Name: Mess Spinal Präsynaptische Hemmung bei Mäusen durch Spinalgan Mögliche Aufnahme In Vivo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-03-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 48 s
Description: Erfahren Sie die Messung präsynaptischer Hemmung im Rückenmark bei Mäusen durch In-vivo-Ableitung dorsaler Wurzelpotenziale. Diese Methode liefert wertvolle Erkenntnisse für Schmerzforschung und neurologische Erkrankungen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Wir danken Manfred Heckmann für hilfreiche Diskussionen während der Einführung der Methode. Außerdem bedanken wir uns bei Claudia Sommer für technische Unterstützung und Frank Schubert für die Unterstützung der Produktion des Videos. 01EO1002 und dem Interdisziplinären Zentrum für Klinische Forschung (IZKF) des Universitätsklinikum Jena: Die Arbeit wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), Deutschland, FKZ unterstützt.

Alle in der folgenden Protokoll erwähnten experimentellen Verfahren wurden von den Thüringer Landesbehörden (Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Reg.-Nr. 02-044/12) zugelassen. 1. Die Vorbereitungen für Experiment <ol><li> Herstellung von Saug-Elektroden <ol><li> Ziehen einer Mikropipette mit einem Standard-Borosilikatglas Kapillare mit einer Mikropipette Puller, zB einem Standard-Patch-Elektrode. </li><li> Brems die Elektrode-zu-Durchmesser von 0,5-1 mm (etwas größer als der Durchmesser der dorsalen Wurzeln) unter Verwendung eines Diamantfeilenspitze. </li><li> Wärmelack die Spitze, so wird es nicht schaden, die Hinterwurzel, wenn es in. Ein Standard-Laborbrenner angesaugt wird, ist geeignet. </li><li> Montieren der Glasfaden auf einem Elektrodenhalter mit einer Spritze durch den Unterdruck anlegbar ist. </li></ol></li><li> Herstellung der Lösungen <ol><li> Injektionsanästhesie für Mäuse: Mix 0,75 ml Ketamin 10%, 0,24 ml Xylazin 2%nd 5 ml 0,9% Kochsalzlösung. 10 ul / g Körpergewicht (BW) der Lösung wird intraperitoneal (ip) injiziert werden. </li><li> Künstliche Liquor (aCSF): Verdünnen in doppelt destilliertem Wasser die folgenden Salze (in mM): NaCl 134; KCl 3; KH 2 PO 4 1,25; MgSO 4 • H 2 O 2; NaHCO 3 25; CaCl 2 2, D- Glukose 10. Add H 2 O 2 zu einer Endkonzentration von 0,003%. Verwenden Sie stets frisch hergestellten Lösung. </li></ol></li><li> Vorbereitung der Aufnahme-Setup (Abbildung 2) <ol><li> Verbinden Sie den Verstärker an eine PC-Schnittstelle zur Digitalisierung von Daten. </li><li> Verwenden Sie ein PC-Programm oder ein Analog-Timer, einen Rechteckimpuls Stimulator und Datenerfassung auf PC-Festplatten ausgelöst werden. </li><li> Verwenden chlorierten silverwires zu Standard-Glaselektrodenhalter als für die Stimulation und Aufzeichnung verbunden. </li><li> Montieren Sie drei Manipulatoren für Stimulation, Aufnahme-und Referenzelektrode, die jeweils um eine stereotactic Rahmen für Mäuse, so dass alle Elektroden haben Zugriff auf die vorbereitete Rückenmarks später. </li><li> Schließen Schläuche und Spritzen zu den Elektrodenhalter Apfelunterdruck anwenden. </li></ol></li></ol> 2. Allgemeine Kommentare für Tierversuche und Tier Vorbereitung für Aufnahmeverfahren <ol><li> Führen Sie alle Experimente mit Mäusen nach den Richtlinien des jeweiligen institutionellen Tierpflege und Verwendung Ausschusses. Führen Sie alle Operationen und Aufnahmen unter tiefer Anästhesie sicherzustellen, dass das Leiden der Tiere minimiert. </li><li> Betäuben das Tier durch intraperitoneale Injektion von Ketamin / Xylazin (125 mg und 8 mg pro g BW von Ketamin und Xylazin sind; 10 ul / g BW der hergestellten Lösung wie oben beschrieben). Wenn bei Langzeitaufnahmen erforderlich, können weitere Injektionen ip oder im geführt werden Hinweis: Repetitive im Injektionen von 0,05-0,1 ml Ketamin / Xylazin-Lösung in den Oberschenkeln haben sich als geeignet erwiesen, um das Tier in tiefer Narkose für bis zu 3 Stunden halten. </li><li> Verwenden Tierarzt Salbe auf die Augen zu Trockenheit während der Narkose zu vermeiden. </li><li> Befestigen Sie den Kopf des Tieres in einem stereotaktischen Rahmen und verwenden Sie ein Heizkissen mit rektale Sonde und Reflex-Schleife, um die Körpertemperatur des Tieres während des Experiments zu kontrollieren. Fixierung der Wirbelsäule in einem stereotaktischen Rahmen ist nicht