Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, ein Herz von einem Spender auf eine Empfängermaus zu transplantieren. Dies wird erreicht, indem das Herz zunächst aus dem Spenderthorax entfernt und in kalter Kochsalzlösung gelagert wird. Die nächsten Schritte sind die Transplantation des Herzens in den Bauchraum des Empfängers und anschließend die Überwachung des transplantierten Herzschlags.

Schließlich wird die Transplantatabstoßung durch visuelle Inspektion und pathologische Analyse bestätigt. Letztendlich zeigen die Ergebnisse, dass Herzen, die zwischen nicht verwandten Mausstämmen transplantiert wurden, abgestoßen werden, während Herzen, die zwischen demselben Stamm transplantiert wurden, akzeptiert werden. Langfristige Videodemonstrationen dieses Verfahrens sind entscheidend, da die mikrochirurgischen Schritte aufgrund der sehr geringen Größe der Spender- und Empfängertiere schwer zu erlernen sind.

Der komplizierte chirurgische Eingriff und die Notwendigkeit, die Genauigkeit und Geschwindigkeit bei der Durchführung der Empfängeroperationen zu erhöhen, erfordern stets, dass alle Instrumente gründlich in einem 80 %igen Ethanolbad gereinigt und sterilisiert werden. Die Verwendung steriler Einwegausrüstung ist äußerst empfehlenswert. Nachdem die Spendertau in einer Isofluran-Kammer anästhesiert wurde, platzieren Sie sie in Rückenlage auf dem Operationsbrett.

Verbinden Sie dann schnell den Nasenkegel und leiten Sie das Anästhetikum ein. Überprüfen Sie unbedingt die Qualität der Anästhesie durch einen Druckreiz am Hinterfuß. Wenn keine Zuckungsreaktion erfolgt, beginnen Sie mit dem Rasieren der Haut mithilfe eines chirurgischen Skalpells.

Dann sterilisieren Sie die Haut während der gesamten Operation durch dreimaliges Abwischen mit 2 % Chlorhexidin in 70 % Isopropylalkohol im Wechsel. Überwachen Sie die Atmung und den Herzschlag des Tieres visuell und passen Sie die Zufuhr von Isofluran entsprechend an.

Beginnen Sie mit einer Thorakotomie, um das Herz und die Gefäße freizulegen, indem Sie die Brust beidseits des Rippenbogens öffnen. Schneiden Sie entlang der Rippenkante bis zur Achselhöhle und quer auf Höhe des Schwertfortsatzes des Brustbeins. Dadurch entsteht eine Brustwandklappe.

Fixieren Sie die Klappe an der Operationsplatte in Kopfnähe. Entfernen Sie dann das Perikard um das Herz herum. Heben Sie die untere Hohlvene mit einer Pinzette an und injizieren Sie ein Milliliter kalte, heparinisierte Kochsalzlösung in die V. cava inferior nahe dem Herzen.

Befestigen Sie dann eine kleine Arterienklemme an der V. cava inferior, um mit Mull und einem Wattestäbchen ein Zurückfließen der Lösung durch die Nadeleinstichstelle zu verhindern. Bewegen Sie das Herz nach unten, um die Aorta und die Arteria pulmonalis freizulegen. Der Sinus transversus ist der Kanal hinter dem Aorta- und Pulmonalarterienbündel.

Schneiden Sie anschließend die Aorta und die Lungenarterie so distal wie möglich durch, um die Länge der Gefäße für die Anastomose zu maximieren. Trennen Sie nun die V. cava inferior, die rechte V. cava superior, die linke V. cava superior und die Lungenvenen. Jede sollte mit 6.0-Seidenfaden abgebunden werden.

Binden Sie zuerst die V. cava inferior und die rechte V. cava superior. Danach binden Sie die linke V. cava superior und die Lungenvenen ab. Entfernen Sie nun das Herz, indem Sie alle Gefäße distal zu den Ligaturen durchtrennen.

Speichern Sie das Herz in kalter, steriler Kochsalzlösung bei vier Grad Celsius bis zur Transplantation auf. Nachdem das Tier wie für den Spender beschrieben für die Operation vorbereitet wurde, führen Sie zunächst eine Laparotomie durch. Schneiden Sie entlang der Mittellinie vom Schambein bis zum Schwertfortsatz des Brustbeins.

Unter Verwendung von zu Retraktoren gebogenen Büroklammern. Öffnen Sie die Bauchhöhle, umhüllen Sie die Därme mit warmer, mit physiologischer Kochsalzlösung getränkter Gaze und ziehen Sie sie in den oberen rechten Bauchbereich. Danach freilegen Sie die infrarenale Aorta und die V. cava inferior zwischen der Iliacalteilung und der linken Nierenarterie sowie -vene.

Lösen Sie das gebündelte Segment von Aorta und V. cava inferior. Trennen Sie anschließend die Aorta und die V. cava inferior von den Lumbalgefäßen mithilfe eines kalibrierten Koagulationsgeräts. Legen Sie kleine atraumatische Klammern an die proximalen und distalen Enden des freigelegten Aorta-V.-cava-inferior-Segments an.

Stechen Sie mit einer 30-Gauge-Nadel ein Loch in die vordere Wand der Aorta, ausgehend von dem vertikal geschnittenen Loch, sodass ein Loch entsteht, das der Größe der Aorta des Spenders entspricht. Nutzen Sie diese Gelegenheit, um mit einer Spülung aus heparinisiertem Salzlösung etwaige Blutgerinnsel aus dem Aortalumen zu entfernen. Führen Sie nun das Spenderherz in kalter Salzlösung ein.

