Name: siRNA Screening zu Ubiquitin und Ubiquitin-ähnlichen System Regler der biologischen Stoffwechselwege in kultivierten Säugerzellen identifizieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-24T14:45:00.000+00:00
Duration: 10 min 43 s
Description: Lernen Sie eine effiziente siRNA-Screening-Methode zur Identifizierung neuer Regulatoren des HIF1A-vermittelten Hypoxie-Responses in Säugerzellen. Diese Technik ist schneller und kostengünstiger als ganzgenomische Ansätze.

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Diese Arbeit wurde von The Wellcome Trust, Glaxosmithkline (GSK) und der schottischen Institut für Zelluläre Signaltransduktion (jetzt Teil des MRC Protein-Phosphorylierung und Ubiquitinierung Unit) unterstützt.

1. Assay Development Stage Hinweis: vor dem Beginn des siRNA-Bildschirm, ist ein Assay Entwicklungsphase entscheidend wichtige Parameter für das Screening mit dem Reporter-Zelllinie festzulegen. Es ist wichtig, erhebliche Anstrengungen in dieser Phase zu investieren, da dies den zukünftigen Erfolg des Bildschirms zu untermauern. <ol><li> Um die Reaktionsfähigkeit der Hypoxie-U20S-HRE-Reporterzelllinie zu charakterisieren, wachsen 2 x 75 cm 2-Kolben von U20S-HRE-Zellen zu 80-90% Konfluenz in Dulbecco modifiziertes Eagle-Medium (DMEM) mit 10% FBS. </li><li> Saugen Sie die Medien aus einem Kolben von Zellen, zweimal waschen mit 10 ml PBS und lösen die Zellen durch Zugabe von 2 ml 0,05% Trypsin-EDTA-Lösung und Inkubation bei 37 ° C für 5 min. Die Zellen in 8 ml DMEM 10% FBS und Pipette auf und ab, um eine homogene Zellsuspension erstellen. </li><li> Je 20 ul der Suspension auf eine Zellzählung Kammer, in zweifacher Ausfertigung, und die Kammer einfügen in eine automatisierte Zelle counter. Klicken Sie auf &quot;Anzeigebild&quot; auf der Zellzähler Software und sicherzustellen, dass die Zellen im Fokus. Klicken Sie auf &quot;Count&quot; und notieren Sie sich die Zelldichte. Wiederholen Sie diesen Vorgang für die andere doppelte und berechnen die durchschnittliche Zelldichte. Verdünne die Zellen mit DMEM 10% FBS in einer Konzentration von 60.000 Zellen / ml. </li><li> Mit einer Mehrkanal-Pipette 100 ul (6.000 Zellen) der verdünnten Zellen auf die gleichen drei Spalten (z. B. A5-H5, H6 A6-und A7-H7) von 5 sterilen weißen Mauern 96-Well-Assay-Platten, und Transfer zum einer befeuchteten 37 ° C Inkubator bei 5% CO 2 über Nacht. Hinweis: diese Platten verwendet werden, um die Hypoxie-abhängigen Luciferase-Ausgang für eine Reihe von Hypoxie Engagements bestimmen: 0 h, 2 h, 6 h, 10 h und 24 h. </li><li> Am Ende des folgenden Tages, notieren Sie die Zeit und fügen Sie die 24-Stunden-Hypoxie Platte auf die Hypoxie-Workstation auf 1% Sauerstoff. Am nächsten Morgen, die Berechnung der Zeit 10 h, 6 h und 2 h vor der 24-Stunden-Platte aufgrund fr entfernt werdenom die Hypoxie-Workstation. Zu diesen Zeiten, fügen Sie die 10 h, 6 h und 2 h Platten an der Hypoxie-Workstation. </li><li> Vorbereitung 30 ml 2x kombiniert Luciferase Lyse / Assay-Puffer (50 mM Tris-Phosphat pH 7,8, 16 mM MgCl 2, 2 mM DTT, 2% Triton-X-100, 30% Glycerin, 1 mM ATP, 1% BSA, 0,25 mM Luciferin und 8 &amp;mgr; M Na 4 P 2 O 7). Anmerkung: Die Komponenten in der aufgeführten Reihenfolge und damit die BSA mindestens 30 min vor der Zugabe von Luciferin und Na 4 P 2 O 7 zu lösen. </li><li> Entfernen Sie alle Platten von der Hypoxie-Workstation zu gegebener Zeit. 100 l 2x Luciferase-Lyse / Assay-Puffer in die entsprechenden Vertiefungen der Testplatte und Abdeckung mit Klarsichtfolie. Schütteln Sie die Platten auf einem Plattenschüttler für 10 min bei 500 Umdrehungen pro Minute, um gründlich zu lysieren die Zellen. </li><li> Übertragen Sie die Plattenstapel zu einem automatisierten 96-Well-Platte Luminometer Rack. Unter dem Menü &quot;Protokolle&quot;, wählen Sie &quot;abs 595&quot;, und markieren Sie alle wells in der On-Screen-Platte Karte unter dem Menü &quot;Auswahl gut&quot; gelesen werden. Klicken