Name: Rückenmarksdurchtrennung in der Zebrafisch-Larven (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-21T14:45:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: Erfahren Sie eine reproduzierbare Methode zur Rückenmarksdurchtrennung bei Zebrafisch-Larven mit schneller funktioneller Erholung. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung neuraler Reparaturmechanismen in vivo.

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Wir sind auf die Universität von Utah Zebrafisch-Anlage für die Tierhaltung verschuldet. RID wurde von NIH R56NS053897 unterstützt und LKB war ein Promotions Auszubildenden durch die HHMI Med-In-Grad-Initiative unterstützt.

Zebrafisch wurden angehoben und nach Standardverfahren gezüchtet; Experimente wurden von der Universität von Utah Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt. 1. Vorbereitung für Chirurgie Platten <ol><li> Machen Chirurgie Platten mit 60 mm Petrischalen und Sylgard 184 Silikonelastomer Kit nach Herstellerangaben. Füllen Gerichte nicht mehr als halb voll und lassen Sie polymerisieren. Shop abgedeckt bei Raumtemperatur. </li></ol> 2. Herstellung von Mikropipetten <ol><li> Fertigen Mikropipetten durch Erhitzen und Ziehen Dünnwand Borosilikat Kapillarrohr in einer Mikropipette Puller mit den gleichen Einstellungen für die Herstellung von Mikroinjektionsnadeln. </li><li> Unter einem Dissektionsmikroskop, snap off Spitze des Mikropipette auf ca. 200 um im Durchmesser mit einer Pinzette. </li><li> Kegel gebrochene Kante mit einem microgrinder zunächst auf 35 °, gefolgt von einer zweiten Abschrägung bei 25 °. Stellen Sie sicher, Spitze ist scharf und smooth. Laden beendet abgeschrägten Mikro in einer Petrischale auf einer kleinen Menge von Ton. </li></ol> 3. Vorbereitung der Zebrafisch-Larven <ol><li> 7 Tage vor der Operation, bis Gegen Tanks von männlichen und weiblichen Zebrafisch gesetzt. </li><li> Sammeln Embryonen am folgenden Morgen, 3 h nach die Lichter angehen, um maximalen Ertrag zu gewährleisten. Bei Verwendung eines transgenen Reporter Linie wie Tg (elevl3: eGFP) knu3, sortieren befruchteten Embryonen 100/100 mm-Platte in 25 ml E3 bei 28,5 ° C. Bei der Verwendung von Wildtyp, Art befruchteten Embryonen 25/100 mm-Platte in 25 ml E3 bei 28,5 ° C. </li><li> Wenn Sie einen Reporter Linie, Bildschirm Embryonen für Leuchtstofflampen Ausdruck bei 48 hpf. Ermöglichen identifiziert Embryonen bei einer Dichte von 25/100 mm Platte in 25 ml E3 bei 28,5 ° C reifen </li><li> Als Larven sind 5 dpf, bereiten Chirurgie Platte durch Abdecken mit Sylgard E2 + 10 mg / L Gentamycin Sulfat (GS) + Tricaine. <ol><li> Bereiten Erholung Gericht durch Zugabe von 25 ml E2 + GS in einen 100-mm-Petri dish. </li><li> Bereiten Skalpell durch Abkleben zusammen drei Tupfer. Dadurch wird eine dreieckige Werkzeug mit drei Nuten zu bilden. </li><li> Montieren Sie eine Mikropipette vorbereitet auf den Tupfer durch Abkleben es in eine der Rillen. </li></ol></li><li> Bei Wiederverwendung Mikropipetten, spülen, bis klar mit E2 + GS mit einer 1 ml-Spritze und einer 27 G-Nadel vor der Montage auf Tupfer. </li></ol> 4. Chirurgie <ol><li> Anesthetize 1 Platte von Larven in einer Zeit (25 Fische) mit Tricaine. Die Fische werden ausreichend betäubt, wenn sie Touch-Reaktion nicht mehr ausstellen. Es ist wichtig, dass die Fische vor der Operation vollständig betäubt, sonst werden sie zucken, wenn sie das Skalpell berührt. Die Operation wird unter einem Mikroskop Dissektion durchgeführt. </li><li> Übertragen Larven der Operation Platte. <ol><li> Bei maximaler Vergrößerung, drehen eine Larve in einer Zeit, so dass es auf seiner Seite liegt mit dem Rücken am nächsten an der Hand, die das Skalpell. </li><li> Zange Position, so dass sie auf der Sylgard ruhen,abgewinkelt über die Breite der Larve. </li><li> Verspannen des Glas Skalpell gegen einen der Arme der Zange, schneiden in den dorsalen Seitenfläche der Larve auf der Ebene der analen Poren, wird Sie sicher nicht über die ventralen Rand der Chorda geschnitten. Drehen Sie das Skalpell, um das Rückenmark zu durchtrennen. </li><li> Wiederholen Sie mit den restlichen Larven. Hinweis: Wenn eine Larve blutet, wird es nicht von der Operation zu erholen. Die Larve sofort entfernen von der Operation Platte und einschläfern es über Tricaine Überdosis. </li></ol></li><li> Nach der Operation an der Charge von Larven abgeschlossen ist, die Übertragung der Erholung Platte verletzte Tiere. Dies ist auf die Lichtung der Anästhesie unterstützen. <ol><li> Achtung: Bei der Erfassung verletzt Larven für den Transfer, sicherzustellen, dass sie Kopf oder Schwanz zunächst gesammelt: die Schadens Website nicht betonen, durch Biegen der Larven. Anmerkung: Alle für die Operation verwendeten Vorrichtungen wiederverwendet werden können, einschließlich der Mikropipetten. </li></ol></li></ol> 5. Rettung <ol><li> Transfer verletzt Larven von der Erholung Platte auf 100-mm-Platten mit 25 ml E2 + GS bei einer Dichte von 25/plate gefüllt. Lassen Sie in einem 28,5 ° C Inkubator erholen. </li><li> Überprüfen Sie täglich Platten, Entfernen kranker und toter Tiere. Sie verändern die Medien erst Coleps (Süßwasser Protozoen) in den Medien zu sehen sind. Beim Wechsel der Medien, nicht die Fische auf eine neue Platte übertragen; statt, entfernen Sie so viel wie möglich und Medien überfluten die gleiche Platte mit neuen Medien. Bei Bedarf wiederholen, um Coleps Bevölkerung zu reduzieren. </li><li> Feed-täglich mit einer kleinen Menge von pulverförmigen Lebensmitteln braten. Hinweis: Lebendfutter (zB Pantoffeltierchen oder Rädertierchen) nicht zu verletzten, bis Larven, nachdem sie die Fortbewegung wiederzugeführt werden. Andernfalls wird das Lebendfutter die Verletzungsstelle besiedeln und töten die Larven. </li></ol>