erforderlich. </li><li> Vor dem Start der Vorbereitung, überprüfen Narkosetiefe durch eyeblink Reflexzuckungen und zwischen den Zehen der Mäuse. Reflexe sollte abgeschafft werden. </li><li> Öffnen Sie die Haut entlang der Mittellinie über dem Rückenmark von der oberen Brustwirbelsäule Lendenwirbelsäule zu Bereichen zu senken, um ein klares operatives Feld mit einem Skalpell zu bekommen. Verwenden Sie keine Schere, um Hautschnitte zu machen. Vorsichtig lösen Sie die Haut von der darunter liegenden Gewebe. Während der folgenden Schritte halten die Wunde um 0,9% Kochsalzlösung befeuchtet. </li><li> Geschnitten Sehnen und des Bindegewebes an beiden Seiten der Wirbelkörper von Lenden-thorakalen Ebenen mit Skalpell und Schere. </li&gt; <li> Entfernen Sie die Dornfortsätze und der Rest der Bindegewebe um die Wirbel mit einer kleinen Zange. </li><li> Sorgfältig Wirbel knacken mit der Zange ab lumbalen Ebenen (L4/L5) unter einem Binokular. Schieben Sie die Spitze der Zange in den Raum zwischen den Wirbeln und Rückenmark und Knochenstücke heben auseinander. Schaden Sie nicht die Dura und vermeiden Druck auf das Rückenmark. Beide sind entscheidend für den Erfolg. Halten des Rückenmarks während des gesamten Verfahrens befeuchtet. Fahren Sie mit mittlerer Thorax Ebenen. </li></ol> 3. Die Trennung von Rücken Wurzeln und DRP-Aufnahme (Abbildung 2) <ol><li> Öffnen Sie die Dura mater vorsichtig mit einer dünnen Nadel (30 G) mit einem gebogenen Spitze. Verwenden Sie zum Befeuchten aCSF von nun an. </li><li> Trennen Sie die dorsalen Wurzeln so weit wie möglich mit der Spurweite und schneiden zwei benachbarten Wurzeln als distal wie möglich. Kräftiges Ziehen an den Wurzeln während der Trennung wirkt sich der Erfolg des Experiments. </li><li> Senken Sie die Saug-Elektrode bis zum doRSAL Wurzeln. Hinzufügen soviel aCSF des Rückenmarks wie möglich, weil Flüssigkeit hilft, in den dorsalen Wurzeln saugen. </li><li> Saugen das abgeschnittene Ende einer dorsalen Wurzel in eine Glaspipette durch Anlegen von Unterdruck durch eine Spritze. Wenn nötig, verschieben Sie die Hinterwurzel vor der Elektrodenöffnung mit einer feinen Nadel. </li><li> Wenn die Hinterwurzel in der Saug-Elektrode liegt trocken, fügen Sie einige aCSF bis zu seiner Spitze, während sorgfältig saugen, bis die Pipette ausreichend mit aCSF gefüllt. </li><li> Nachdem die Hinterwurzel angesaugt wird, heben Sie die Elektrodenspitze aus dem Rückenmark. Darauf achten, dass keine &quot;Wasserbrücke&quot; zwischen der Pipettenspitze und des Rückenmarks Kurzschluss der Aufnahme / Stimulationselektrode. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3,3-3,6 für einen ipsilateralen benachbarten Wurzel. </li><li> Positionieren Sie den Referenzelektrode so nah wie möglich an den hinteren Wurzeln und halten Sie sie, indem aCSF befeuchtet. </li><li> Mit der Gründung der Aufnahme-Setup wird eine Wurzel bereits zur Stimulation ausgewählt, dieandere für die Aufnahme. Spannung erhöhen schrittweise während der Aufnahme aus der zweiten Rücken Wurzel wird in der Stromklemme Modus. Man kann einen kurzen Ausschlag nach unten, die durch eine langsame, lang anhaltende Ausschlag nach oben, die die DRP folgt bemerken. </li><li> Stellen Sie die Reizspannung auf Werte supramaximale und notieren mehrere Sweeps (mindestens 20 - 30 Sweeps / Hinterwurzel bei 0,1 Hz, Filter zwischen 0,3 Hz-3 kHz). </li><li> Nehmen Sie kurze Züge von drei Stimuli (100 Hz), um Informationen über die zeitabhängige Summation der DRP zu bekommen. </li><li> Schalten Ableitung und Stimulation Website für weitere kontralateralen Aufnahmen. </li><li> Tiere sind nicht dazu gedacht, das Verfahren zu überleben. Sacrifice Tiere nach der letzten Aufnahme durch Enthauptung noch unter tiefer Narkose (Ketamin / Xylazin, siehe oben, Schritt 2.2). </li></ol> 4. Datenanalyse <ol><li> Übertragen Sie Daten-Analyse-Programm (z. B. Sigma Plot, Igor Pro, oder MATLAB). </li><li> Berechnen Sie die durchschnittliche Spuren from 20-30 Sweeps. </li><li> Nehmen die maximale Amplitude der Spannung Biegung (von der Basislinie; DRP Spitzenamplitude) zur weiteren Analyse (Fig. 3). </li><li> Berechnung des Verhältnisses der Spitzenamplitude DRP nach drei Impulsen und Einzelimpuls um ein Maß für die zeitabhängige Summierung der nachfolgenden Potentiale zu gewinnen. </li></ol>