Sie auf &quot;Run&quot;, um Lumineszenz von jedem messen und berechnen dann die durchschnittliche Lese jeder Platte. Berechnen Sie die Hypoxie-abhängigen facher Anstieg der Reporteraktivität durch Division der Durchschnittswert der einzelnen Hypoxie Platte durch die durchschnittliche Lese der Normoxie (0 h Hypoxie) Steuerplatte. Hinweis: Es ist wichtig, um eine robuste Hypoxie-abhängigen Luciferase-Reaktion zu beobachten für das Screening geeignet sind. Ein fünfzehnfachen Erhöhung der Reporteraktivität gilt als ausgezeichnet. </li><li> Erstellen Sie ein Master-Steuerplatte, die vier Hochsteuer (HIF1A siRNA) Wiederholungen (wells A1-D1), vier Low-Regelung (FIH1 siRNA) repliziert (Brunnen A12-D12) enthält, nur vier Puffer Kontrolle Wiederholungen (Brunnen E1-H1) und vier Nicht-Ziel-siRNA Kontrollwiederholungen (E12-H12), wobei alle Pools siRNA in einer Konzentration von 200 nM. Hinweis: High-und Low-Steuerelemente werden basierend auf bekannten Weg Regulatoren, und erhöhen decr gegründeterleichtern die Hypoxie-Antwort auf. Alternativ kann der Assay-Entwicklung unter Verwendung einer Teilmenge der Bibliothek verwendet werden, um geeignete Steuerungen zu identifizieren. </li><li> Mit einer Mehrkanal Pipette 10 ul jeder Kontroll-siRNA in einen sterilen weißen Mauern Testplatte. Bereiten Transfektion Mischung von 0,1 ul Transfektionsreagenz in 10 ul reduzierten Serummedium (1:100) pro Vertiefung und Transfer 10 ul Transfektionsmischung jeder Steuer gut. Pipette auf und ab kurz zu mischen, und lassen Sie die Platte für 20-60 min ruhen der Transfektion Komplexbildung zu ermöglichen. </li><li> Bereiten Sie eine Zellsuspension von 75.000 Zellen / ml mit der zweiten Flasche U20S-HRE-Zellen. Mit einer Mehrkanal-Pipette 80 ul (6.000 Zellen) der Zellsuspension in jede Transfektion Mix. Übertragen Sie die Platte an einem befeuchteten 37 ° C Inkubator mit 5% CO 2 für 24 Stunden, dann zu einer Hypoxie-Workstation übertragen für weitere 24 Stunden und führen Luciferase-Assays wie in den Schritten 1,6-1.8. </li><li> Berechnen Sie den Z-Faktor für den hohen und niedrigen Kontrollen mit Hilfe der Formel Z = 1 - [3 x (Standardabweichung der hohen Steuer + Standardabweichung der niedrigen Steuer) / (Mittelwert der hohen Steuer - Mittel der niedrigen Steuer)]. Hinweis: Ein Wert zwischen 0,5 bis 1 zeigt eine ausgezeichnete Test und sollte angestrebt werden. </li></ol> 2. Primäre Bildschirm Hinweis: einmal diese Grundbedingungen aus der Testentwicklungsphase vorhanden sind, der primäre Bildschirm kann in dreifacher Ausfertigung in 96-Well-Plattenformat mit dem folgenden Protokoll durchgeführt werden. <ol><li> Wachsen 7 x 75 cm 2-Kolben von U20S-HRE-Zellen 80-90% Konfluenz in DMEM, ergänzt mit 10% v / v fötalem Rinderserum (FCS). Hinweis: Die folgenden Schritte 2,2-2,13 sollte am Tag 1 durchgeführt werden. </li><li> Initiieren Sie ein Replikat hergestellt, indem ein Master-Steuerplatte, die 200 ul jeder Kontrolle, wie in Schritt 1.9 und Auftauen eine Verdünnungsreihe der siRNA ubiquitome l beschriebenibrary für mindestens 30 min. Hinweis: enthält jede auch einen Pool von vier siRNAs in 17 x 96-Well-Platten mit den Spalten 1 und 12 zusammengesetzt leer für Kontrollen. </li><li> In einer Steril, Etikett (oder Bar-Code) 17 sterile weiße Mauern Testplatten mit Deckel aus Zahlen von 1 bis 17, entsprechend jeder Platte des siRNA-Bibliothek-Serie. </li><li> Zentrifugieren Sie die Master-Steuerplatte und die siRNA-Bibliothek ubiquitome kurz (1 min bei 2.000 xg), um sicherzustellen, dass alle siRNAs sich am Boden des Brunnens. </li><li> Verwenden Sie eine automatische Flüssigkeitsspender, um Roboter &quot;Stempel&quot; 10 ul jeder Kontrolle von der Hauptsteuerplatte auf den 17 Testplatten mit dem gleichen 96-Loch-Spitze-Stack für jede Platte. </li><li> Verwendung einer frischen 96 Vertiefungen Spitze Stapel für jedes der Bibliotheksplatten 17, Transfer 10 ul jeder ubiquitome siRNA zu seinem entsprechenden