Name: Zwei-Photonen- In vivo Imaging von dendritischen Dornen in der Maus Cortex Mit einem ausgedünnten Schädel Vorbereitung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-12T22:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 53 s
Description: Erfahren Sie die Zweiphotonen-Mikroskopie zur Bildgebung dendritischer Dornen im lebenden Mäusekortex mit ausgedünntem Schädelpräparat. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung synaptischer Dynamik und struktureller Reorganisation im intakten Gehirn.

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Wir danken James Perna für die grafische Darstellung. Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse aus dem National Institute of Mental Health, um YZ unterstützt

Genehmigung braucht, um von zu Hause aus Institutionen vor Beginn der Operation und bildgebenden Studie gewonnen werden. In dieser Handschrift beschriebenen Experimente wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien und Vorschriften von der University of California, Santa Cruz Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss durchgeführt. 1. Chirurgie <ol><li> Autoklav alle chirurgischen Instrumenten und sterilisieren Sie den Arbeitsbereich mit 70% Alkohol gründlich vor der Operation. </li><li> Anesthetize die Maus durch intraperitoneale (IP) Injektion von KX Anästhesielösung (200 mg / kg Ketamin und 20 mg / kg Xylazin) nach der Mauskörpergewicht. Hinweis: KX Dosierung kann je nach Stamm, Alter angepasst und Gesundheitsstatus der Mäuse. Veterinär Beratung, die optimale Dosis zu bestimmen ist ebenfalls empfehlenswert. </li><li> Führen Sie eine Zehe-Pinch-Test in regelmäßigen Abständen durch Drücken der Maus die Zehen und die Überprüfung für eine reflexive Reaktion auf die Anästhesie-Status überwachen.Stellen Sie sicher, dass die Maus vollständig vor Beginn der Operation betäubt. Hinweis: Bei längerer Imaging-Sitzungen, überprüfen Sie den Status der Anästhesie Maus regelmäßig, verwalten zusätzlichen KX wenn nötig. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf einem Heizkissen, um die Körpertemperatur während der Operation zu erhalten. </li><li> Rasieren Sie den Kopf der Maus mit einer Rasierklinge die Kopfhaut aus. </li><li> Sterilisieren Sie die rasierte Fläche durch Abwischen der Haut mit Alkohol-Pads und Wechsel betadine. Entfernen Sie alle Resthaarabschnitten. </li><li> Augensalbe, beide Augen zu schmieren vorsichtig anwenden, damit verhindert bleibende Schäden durch Austrocknung während des Experiments verursacht. </li><li> Machen Sie einen geraden Schnitt entlang der Mittellinie der Kopfhaut, und bewegen Sie die Haut seitlich zu den Rändern des Schädels. </li><li> Entfernen Sie das Bindegewebe am Schädel befestigt. </li></ol> 2. Verdünnt Schädel-Vorbereitung <ol><li> Identifizieren Sie den Abbildungsbereich auf Basis von ster. eotaxic Koordinaten Hinweis: Versuchen Sie, große Blutgefäße, die Blocklichteinfall zu vermeiden und verwischen die abgebildeten Strukturen. Gefäßsystem lässt sich am besten beobachten, wenn der Schädel ist feucht mit steriler Kochsalzlösung. </li><li> Verwenden Sie den High-Speed-Mikrobohrer dünne einem kreisförmigen Bereich von Schädel (0,5 bis 1,0 mm Durchmesser). Bewegen Sie den Bohrer parallel zur Schädeloberfläche, anstatt hielt es gegen den Schädel und nach unten drücken. Drill, bis sowohl die äußere kompakte Knochenschicht und der Mittel spongiösen Knochenschicht entfernt werden. Hinweis: Um Schäden durch Überhitzung zu vermeiden, sollten längeren Kontakt zwischen dem Bohrmeißel und dem Schädel. </li><li> Weiterhin Verdünnen des inneren kompakten Knochenschicht mit einer mikrochirurgischen Klinge in der Mitte der Drill verdünnten Bereich. Halten Sie die mikro Klinge in einem Winkel von etwa 45 ° um den Schädel ohne Niederdrücken gegen den Schädel, bis eine gleichmäßig verdünnte kleinen Bereich (200-300 &amp;mgr; m Durchmesser) mit einer Dicke von ungefähr kratzenly 20-30 &amp;mgr; m erhalten wird. . Aufgrund der Eigenfluoreszenz des Schädels, kann die Dicke durch Abtasten des Abstandes zwischen der oberen und unteren Oberfläche des Schädels unter dem Zwei-Photonen-Mikroskop gemessen werden Hinweis: Obwohl ein Schädel Dicke von weniger als 20 um eine gute Bildqualität, es wird nicht empfohlen, weil es die Ausdünnungsprozess in nachfolgenden Re-Imaging-Sitzungen schwierig. Eine Überverdünnung zu verhindern, die Dicke des Schädels muß während der Operation periodisch überprüft werden (siehe Diskussion). </li></ol> 3. Immobilisierung <ol><li> Knochentrümmer vorsichtig entfernen. </li><li> Setzen Sie einen kleinen Tropfen Sekundenkleber an jeder Kante der Mittelöffnung der sterilen Kopfplatte, die seit autoklaviert hat (siehe Abbildung 1). Halten Sie die Kopfplatte fest gegen den Schädel mit dem verdünnten Bereich in der Mitte der Öffnung befindet Hinweis:. Wenn der Kleber verunreinigt die ausgedünnten region durch Unfall, entfernen Sie ihn vorsichtig mit der