<ol><li>Eccles, J. C., Eccles, R. M., Magni, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+inhibitory+action+attributable+to+presynaptic+depolarization+produced+by+muscle+afferent+volleys%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Central inhibitory action attributable to presynaptic depolarization produced by muscle afferent volleys.</a> J. Physiol. 159, 147-166 (1961).</li>
<li>Levy, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+gaba+in+primary+afferent+depolarization%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">The role of gaba in primary afferent depolarization.</a> Prog. Neurobiol. 9, 211-267 (1977).</li>
<li>Eccles, J. C., Magni, F., Willis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depolarization+of+central+terminals+of+Group+I+afferent+fibres+from+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Depolarization of central terminals of Group I afferent fibres from muscle.</a> J. Physiol. 160, 62-93 (1962).</li>
<li>Eccles, J. C., Schmidt, R., Willis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+Studies+on+Presynaptic+Inhibition%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Pharmacological Studies on Presynaptic Inhibition.</a> J. Physiol. 168, 500-530 (1963).</li>
<li>Maxwell, D. J., Bannatyne, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastructure+of+muscle+spindle+afferent+terminations+in+lamina+VI+of+the+cat+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Ultrastructure of muscle spindle afferent terminations in lamina VI of the cat spinal cord.</a> Brain Res. 288, 297-301 (1983).</li>
<li>Barber, R. P., Vaughn, J. E., Saito, K., McLaughlin, B. J., Roberts, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GABAergic+terminals+are+presynaptic+to+primary+afferent+terminals+in+the+substantia+gelatinosa+of+the+rat+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">GABAergic terminals are presynaptic to primary afferent terminals in the substantia gelatinosa of the rat spinal cord.</a> Brain Res. 141, 35-55 (1978).</li>
<li>Wall, P. D., Lidierth, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Five+sources+of+a+dorsal+root+potential%3A+their+interactions+and+origins+in+the+superficial+dorsal+horn%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Five sources of a dorsal root potential: their interactions and origins in the superficial dorsal horn.</a> J. Neurophysiol. 78, 860-871 (1997).</li>
<li>Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+search+of+lost+presynaptic+inhibition%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">In search of lost presynaptic inhibition.</a> Exp. Brain Res. 196, 139-151 (2009).</li>
<li>Rudomin, P., Schmidt, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presynaptic+inhibition+in+the+vertebrate+spinal+cord+revisited%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Presynaptic inhibition in the vertebrate spinal cord revisited.</a> Exp. Brain Res. 129, 1-37 (1999).</li>
<li>Kullmann, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presynaptic%2C+extrasynaptic+and+axonal+GABAA+receptors+in+the+CNS%3A+where+and+why%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Biophys.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Presynaptic, extrasynaptic and axonal GABAA receptors in the CNS: where and why?</a> Prog. Biophys. Mol. Biol. 87, 33-46 (2005).</li>
<li>Hochman, S., Shreckengost, J., Kimura, H., Quevedo, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presynaptic+inhibition+of+primary+afferents+by+depolarization%3A+observations+supporting+nontraditional+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+N.Y.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Presynaptic inhibition of primary afferents by depolarization: observations supporting nontraditional mechanisms.</a> Ann. N.Y. Acad. Sci. 1198, 140-152 (2010).</li>
<li>Thompson, S. W., Wall, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+GABA+and+5-HT+receptor+antagonists+on+rat+dorsal+root+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Lett%22%5BJournal%5D)">The effect of GABA and 5-HT receptor antagonists on rat dorsal root potentials.</a> Neurosci. Lett. 217, 153-156 (1996).</li>
<li>Enriquez-Denton, M., Manjarrez, E., Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistence+of+PAD+and+presynaptic+inhibition+of+muscle+spindle+afferents+after+peripheral+nerve+crush%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Persistence of PAD and presynaptic inhibition of muscle spindle afferents after peripheral nerve crush.</a> Brain Res. 1027, 179-187 (2004).</li>
<li>Wall, P. D., Devor, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+peripheral+nerve+injury+on+dorsal+root+potentials+and+on+transmission+of+afferent+signals+into+the+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">The effect of peripheral nerve injury on dorsal root potentials and on transmission of afferent signals into the spinal cord.</a> Brain Res. 209, 95-111 (1981).</li>
<li>Witschi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presynaptic+%CE%B12-GABAA+Receptors+in+Primary+Afferent+Depolarization+and+Spinal+Pain+Control%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Presynaptic α2-GABAA Receptors in Primary Afferent Depolarization and Spinal Pain Control.</a> J. Neurosci. 31, 8134-8142 (2011).</li>
<li>Calancie, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+that+alterations+in+presynaptic+inhibition+contribute+to+segmental+hypo-+and+hyperexcitability+after+spinal+cord+injury+in%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Evidence that alterations in presynaptic inhibition contribute to segmental hypo- and hyperexcitability after spinal cord injury in.</a> 89, 177-186 (1993).</li>
<li>Geis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stiff+person+syndrome-associated+autoantibodies+to+amphiphysin+mediate+reduced+GABAergic+inhibition%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Stiff person syndrome-associated autoantibodies to amphiphysin mediate reduced GABAergic inhibition.</a> Brain. 133, 3166-3180 (2010).</li>
<li>Geis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+IgG+directed+against+amphiphysin+induces+anxiety+behavior+in+a+rat+model+after+intrathecal+passive+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neural+Transm%22%5BJournal%5D)">Human IgG directed against amphiphysin induces anxiety behavior in a rat model after intrathecal passive transfer.</a> J. Neural Transm. 119 (8), 981-985 (2012).</li>
<li>Barron, D. H., Matthews, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+interpretation+of+potential+changes+in+the+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The interpretation of potential changes in the spinal cord.</a> J. Physiol. 92, 276-321 (1938).</li>
<li>Schmidt, R. F., Trautwein, W., Zimmermann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dorsal+root+potentials+evoked+by+natural+stimulation+of+cutaneous+afferents%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Dorsal root potentials evoked by natural stimulation of cutaneous afferents.</a> Nature. 212, 522-523 (1966).</li>
<li>Eccles, J. C., Schmidt, R. F., Willis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presynaptic+inhibition+of+the+spinal+monosynaptic+reflex+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Presynaptic inhibition of the spinal monosynaptic reflex pathway.</a> J. Physiol. 161, 282-297 (1962).</li>
<li>Manjarrez, E., Rojas-Piloni, J. G., Jimenez, I., Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+synaptic+transmission+from+segmental+afferents+by+spontaneous+activity+of+dorsal+horn+spinal+neurones+in+the+cat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Modulation of synaptic transmission from segmental afferents by spontaneous activity of dorsal horn spinal neurones in the cat.</a> J. Physiol. 529 Pt 2, 445-460 (2000).</li>
<li>Geis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+Stiff-Person+Syndrome+IgG+Induces+Anxious+Behavior+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Human Stiff-Person Syndrome IgG Induces Anxious Behavior in Rats.</a> PLoS One. 6, e16775(2011).</li>
<li>Martinez-Gomez, J., Lopez-Garcia, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+and+pharmacological+characterisation+of+ascending+anterolateral+axons+in+the+in+vitro+mouse+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological and pharmacological characterisation of ascending anterolateral axons in the in vitro mouse spinal cord.</a> J. Neurosci. Methods. 146, 84-90 (2005).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Extra-und intrazellulären elektrophysiologischen Ableitungen neuronaler Aktivität und synaptische Potentiale in vivo sind Stand der Technik Techniken bei der Untersuchung von ZNS neuronale Funktionen und Pathophysiologie. Spinal Integration ist entscheidend für die motorische Funktion, z. B. Bewegung des Körpers und für multimodale Sinneswahrnehmung. Präsynaptischen Hemmung ist einer kritischen Mechanismus in diesem Rechenvorgang eine angemessene Reaktionen auf Sinneseindrücke. GABAergen Synapsen auf I...