Testplatte unter Verwendung eines automatisierten Flüssigkeitsabgabevorrichtung. </li><li> Bereiten Sie 40 ml Transfektionsreagenz für die 17 Testplatten mit den Verhältnis es1.10 tablished. Hinweis: Diese enthält zusätzlich 20 ml für die &quot;Totvolumen&quot; in der Zellspender zu berücksichtigen. Der &quot;tote Volumen&quot; bezieht sich auf das Volumen der Flüssigkeit kontinuierlich im Rohrleitungsnetz in der Zelle vorhanden Spender. </li><li> Eine automatisierte Zellspender zu 10 &amp;mgr; l Transfektionsreagenz in jede Vertiefung der 17-Assayplatten übertragen. Kurz schütteln die Testplatten auf einem Schüttler (1 min bei 500 Umdrehungen pro Minute), um eine gute Durchmischung von siRNA und Transfektionsreagenz zu ermöglichen, dann lassen noch bei Raumtemperatur für 20-60 min auf siRNA ermöglichen: Transfektionsreagenz Komplexbildung. </li><li> Zweimal waschen mit zwei 75 cm 2-Kolben von U20S-HRE-Zellen mit 10 ml PBS und nehmen mit 2 ml Trypsin-EDTA bei 37 ° C für 5 min. In 8 ml DMEM 10% FBS zu jedem Kolben und Pipette nach oben und unten mehrere Male, um eine homogene Zellsuspension erstellen. Kombinieren Sie Zellen aus beiden Flaschen und Transfer in ein steriles 50 ml-Kunststoffrohr. </li><li> Berechnen Zellkonzentration durch Pipettieren20 ul Zellen in zweifacher Ausfertigung zu einer Zellzählung Kammer und die Berechnung der durchschnittliche Zellkonzentration von zwei Lesungen eines automatisierten Zellzähler wie in Schritt 1.3 beschrieben. </li><li> Planen 155 ml Zellsuspension verdünnt mit DMEM 10% FBS in einer Konzentration von 75.000 Zellen pro ml in sterile Kunststoffbehälter. Hinweis: Dieses Volumen ist ausreichend für 17 Platten und enthält zusätzlich 25 ml für das Totvolumen in der Zellspender. </li><li> In einer sterilen Magnetrührer zu der Zellsuspension und auf ein Rührwerk im Inneren des Steril gesetzt, um die Zellklumpenbildung zu begrenzen. Äquilibrieren die automatisierte Zellspender mit der Zellsuspension und setzen ihn auf 80 ul der Zellen pro Well (6000 Zellen) zu verzichten. </li><li> Legen Sie jede der 17 Platten, die wiederum auf die automatisierte Zellspender und verzichten Zellen. Aufzeichnen der Zeit und Stapel Platten in Gruppen von 5 platzieren Stapel in einer feuchten 37 º C-Inkubator bei 5% CO 2 für 24 Stunden. Hinweis: die EndkonzentrationsiRNA Pool wird 20 nM in 100 ul Gesamtvolumen sein. Hinweis: Die folgenden Schritte 2,14-2,15 sollte am Tag 2 durchgeführt werden. </li><li> Initiieren Sie die zweite Wiederholungs am Tag 2 nach dem Verfahren in Tag 1 für replizieren 1 (2,2 bis 2,13) ​​skizziert. </li><li> Nach 24 Stunden der Transfektion, Übertragungsplatten aus Replikat 1 in einer sterilen Umgebung zu einer Hypoxie-Workstation mit 1% Sauerstoff eingestellt und lassen für 24 Stunden, um die HRE-Reporter zu induzieren. Hinweis: Die folgenden Schritte 2,16-2,20 sollte an Tag 3 durchgeführt werden. </li><li> Initiieren Sie die dritte Replikat nach dem Verfahren in Tag 1 für replizieren 1 (2,2 bis 2,13) ​​skizziert. </li><li> Nach 24 Stunden der Transfektion, Übertragungsplatten aus Replikat 2 in einer sterilen Umgebung zu einer Hypoxie-Workstation mit 1% Sauerstoff eingestellt und lassen für 24 Stunden, um die HRE-Reporter zu induzieren. </li><li> Zwei Stunden vor replizieren 1 Platten sind der Hypoxie-Arbeitsstation entfernt werden, bereiten 2x 200 ml Luciferase-Lyse / Assay-Puffer wie in 1.6 beschrieben. Hinweis: dieses Volumen inumfasst weitere 20 ml, um sicherzustellen, der Pufferspeicher bleibt gut abgedeckt. </li><li> Entfernen replizieren ein Assay-Platten aus der Hypoxie-Workstation nach 24 Stunden Hypoxie-Exposition und mit Hilfe eines automatisierten Flüssigkeitsspender, 100 l 2x Luciferase-Lyse / Assay-Puffer zu jedem Testplatte und Abdeckung mit Klarsichtfolie. </li><li> Schütteln der Platten auf einem Zell Schüttler für 10 min bei 500 rpm, um gründlich die Zellen zu lysieren. Übertragen Sie jede Platte wiederum mit einem Luminometer