wie oben beschrieben (Abschnitt 1). Sorgfältig rasieren Bauch, um Irritationen zu vermeiden, dann machen Sie einen Bauchschnitt durch Mittellinienschnitt von Schambein bis xiphisternum und Einfahren mit Büroklammern gebogen, um Wundhaken bilden. Wickeln Sie den Darm in warmen steriler Kochsalzlösung getränkte Gaze und zurückziehen, um der oberen rechten Seite des Bauches. </li><li> Um die Infrarot-renalen Aorta und IVC aussetzen, geben sie die gebündelten Segmente der Aorta und IVC von der linken Nierenarterie und Vene in die Iliakalbifurkation, indem sie sie aus den Lenden-Schiffe mit einem Kauterisierungsvorrichtung. Achten Sie darauf, dass das Brenneisen ist bei der richtigen Temperatur und für eine ausreichende Zeit verwendet, um die Gefäßenden zu teilen und zu versiegeln. </li><li> Bewerben kleinen atraumatische Gefäßklemmen an der Aorta und IVC Segmenten distal und proximal. Einen Einschnitt in der vorderen Wand der Aorta, indem zuerst ein Loch mit einer 30 G Nadel Punktieren; schneiden Sie dann einen Einschnitt vertikal mit Mikroschere, um die Größe des Spenders Aorta entsprechen. Spülen Sie die Aorta Lumen mit Heparin-Kochsalzlösung, um jede bl entfernenood Klumpen. </li><li> Bringen Sie das Spenderherz auf die Empfängerstelle mit Gaze in kalten Kochsalzlösung getränkt bedeckt und legen Sie sie mit der rechten Seite des Bauches. Sicherzustellen, dass der Spender Aorta neben dem Einschnitt auf der Empfänger Aorta und der Lungenschlagader positioniert Spender neben dem Empfänger IVC angeordnet. </li><li> Anastomosieren den Spender Aorta Ende-zu-Seite zu dem Empfänger unter Verwendung von Aorta ausgeführt 10-0 Nylonnaht ausgehend von der proximalen Ecke und Nähen entlang der linken Seite bis zum Erreichen der ersten distalen Ecke, in welcher Phase sich das Tier um 180 ° gedreht. Das Spenderherz bewegen sanft auf die linke Seite des Bauches, die rechte Seite der Aorta freizulegen, und weiter durch Vernähen der rechten Seite der Aortawand von dem distalen Ende zu dem proximalen Ende. Vor dem Schließen der Aorten-Anastomose, sanft spülen Sie das Lumen mit Heparin-Kochsalzlösung, um jede Gerinnsel und Luft zu entfernen. </li><li> Anastomosieren den Spender Lungenarterie (PA) Ende-zu-Seite mit dem Empfänger IVC. Einen Einschnitt vertisch mit Mikroschere in der Vorderwand der IVC an einer Stelle in Übereinstimmung mit der Arterie Anastomose. Anastomosieren die PA-Donor an Empfänger IVC mit fließendem 10-0 Nylonnaht ausgehend von dem distalen Ende des linken Wand innerhalb des Lumens der IVC. Nach Erreichen des proximalen Endes, weiterhin Nähte entlang der vorderen rechten Seitenwand bis zu dem distalen Ende, um die Anastomose abzuschließen. Vor dem Schließen der Anastomose, sanft spülen Sie das Lumen zu Blutgerinnseln und keine Luft zu entfernen. </li><li> Vor der Freigabe der Gefäßklemmen, Ort Stücke Gelfoam um die Anastomose Websites und sanften Druck mit einem Watte bis Hämostase erreicht. Zum Zeitpunkt der Revaskularisierung, lassen Sie die distale Klammer, gefolgt von der proximalen Klemme. </li><li> Nach Revaskularisierung gelten warmen Kochsalzlösung bei 37 ° C auf das Transplantat von außen auf seine Genesung zu unterstützen. Das Transplantat beginnt in der Regel sofort und kehrt Flimmern spontan in den Sinusrhythmus innerhalb von ein paar Minuten. Spritzen Sie 0,6 ml warmenKochsalzlösung subkutan Hydratation des Empfängers zu erhalten. Subkutan injizieren Buprenorphin zur Analgesie vor der Beendigung der Operation </li><li> Schließen Sie die Bauchwunde mit einem 5:0-resorbierbaren Nahtmaterial für beide Lauf den Schichten. Beginnen Sie, indem Sie das Innenschicht und weiter auf der Haut. </li></ol> 4. Wiederherstellung und Überwachung Graft <ol><li> Spritzen Sie Ampicillin zur Prophylaxe von Infektionen und platzieren Sie den Empfänger auf einem Heizkissen bei 37 ° C für die Verwertung. Die meisten Tiere erholen sich schnell und werden in der Regel trinken und oft innerhalb von 3 Stunden zu essen. Wenn die Maus zeigt Anzeichen von Leiden, genau prüfen, um Ursache zu ermitteln. Wenn keine offensichtliche Ursache, Behandlung mit Buprenorphin und genau beobachten. Konsultieren Sie einen Tierarzt, wenn die Symptome sind schwere oder anhaltenden mehr als 8 Stunden und betrachten Euthanasie. Wenn nötig, geben weiterhin 12 Stunden Injektionen von Buprenorphin, bis die Symptome zu beheben. Wenn die Maus zeigt Anzeichen von Leiden nach 8 Stunden, 12 geben weiterStunden Injektionen von Buprenorphin, bis sie zu lösen. Wenden Sie den Tierarzt, wenn die Symptome weiterhin für mehr als 48 h und einschläfern, wenn nötig. </li><li> Überwachung Transplantat Herzschlag durch direkte Abtasten des Bauches und notieren Sie die Stärke der Beat als + + + + für eine gesunde Transplantat + für schwachen Beat aufgrund fortgeschrittener Ablehnung und - als nicht zu schlagen durch Abstoßung des Transplantats zu vervollständigen. Überwachung der Mäuse täglich für die ersten 10 Tage, dann 3x pro Woche für die Dauer des Experiments. </li></ol>