Präsynaptischen Inhibierung ist eine der stärksten inhibitorischen Mechanismen im Rückenmark. Es hemmt die exzitatorischen postsynaptischen Potentiale (EPSPs) in monosynaptisch angeregten Motoneuronen, ohne die postsynaptischen Membranpotential und die Erregbarkeit der Motoneuronen 1-3. Primär afferente Depolarisation (PAD), die durch GABA-erge axo-axonale Synapsen auf sensorische präsynaptischen Fasern induziert wird, ist der zugrunde liegende Mechanismus 4-7 (siehe auch Abbildung 1a). Diese Synapsen enthalten GABA A-und GABA-B-Rezeptoren (GABA A R-und GABA B-R). GABA A-R-Aktivität führt zu einer Erhöhung der Chlorid-Leitfähigkeit, die PAD aufgrund des lokalen Ionenverteilung hervorruft. Diese Depolarisation blockiert die Ausbreitung von Aktionspotentialen in die Axon-Terminals und reduziert ihre Stärke, die zu einer verminderten Ca 2 +-Einstrom und eine Reduktion der Transmitterfreisetzung. Aktivierung der GABA-B-Rezeptoren tut nichtt PAD beitragen, aber zu einer Verringerung der Ca 2 +-Einstrom wodurch präsynaptischen Inhibierung. Während die Aktivierung der GABA A R scheint in kurzen Zeithemmung beteiligt sind, werden GABA B-R der langfristigen Modulation 8-10 beteiligt. Neben GABA, die den größten Teil der PAD und präsynaptischen Hemmung ausmacht, könnten auch andere Sender Systeme modulieren und dazu beitragen, diesen Mechanismus 11,12. Pathologische Veränderungen in der präsynaptischen Hemmung scheint entscheidend zu sein in mehreren Krankheitszuständen wie zB periphere neuropathische Schmerzen und Entzündungen 13,14 sowie abnorme zentrale Schmerzverarbeitung 15, Verletzungen des Rückenmarks 16 und ZNS-Erkrankung mit motorischen Übererregbarkeit durch defekte GABAergen Transmission 17 vermittelt werden, 18. So Schätzung präsynaptischen Hemmung lohnt sich, experimentellen pathologischen Bedingungen auf der Ebene des Rückenmarks in vivo zu untersuchen </em&gt;. PAD entsteht Volumen durchgeführt Potentiale eine direkte Messung der präsynaptischen Inhibierung im Rückenmark. Diese Potentiale werden Hinterwurzel Potentiale (DRP) genannt und kann von Rückenmark dorsalen Wurzeln nach Stimulation von benachbarten dorsalen Wurzeln 7 gemessen werden. Erste Messungen von DRP haben bei Katzen und Frösche 19 gemeldet und wurden intensiv bei Katzen von Eccles, Schmidt und andere, in den frühen 1970er Jahren 3,4,20,21 sucht. Während in vivo-Aufnahmen von DRP bei Katzen 22 und 23 Ratten wurden weit verbreitet, Messungen in Mäusen wurden fast ausschließlich im ex vivo isolierten Rückenmark Zubereitungen 15,24 durchgeführt. Hier beschreiben wir ein Verfahren zur DRP an narkotisierten Mäusen in vivo ermöglicht eine direkte Messung der präsynaptischen Inhibierung im intakten Organismus aufzuzeichnen.