mikrochirurgischen Klinge. </li><li> Ziehen Sie die Haut von den Seiten des Schädels, um die Kanten der Mittelöffnung der Kopfplatte. </li><li> Warten Sie etwa 10 Minuten, bis die Kopfplatte ist gut mit dem Schädel befestigt. </li><li> Legen Sie die Kopfplatte auf zwei Seitenblöcke der Halteplatte und die Schrauben über die Kanten der Kopfplatte festziehen, um die Maus auf der Halteplatte zu immobilisieren (siehe Abbildung 1). Hinweis: Stellen Sie sicher, dass es keine Haut-oder Schnurrhaare zwischen die Kopfplatte und die Blöcke vor dem Anziehen der Schrauben. Eine gute Vorbereitung sollte immobilisierten keine beobachtbare Bewegung des Schädels unter dem Binokular zu zeigen, wenn der Rücken des Tieres streichelte sanft ist. </li><li> . Spülen ausgesetzt Schädel mit Kochsalzlösung, um nicht polymerisierte Klebstoff entfernen Hinweis: Es ist wichtig, um alle verbleibenden Klebstoff zu entfernen, wie nichtpolymerisierten Leim verwischt Bilder und Schäden Mikroskopobjektive &lt;./ Li&gt; </ol> 4. Imaging <ol><li> Nehmen Sie ein Foto von dem Gefäßsystem des Schädels ausgesetzt mit der verdünnten Bereich als Karte ein, die verwendet wird, um die abgebildeten Region in den folgenden Imaging-Sitzungen zu verlegen (siehe Abbildung 2). </li><li> Platzieren Sie die Maus unter dem Mikroskop Bildgebung. Suchen Sie den verdünnten Bereich unter einem 10X Luftziel mit Epi-Fluoreszenz und bewegen Sie den dünnsten Bereich in den Mittelpunkt der Ansicht. </li><li> Fügen Sie einen Tropfen Kochsalzlösung auf der Oberseite des Schädels und wechseln Sie in das 60X Objektiv, das mit sterilem Wasser gespült wurde. Wählen Sie eine Region, wo einzelne dendritische Dornen sind klar entlang Dendriten visualisiert. Identifizieren und beschriften Sie die entsprechende Region auf der Karte 1 durch den Vergleich zwischen der Gefäß epifluoreszenten Ansicht und der Gefäß Foto. </li><li> Tune die Zwei-Photonen-Laser-Wellenlänge nach der Fluorophore. Zum Beispiel 920 nm für YFP; 890 nm für GFP; 1000 nm für DsRed und tdTomato 24. </li><li> Erwerben Bildstapeln mit 2um Schritte auf Verwendung des 60X Ziel der z-Achse. Dieses Bild Stapel umfasst eine ca. 200 um x 200 um Bereich (512 x 512 Pixel) und wird als Karte 2 für die Verlagerung bei der anschließenden Imaging-Sitzungen verwendet wird (siehe Abbildung 2). </li><li> Erwerben neun Bildstapel in Karte 2 mit 3fach digitalem Zoom. Jeder Bildstapel umfasst eine Fläche von ungefähr 70 um x 70 um (512 x 512 Pixel), mit 0,7 &amp;mgr; m Schritten längs der z-Achse. Hinweis: Die Intensität des Lasers sollte unter 40 mW, wenn an Proben gemessen, um Phototoxizität zu minimieren. </li></ol> 5. Rettung <ol><li> Nach der Bebilderung, sanft lösen Sie die Kopfplatte aus dem Schädel. </li><li> Den Schädel und die Haut den ganzen restlichen Kleber entfernen, gründlich reinigen. Hinweis: Alle restlichen Kleber auf der Haut Reizungen verursachen und verlangsamen die Heilung der Haut, während der verbleibende Kleber auf dem Schädel wird die Erosion der Schädel und verursachen einengiogenesis in der neu gewachsenen Knochenschicht, so dass anschließende Umzug und Re-Imaging schwierig. </li><li> Spülen Sie den Schädel und die Haut mit Kochsalzlösung mehrmals. </li><li> Nähen Sie die Kopfhaut mit sterilen chirurgischen Naht. </li><li> Halten Sie das Tier auf einem Heizkissen in einem separaten Käfig. Verwalten Analgetikum Buprenorphin (0,1 mg / kg) subkutan an postoperativen Schmerzen zu mildern. Bringen Sie das Tier zum eigenen Käfig nach vollständiger Genesung. Überwachen Sie die Tier eng (mindestens einmal täglich kontrollieren), bis der Schnitt verheilt und Nähte entfernt werden. Verwalten folgenden Injektionen von Buprenorphin analgetisch, wenn nötig. </li></ol> 6. Reimaging <ol><li> Wiederholen Sie die Schritte 1,1-1,8. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3.1-3.6 </li><li> Suchen Sie zuvor abgebildeten Region durch den Vergleich der Gefäßmuster auf Karte 1 und die dendritische Verzweigungsmuster zu Karte 2. </li><li> Wenn Re-Imaging wird innerhalb von 1 Woche durchgeführt, wiederholen Sie Schritt 2.3, um die dünne Schicht der neu gewachsenen Knochen auf dem ausgedünnten wieder entfernenRegion mit Hilfe der mikrochirurgischen Klinge. Wenn Re-Imaging wird nach mehr als 1 Woche durchgeführt, wiederholen Sie die Schritte sowohl 2.2 und 2.3. Hinweis: Die neu gewachsenen Knochenschicht besteht aus einem weniger kondensierten Struktur im Vergleich zum ursprünglichen kompakte Knochenschicht, was zu einer reduzierten Bildqualität. Deshalb, um die gleiche Qualität zu erwerben, ist es notwendig, dünne Schädel etwas mehr als der bisherige Bildgebungssitzung. </li><li> Stellen Sie die Position und Ausrichtung zu Bildstapeln, die zuvor unter dem Bildstapel Zwei-Photonen-Mikroskop übereinstimmen erhalten. </li><li> Bilder zu erfassen, wie in Schritt 4.6. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 5.1-5.5 nach der Abbildung. </li></ol>