<ol><li>Aramaki, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-10+but+not+transforming+growth+factor-beta+is+essential+for+generation+and+suppressor+function+of+regulatory+cells+induced+by+intratracheal+delivery+of+alloantigen%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Interleukin-10 but not transforming growth factor-beta is essential for generation and suppressor function of regulatory cells induced by intratracheal delivery of alloantigen.</a> Transplantation. 79, 568-576 (2005).</li>
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<li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+Heart+Transplantation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Heterotopic Heart Transplantation in Mice.</a> J. Vis. Exp. , (2007).</li>
<li>Mottram, P. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocardiographic+monitoring+of+cardiac+transplants+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc.+Res%22%5BJournal%5D)">Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice.</a> Cardiovasc. Res. 22, 315-321 (1988).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Maus Herztransplantation ist eine anspruchsvolle mikrochirurgische Verfahren, die erhebliche chirurgische Geschick zu meistern erfordert. Der schwierigste Aspekt ist der kleine Durchmesser der Gefäße. Darüber hinaus ist es notwendig, den Empfängerbetriebszeit und Blutung zu begrenzen. Die Technik für Herztransplantations-Maus wurde zuerst von Corry et al. im Jahr 1973 und anschließend von Mottram et al 12. Unsere Modifikationen umfassen die folgenden Punkte. Zum einen unmittelbaren Durchblut...

Tiermodelle der Organtransplantation können wertvolle Informationen für die Verbesserung der Behandlung der klinischen Transplantation Patienten. Mausmodelle sind besonders nützlich für die Untersuchung der Immunmechanismus der Organtransplantatabstoßung oder Annahme durch die breite Palette von genetisch veränderten Mäusen und spezifisch für Mäuse, die nicht für andere Tiermodelle 3.1 verfügbar sind Reagenzien. Eine Herausforderung, mit Maus-Modellen der Transplantation ist die geringe Größe der Spender und Empfänger, die erhebliche technische Fähigkeiten, um zufriedenstellende Ergebnisse zu erreichen erfordert. Eine Technik wurde zuerst für heterotope Transplantation von Herzen in 4 Ratten, die anschließend für Maus Herztransplantation durch Corry et al 5 angepasst wurde beschrieben. Diese Technik involviert Herstellung der Empfänger vor dem Spender Betrieb und keine Perfusion des Spenderherzens, die beide wahrscheinlich das Überleben des transplantierten Herzens oder t kompromittierener Empfänger. Das Verfahren ist weit verbreitet, wie ursprünglich beschrieben, um die Mechanismen der Transplantatabstoßung und Toleranz 6-8 zu prüfen. Andere haben die ursprünglichen Rattenherztransplantation von Ono und Lindsey für Herztransplantationen bei Mäusen 9,10 angepasst. In jüngerer Zeit wurde eine Technik für Maus Herztransplantation, die einige der Probleme mit dem Verfahren Corry et al 11 zugeordnet wand veröffentlicht. Das hier beschriebene Protokoll enthält unser Modifikationen, basierend auf der Methode von Mottram et al 12, die umfassen: in-situ-Perfusion mit heparinisierter Kochsalzlösung Kalt unmittelbar nach Thorakotomie und Durchführen der Spenderoperation vor dem Empfänger die Empfängerbetrieb Betriebszeit zu minimieren. Darüber hinaus verwenden wir kleine atraumatische Gefäßklemmen statt 6-0 Seidenkrawatten. Obwohl Gefäßklemmen haben den Nachteil, nehmen mehr Raum, den sie sind leichter zu kontrollieren als Krawatten, die nicht zu eng oder locker sein sollteund sind weniger einfach, als Klemmen entfernen. Unsere Methode verwendet einen einzigen fortlaufende Naht für Gefäß-Anastomose, obwohl in der ersten Lernstufen eine Alternative ist die Haltefäden an den proximalen und distalen Ecken verwenden, um Gleichmäßigkeit der Nähte zu gewährleisten und so die Durchgängigkeit der Anastomose.