<table><tbody><tr><td>Glasröhren (Innendurchmesser 1,16 mm)</td><td>Science Products (Hofheim, Deutschland)</td><td>GB200F-10</td><td>Andere Glasröhren könnten ebenfalls geeignet sein</td></tr><tr><td>Superfusionslösung (steril, 0,9% NaCl)</td><td>Braun Melsungen AG</td><td>3570350</td><td></td></tr><tr><td>Rompun 2% (Xylazin)</td><td>Bayer Animal Health GmbH (Leverkusen, Deutschland)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketamin 10%</td><td>Medistar GmbH (Ascheberg, Deutschland)</td><td>KETAMIN 10%</td><td></td></tr><tr><td>30 G Mikronadel/ Sterican</td><td>Braun Melsungen AG</td><td>4656300</td><td></td></tr><tr><td>Salze für aCSF</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Diverse</td><td></td></tr><tr><td>S88 Dual Output Square Pulse</td><td>Grass Technologies (Warwick, USA)</td><td>S88X</td><td></td></tr><tr><td>SIU5 HF Transformer</td><td>Isolationseinheit Grass Technologies (Warwick, USA)</td><td>SIU-V</td><td></td></tr><tr><td>InstruTECH LIH 8+8</td><td>HEKA ( Lambrecht, Deutschland)</td><td>LIH 8+8 + Patchmaster Software</td><td></td></tr><tr><td>Universalverstärker</td><td>NPI (Tamm, Deutschland)</td><td>ELC-03X</td><td></td></tr><tr><td>Mikropipettenabzieher</td><td>Sutter Instruments (Novato, USA)</td><td>P-1000</td><td></td></tr><tr><td>Präpariermikroskop</td><td>Olympus (Tokio, Japan)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikromanipulator</td><td>Sutter Instruments (Novato, USA)</td><td>MPC-200/MPC-325</td><td>Mechanische Mikromanipulatoren auch möglich</td></tr><tr><td>Hoöthermes Blanket System</td><td>Stoelting (Wood Dale, USA)</td><td>50300V</td><td></td></tr><tr><td>Intra-/extrazellulärer Aufzeichnungselektrodenhalter</td><td>Harvard Apparatus (Holliston, USA</td><td>)641227</td><td></td></tr></tbody></table>