<ol><li>Holtmaat, A., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experience-dependent+structural+synaptic+plasticity+in+the+mammalian+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+reviews.+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Experience-dependent structural synaptic plasticity in the mammalian brain.</a> Nature reviews. Neuroscience. 10, 647-658 (2009).</li>
<li>Fu, M., Zuo, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experience-dependent+structural+plasticity+in+the+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+neurosciences%22%5BJournal%5D)">Experience-dependent structural plasticity in the cortex.</a> Trends in neurosciences. 34, 177-187 (2011).</li>
<li>Yu, X., Zuo, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spine+plasticity+in+the+motor+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Current+opinion+in+neurobiology%22%5BJournal%5D)">Spine plasticity in the motor cortex.</a> Current opinion in neurobiology. 21, 169-174 (2011).</li>
<li>Harms, K. J., Dunaevsky, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+spine+plasticity%3A+looking+beyond+development%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+research%22%5BJournal%5D)">Dendritic spine plasticity: looking beyond development.</a> Brain research. 1184, 65-71 (2007).</li>
<li>Segal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+spines+and+long-term+plasticity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+reviews.+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Dendritic spines and long-term plasticity.</a> Nature reviews. Neuroscience. 6, 277-284 (2005).</li>
<li>Tada, T., Sheng, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+mechanisms+of+dendritic+spine+morphogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Current+opinion+in+neurobiology%22%5BJournal%5D)">Molecular mechanisms of dendritic spine morphogenesis.</a> Current opinion in neurobiology. 16, 95-101 (2006).</li>
<li>Alvarez, V. A., Sabatini, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+and+physiological+plasticity+of+dendritic+spines%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+review+of+neuroscience%22%5BJournal%5D)">Anatomical and physiological plasticity of dendritic spines.</a> Annual review of neuroscience. 30, 79-97 (2007).</li>
<li>Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+laser+scanning+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Two-photon laser scanning fluorescence microscopy.</a> Science. 248, 73-76 (1990).</li>
<li>Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thinned-skull+cranial+window+technique+for+long-term+imaging+of+the+cortex+in+live+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+protocols%22%5BJournal%5D)">Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice.</a> Nature protocols. 5, 201-208 (2010).</li>
<li>Holtmaat, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term%2C+high-resolution+imaging+in+the+mouse+neocortex+through+a+chronic+cranial+window%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+protocols%22%5BJournal%5D)">Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window.</a> Nature protocols. 4, 1128-1144 (2009).</li>
<li>Drew, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+methods%22%5BJournal%5D)">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nature methods. 7, 981-984 (2010).</li>
<li>Szu, J. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thinned-skull+cortical+window+technique+for+in+vivo+optical+coherence+tomography+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Thinned-skull cortical window technique for in vivo optical coherence tomography imaging.</a> J Vis Exp. , (2012).</li>
<li>Mostany, R., Portera-Cailliau, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+craniotomy+surgery+procedure+for+chronic+brain+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A craniotomy surgery procedure for chronic brain imaging.</a> J Vis Exp. , (2008).</li>
<li>Xu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+formation+and+selective+stabilization+of+synapses+for+enduring+motor+memories%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Rapid formation and selective stabilization of synapses for enduring motor memories.</a> Nature. 462, 915-919 (2009).</li>
<li>Fu, M., Yu, X., Lu, J., Zuo, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repetitive+motor+learning+induces+coordinated+formation+of+clustered+dendritic+spines+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Repetitive motor learning induces coordinated formation of clustered dendritic spines in vivo.</a> Nature. 483, 92-95 (2012).</li>
<li>Davalos, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ATP+mediates+rapid+microglial+response+to+local+brain+injury+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+neuroscience%22%5BJournal%5D)">ATP mediates rapid microglial response to local brain injury in vivo.</a> Nature neuroscience. 8, 752-758 (2005).</li>
<li>Tsai, J., Grutzendler, J., Duff, K., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibrillar+amyloid+deposition+leads+to+local+synaptic+abnormalities+and+breakage+of+neuronal+branches%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+neuroscience%22%5BJournal%5D)">Fibrillar amyloid deposition leads to local synaptic abnormalities and breakage of neuronal branches.</a> Nature neuroscience. 7, 1181-1183 (2004).</li>
<li>Pan, F., Aldridge, G. M., Greenough, W. T., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+spine+instability+and+insensitivity+to+modulation+by+sensory+experience+in+a+mouse+model+of+fragile+X+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Dendritic spine instability and insensitivity to modulation by sensory experience in a mouse model of fragile X syndrome.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107, 17768-17773 (2010).</li>
<li>Liu, Z., Condello, C., Schain, A., Harb, R., Grutzendler, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CX3CR1+in+microglia+regulates+brain+amyloid+deposition+through+selective+protofibrillar+amyloid-beta+phagocytosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">CX3CR1 in microglia regulates brain amyloid deposition through selective protofibrillar amyloid-beta phagocytosis.</a> J Neurosci. 30, 17091-17101 (2010).</li>
<li>Tremblay, M. E., Zettel, M. L., Ison, J. R., Allen, P. D., Majewska, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+aging+and+sensory+loss+on+glial+cells+in+mouse+visual+and+auditory+cortices%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Effects of aging and sensory loss on glial cells in mouse visual and auditory cortices.</a> Glia. 60, 541-558 (2012).</li>
<li>Lam, C. K., Yoo, T., Hiner, B., Liu, Z., Grutzendler, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embolus+extravasation+is+an+alternative+mechanism+for+cerebral+microvascular+recanalization%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Embolus extravasation is an alternative mechanism for cerebral microvascular recanalization.</a> Nature. 465, 478-482 (2010).</li>
<li>Kelly, E. A., Majewska, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+imaging+of+mouse+visual+cortex+using+a+thinned-skull+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Chronic imaging of mouse visual cortex using a thinned-skull preparation.</a> J Vis Exp. , (2010).</li>
<li>Marker, D. F., Tremblay, M. E., Lu, S. M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+thin-skull+window+technique+for+chronic+two-photon+in+vivo+imaging+of+murine+microglia+in+models+of+neuroinflammation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A thin-skull window technique for chronic two-photon in vivo imaging of murine microglia in models of neuroinflammation.</a> J Vis Exp. , (2010).</li>
<li>Svoboda, K., Yasuda, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+two-photon+excitation+microscopy+and+its+applications+to+neuroscience%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Principles of two-photon excitation microscopy and its applications to neuroscience.</a> Neuron. 50, 823-839 (2006).</li>
<li>Feng, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+neuronal+subsets+in+transgenic+mice+expressing+multiple+spectral+variants+of+GFP%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP.</a> Neuron. 28, 41-51 (2000).</li>
<li>Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+polished+and+reinforced+thinned-skull+window+for+long-term+imaging+of+the+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain.</a> J Vis Exp. , (2012).</li>
<li>Zhang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+glioma+initiation+in+vivo+through+a+polished+and+reinforced+thin-skull+cranial+window%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Imaging glioma initiation in vivo through a polished and reinforced thin-skull cranial window.</a> J Vis Exp. , (2012).</li>
<li>Pacary, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+and+genetic+manipulation+of+dendrites+and+spines+in+the+mouse+cerebral+cortex+and+hippocampus+using+in+utero+electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Visualization and genetic manipulation of dendrites and spines in the mouse cerebral cortex and hippocampus using in utero electroporation.</a> J Vis Exp. , (2012).</li>
<li>Saito, T., Nakatsuji, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+gene+transfer+into+the+embryonic+mouse+brain+using+in+vivo+electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+biology%22%5BJournal%5D)">Efficient gene transfer into the embryonic mouse brain using in vivo electroporation.</a> Developmental biology. 240, 237-246 (2001).</li>
<li>Lowery, R. L., Majewska, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracranial+injection+of+adeno-associated+viral+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intracranial injection of adeno-associated viral vectors.</a> J Vis Exp. , (2010).</li>
<li>Taniguchi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+resource+of+Cre+driver+lines+for+genetic+targeting+of+GABAergic+neurons+in+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">A resource of Cre driver lines for genetic targeting of GABAergic neurons in cerebral cortex.</a> Neuron. 71, 995-1013 (2011).</li>
<li>Zariwala, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Cre-dependent+GCaMP3+reporter+mouse+for+neuronal+imaging+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A Cre-dependent GCaMP3 reporter mouse for neuronal imaging in vivo.</a> J Neurosci. 32, 3131-3141 (2012).</li>
<li>Kuhlman, S. J., Huang, Z. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+labeling+and+functional+manipulation+of+specific+neuron+types+in+mouse+brain+by+Cre-activated+viral+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">High-resolution labeling and functional manipulation of specific neuron types in mouse brain by Cre-activated viral gene expression.</a> PloS one. 3, (2008).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Um eine erfolgreiche dünnten Schädel Präparat zu erhalten, sind mehrere Schritte in diesem Protokoll entscheidend. 1) Die Dicke des Schädels. Die Schädelknochen hat eine Sandwich-Struktur mit zwei Schichten aus kompaktem Knochen mit hoher Dichte und einer Mittelschicht aus Low-Density-spongiösen Knochen. Während der Hochgeschwindigkeits-Mikrobohrer ist geeignet zum Entfernen der äußeren Schichten der kompakte Knochen und spongiösen Knochen, ist die mikrochirurgische Klinge ideal zum Verdünnen des inneren Schicht aus kom...