<table><tbody><tr><td>Operationsmikroskop&nbsp;</td><td>Leica, Heerbrugg, Schweiz</td><td>M651</td><td>10-25-fache Vergrößerung</td></tr><tr><td>Anästhesiegerät&nbsp;</td><td>Vet Quip Pty Ltd, Sydney, Australien</td><td>Vett3</td><td>Kann ein Gemisch aus Isofluran und Sauerstoff in die Luft abgeben&nbsp;</td></tr><tr><td>Bedienungstafel&nbsp;</td>Lieferant <td></td><td>für Baumarkt oder Büro</td><td>Dichter Kork oder Synthetik, der Pins aufnehmen</td></tr><tr><td>kann Heparinisierte Kochsalzlösung (5 U/ml, 4 &deg; C)</td><td>Pfizer, USA</td><td>FW25</td><td>In 1 ml Spritze mit 23 G Nadel auf Eis</td></tr><tr><td>Normale Kochsalzlösung (37 &deg; C)</td><td>AstraZeneca Pty Ltd, Australien</td><td>4538</td><td>In 1 ml Spritze mit 23 G Nadel auf warmem Pad</td></tr><tr><td>Nähte 10- Nylon, 5-0 Vicryl</td><td>Ethicon, Inc. NJ, USA</td><td>2870G/J421H</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin (0,05 mg/kg in 0,1 ml Kochsalzlösung)</td><td>Reckitt Benckiser, Sydney, Australien</td><td></td><td>In 1 ml Spritze mit 23 G Nadel auf Eis</td></tr><tr><td>Ampcillin (5 mg/kg in 0,1 ml Kochsalzlösung)</td><td>Aspen, Sydney, Australien</td><td></td><td>In 1 ml Spritze mit 23 G Nadel auf Eis</td></tr><tr><td>Gel Foam</td><td>Pharmacia & Upjohn Co. USA</td><td>801289304</td><td>In kleine Stücke geschnitten</td></tr><tr><td>Hochtemperatur-Kautergerät</td><td>Medtronic, USA</td><td>8444000</td><td></td></tr><tr><td>Heizkissen/Rechtstemperatur</td><td>Kent Scientific Corporation, Turrington, CT 06790</td><td></td><td></td></tr><tr><td><stark>Mikrochirurgische Instrumente:</td><td>Shanghai Medical Instruments Co. Ltd.,&nbsp; &nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikronadelhalter</td><td>Shanghai, China</td><td>WT2020</td><td></td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "</td><td>WT1020</td><td></td></tr><tr><td>Mikrozange (gerade Spitze)</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "</td><td>WA3010</td><td></td></tr><tr><td>Mikrozange (gebogene Spitze)</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "</td><td>WA3020</td><td></td></tr><tr><td>Micromoskito-Klemmen (1 Paar)</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "</td><td>W40350</td><td></td></tr><tr><td>Mikrogefäße atraumatische Klemmen (1 Paar)</td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; "</td><td>W40130/W40150</td><td></td></tr></tbody></table>