<ol><li>Houweling, D. A., Bär, P. R., Gispen, W. H., Joosten, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+injury%3A+bridging+the+lesion+and+the+role+of+neurotrophic+factors+in+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+brain+research%22%5BJournal%5D)">Spinal cord injury: bridging the lesion and the role of neurotrophic factors in repair.</a> Progress in brain research. 117, 455-471 (1998).</li>
<li>Mikami, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantation+of+dendritic+cells+in+injured+adult+spinal+cord+results+in+activation+of+endogenous+neural+stem%2Fprogenitor+cells+leading+to+de+novo+neurogenesis+and+functional+recovery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neuroscience+research%22%5BJournal%5D)">Implantation of dendritic cells in injured adult spinal cord results in activation of endogenous neural stem/progenitor cells leading to de novo neurogenesis and functional recovery.</a> Journal of neuroscience research. 76 (4), 453-465 (2004).</li>
<li>Chernoff, E. A. G., Sato, K., Corn, A., Karcavich, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+regeneration%3A+intrinsic+properties+and+emerging+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Cell+%26+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Spinal cord regeneration: intrinsic properties and emerging mechanisms.</a> Seminars in Cell & Developmental Biology. 13 (5), 361-368 (2002).</li>
<li>Kuscha, V., Barreiro-Iglesias, A., Becker, C. G., Becker, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasticity+of+tyrosine+hydroxylase+and+serotonergic+systems+in+the+regenerating+spinal+cord+of+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+comparative+neurology%22%5BJournal%5D)">Plasticity of tyrosine hydroxylase and serotonergic systems in the regenerating spinal cord of adult zebrafish.</a> The Journal of comparative neurology. 520 (5), 933-951 (2012).</li>
<li>Becker, C. G., Lieberoth, B. C., Morellini, F., Feldner, J., Becker, T., Schachner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((L1.1+is+involved+in+spinal+cord+regeneration+in+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%3A+The+Official+Journal+of+the+Society+for+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">L1.1 is involved in spinal cord regeneration in adult zebrafish.</a> The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 24 (36), 7837-7842 (2004).</li>
<li>Hui, S. P., Dutta, A., Ghosh, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+response+after+crush+injury+in+adult+zebrafish+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%3A+An+Official+Publication+of+the+American+Association+of+Anatomists%22%5BJournal%5D)">Cellular response after crush injury in adult zebrafish spinal cord.</a> Developmental Dynamics: An Official Publication of the American Association of Anatomists. 239 (11), 2962-2979 (2010).</li>
<li>Goldshmit, Y., Sztal, T. E., Jusuf, P. R., Hall, T. E., Nguyen-Chi, M., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fgf-dependent+glial+cell+bridges+facilitate+spinal+cord+regeneration+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+neuroscience%3A+the+official+journal+of+the+Society+for+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Fgf-dependent glial cell bridges facilitate spinal cord regeneration in zebrafish.</a> The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 32 (22), 7477-7492 (2012).</li>
<li>Reimer, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+neuron+regeneration+in+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%3A+The+Official+Journal+of+the+Society+for+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Motor neuron regeneration in adult zebrafish.</a> The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 28 (34), 8510-8516 (2008).</li>
<li>Hale, M. E., Ritter, D. A., Fetcho, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+confocal+study+of+spinal+interneurons+in+living+larval+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+comparative+neurology%22%5BJournal%5D)">A confocal study of spinal interneurons in living larval zebrafish.</a> The Journal of comparative neurology. 437 (1), 1-16 (2001).</li>
<li>Bhatt, D. H., Otto, S. J., Depoister, B., Fetcho, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclic+AMP-induced+repair+of+zebrafish+spinal+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Cyclic AMP-induced repair of zebrafish spinal circuits.</a> Science. 305 (5681), 254-258 (2004).</li>
<li>McClenahan, P., Troup, M., Scott, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fin-tail+coordination+during+escape+and+predatory+behavior+in+larval+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Fin-tail coordination during escape and predatory behavior in larval zebrafish.</a> PloS one. 7 (2), (2012).</li>
<li>Kim, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repressor+activity+of+Headless%2FTcf3+is+essential+for+vertebrate+head+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Repressor activity of Headless/Tcf3 is essential for vertebrate head formation.</a> Nature. 407 (6806), 913-916 (2000).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Wenn zunächst das Erlernen dieser Technik, empfehlen wir versuchen nicht mehr als 50-100 Querschnitten erhalten in einer einzigen Sitzung. Nach Beherrschung dieser Technik sind wir in der Lage, bis 300 Embryonen pro Stunde durchschneiden sich; aber dieses Niveau der Durchsatz erfordert ein paar Monaten der wöchentlichen Praxis. Wir empfehlen auch, gemeinsam mit einem Reporter-Linie und Überprüfung komplette Durchtrennung bis das Auftreten von unvollständiger Durchtrennung des Rückenmarks auf weniger als 1% reduziert. </...