Die Säugetier Kortex beteiligt sich an zahlreichen Hirnfunktionen, von der Sinneswahrnehmung und Bewegungssteuerung, um abstrakte Informationsverarbeitung und Kognition. Verschiedene kortikaler Funktionen bauen auf verschiedenen neuronalen Schaltkreisen, die aus verschiedenen Arten von Neuronen, die Kommunikation und den Austausch von Informationen an einzelnen Synapsen gemacht. Die Struktur und Funktion der Synapsen werden kontinuierlich in Abhängigkeit von Erfahrungen und Pathologien modifiziert. In reifen Gehirn nimmt die Form der synaptischen Plastizität beider Stärke Veränderungen und Hinzufügen / Entfernen von Synapsen, spielen eine wichtige Rolle in Bildung und Aufrechterhaltung eines funktionellen neuronalen Schaltkreisen. Dendriten sind die postsynaptischen Komponenten der Mehrzahl der Synapsen im Gehirn von Säugetieren. Die Konstante Umsatz-und morphologische Veränderungen von Stacheln dienen wahrscheinlich als ein guter Indikator für Veränderungen in der synaptischen Verbindungen 1-7 dienen. Zwei-Photonen-Laser-Scanning-Mikropie bietet tiefe Penetration durch dicke, undurchsichtige Vorbereitungen und geringe Phototoxizität, die es für die Live-Darstellung im intakten Gehirn 8 geeignet ist. In Kombination mit Fluoreszenzmarkierung, bietet zwei-Photonen-Imaging ein leistungsfähiges Werkzeug, um in das lebende Gehirn zu spähen und folgen strukturelle Reorganisation an einzelnen Synapsen mit hoher räumlicher und zeitlicher Auflösung. Es wurden verschiedene Methoden verwendet, um Mäuse für Live-Imaging 9-13 vorzubereiten. Hier beschreiben wir eine dünnten Schädel Herstellung von in vivo-Zwei-Photonen-Bildgebung, um die strukturelle Plastizität der postsynaptischen dendritischen Dornen in der Maus Kortex zu untersuchen. Mit diesem Ansatz haben unsere jüngsten Studien ein dynamisches Bild von dendritischen Dorn sich in Reaktion auf motorischen Lern Mit zunehmender Verfügbarkeit von transgenen Tieren mit fluoreszenzmarkierten neuronalen Teilmengen und schnelle Entwicklung der in-vivo-Markierungstechniken dargestellt, können hier beschriebenen ähnliche Verfahren auch angewendet werden, Untersuchungen zute anderen Zelltypen und kortikalen Regionen, zusammen mit anderen Behandlungen, wie auch in Krankheitsmodellen 16-23 verwendet.