Plattenlesegerät und Platten Lumineszenz, wie in Schritt 1.8 beschrieben. Hinweis: Die folgenden Schritte 2,21-2,22 sollte am Tag 4 durchgeführt werden. </li><li> Nach 24 Stunden der Transfektion, Übertragungsplatten aus Wiederholungs 3 in einer sterilen Umgebung zu einer Hypoxie-Workstation mit 1% Sauerstoff eingestellt und lassen für 24 Stunden, um die HRE-Reporter zu induzieren. </li><li> Lesen Sie das Replikat 2 Platten durch folgende Schritte 2,18-2,20 für replizieren 1 verwendet wird. Hinweis: der folgende Schritt 2.23 sollte an Tag 5 durchgeführt werden. </li><li> Lesen Sie die Wiederholungs 3 Platten von folgenden2,18-2,20 Schritt für replizieren 1 verwendet wird. </li><li> Kompilieren aller drei Replikate des primären Bildschirm, und berechnen Sie den Z-Faktor für jede Platte nach der Formel in 1.12 gegeben. Hinweis: wenn eine Platte hat eine Z-Faktor von weniger als 0,5, betrachten Wiederholung dieser Platte, um die Datenqualität zu verbessern. </li><li> Berechnen Sie den Variationskoeffizient (CV) für die hohen und die niedrigen Steuerelementen mithilfe der folgenden Formel: 100 x Standardabweichung der Kontrolle / durchschnittlich Kontrolle. Hinweis: Lebenslauf sollte so niedrig wie möglich sein, ist es sinnvoll, von 10 bis 15% Abweichung zu erwarten. Wenn Variation ist deutlich höher, betrachten Wiederholung der Platte. </li><li> Berechnen Prozent Aktivierung jeder siRNA pro Platte mit Hilfe der folgenden Formel: [(Mittelwert der hohen Steuer - siRNA score) / (Mittelwert der hohen Steuer - Mittel der niedrigen Steuer)] x 100 Darüber hinaus berechnen die Nicht-Ziel-(NT. )-fache der einzelnen siRNA unter Verwendung der Formel [Sample data / Mittelwert von NT]. Für beide Prozent-Aktivierung und NT-fach, berechnen Sie den Durchschnitt der drei replicAtes und kompilieren Sie die Werte. </li><li> Mit den Rohdaten, die Berechnung der Spearman Rangkorrelationskoeffizient (SRCC), um zu bestimmen, wie eng die drei Wiederholungsplatten korrelieren mit der Formel: <img fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/51572/51572eq1.jpg" width="120" /> wobei r = SRCC; d = Differenz zwischen den beiden Zahlen in jedem Paar von Reihen und n = Anzahl der Paare von Daten. Hinweis:. Eine gute Korrelation zwischen Platte Wiederholungen werden Werte in der Nähe, um 1 Wenn ein Replikat zeigt niedrigen SRCC gegen die anderen 2 Platten, weiter zu untersuchen und prüfen, zu wiederholen, dass Platte. </li><li> Entscheiden Sie, welche siRNAs für Sekundärscreening (bis zu 80) ausreichender Interesse sind. Beschäftigen benutzerdefinierte Cut-Offs (zB Auswahl aller siRNAs, die weniger als 5% oder über 95% Prozent-Aktivierung, oder weniger als 0,5 NT-fach oder mehr als 1,5 NT-fach) oder wenden Bioinformatik oder wissensbasierte Argumentation für Cluster suchen trifft innerhalb der gleichen UBL Weg fallen. Hinweis:Normalerweise wird eine Kombination dieser Methoden bestimmt, welche siRNA in sekundären Screening genommen. </li></ol> 3. Sekundäre Bildschirm Hinweis: eine bestätigende sekundären Bildschirm wird auf der Grundlage einer maximal 80 siRNAs von Interesse aus der primären Bildschirm durchgeführt. Diese Zahl kann bequem mit jeder Wiederholung mit vollen Kontrollen nach dem ersten Bildschirm auf einem einzigen 96-Loch-Platte plattiert (siehe 2.2) durchgeführt werden. Es ist sehr nützlich, um zu bestätigen, dass die in der primären Bildschirm identifiziert Regula reproduzierbar entlocken den gleichen Phänotyp, und dies wird in die Verfeinerung der Triage-Entscheidungen, auf die trifft sollte bis zum letzten tertiären / Entfaltung Bildschirm durchgeführt werden zu unterstützen. <ol><li> Wachsen 1 x 75 cm 2-Kolben-HRE U20S-Zellen 80-90% Konfluenz in DMEM mit 10% FBS. </li><li> Notieren Sie sich die Kennzeichen und den Standort der primären Bildschirm Hits, und planen ihre neue Position auf dem zweiten Bildschirm Kirschen gepflückt Masterplatte, so dass die Spalten 1 eind 12 kostenlos