mess spinal präsynaptische hemmung bei mäusen durch spinalgan mögliche aufnahme<em&gt; in vivo</em

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

Präsynaptischen Inhibierung ist eine der stärksten inhibitorischen Mechanismen im Rückenmark. Die zugrunde liegende physiologische Mechanismus ist eine Depolarisation der primären afferenten Fasern durch GABA-erge axo-axonale Synapsen (primäre afferente Depolarisation) vermittelt. Die Stärke der primären afferenten Depolarisation durch Aufnahme der auf das Volumen durchgeführt, die Potentiale an den dorsalen Wurzel (Hinterwurzelpotentiale DRP) gemessen werden. Pathologische Veränderungen der präsynaptischen Hemmung sind in der abnormen zentralen Verarbeitung bestimmter Schmerzzuständen und in einigen Störungen des Motor Übererregbarkeit von entscheidender Bedeutung. Hier beschreiben wir ein Verfahren zum Aufzeichnen DRP in vivo in Mäusen. Die Vorbereitung des Rückenmarks Rücken Wurzeln in der narkotisierten Tier und der Aufnahmeverfahren mit Saug-Elektroden werden erläutert. Diese Methode ermöglicht die Messung GABAerge DRP und damit die Schätzung Rücken präsynaptischen Hemmung in der lebenden Maus. In Kombination mit transgenen Mausmodellen, kann DRP Aufnahme serve als ein leistungsfähiges Werkzeug, um krankheitsassoziierten Rücken Pathophysiologie zu untersuchen. In-vivo-Aufnahme hat mehrere Vorteile im Vergleich zu ex vivo isolierten Rückenmark Mittel, wie zB die Möglichkeit der gleichzeitigen Aufnahme oder Manipulation von supraspinalen Netzwerke und Induktion von DRP durch Stimulation der peripheren Nerven.