Schweres Trauma an den menschlichen Rückenmarks oft zu bleibenden Lähmungen und Gefühlsverlust unterhalb der Ebene der Schädigung aufgrund der Unfähigkeit, die Axone wieder wachsen oder reinitiate Genese 1,2. Im Gegensatz zu Säugetieren, aber anamniotes einschließlich Salamander und Zebrafisch (Danio rerio) zeigen kräftige Erholung auch nach der kompletten Rückenmarksdurchtrennung 3,4. Die erwachsenen Zebrafisch ist ein gut etabliertes Modell für die Untersuchung der Wiederherstellungsprozess folgende Verletzungen des Rückenmarks 5-7. Nach der vollständigen Durchtrennung des Rückenmarks, ist Wiederherstellung der sensorischen und Lok-Funktion im erwachsenen Zebrafisch von 6 Wochen nach der Verletzung 8 beobachtet. Um den Regenerationsprozess in vivo zu untersuchen, wandten wir uns an der transparenten Larven Zebrafisch-9. Hier präsentieren wir eine Methode, um das Rückenmark zu durchtrennen eines 5 Tage nach der Befruchtung (DPF) Larvenzebrafisch using eine abgeschrägte Mikroinjektionspipette wie ein Skalpell, von Bhatt geändert, et al. 10. Diese Methode unterstützt hohen Durchsatz, geringe Mortalität und Reproduzierbarkeit. Mit etwas Übung können 300 Larven / h durchtrennt werden, und über 6 Monate von Querschnitten erhalten, darunter mehr als 3.600 Tiere, 98,75% ± 0,72% überlebten bis 7 Tage nach der Verletzung (dpi). Unsere Daten zeigen eine schnelle Wiederherstellung der sensorischen und Fortbewegung als auch: bei 1 dpi, wird jede Bewegung, die der Geschädigte Fisch nur Brustflosse Fortbewegung angetrieben. Allerdings Larven beginnen zu reagieren, um die Nadel zu berühren Schwanztrennung Wolfram von 2 dpi, wiederherzustellen C-Bogen-Bewegung um 3 dpi und zeigen räuberische Schwimm von 5 11 dpi. Mit Antikörperfärbung gegen acetyliertes Tubulin haben wir bestätigt, dass Axone fehlen in der Verletzungsstelle bei 1 dpi, haben aber die Verletzungsstelle um 5 dpi gekreuzt. Wir glauben, dass dieses Protokoll eine wertvolle Technik für die Untersuchung von axonalen Nachwachsen und Neurogenese im Rückenmark nach einer Verletzung bereitzustellen. </p&gt;