für Kontrollen. Bereiten Sie die Masterplatte wie in 1.9, aber mit einem Gesamtvolumen von jedem Steuer von 50 pl. </li><li> Tauen Sie eine zweite Verdünnungsreihe der ubiquitome Bibliothek (beiseite für cherry-picking einzelnen siRNA-Pools) für mindestens 30 min. Zentrifugieren Sie die Platten kurz (1 min bei 2.000 xg) fügen Sie dann 50 ul der sekundären Bildschirm siRNAs, um ihre neue Platte Orten auf der Kirschen gepflückt Masterplatte. </li><li> Führen Sie den zweiten Bildschirm mit der gleichen Basisprotokoll für den primären Bildschirm mit folgenden Änderungen vor: (a) alle drei Wiederholungen laufen am selben Tag in einer Testplatte pro Wiederholung und (b) einstellen Volumina von Reagenzien entsprechend. </li></ol> 4. Tertiär / Entfaltung Bildschirm Hinweis: tertiäre oder Entfaltung Screening ist auf maximal 20 siRNAs aus dem sekundären Bildschirm durchgeführt. Dieser Schritt besteht darin, die Wirkung der Zuschlags prüfen unter Verwendung jedes einzelnen siRNA vom ursprünglichen Pool von vier. Normalerweise sollte mindestens zwei Einzel siRNA-Doppelstränge aus jedem Pool denselben Phänotyp unerlaubt auf ein vernünftiges Maß an Vertrauen, dass der beobachtete Phänotyp ist nicht durch siRNA Off-Target-Effekte haben. Um das Vertrauen in diesem Stadium weiter zu erhöhen, können zusätzliche einzelne siRNA-Duplexe Targeting das betreffende Gen konstruiert und auf ihre Fähigkeit, die gegebenen Phänotyp hervorrufen getestet werden. Ergebnisse aus diesen Experimenten kann dann verwendet werden, um die Punktzahl H, wobei H = 0,6 oder mehr (das heißt, wenn mindestens 3 der 5 einzelnen siRNAs hervorrufen den Phänotyp) als akzeptabel 6 zu berechnen. <ol><li> Wachsen einem 75 cm 2-Kolben-HRE U20S-Zellen 80-90% Konfluenz in DMEM mit 10% FBS. </li><li> Erstellen Sie eine Platte Karte für den tertiären Bildschirm durch die Planung der Lage der vier einzelnen siRNA-Doppelstränge von jedem Treffer auf dem Bildschirm tertiären Masterplatte, so dass die Spalten 1 und 12 frei für Kontrollen. Bereiten Sie die Masterplatte wie in 1.9, sondern mit einem GesamtLautstärke der einzelnen Steuer von 50 ul. </li><li> Tauen die Entfaltung / siRNA einzelnen Platten und 50 ul der einzelnen siRNAs (200 nM) in jede Vertiefung des tertiären Bildschirm Masterplatte entsprechend der Platten Karte (4.2) für drei x 10 ul Wiederholungen und eine komfortable 20 ul Über ermöglichen . </li><li> Führen Sie die tertiäre Bildschirm mit der gleichen Basisprotokoll für den primären Bildschirm beschrieben mit folgenden Änderungen: (a) alle drei Wiederholungen laufen am selben Tag in einer Testplatte pro Wiederholung und (b) einstellen Volumina von Reagenzien entsprechend </li></ol> Hinweis: Idealerweise sollte die Schwelle für die einzelnen siRNA-Doppelstränge sollten die gleiche Stringenz eingestellt werden abgeschnitten als für den Pool. Jedoch kann es akzeptabel sein, um die Schwelle von 10-20% für einzelne siRNAs entspannen, insbesondere wenn zumindest einer anderen Duplex innerhalb der eingestellten Schwellenwert fällt. Es lohnt sich, unter Berücksichtigung, dass die individuelle Wirkung von siRNAs kann weniger sein als die derder Pool, und umgekehrt, in einigen Fällen einzelne siRNAs kann eine stärkere Wirkung auf die zelluläre Phänotyp in Isolation, als wenn es in den Pool (auch bei Konzentration wird berücksichtigt) existiert zu zeigen.

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die Verwendung von genomweiten siRNA-Bildschirme in Säugerzellen hat sich als äußerst wertvoll bei der Identifizierung neuer Regulatoren von verschiedenen biologischen Wege zu sein. Hier haben wir den Einsatz einer gezielten ubiquitome siRNA Bildschirm, um Regulatoren des HIF1A-vermittelte zelluläre Antwort auf Hypoxie zu identifizieren beschrieben. Gezielte Bildschirme werden immer attraktiver, da sie in der Regel billiger, schneller, einfacher zu verwalten und Bericht nur auf den Weg Komponenten, in denen die Ermittle...