Platzieren Sie das Spenderherz neben dem Schnitt an der Aorta des Empfängers. Platzieren Sie die Spender-Lungenarterie mit laufenden Nylon-Nähten der Stärke 10 neben der Vena cava inferior des Empfängers. Anastomosieren Sie die Aorten end-zu-seitlich.

Beginnen Sie an der proximalen Ecke und nähen Sie entlang der linken Seite bis zur distalen Ecke. Drehen Sie dann das Tier um 180 Grad. Bewegen Sie anschließend das Herz zur Seite und führen Sie die Nähte durch die rechte Seite der Aortenwand von distal nach proximal fort.

Bevor die Anastomose verschlossen wird, spülen Sie das Lumen vorsichtig mit Heparin-Augensalzlösung aus, um Gerinnsel und Luft zu entfernen. Anschließend schließen Sie die Naht ab. Danach führen Sie einen vertikalen Schnitt in der Vorderwand der V. cava inferior durch, an der die Arteria pulmonalis anastomosiert wird.

Zweitens verwenden Sie 10 Einzelknopfnähte zur Anastomose. Die Gefäße beginnen am distalen Ende der linken Wand innerhalb des Lumens der V. cava inferior am proximalen Ende. Fahren Sie entlang der vorderen rechten Seitenwand fort und nähen Sie bis zum distalen Ende erneut.

Spülen Sie das Lumen gründlich aus, bevor Sie die Anastomose abschließen. Danach platzieren Sie Stücke aus Gelatineschwamm um die Anastomose. Die Blutstillung wird durch sanften Druck mit Wattestäbchen erreicht.

Um den Empfänger zu revascularisieren. Zuerst die distale Klemme lösen, dann die proximale Klemme. Während der Operation am Empfänger ist es entscheidend, die Genauigkeit und Geschwindigkeit des chirurgischen Vorgehens zu optimieren.

Die Aortenclamplzeit sollte daher idealerweise weniger als 30 Minuten betragen. Zur Unterstützung der Erholung warme Kochsalzlösung bei 37 Grad Celsius auf die Transplantationsstelle auftragen. Es sollte sofort zu einer Flimmern kommen, das innerhalb weniger Minuten spontan in den Sinusrhythmus übergeht.

Bevor die Operationsstelle verschlossen wird, sollte eine Injektion von Buprenorphin intramuskulär verabreicht werden. Beenden Sie die Operation, indem Sie die Wunde mit einer 5-0-löslichen fortlaufenden Naht für alle Gewebeschichten verschließen. Nach dem Verschließen der chirurgischen Wunde injizieren Sie dem Empfängertier Ampicillin sowie eine subkutane Injektion von 0,6 Millilitern Kochsalzlösung.

Um die Flüssigkeitszufuhr zu unterstützen, legen Sie das Tier auf eine Heizplatte, die auf 37 Grad Celsius eingestellt ist, bis es das Bewusstsein wiedererlangt. Die meisten Tiere trinken und fressen bereits innerhalb von drei Stunden nach der Operation. Wenn nach acht Stunden beim Mäuschen noch Anzeichen von Belastung bestehen, verabreichen Sie alle 12 Stunden Injektionen mit Buprenorphin, bis die Symptome abklingen.

Wenn sich die Maus länger als 48 Stunden in Not befindet, wenden Sie sich in den ersten 10 postoperativen Tagen an einen Tierarzt. Überwachen Sie den Herzschlag des Transplantats direkt durch abdominale Palpation. Notieren Sie täglich die Stärke des Herzschlags, wobei vier Pluszeichen für ein gesundes Transplantat und ein Pluszeichen für einen schwachen Herzschlag aufgrund fortgeschrittener Abstoßung stehen.

Ein nicht schlagendes Transplantat nach 10 Tagen als negatives Ergebnis aufgrund vollständiger Abstoßung des Transplantats erfassen. Nach 227 heterotopen Herztransplantationen den Puls des transplantierten Herzens dreimal pro Woche weiter überwachen; 90,3 % waren 24 Stunden lang erfolgreich und 86,8 % 48 Stunden lang erfolgreich. Zu den Misserfolgen zählten Lähmung der Hintergliedmaßen, ein nicht schlagendes Herz infolge des Transplantats, ischämische Schädigung und/oder Thrombose sowie Tod; überlebende Transplantate wurden erfasst.

Die Ursache für das Versagen von Herztransplantaten wurde durch die Pathologie festgestellt. Die Analyse des transplantierten Herzens, hier durch einen Pfeil markiert, zeigte Thrombosen und Infarkte des Herzgewebes als Ursache für das Versagen dieses transplantierten Herzens bei der Stammkombination C 57 Black six Spender und Empfänger; es wurde kein Herz abgestoßen, und die transplantierten Herzen überlebten länger als 100 Tage. In diesem Fall hatte das Herz aufgrund einer Muskelatrophie infolge seines nicht lebenserhaltenden Zustands leicht an Größe abgenommen.

Im Gegensatz dazu hatte das transplantierte Herz bei der abstoßenden Stammkombination von DBA-2-Donor zu C57BL/6-Empfänger am siebten Tag aufgehört zu schlagen und zeigte nach 100 Tagen Anzeichen einer Abstoßung. Das gleiche Herz war vollständig fibrotisch und geschrumpft, sobald es marktfähig war. Diese Technik kann in 90 Minuten oder weniger durchgeführt werden, wenn sie korrekt ausgeführt wird, und vergessen Sie nicht, dass das Arbeiten mit US-Fluoridgas äußerst gefährlich sein kann.

Die Verwendung eines Anästhesiegasabsaugsystems ist weit verbreitet.