<table><tbody><tr><td>Ketamin</td><td>Bioniche Pharma</td><td>67457-034-10</td><td>Gemischt mit Xylazin für die Anästhesie</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>139-236</td><td>Gemischt mit Ketamin für die Anästhesie</td></tr><tr><td>Kochsalzlösung</td><td>Hospira</td><td>0409-7983-09</td><td>0,9 % NaCl für Injektionen und Bildgebung</td></tr><tr><td>Rasierklingen</td><td>Elektronenmikroskopie</td><td>Wissenschaften 72000</td><td>Zweischneidige Rasierklingen aus Edelstahl</td></tr><tr><td>Alkohol-Pads</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-669-62</td><td>Sterile Alkohol-Vorbereitungspads</td></tr><tr><td>Augensalbe</td><td>Henry Schein</td><td>102-9470</td><td>Vaseline Augensalbe steriles Augenschmiermittel</td></tr><tr><td>Hochgeschwindigkeits-Mikrobohrer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-17</td><td>Der Hochgeschwindigkeits-Mikrobohrer eignet sich zum Ausdünnen der äußeren Schicht von kompaktem Knochen und zum Anvisieren eines kleinen Bereichs</td></tr><tr><td>Mikrobohrer-Stahlgrate</td><td>Fine Science Tools</td><td>19007-14 1,4</td><td>mm Durchmesser</td></tr><tr><td>Mikrochirurgische Klinge</td><td>Surgistar</td><td>6961</td><td>Die mikrochirurgische Klinge eignet sich zum Ausdünnen der inneren Schicht aus kompaktem Knochen und der mittleren Schicht aus schwammigem Knochen</td></tr><tr><td>Cyanacrylat-Kleber</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9062131</td><td>Befestigen Sie die Kopfplatte auf dem</td></tr><tr><td>Schädel Naht</td><td>Havard Apparatus</td><td>510461</td><td>Nicht absorbierende, sterile Seidennaht, 6-0 </td></tr><tr><td>Monofilament-Präpariermikroskop</td><td>Olympus</td><td></td><td>SZ61</td></tr><tr><td>CCD-Kamera</td><td>Infinity</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zwei-Photonen-Mikroskop</td><td>Prairie Technologies</td><td></td><td>Ultima IV</td></tr><tr><td>10X Objektiv</td><td>Olympus</td><td></td><td>NA 0,30, Luft</td></tr><tr><td>60X Objektiv</td><td>Olympus</td><td></td><td>NA 1.1, IR-durchlässig, Wasserimmersion</td></tr><tr><td>Ti-Saphir-Laser</td><td>Spectra-Physics</td><td></td><td>Mai Tai HP</td></tr></tbody></table>

zwei-photonen-<em&gt; in vivo</em&gt; imaging von dendritischen dornen in der maus cortex mit einem ausgedünnten schädel vorbereitung

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In der Säugetier Cortex, Neuronen äußerst kompliziert Netzwerken und den Austausch von Informationen an den Synapsen. Veränderungen in der synaptischen Stärke, sowie Hinzufügen / Entfernen von Synapsen, treten in einer Erfahrung abhängig und bietet die strukturelle Grundlage der neuronalen Plastizität. Wie postsynaptischen Komponenten der Synapsen in der Großhirnrinde werden dendritische Dornen als eine gute Proxy von Synapsen sein. Unter Vorteile der Mausgenetik und fluoreszierende Markierungstechniken, einzelne Neuronen und ihre synaptischen Strukturen im intakten Gehirn gekennzeichnet werden. Hier haben wir eine transkranielle Bildgebungsprotokoll einzuführen mit Zwei-Photonen-Laser-Scanning-Mikroskopie zur fluoreszenzmarkierten postsynaptischen dendritischen Dornen im Laufe der Zeit in vivo zu folgen. Dieses Protokoll verwendet einen ausgedünnten Schädel Zubereitung, die den Schädel intakt hält und vermeidet inflammatorische Effekte durch die Exposition der Hirnhäute und die Rinde verursacht. Daher können Bilder sofort nach su erworben werdenrgery durchgeführt wird. Das experimentelle Verfahren kann wiederholt über verschiedene Zeitintervalle im Bereich von Stunden bis zu Jahren durchgeführt werden. Die Anwendung dieser Zubereitung kann auch erweitert werden, um verschiedenen kortikalen Regionen und Schichten sowie andere Zelltypen unter physiologischen und pathologischen Bedingungen zu untersuchen, werden.