Modifikation von Proteinen mit Ubiquitin und Ubiquitin-ähnlichen Molekülen (UBLs) stellt eine expansive biochemischen Systems, die verschiedene biologische Pfade und Stress-Reaktionen reguliert. Die kovalente Bindung von UBLs ihre Zielproteine ​​können verschiedene Ergebnisse Regulierung der Stabilität, Lokalisierung, Funktion oder interactome des Substrats 1 aufweisen. Die enzymatischen Schritte UBL Änderung zugrunde liegenden wurden zunächst für Ubiquitin gegründet, und jetzt als Paradigma für die Modifikation mit den meisten UBLs, einschließlich SUMO, NEDD8, ISG15 und FAT10 zu dienen. Für die Modifikation auftritt, wird die Carboxylatgruppe des UBL Diglycin Motiv zunächst durch einen aktivierenden Enzym E1 aktiviert, um einen Hochenergie-thiol, die dem Cystein des aktiven Zentrums eines konjugierenden Enzym E2 übertragen wird, zu bilden. Die E2 interagiert dann mit einem substratgebundenen E3-Ligase, um die Übertragung des UBL auf (in der Regel) eine Ziellysinrest Schaffung eines verzweigtkettigen (Isopeptid) Zugstange 2 zu vermitteln. Aufeinanderfolgende Runden der Modifikation kann auftreten Isopeptid Ketten auf dem Substrat, die für Ubiquitin kann durch jedes der sieben Lysine auftreten oder durch ihre N-terminale Methionin zu bauen, um lineare Ubiquitin-Ketten zu erzeugen. Diese Änderungen bilden diskrete Topologien mit verschiedensten Zwecke wie die Erstellung von neuen Interaktionsmotiven und Targeting-Proteine ​​für den Abbau vor UBL Entfernung durch Fach Proteasen. Im Fall von Ubiquitin zwei E1 Enzyme, 30-40 E2 konjugierenden Enzyme, mindestens 600 E3-Ligasen und etwa 100 deubiquitylating Enzyme (DUBs). Während die Wege sind für die anderen 10 oder so UBLs weniger expansiv, bietet die Gesamt ubiquitome Komplexität große Vielfalt in der biologischen Ergebnis einer bestimmten UBL Änderung. , Während die großen Fortschritte in der UBL Biologie gemacht worden sind, die genauen zellulären Rollen von der Mehrheit dieser ubiquitome Komponenten bleiben jedoch unbekannt. Die Verwendung von short interfering Ribonukleinsäure (siRNA) als ein mächtiges Werkzeug in der reversen Genetik aufgrund der Fähigkeit von siRNAs, um gezielt zellulären mRNAs für die Zerstörung entstanden, so dass die Rolle einzelner Gene in verschiedenen biologischen Zusammenhängen 3 untersucht werden. Gesamtgenom-Bildschirme wurden zur Identifizierung und Validierung neuer Regulatoren vieler zellulärer Prozesse und haben eine Fülle von nützlichen Daten zugänglich zu weiteren wissenschaftlichen Community. Doch während des gesamten Genoms Bildschirme äußerst nützlich erwiesen, sind gezielte Bildschirme immer beliebter, da sie billiger sind, schneller, beinhalten weniger Datenmanagement und Bericht nur auf Mitglieder des Genoms, in dem die Ermittler am meisten interessiert. Deshalb, um besser zu verstehen, welche zellulären Prozesse UBL Familien Komponenten beteiligt sind, haben wir eine menschliche siRNA-Bibliothek gezielt alle bekannten und vorhergesagten Komponenten des ubiquitome zusammengestellt. Dies beinhaltet die UBLs, E1 aktivierende Enzyme, E2 konjugierendeEnzyme, E3-Ligasen, Ubiquitin-bindende Domäne (UBD) enthaltende Proteine ​​und DUBs. Diese Bibliothek kann auf Bildschirm gegen ein breites Spektrum von Reporter-Zelllinien von verschiedenen biologischen Fragestellungen verwendet werden, so dass die unvoreingenommene Identifizierung neuer Komponenten UBL über diese Wege. Das folgende Protokoll beschreibt, wie eine strenge gezielte siRNA ubiquitome Bildschirm, um neue Regulatoren der HIF1A abhängige Reaktion auf Hypoxie zu identifizieren durchzuführen. Unter normalen Sauerstoffspannung ist HIF1A unterliegen Prolylhydroxylierung, die es von der Von Hippel Lindau (VHL)-E3-Ligase-Komplex 4 erkannt und für den Abbau gezielt verursacht. Hypoxie hemmt Prolylhydroxylierung, die zur Stabilisierung der HIF1A und die anschließende Bindung an Hypoxie-Response-Elemente (HRE), um die Genexpression zu fahren. Hier mit U20S Osteosarkom-Zellen unter der Kontrolle von drei Tandemkopien der Hy stabil exprimieren Luciferase beschreiben wir eine BildschirmHypoxie-Response-Faktor (U20S-HRE-Zellen) 5. Dieses Protokoll kann für jeden biologischen Weg angepasst werden, wenn ein robustes Auslesen der Reporteraktivität erreichbar ist und mit geeigneten positiven und negativen Kontrollen gekoppelt werden kann.