Typische DRP Spuren sind in Fig. 3 gezeigt. Die prominente Stimulationsartefakt wird üblicherweise durch eine kurze Abwärtsbiegung folgt. Danach ein langsamer, dauerhafte Auslenkung nach oben, die die DRP deutlich unterscheidbar. In einer Untergruppe von Aufnahmen sind Algan Reflexe, wie kleine Spitzen auf der Oberseite der DRP sichtbar. Im normalen Wildtyp-Mäusen, erscheinen Hinterwurzel Reflexe meistens, wenn Stimulationsspannung ist zu hoch. Da die Spinalgan Reflexe nicht mit hoher Reproduzierbarkeit...

GABAergen präsynaptischen Hemmung ist ein leistungsfähiges hemmende Mechanismus im Rückenmark wichtig für die motorische und sensorische Signalintegration in Rückenmark-Netzwerke. Basiswert primären afferenten Depolarisation kann durch die Aufnahme von Hinterwurzel Potentiale (DRP) gemessen werden. Hier zeigen wir ein Verfahren zur in-vivo-Aufnahme von DRP in Mäusen.

Mess Spinal Präsynaptische Hemmung bei Mäusen durch Spinalgan Mögliche Aufnahme<em&gt; In Vivo</em

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of ...

Die präsynaptische Hemmung ist einer der stärksten hemmenden Mechanismen im Rückenmark. Pathologische Veränderungen der präsynaptischen Hemmung spielen eine wichtige Rolle bei mehreren Krankheitsmechanismen. Zum Beispiel bei neuropathischen und entzündlichen Schmerzzuständen sowie bei einer abnormalen zentralen Schmerzverarbeitung.Die präsynaptische Hemmung ist bei Rückenmarkverletzungen und bei Erkrankungen des zentralen Nervensystems mit motorischer Hypererregbarkeit von Bedeutung. Daher liefert die Kenntnis der Stärke der präsynaptischen Hemmung wichtige Informationen, wenn tierische Modelle für diese Erkrankungen untersucht werden. Hier stellen wir eine Methode vor, mit der die präsynaptische Hemmung in einem Mausmodell beurteilt werden kann.Die präsynaptische Hemmung in vivo wird durch eine Depolarisation der primären Afferenzen vermittelt, die durch GABAerge axo-axonalen Synapsen auf sensorische präsynaptische Fasern hervorgerufen wird. Die Aktivität des GABAA-Rezeptors führt zu einer Erhöhung der Chlorid-Leitfähigkeit, wodurch aufgrund der lokalen Ionenverteilung eine primäre Afferenzen-Depolarisation ausgelöst wird. Diese Depolarisation blockiert die Weiterleitung von Aktio

measuring-spinal-presynaptic-inhibition-mice-dorsal-root-potential

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Live-Imaging von Spinalganglien Axone nach Rhizotomie

Ein bildgebendes Verfahren zur Überwachung des Membranpotentials Änderungen mit sub-Mikrometer-räumlichen und Sub-Millisekunden zeitlicher Auflösung beschrieben. Die Technik, auf Laseranregung von Spannungs-sensitiven Farbstoffen, ermöglicht Messungen von Signalen in Axonen und Axon Kollateralen, Terminal dendritische Äste, und einzelne dendritischen Dornen.

Voltage-sensitive Dye Aufnahme von Axonen, Dendriten und dendritischen Spines einzelner Neuronen in Hirnschnitten

Quelle: Shannonhouse, J., et al. In vivo Kalzium-Bildgebung von neuronalen Ensembles in Netzwerken primärer sensorischer Neuronen in intakten Spinalganglien. J. Vis. Exp. (2023). Das Video zeigt eine in vivo Calcium-Bildgebungstechnik zur Überwachung der neuronalen Aktivität in den Spinalganglien (DRG) einer transgenen Maus. DRG-Neuronen exprimieren einen Kalziumindikator, der die Fluoreszenzintensität bei Bindung an Kalzium erhöht. Mechanische oder thermische Reize, die auf eine Hinterpfote...