In YFP-H Linie Mäusen 25 drückt gelb fluoreszierenden Proteins in einer Teilmenge der Schicht V pyramidalen Neuronen, die ihren apikalen Dendriten auf den oberflächlichen Schichten des Cortex projizieren. Durch den ausgedünnten Schädel Herstellung die fluoreszierend markierten dendritischen Segmente wiederholt unter Zwei-Photonen-Mikroskop über verschiedene Abbildungsintervalle abgebildet werden, im Bereich von Stunden bis Monaten. Hier zeigen wir ein Beispiel eines Vier-Zeitabbildung der gleichen Dendriten ü...

Zeitraffer-Bildgebung am lebenden Tier liefert wertvolle Informationen über die strukturelle Reorganisation im intakten Gehirn. Hier stellen wir ein verdünntes Schädelpräparat vor, das die transkranielle Bildgebung von fluoreszenzmarkierten synaptischen Strukturen in der lebenden Mausrinde mittels Zwei-Photonen-Mikroskopie ermöglicht.

Zwei-Photonen-<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging von dendritischen Dornen in der Maus Cortex Mit einem ausgedünnten Schädel Vorbereitung

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die transkranielle Bildgebung fluoreszenzmarkierter synaptischer Strukturen im lebenden Mauscortex mittels Zweiphotonenmikroskopie zu ermöglichen. Der erste Schritt nach der Anästhesie der Maus ist die Herstellung einer dünneren Schädeldecke. Anschließend wird der Kopf der Maus mit einer speziell angefertigten Halteplatte fixiert.Anschließend werden Bildstapel durch den ausgedünnten Schädel mithilfe der Zweiphotonenmikroskopie aufgenommen. Letztendlich ermöglichte die erneute Lokalisierung und Abbildung der zuvor aufgenommenen Region, die Dynamik dendritischer Dornen über unterschiedliche Zeiträume hinweg unter verschiedenen Bedingungen zu verfolgen.Bereiten Sie die Operation vor, indem Sie eine Maus mit Ketamin und Xylazin anästhesieren und einen Zehenquetschtest durchführen, um eine vollständige Anästhesie sicherzustellen. Anschließend stellen Sie die Maus auf eine Heizplatte und rasieren mit einer Rasierklinge den Kopf. Desinfizieren Sie die rasierte Stelle durch abwechselndes Abwischen mit Alkoholtupfern und entfernen Sie eventuell verbliebene Haarschnitte.Tragen Sie außerdem vorsichtig Augensalbe auf beide Augen auf. Führen Sie danach einen geraden Schnitt entlang der Mittellinie der Kopfhaut durch und schieben Sie die Haut seitlich zu den Rändern des Schädels. Entfernen Sie anschließend das am Schädel anhaftende Bindegewebe, um die Dünnschädelpräparation zu beginnen.Zunächst den gewünschten Bildgebungs Bereich anhand seiner relativen Lage zur Mittellinie und zum bgma identifizieren. Danach den Schädel mit Kochsalzlösung befeuchten, um die Gefäßstruktur zu beobachten, und somit vermeiden, den Schädel in einem Bereich mit großen Blutgefäßen zu verfeinern, da diese die Lichtdurchlässigkeit behindern und die Bildstrukturen unscharf machen. Sobald ein Bereich mit einem Durchmesser von 0,5 bis einem Millimeter ausgewählt wurde, einen Hochgeschwindigkeits-Mikrobohrer verwenden, um einen kreisförmigen Bereich des Schädels zu verfeinern.Bewegen Sie den Bohrer parallel zur Schädeloberfläche, anstatt ihn gegen den Schädel zu drücken und nach unten zu drücken, um Schäden durch Überhitzung zu vermeiden. Vermeiden Sie längeren Kontakt zwischen Bohrer und Schädel, bis sowohl die äußere kompakte Knochenlage als auch die mittlere schwammige Knochenlage entfernt sind. Verwenden Sie anschließend ein mikrochirurgisches Messer, das in einem Winkel von etwa 45 Grad gehalten wird, um die innere kompakte Knochenlage in der Mitte des aufgebohrten Bereichs zu verfeinern.Skrapieren Sie den Schädel, ohne dabei gegen den Schädel zu drücken, bis ein gleichmäßig verdünnter Bereich mit einem Durchmesser von 200 bis 300 Mikrometern und einer Dicke von etwa 20 bis 30 Mikrometern erreicht ist. Sobald der Schädel ausreichend verdünnt ist, entfernen Sie vorsichtig die Knochenpartikel. Der nächste Schritt besteht darin, die Kopfplatte anzubringen, die aus Rasierklingen gefertigt ist, deren scharfe Kanten mit Klebeband abgedeckt sind.Bringen Sie zunächst einen kleinen Tropfen Cyanacrylat-Kleber an jeder Kante der zentralen Öffnung der Kopfplatte an. Dann zentrieren Sie die Kopfplatte über dem ausgedünnten Bereich. Halten Sie sie fest gegen den Schädel.Ziehen Sie nun vorsichtig die Haut von den Seiten des Schädels zu den Rändern der mittigen Öffnung der Kopfplatte. Halten Sie die Kopfplatte für eine bis zwei Minuten an Ort und Stelle. Warten Sie anschließend weitere acht bis neun Minuten, bis die Kopfplatte fest am Schädel befestigt