<table><tbody><tr><td>60 mm Petrischale</td><td>VWR</td><td>82050-544</td><td></td></tr><tr><td>100 mm Petrischale</td><td>VWR</td><td>89038-968</td><td></td></tr><tr><td>PDMS, Sylgard 184 Silikonelastomer Kit</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9644388</td><td></td></tr><tr><td>Borosilikat-Kapillarschlauch: AD 1,00 mm, ID 0,78 mm</td><td>Warner Instruments Inc.</td><td>64-0778</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td>Fine Scientific Tools Inc.</td><td>11252-30</td><td></td></tr><tr><td>Disssektionsmikroskop</td><td>Nikon</td><td>SMZ6454</td><td></td></tr><tr><td>Microgrinder</td><td>Narishige</td><td>EG-44</td><td></td></tr><tr><td>Gentamycin Sulfate</td><td>Amresco Inc.</td><td>0304-5G</td><td>in Wasser 10 mg/ml auflösen, bei -20 μg lagern; C</td></tr><tr><td>Tricaine</td><td>Acros Organics</td><td>118000100</td><td></td></tr><tr><td>Applikator mit Wattespitze, Holz, 6-Zoll</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-101</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Spritze</td><td>BD</td><td>309625</td><td></td></tr><tr><td>27 G Nadel</td><td>BD</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>Fry Food</td><td>Argent Labs</td><td>F-ARGE-PTL-CN</td><td>bei -20 &deg; C</td></tr><tr><td>Mikropipetten-Abzieher</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>Modell P-97</td><td>Box Filament FB330B<</td></tr><tr>td colspan="4">20x E2 (1 L); bei RT</td></tr><tr><td>lagern 17,5 g NaCl</td><td>Fisher</td><td>Scientific S671-500</td><td></td></tr><tr><td>0,75 g KCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>P217-500</td><td></td></tr><tr><td>2,90 g CaCl2&middot; 2H2O</td><td>Sigma</td><td>C7902-500G</td><td></td></tr><tr><td>4,90 g MgSO4&middot; 7H2O</td><td>Merck</td><td>MX0070-1</td><td></td></tr><tr><td>0,41 g KH2PO4</td><td>Fisher</td><td>Scientific P285-500</td><td></td></tr><tr><td>0,12 g Na2HPO4</td><td>Sigma</td><td>S0876-500G</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">500x NaCO3 (10 ml); </stark> frisch machen, zusätzlich</td></tr><tr><td>0,35 g NaCO3</td><td>Sigma</td><td>S5761<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">1x E2 (1 L); bei RT</td></tr><tr><td>50 ml 20x E2</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>lagern, 2 ml frisch, 500x NaCO3</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

rückenmarksdurchtrennung in der zebrafisch-larven

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Säugetiere nicht in sensorischen und motorischen Erholung nach einer Rückenmarksverletzung aufgrund des Fehlens von axonalen Nachwachsen unter dem Niveau von Verletzungen sowie die Unfähigkeit, Rückenneurogenese wieder aufzunehmen. Doch einige anamniotes einschließlich der Zebrafisch Danio rerio Ausstellung auch nach der kompletten Durchtrennung des Rückenmarks sowohl sensorische und funktionelle Wiederherstellung. Die erwachsenen Zebrafisch ist ein Modellorganismus für das Studium Regeneration nach Rückenmarksverletzungen, mit sensorischen und motorischen Erholung von 6 Wochen nach der Verletzung. Um die Vorteile der in vivo Analyse der Regenerationsprozess in der transparenten Larven Zebrafisch als auch genetische Werkzeuge nicht in der Erwachsenen zugänglich zu machen, verwenden wir die Zebrafisch-Larven, um die Regeneration nach Rückenmarksdurchtrennung zu studieren. Hier zeigen wir ein Verfahren zur reproduzierbar und nachweisbar Trennung des Larvenrückenmark. Nach Durchtrennung, zeigt unsere Daten sensorischen Erholung Anfang mit 2 Tagen nach der Verletzung (dpi), Witzh ist der C-Bogen-Bewegung um 3 dpi und die Wiederaufnahme des freien Schwimmen von 5 dpi nachweisbar. So schlagen wir die Zebrafisch-Larven als Begleiter Werkzeug an die erwachsenen Zebrafisch für das Studium der Regeneration nach Rückenmarksverletzungen.