eine modifizierte methode zur heterotope maus herz-transplantation

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mäuse werden oft als Herztransplantation Spender und Empfänger in Studien der Transplantationsimmunologie aufgrund der Vielzahl von transgenen Mäusen und Reagenzien zur Verfügung eingesetzt. Eine Schwierigkeit ist aufgrund der geringen Größe des Tieres und der erheblichen technischen Herausforderungen der Mikrochirurgie in der Herztransplantation beteiligt vorgestellt. Insbesondere kann eine hohe Rate von technischen Defekt früh nach der Transplantation des Empfängers Tod und postoperative Komplikationen wie Hinterbeinlähmung oder eines nicht-schlagenden Herzens führen. Hier wird die Technik für die vollständige Maus heterotope Herztransplantation demonstriert, mit Ernten des Spenderherzens und die anschließende Implantation in eine Empfängermaus. Das Spenderherz unmittelbar nach der in-situ-Perfusion mit heparinisierter Kochsalzlösung und Kalttrennung der aufsteigenden Aorta und Lungenarterie entnommen. Der Empfänger beinhaltet die Erstellung der abdominalen Aorta und Vena cava inferior (IVC), gefolgt vonEnd-zu-Seit-Anastomose der Aorta Spender zum Empfänger Aorta unter Verwendung einer einzigen Lauf 10-0 Mikronaht und eine ähnliche Anastomose des Spenders Pulmonalarterie mit dem Empfänger IVC. Nach der Operation wird das Tier wird mit 0,6 ml physiologischer Kochsalzlösung subkutan injiziert und man ließ sie auf 37 ° C Heizkissen erholen. Die Ergebnisse aus 227 Maus Herztransplantationen sind mit einer Erfolgsrate bei 48 h 86,8% zusammengefasst. Von den 13,2% Ausfälle innerhalb 48 Stunden, 5 (2,2%) erlebt Hinterbeinlähmung, 10 (4,4%) hatten eine nicht-schlagenden Herzen durch ischämische Verletzungen und / oder Thrombose zu pfropfen, während 15 (6,6%) starben innerhalb von 48 Stunden .

Nach einer ersten Trainingszeitraum wurden 227 Fälle von Maus heterotopen Herztransplantation in unserer Gruppe analysiert. Die Erfolgsrate innerhalb der ersten 24 Stunden war 90,3% und nach 48 Stunden war 86,8%. Von den 30 (13,2%) Ausfälle innerhalb 48 Stunden, 5 (2,2%) erlebt Hinterbeinlähmung und musste eingeschläfert werden, 10 (4,4%) hatten eine nicht-schlagenden Herzen durch Transplantat Ischämie Verletzungen und / oder Thrombose, während 15 (6,6%) starben innerhalb von 48 Stunden. Einige experimentelle Transplant...

Es wird eine Technik für das mikrochirurgische Verfahren zur heterotopen Transplantation von Herzen bei Mäusen demonstriert, einschließlich vereinfachter Methoden für die Spenderentnahme und die Anastomose der Empfängergefäße.

Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, ein Herz von einem Spender auf eine Empfängermaus zu transplantieren. Dies wird erreicht, indem das Herz zunächst aus dem Spenderthorax entfernt und in kalter Kochsalzlösung gelagert wird. Die nächsten Schritte sind die Transplantation des Herzens in den Bauchraum des Empfängers und anschließend die Überwachung des transplantierten Herzschlags.Schließlich wird die Transplantatabstoßung durch visuelle Inspektion und pathologische Analyse bestätigt. Letztendlich zeigen die Ergebnisse, dass Herzen, die zwischen nicht verwandten Mausstämmen transplantiert wurden, abgestoßen werden, während Herzen, die zwischen demselben Stamm transplantiert wurden, akzeptiert werden. Langfristige Videodemonstrationen dieses Verfahrens sind entscheidend, da die mikrochirurgischen Schritte aufgrund der sehr geringen Größe der Spender- und Empfängertiere schwer zu erlernen sind.Der komplizierte chirurgische Eingriff und die Notwendigkeit, die Genauigkeit und Geschwindigkeit bei der Durchführung der Empfängeroperationen zu erhöhen, erfordern stets, dass alle Instrumente gründlich in einem 80 %igen Ethanolbad gereinigt und sterilisiert werden. Die Verwendung steriler Einwegausrüstung ist äußerst empfehlenswert. Nachdem die Spendertau in einer Isofluran-Kammer anästhesiert wurde, platzieren Sie sie in Rückenlage auf dem Operationsbrett.Verbinden Sie dann schnell den Nasenkegel und leiten Sie das Anästhetikum ein. Überprüfen Sie unbedingt die Qualität der Anästhesie durch einen Druckreiz am Hinterfuß. Wenn keine Zuckungsreaktion erfolgt, beginnen Sie mit dem Rasieren der Haut mithilfe eines chirurgischen Skalpells.Dann sterilisieren Sie die Haut während der gesamten Operation durch dreimaliges Abwischen mit 2 % Chlorhexidin in 70 % Isopropylalkohol im Wechsel. Überwachen Sie die Atmung und den Herzschlag des Tieres visuell und passen Sie die Zufuhr von Isofluran entsprechend an.Beginnen Sie mit einer Thorakotomie, um das Herz und die Gefäße freizulegen, indem Sie die Brust beidseits des Rippenbogens öffnen. Schneiden Sie entlang der Rippenkante bis zur Achselhöhle und quer auf Höhe des Schwertfortsatzes des Brustbeins. Dadurch entsteht eine Brustwandklappe.Fixieren Sie die Klappe an der Operationsplatte in Kopfnähe. Entfernen Sie dann das Perikard um das Herz herum. Heben Sie die untere Hohlvene mit einer Pinzette an und injizieren Sie ein Milliliter kalte, heparinisierte Kochsalzlösung in die V. cava inferior nahe dem Herzen.Befestigen Sie dann eine kleine Arterienklemme an der V. cava inferior, um mit Mull und einem Wattestäbchen ein Zurückfließen der Lösung durch die Nadeleinstichstelle zu verhindern. Bewegen Sie das Herz nach unten, um die Aorta und die Arteria pulmonalis freizulegen. Der Sinus transversus ist der Kanal hinter dem Aorta- und Pulmonalarterienbündel.Schneiden Sie anschließend die Aorta und die Lungenarterie so distal wie möglich durch, um die Länge der Gefäße für die Anastomose zu maximieren. Trennen Sie nun die V. cava inferior, die rechte V. cava superior, die linke V. cava superior und die Lungenvenen. Jede sollte mit 6.0-Seidenfaden abgebunden werden.Binden Sie zuerst die V. cava inferior und die rechte V. cava superior. Danach binden Sie die linke V. cava superior und die Lungenvenen ab. Entfernen Sie nun das Herz, indem Sie alle Gefäße distal zu den Ligaturen durchtrennen.Speichern Sie das Herz in kalter, steriler Kochsalzlösung bei vier Grad Celsius bis zur Transplantation auf. Nachdem das Tier wie für den Spender beschrieben für die Operation vorbereitet wurde, führen Sie zunächst eine Laparotomie durch. Schneiden Sie entlang der Mittellinie vom Schambein bis zum Schwertfortsatz des Brustbeins.Unter Verwendung von zu Retraktoren gebogenen Büroklammern. Öffnen Sie die Bauchhöhle, umhüllen Sie die Därme mit warmer, mit physiologischer Kochsalzlösung getränkter Gaze und ziehen Sie sie in den oberen rechten Bauchbereich. Danach freilegen Sie die infrarenale Aorta und die V. cava inferior zwischen der Iliacalteilung und der linken Nierenarterie sowie -vene.Lösen Sie das gebündelte Segment von Aorta und V. cava inferior. Trennen Sie anschließend die Aorta und die V. cava inferior von den Lumbalgefäßen mithilfe eines kalibrierten Koagulationsgeräts. Legen Sie kleine atraumatische Klammern an die proximalen und distalen Enden des freigelegten Aorta-V.