<table><tbody><tr><td>Automatisierter Flüssigkeitsspender</td><td>Fluid-X</td><td>XPP-721</td><td>http://www.fluidx.eu/BIOTRACK/xpp-721-liquid-handling-system.html</td></tr><tr><td>weißwandige Assay-Platte</td><td>Greiner Bio One</td><td>655083</td><td>http://www.greinerbioone.com/en/row/articles/catalogue/article/37_11/13221/</td></tr> <tr><td>Klarsicht-Plattenfolie</td><td>Perkin Elmer</td><td>1450-461</td><td>http://www.perkinelmer.co.uk/Catalog/Product/ID/1450-461</td></tr><tr><td>siRNA-Bibliothek</td><td>Thermo Scientific</td><td>On-Target Plus</td><td>http://www.thermoscientificbio.com/rnai-and-custom-rna-synthesis/sirna/on-targetplus-sirna/search-gene/</td></tr> <tr><td>Transfektionsreagenz</td><td>Invitrogen</td><td>Lipofectamine RNAimax</td><td>http://www.invitrogen.com/site/us/en/home/Products-and-Services/Applications/Protein-Expression-and-Analysis/Transfection-Selection/lipofectamine-rnaimx.html</td></tr><tr><td>Reduziertes Serummedium</td><td>Invitrogen</td><td>Optimem</td><td>http://products.invitrogen.com/ivgn/product/31985062?ICID=search-product</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Invitrogen</td><td>41965-039</td><td>http://products.invitrogen.com/ivgn/product/41965039#</td></tr><tr><td>FBS</td><td>Invitrogen</td><td>16000-044</td><td>https://products.invitrogen.com/ivgn/product/16000044?ICID=search-product#</td></tr><tr><td>Tryspin-EDTA</td><td>Invitrogen</td><td>25300-054</td><td>https://products.invitrogen.com/ivgn/product/25300054?ICID=search-product#</td></tr></tbody></table>

sirna screening zu ubiquitin und ubiquitin-ähnlichen system regler der biologischen stoffwechselwege in kultivierten säugerzellen identifizieren

siRNA Screening to Identify Ubiquitin and Ubiquitin-like System Regulators of Biological Pathways in Cultured Mammalian Cells

Posttranslationale Modifikation von Proteinen mit Ubiquitin und Ubiquitin-artige Moleküle (UBLs) als dynamische Zellsignalisierungsnetz, die verschiedene biologische Pfade einschließlich der Hypoxie-Antwort, Proteostase, die die DNA-Reparatur und Transkription reguliert Schwellen. Um besser zu verstehen, wie UBLs regeln für die menschliche Krankheitsbahnen, haben wir eine menschliche siRNA zusammengestellt &quot;ubiquitome&quot; Bibliothek, bestehend aus 1.186 siRNA-Duplex-Pools gezielt alle bekannten und vorhergesagten Komponenten der UBL-System Wege. Diese Bibliothek kann gegen eine Reihe von Zelllinien, die Reporter von verschiedenen biologischen Wege, um zu bestimmen, die UBL Komponenten wirken als positive oder negative Regulatoren des Weges in Frage zu sehen sein. Hier beschreiben wir ein Protokoll unter Verwendung dieser Bibliothek in ubiquitome-Regulatoren des HIF1A-vermittelte zelluläre Antwort auf Hypoxie mit einem Transkriptions-basierte Luciferase-Reporter identifizieren. Eine erste Testentwicklungsstadiumdurchgeführt, um geeignete Screening-Parameter der Zelllinie, bevor Sie den Bildschirm in drei Stufen festgelegt: Primär-, Sekundär-und Tertiär / Entfaltung Screening. Der Einsatz von über gesamte Genom siRNA-Bibliotheken gezielt wird immer beliebter, denn es bietet den Vorteil der Berichterstattung nur auf die Mitglieder der Weg, mit dem die Ermittler am meisten interessiert sind. Trotz inhärenten Grenzen der siRNA-Screening, insbesondere Falsch-Positiven von siRNA Off-Target-Effekte verursacht, die Identifizierung neuer Regulatoren echt der Wege in Frage, überwiegen diese Mängel, die durch die Durchführung einer Reihe von sorgfältig durchgeführten Kontrollexperimente überwunden werden können.

Vor dem Screening wird die Hypoxie-Reaktionsfähigkeit der HRE U20S-Zellen etabliert. U20S-HRE-Zellen exprimieren ein Reporterkonstrukt, bestehend aus Leuchtkäfer-Luciferase stromabwärts drei Tandemkopien der Hypoxie-Antwortelement, das von der HIF1A/HIF1B Heterodimer bei Einwirkung von Hypoxie (1A) gebunden ist, kondensiert ist. Die Zellen werden in einer Hypoxie-Workstation für eine Reihe von mal zu ermitteln, welche Hypoxie Exposition produziert die wirksamste Antwort für das Screening gestellt. U20S ...

Hier beschreiben wir eine Methode, um eine gezielte siRNA &quot;ubiquitome&quot;-Bildschirm, um neue Ubiquitin und Ubiquitin-ähnliche Regulatoren des HIF1A-vermittelte zelluläre Antwort auf Hypoxie zu identifizieren durchzuführen. Dies kann zu jedem biologischen Weg, wo ein robuster Auslesen der Reporteraktivität ist angepasst werden.