Um die Schwere der Gewebeschädigung die Verletzungsstelle umgebenden reduzieren, ist die richtige Abschrägung der Mikropipette kritisch. 1A zeigt eine korrekt abgeschrägte Spitze. Mit einem Tipp, der zu breit ist (Abbildung 1B) neigt dazu, in höheren Todesopfer führen durch die erhöhte Wahrscheinlichkeit von nicking die dorsale Aorta, während ein Tipp, der zu schmal ist (Abbildung 1C) neigt dazu, Blick von der Haut statt Schneiden von Gewebe. <p class="jove_content"...

Nach Durchtrennung des Rücken, erwachsenen Zebrafisch haben die funktionelle Erholung von 6 Wochen nach der Verletzung. Um die Vorteile der Larven Transparenz und schnellere Erholung zu nehmen, stellen wir ein Verfahren zur Durchtrennung des Rückenmarks Larven. Nach Durchtrennung beobachten wir sensorischen Erholung ab 2 Tage nach der Verletzung, und C-Bogen-Bewegung um 3 Tage nach der Verletzung.

Rückenmarksdurchtrennung in der Zebrafisch-Larven

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

Das allgemeine Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine vollständige Quersektion des Rückenmarks bei larvalen Zebrafischen mithilfe einer relativ hohen Durchsatzleistung und reproduzierbaren Methode sicherzustellen, wobei die Überlebensrate maximiert wird. Dies wird erreicht, indem zunächst erwachsene Tiere des geeigneten Genotyps verpaart und gegebenenfalls selektiert werden. Der zweite Schritt besteht darin, die Embryonen bis fünf Tage nach der Befruchtung aufzuziehen. Anschließend wird die Durchtrennung mit einer abgeschrägten Mikroinjektionspipette durchgeführt. Schließlich dürfen die verletzten Fische in antibiotikahaltigem Medium regenerieren, bis das Experiment beendet ist. Letztendlich wird mittels Immunfluoreszenzmikroskopie die Reaktion der neuronalen Vorläuferzellen auf die Verletzung dargestellt.Die Hauptvorteile dieser Technik im Vergleich zu bestehenden Methoden wie jenen, die von den Laboren Becker und Fetcher entwickelt wurden, umfassen eine größere Anzahl von Versuchstieren, eine kürzere Erholungszeit sowie die Nutzung genetischer Werkzeuge, die im adulten Zebrafisch sonst nicht verfügbar sind. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Regeneratio

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Die hier vorgestellte Methode umfasst die genaue Verletzung des Lebens Zebrafischembryonen mit hochenergetischer Laserpulse und der anschließenden Analyse dieser Verletzungen und deren Wiederherstellung mit der Zeit. Wir zeigen auch, wie genetisch markierten einzelne oder Gruppen von Skelettmuskelzellen kann während und nach der Laser-Licht induzierten Schäden verfolgt werden.

Laser-Schädigung der Zebrafisch Embryonale Skeletal Muscle

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Dissection und seitlicher Anbau von Zebrafisch-Embryonen: Analyse der Rückenmarksentwicklung

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Komplette Spinal Cord Injury and Brain Dissection Protokoll für spätere Wholemount<em&gt; In-situ</em&gt; Hybridisierung in Larven Seeneunauge

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Beurteilung der Schwimmausdauer und des Schwimmverhaltens bei erwachsenen Zebrafischen

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Kontrollierte halbautomatische laserinduzierte Verletzungen zur Untersuchung der Rückenmarksregeneration bei Zebrafischlarven

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Rückenmarkstransektion bei Xenopus laevis Kaulquappen

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Ein Kryoverletzungsmodell zur Untersuchung der Skelettmuskelregeneration des Schwanzstiels bei erwachsenen Zebrafischen

Hier stellen wir ein Protokoll zur Transplantation von Zellen mit hoher räumlicher und zeitlicher Auflösung in Zebrafischembryonen und -larven in jedem Stadium zwischen mindestens 1 und 7 Tagen nach der Befruchtung vor.

Hochauflösende Zelltransplantation in embryonalen und larvalen Zebrafischen

Erfahren Sie eine reproduzierbare Methode zur Rückenmarksdurchtrennung bei Zebrafisch-Larven mit schneller funktioneller Erholung. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung neuraler Reparaturmechanismen in vivo.

Rückenmarksdurchtrennung in der Zebrafisch-Larven

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