-cava-inferior-Segments an.Stechen Sie mit einer 30-Gauge-Nadel ein Loch in die vordere Wand der Aorta, ausgehend von dem vertikal geschnittenen Loch, sodass ein Loch entsteht, das der Größe der Aorta des Spenders entspricht. Nutzen Sie diese Gelegenheit, um mit einer Spülung aus heparinisiertem Salzlösung etwaige Blutgerinnsel aus dem Aortalumen zu entfernen. Führen Sie nun das Spenderherz in kalter Salzlösung ein.Platzieren Sie das Spenderherz neben dem Schnitt an der Aorta des Empfängers. Platzieren Sie die Spender-Lungenarterie mit laufenden Nylon-Nähten der Stärke 10 neben der Vena cava inferior des Empfängers. Anastomosieren Sie die Aorten end-zu-seitlich.Beginnen Sie an der proximalen Ecke und nähen Sie entlang der linken Seite bis zur distalen Ecke. Drehen Sie dann das Tier um 180 Grad. Bewegen Sie anschließend das Herz zur Seite und führen Sie die Nähte durch die rechte Seite der Aortenwand von distal nach proximal fort.Bevor die Anastomose verschlossen wird, spülen Sie das Lumen vorsichtig mit Heparin-Augensalzlösung aus, um Gerinnsel und Luft zu entfernen. Anschließend schließen Sie die Naht ab. Danach führen Sie einen vertikalen Schnitt in der Vorderwand der V. cava inferior durch, an der die Arteria pulmonalis anastomosiert wird.Zweitens verwenden Sie 10 Einzelknopfnähte zur Anastomose. Die Gefäße beginnen am distalen Ende der linken Wand innerhalb des Lumens der V. cava inferior am proximalen Ende. Fahren Sie entlang der vorderen rechten Seitenwand fort und nähen Sie bis zum distalen Ende erneut.Spülen Sie das Lumen gründlich aus, bevor Sie die Anastomose abschließen. Danach platzieren Sie Stücke aus Gelatineschwamm um die Anastomose. Die Blutstillung wird durch sanften Druck mit Wattestäbchen erreicht.Um den Empfänger zu revascularisieren. Zuerst die distale Klemme lösen, dann die proximale Klemme. Während der Operation am Empfänger ist es entscheidend, die Genauigkeit und Geschwindigkeit des chirurgischen Vorgehens zu optimieren.Die Aortenclamplzeit sollte daher idealerweise weniger als 30 Minuten betragen. Zur Unterstützung der Erholung warme Kochsalzlösung bei 37 Grad Celsius auf die Transplantationsstelle auftragen. Es sollte sofort zu einer Flimmern kommen, das innerhalb weniger Minuten spontan in den Sinusrhythmus übergeht.Bevor die Operationsstelle verschlossen wird, sollte eine Injektion von Buprenorphin intramuskulär verabreicht werden. Beenden Sie die Operation, indem Sie die Wunde mit einer 5-0-löslichen fortlaufenden Naht für alle Gewebeschichten verschließen. Nach dem Verschließen der chirurgischen Wunde injizieren Sie dem Empfängertier Ampicillin sowie eine subkutane Injektion von 0,6 Millilitern Kochsalzlösung.Um die Flüssigkeitszufuhr zu unterstützen, legen Sie das Tier auf eine Heizplatte, die auf 37 Grad Celsius eingestellt ist, bis es das Bewusstsein wiedererlangt. Die meisten Tiere trinken und fressen bereits innerhalb von drei Stunden nach der Operation. Wenn nach acht Stunden beim Mäuschen noch Anzeichen von Belastung bestehen, verabreichen Sie alle 12 Stunden Injektionen mit Buprenorphin, bis die Symptome abklingen.Wenn sich die Maus länger als 48 Stunden in Not befindet, wenden Sie sich in den ersten 10 postoperativen Tagen an einen Tierarzt. Überwachen Sie den Herzschlag des Transplantats direkt durch abdominale Palpation. Notieren Sie täglich die Stärke des Herzschlags, wobei vier Pluszeichen für ein gesundes Transplantat und ein Pluszeichen für einen schwachen Herzschlag aufgrund fortgeschrittener Abstoßung stehen.Ein nicht schlagendes Transplantat nach 10 Tagen als negatives Ergebnis aufgrund vollständiger Abstoßung des Transplantats erfassen. Nach 227 heterotopen Herztransplantationen den Puls des transplantierten Herzens dreimal pro Woche weiter überwachen; 90,3 % waren 24 Stunden lang erfolgreich und 86,8 % 48 Stunden lang erfolgreich. Zu den Misserfolgen zählten Lähmung der Hintergliedmaßen, ein nicht schlagendes Herz infolge des Transplantats, ischämische Schädigung und/oder Thrombose sowie Tod; überlebende Transplantate wurden erfasst.Die Ursache für das Versagen von Herztransplantaten wurde durch die Pathologie festgestellt. Die Analyse des transplantierten Herzens, hier durch einen Pfeil markiert, zeigte Thrombosen und Infarkte des Herzgewebes als Ursache für das Versagen dieses transplantierten Herzens bei der Stammkombination C 57 Black six Spender und Empfänger; es wurde kein Herz abgestoßen, und die transplantierten Herzen überlebten länger als 100 Tage. In diesem Fall hatte das Herz aufgrund einer Muskelatrophie infolge seines nicht lebenserhaltenden Zustands leicht an Größe abgenommen.Im Gegensatz dazu hatte das transplantierte Herz bei der abstoßenden Stammkombination von DBA-2-Donor zu C57BL/6-Empfänger am siebten Tag aufgehört zu schlagen und zeigte nach 100 Tagen Anzeichen einer Abstoßung. Das gleiche Herz war vollständig fibrotisch und geschrumpft, sobald es marktfähig war. Diese Technik kann in 90 Minuten oder weniger durchgeführt werden, wenn sie korrekt ausgeführt wird, und vergessen Sie nicht, dass das Arbeiten mit US-Fluoridgas äußerst gefährlich sein kann.Die Verwendung eines Anästhesiegasabsaugsystems ist weit verbreitet.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Die Maus heterotope Herztransplantation Modell wurde von vielen Forschern nachgewiesen worden, eine wichtige Methode zur Untersuchung von Mechanismen der Abstoßung und Immunantwort werden. Allerdings sind die eingesetzten Techniken erforderlich noch eine Herausforderung. Durch die Modifikation Standard-Techniken haben wir Erfolg mit mehr als 1000 Transplantationen.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