ist.Nach 10 Minuten die Kopfplatte auf die beiden seitlichen Blöcke der Halteplatte setzen. Anschließend die Schrauben über den Rändern der Kopfplatte festziehen, um die Maus auf der Halteplatte zu fixieren. Während man vorsichtig den Rücken der Maus abstützt, den Kopf der Maus unter einem Stereomikroskop überprüfen, um sicherzustellen, dass der Kopf ordnungsgemäß fixiert ist.Danach spülen Sie den freigelegten Schädel mit Kochsalzlösung, um nicht polymerisierten Klebstoff zu entfernen, um die zuvor abgebildete Region erneut zu lokalisieren. Nehmen Sie in nachfolgenden Bildgebungssitzungen ein Foto der Gefäßversorgung des ausgedünnten Bereichs des freigelegten Schädels auf, das als Karte eins bezeichnet wird. Bringen Sie dann die Maus unter das Bildgebungsmikroskop und lokalisieren Sie den ausgedünnten Bereich unter dem 10×-Luftobjektiv.Unter Verwendung der Epi-Fluoreszenz wird der dünnste Bereich in die Mitte des Sichtfelds bewegt. Nun einen Tropfen Salzlösung auf den Schädel gegeben und auf das 60x-Objektiv gewechselt. Einen Bereich auswählen, in dem einzelne dendritische Dornen entlang der Dendriten deutlich sichtbar sind.Identifizieren und beschriften Sie den entsprechenden Bereich auf Karte eins, indem Sie die Gefäßstruktur zwischen der epifluoreszenten Ansicht und dem Gefäßfoto vergleichen. Anschließend stellen Sie die Wellenlänge des Zwei-Photonen-Lasers gemäß den Fluorofarbstoffen ein. Erstellen Sie dann mit dem 60x-Objektiv Bildstapel mit 2 µm Schritten entlang der Z-Achse, die einen Bereich von etwa 200 µm × 200 µm abdecken.Dies wird als Karte zwei bezeichnet und dient dazu, das bilddendritische Segment während nachfolgender Abbildungssitzungen wiederzufinden. Erfassen Sie nun neun Bildstapel innerhalb der Karte zwei mit dreifacher digitaler Vergrößerung. Jeder Bildstapel umfasst eine ungefähre Fläche von 70 Mikrometer mal 70 Mikrometer bei 0,7-Mikrometer-Schritten entlang der Z-Achse.Nach der Bildgebung lösen Sie vorsichtig die Kopfplatte vom Schädel. Entfernen Sie anschließend mit einer mikrochirurgischen Klinge den restlichen Klebstoff vom Schädel. Spülen Sie danach den Schädel und die Haut mehrmals mit Kochsalzlösung ab und nähen Sie die Kopfhaut mit sterilen chirurgischen Nähten zusammen.Während der Erholungsphase das Tier auf einer Heizplatte in einem separaten Käfig halten und Buprenorphin-Analgetikum subkutan zur Schmerzlinderung nach der Operation verabreichen. Nach vollständiger Genesung das Tier in den Heimkäfig zurückbringen. Um Dendriten an einem anderen Tag erneut abzubilden, das Tier anästhesieren und den Schädel freilegen. Wie zuvor die Kopfimmobilisierung wiederholen, indem die Kopfplatte montiert und mit der Halteplatte verbunden wird.Danach das zuvor abgebildete Gebiet lokalisieren, indem das Gefäßmuster mit Karte eins und das dendritische Verzweigungsmuster mit Karte zwei verglichen werden. Falls die Wiederholung der Bildgebung innerhalb einer Woche erfolgt, kann die dünne Schicht des neu gewachsenen Knochens mit einem mikrochirurgischen Messer entfernt werden. Falls die Wiederholung der Bildgebung nach mehr als einer Woche erfolgt, zuerst den Mikrobohrer und anschließend das mikrochirurgische Messer verwenden, um den Schädel zu verfeinern.Passt nun die Position und Orientierung unter dem Zwei-Photonen-Mikroskop an, um Bildstapel zu erhalten, die mit den zuvor aufgenommenen Bildstapeln übereinstimmen. Nach der Bildaufnahme lässt man die Maus erholen und bringt sie wie zuvor in ihren Käfig zurück, wobei ein Bild des vaskulären Musters um den als Karte eins bezeichneten dünnen Schädelbereich als Referenz für alle nachfolgenden Bildgebungssitzungen dient. Die schwarze Box markiert den Bereich, in dem die Zwei-Photonen-In-vivo-Bilder aufgenommen wurden.Dieses Bild von dendritischen Ästen im motorischen Kortex einer einen Monat alten Maus ist als Karte zwei gekennzeichnet. Der weiße Rahmen zeigt das für die Abbildung ausgewählte dendritische Segment. Im Zeitverlauf wurde dasselbe dendritische Segment am Tag null, Tag zwei, Tag vier und Tag acht mittels Zwei-Photonen-Abbildung untersucht.Neu gebildete Dornfortsätze. Das sind Dornfortsätze, die in der vorherigen Bildgebungssitzung nicht vorhanden waren, und werden durch Pfeilspitzen gekennzeichnet; Dornfortsätze, die zwischen den Bildgebungssitzungen eliminiert wurden, werden durch Pfeile angezeigt. Philip-Podien sind durch Sterne gekennzeichnet, sobald sie beherrscht sind.Diese Technik kann in ein bis zwei Stunden durchgeführt werden, wenn sie ordnungsgemäß durchgeführt wird.