In vivo Calcium-Bildgebung von neuronalen Ensembles in den intakten Spinalwurzelganglien einer Maus

Hemmung der neuronalen Aktivität und deren elektrophysiologischer Nachweis bei einer Ratte

Messungen der Nervenleitungseigenschaften in vivo beispielhaft ein leistungsfähiges Werkzeug, um verschiedene Tiermodellen für neuromuskuläre Erkrankungen zu charakterisieren. Hier präsentieren wir eine einfache und zuverlässige Protokoll, mit dem elektrophysiologische Analysen über Ischiasnerven von betäubten Mäusen durchgeführt werden.

In-vivo-Elektrophysiologische Messungen an Maus Ischiasnerven

Wir zeigen, wie schräge Scheiben des Rückenmarks in jungen Mäusen vorzubereiten. Diese Herstellung ermöglicht die Stimulation der ventralen Wurzeln.

Die Herstellung von Oblique Spinal Cord Slices für Ventralwurzel Stimulation

Die Messung der Nervenleitgeschwindigkeit ist ein nützliches Instrument zur Maus-Modellen der Neurodegeneration zu beurteilen, aber es ist häufig nur angewendet, um den Ischiasnerv im Hintergliedmaßen zu stimulieren. Hier beschreiben wir eine Technik, um zusammengesetzte Muskel Aktionspotential (CMAP) in Vivo in der Maus vordergliedmaße Muskeln innerviert den Plexus brachialis zu messen.

In Vivo Elektrophysiologische Messungen der zusammengesetzten Muskel Aktionspotential aus die Vorderbeine in Maus-Modellen der Motor Neuron Degeneration

Die Singlefaseraufzeichnung ist eine effektive elektrophysiologische Technik, die auf das zentrale und periphere Nervensystem anwendbar ist. Zusammen mit der Vorbereitung der intakten DRG mit dem angeschlossenen Ischiasnerv wird der Mechanismus des Leitungsversagens untersucht. Beide Protokolle verbessern das Verständnis der Beziehung des peripheren Nervensystems mit Schmerzen.

Verwendung von In Vivo Single-Faser-Aufnahme und intakten DorsalWurzel Ganglion mit angeschlossenem Ischiasnerv, um den Mechanismus des Leitungsversagens zu untersuchen

Dieses Protokoll beschreibt die intrazelluläre In-vivo-Aufzeichnung von Rattenlenden-Motoneuronen mit gleichzeitiger transspinaler Gleichstromstimulation. Die Methode ermöglicht es uns, Membraneigenschaften zu messen und rhythmisches Abfeuern von Motoneuronen vor, während und nach der anodalen oder kathhodalen Polarisation des Rückenmarks aufzuzeichnen.

In Vivo intrazelluläre Aufzeichnung von typidentifizierten Ratten-Spinal-Motoneuronen während der Trans-Spinal-Gleichstromstimulation

Das vorliegende Protokoll beschreibt in vivo Calcium-Bildgebung zur Messung der Reaktionen von Ensembles von lumbal-6 DRG-Neuronen auf somatische und viszerale Reize. Neuronen, die auf unterschiedliche Reize reagieren, lassen sich gründlich vergleichen. Dieses Protokoll ist wertvoll für die Untersuchung von Mechanismen des viszeralen Schmerzes und der somatischen Stimulation, wie z. B. der Akupunktur.

im lebenden Organismus Kalzium-Bildgebung der Reaktion von Neuronen der Spinalganglien auf somatische und viszerale Reize

Diese Studie stellt eine chirurgische Manipulation vor, um das T-DRG in anästhesierten Mäusen für die in vivo Kalziumbildgebung freizulegen, zusammen mit synchronen EKG-Aufzeichnungen. Diese Methode stellt ein hochmodernes Werkzeug dar, um die periphere elektrische Nervenstimulation und die Eingänge der thorakalen viszeralen Organe sowie deren Wechselwirkungen auf der primären sensorischen Ebene zu untersuchen.

In-vivo-Calcium-Bildgebung und EKG-Aufzeichnung von thorakalen dorsalen Wurzelganglien (DRG) zur Untersuchung der peripheren Nervenstimulation

Erfahren Sie die Messung präsynaptischer Hemmung im Rückenmark bei Mäusen durch In-vivo-Ableitung dorsaler Wurzelpotenziale. Diese Methode liefert wertvolle Erkenntnisse für Schmerzforschung und neurologische Erkrankungen.

Mess Spinal Präsynaptische Hemmung bei Mäusen durch Spinalgan Mögliche Aufnahme

Weitere Videos entdecken