Die murine Gebärmutterhalskrebs Herztransplantation Modell ist für immunologische sowie Ischämie Reperfusionsschaden Studien gut geeignet. Wir modifizierten das Verfahren mit einem nicht-Nahttechnik und Manschette durchgeführt mehr als 1.000 erfolgreiche Transplantationen mit diesem Ansatz.  Hier stellen wir weitere Einzelheiten dieser Technik, um das Video zu ergänzen.

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Das Manuskript beschreibt die erforderlich sind, um die heterotopen Herztransplantation in der Maus führen Sie die Schritte.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

Die Manschettentechnik verkürzt und erleichtert das Modell der heterotopen zervikalen Herztransplantation bei Mäusen, indem technisch anspruchsvolle Nahtanastomosen kleiner Gefäße vermieden werden. Die technischen Details, die in diesem Videopapier gezeigt werden, sollten es Forschern ermöglichen, dieses Modell in ihren Labors zu etablieren.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

Wir führen einen inneren Röhrenansatz zur Manschettentechnik für die heterotopische Herztransplantation der Maus ein, um das Gefäß über die Manschette zu bringen. Wir stellten fest, dass die Zusammenarbeit zwischen zwei erfahrenen Chirurgen die Operationszeit deutlich verkürzt.

Optimierung der Manschettentechnik für DieMurine Heart Transplantation

Eine neuartige Technik zur Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem heterotopen abdominalen Mausherztransplantationsmodell wird demonstriert.

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Im vorliegenden Protokoll wird ein Maus-Herztransplantationsmodell verwendet, um den Mechanismus der kardialen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. In diesem heterotopen Herztransplantationsmodell wird die Operationseffizienz verbessert und das Überleben von Herztransplantaten durch eine zervikale End-to-End-Anastomose der Herzimplantation unter Verwendung einer modifizierten Manschettentechnik sichergestellt.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Maus-Herztransplantationsmodelle stellen wertvolle Forschungswerkzeuge für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie dar. Das vorliegende Protokoll beschreibt die heterotope zervikale Herztransplantation der Maus, bei der Manschetten auf die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und den Lungenarterienstamm des Spenders gelegt werden, um einen laminaren Blutfluss zu ermöglichen.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Die vorliegende Arbeit beschreibt eine modifizierte Technik für die heterotope vaskularisierte Herztransplantation mit aktualisierter aseptischer Technik, Analgesie und Anästhesie.

Ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsprotokoll der Maus, das den heutigen Standards der aseptischen Technik, Anästhesie und Analgesie entspricht

Dieses Protokoll präsentiert eine vereinfachte, end-zu-seitige Nahtanastomose-Technik für die Zervikalherztransplantation der Maus und bietet ein robustes und reproduzierbares Modell zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie.

Zervikale heterotopische Mausherztransplantation mit End-to-Side-Anastomose-Technik zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie

Lernen Sie eine modifizierte Methode zur heterotopen Herztransplantation bei Mäusen mit mikrochirurgischen Anastomosetechniken. Dieses Verfahren ermöglicht die Untersuchung von Transplantatabstoßung und Stammkompatibilität.

Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

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