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Forschung

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In diesem Video-und ergänzendes Material zeigen wir ein Protokoll für die...

Chronische Imaging of Mouse Visual Cortex Mit einem ausgedünnten Schädel Vorbereitung

Wir stellen eine Methode, um ein bildgebendes Fenster in der Maus, die Schädel Millimeter überspannt und ist seit Monaten ohne Entzündung des Gehirns stabil zu bilden. Diese Methode wird auch für longitudinale Studien des Blutflusses, Zelluläre Dynamik und Zell / vaskuläre Struktur mit zwei-Photonen-Mikroskopie geeignet.

Eine polierte und verstärkte ausgedünnten Schädel Fenster für Langzeit-Imaging im Gehirn der Maus

Durch die Kombination aus poliertem und verstärkte Dünnschicht-Schädel (Ports) cranial Fenster und Glioblastom (GBM) Zellinjektion können wir beobachten, Gliom Initiierung und Wachstum aus injiziert GBM Zellen in das Gehirn eines lebenden Maus Längsrichtung.

Imaging Gliom Initiation<em&gt; In Vivo</em&gt; Durch eine Poliert und Reinforced Thin-skull Cranial Fenster

Quelle: Pekarek, B. T., et. al., Bildgebung und Quantifizierung von intakten neuronalen Dendriten mittels CLARITY Tissue Clearing. (2021)In diesem Video demonstrieren wir die Präparation, Bildgebung und Analyse eines gereinigten Mäusegehirns, um dendritische Dorne, die Morphologie der Wirbelsäule und die neuronale Verteilung mithilfe von konfokaler Mikroskopie und 3D-Rekonstruktionstechniken zu untersuchen.

Konfokalmikroskopische Bildgebung von intakten dendritischen Dornen und der Morphologie der Wirbelsäule in einem gereinigten Mausgehirn

Dieser Artikel beschreibt ein Arbeitsprotokoll, um Bild dendritischen Dornen von Neuronen im Hippocampus in vitro unter Verwendung Structured Illumination Microscopy (SIM). Super-Resolution-Mikroskopie mit SIM bietet Bildauflösung deutlich über der Lichtbeugungsgrenze in allen drei Raumdimensionen, so dass die Abbildung der einzelnen dendritischen Dornen mit verbesserten Details.

Imaging dendritischen Dornen von Rat Primär Hippocampus Neuronen mit Structured Illumination Microscopy

Dieses Video zeigt das Kraniotomieverfahren, das die chronische Bildgebung von Neuronen im retrosplenialen Kortex der Maus mittels in vivo Zwei-Photonen-Mikroskopie in der transgenen Thy1-GFP-Linie ermöglicht. Dieser Ansatz wird mit der Injektion von mCherry-exprimierenden Adeno-assoziierten Viren in den dorsalen Hippocampus kombiniert. Diese Techniken ermöglichen eine langfristige Überwachung der erfahrungsabhängigen strukturellen Plastizität bei RSC.

Die gleichzeitige Zwei-Photonen<em&gt; In Vivo</em&gt; Imaging der synaptischen Eingänge und Postsynaptische Targets in der Maus retrosplenialen Cortex

Diese Methode beschreibt eine chronische Zubereitung, die den optischen Zugang zum Hippocampus lebender Mäuse ermöglicht. Dieses Präparat kann verwendet werden, um längsinale optische Bildgebung der neuronalen strukturellen Plastizität und aktivitätsbeschworenen zellulären Plastizität über einen Zeitraum von mehreren Wochen durchzuführen.

Längs-Zwei-Photon-Bildgebung des Dorsal Hippocampal CA1 in lebenden Mäusen

Die serielle Block-Face-Rasterelektronenmikroskopie (SBEM) wird angewendet, um dendritische Stacheln im murinen Hippocampus abbilden und analysieren zu können.

Serielle Block-Face-Rasterelektronenmikroskopie (SBEM) zur Untersuchung dendritischer Stacheln

In dieser Arbeit beschreiben wir ein Protokoll, das die Adeno-assoziierte Virusinjektion mit der Implantation eines Schädelfensters kombiniert, um die Dynamik der Mikroglia und die neuronale Aktivität in wachen Mäusen simultan abzubilden.

Simultane Bildgebung von Mikrogliadynamik und neuronaler Aktivität in wachen Mäusen

Dieses Protokoll enthält eine ausführliche Beschreibung eines Schritt-für-Schritt-Ansatzes für ein chronisches Schädelfenster- und mikrovaskuläres Embolismus-Mausmodell, das für die in vivo Zweiphotonenmikroskopie mit fluoreszierenden Polystyrol-Mikrosphären optimiert ist.

Mikrovaskuläres Embolismus-Mausmodell für die In-vivo-Zweiphotonenmikroskopie mit fluoreszierenden Polystyrol-Mikrosphären

Erfahren Sie die Zweiphotonen-Mikroskopie zur Bildgebung dendritischer Dornen im lebenden Mäusekortex mit ausgedünntem Schädelpräparat. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung synaptischer Dynamik und struktureller Reorganisation im intakten Gehirn.

Zwei-Photonen-

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