siRNA Screening zu Ubiquitin und Ubiquitin-ähnlichen System Regler der biologischen Stoffwechselwege in kultivierten Säugerzellen identifizieren

Post-translational modification of proteins with ubiquitin and ubiquitin-like molecules (UBLs) is emerging as a dynamic cellular signaling network that ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, die Beteiligung neuer Komponenten von Ubiquitin und Ubiquitin-ähnlichen Modifikatorsystemen an biologischen Signalwegen zu identifizieren, wobei die HF-1-alpha-abhängige Hypoxieantwort als Beispiel verwendet wird. Dies wird erreicht, indem zunächst die Reaktion der Reporterzelllinie auf die Hypoxie des Umweltstimulus optimiert wird, so dass sie für das Screening geeignet sind. Der zweite Schritt des Verfahrens besteht darin, die hohen und niedrigen Kontrollen festzulegen, um einen geeigneten Z-Faktor für das Screening zu erhalten.Nachdem die Parameter festgelegt sind, wird das primäre irna-Screening in dreifacher Ausfertigung durchgeführt, danach werden die Treffer durch sekundäre und tertiäre Dekonvolutionsscreenings bestätigt. Letztendlich können die Ergebnisse neue Ubiquitin und Ubiquitin-ähnliche Systemregulatoren des betreffenden biologischen Signalwegs aufdecken. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie dem gesamten Genom-Irna-Screening besteht darin, dass das Targeting-Screening schneller, einfacher durchzuführen und kostengünstiger ist und nur über die Mitglieder des biochemischen Signalwegs berichtet, an denen der Untersucher am meisten interessiert ist, um sie zu charakterisieren.Die Hypoxie-Reaktionsfähigkeit der U2 O-S-H-R-E Reporterzelllinie hat 2 75 Zentimeter Quadratkolben mit Zellen in DMM mit 10% FBS bereit. Wenn die Zellen bei 80 bis 90 % Confluence sind, aspirieren Sie das Medium aus einem Kolben und waschen Sie diese Zellen zweimal mit 10 Millilitern PBS. Tryps anisieren die Zellen und suspendieren sie in acht Millilitern DMM mit 10 % FBS, machen die Zellen mit einer Pipette homogen und erhalten durchschnittlich zwei Zellzählungen, dann verdünnen Sie die Zellen auf 60.000 pro Milliliter.Fügen Sie anschließend mit einer Mehrkanalpipette 6.000 Zellen zu drei Säulen mit fünf weißwandigen 96-Well-Assay-Platten hinzu und inkubieren Sie die fünf Platten über Nacht, während Sie inkubieren, um die Kanteneffekte zu überwinden. Lege ein feuchtes Seidenpapier auf den Boden der Teller und lege am Ende des nächsten Tages eine steife, durchsichtige Plastiktüte über den Tellerstapel. Notieren Sie sich die Uhrzeit und übertragen Sie eine Platte auf die Hypoxie-Workstation, die auf 1% Sauerstoff eingestellt ist.Bringen Sie dann eine Platte 14, 18 und 22 Stunden nach Beginn der Inkubation zur Hypoxie-Workstation. Als nächstes stellen Sie 30 Milliliter Luciferase-Lysepuffer her. Stellen Sie sicher, dass sich das BSA mindestens 30 Minuten lang im Puffer auflösen kann, bevor Sie Luzifer und Natriumpyrophosphat hinzufügen.Entladen Sie 24 Stunden nach der ersten Plattenausgabe die Hypoxie-Workstation und geben Sie 100 Mikroliter des vorbereiteten Puffers in jede beladene Vertiefung der Assay-Platten, um die Zellen gründlich zu läusieren. Decken Sie die Platten mit Klarsichtfolie ab und schütteln Sie sie 10 Minuten lang. Bei 500 U/min übergeben Sie nun die Platten im Stapel an den automatisierten Plattenleser in der Software.Wählen Sie das Menü Protokolle und wählen Sie einen BS 5 95. Markieren Sie dann alle Vertiefungen, die unter dem Menü zur Auswahl der Vertiefung gelesen werden sollen. Klicken Sie auf die Funktion "Ausführen" und berechnen Sie die durchschnittliche Reporteraktivität pro Platte.Normalisieren Sie dann die Daten ohne Hypoxiebehandlung auf die Messwerte von der Platte. Ein robustes Ansprechen auf Hypoxie ist für den Assay unerlässlich, und die zehnfache Steigerung der Berichtsaktivität ist ausgezeichnet. Fahren Sie fort, indem Sie die Steuerelemente einstellen und den Z-Faktor berechnen.Die Phase der Säureentwicklung ist der kritischste Teil des Screening-Verfahrens. Es ist wichtig, eine robuste phänotypische Reaktion der Zelllinie in Verbindung mit guten High-End-Low-Kontrollen zu haben. Dies stellt sicher, dass der IRNA-Bildschirm ein Erfolg wird.Führen Sie das primäre Raster in dreifacher Ausfertigung mit dem 96-Well-Format durch. Sieben konfluente Kolben mit Zellen reichen aus. Beginnen Sie damit, eine Verdünnungsreihe der SI-RNA-Ubiquitin-Bibliothek für mindestens 30 Minuten unter einer Haube aufzutauen.Stellen Sie als Nächstes eine Master-Kontrollplatte mit vier 200-Mikroliter-Replikaten von 200 Nanomolaren SI her. Rnas. Laden Sie vier Wells mit einer hohen Kontrolle, vier Wells mit einer niedrigen Kontrolle, vier Wells mit einer reinen Pufferkontrolle und vier Wells mit einer Nicht-Ziel-IRNA-Kontrolle. Nächste Beschriftung: 17 weißwandige Assay-Platten zwischen den Kontrollsäulen.Jede Vertiefung wird mit einem Pool von vier siRNAs bestückt, die auf dieselbe mRNA abzielen. Um sicherzustellen, dass die Lösungen auf der Master-Kontrollplatte und den Bibliotheksplatten jeweils am Boden gepoolt werden, drehen Sie die Platten eine Minute lang bei 2000 gs. Übertragen Sie dann mit einem automatischen Spender 10 Mikroliter jeder Kontrollvertiefung in der Masterplatte auf jede der beschrifteten 17 Platten.Verwenden Sie anschließend den automatischen Dispenser, um 10 Mikroliter jedes Pools von SI-RNAs von den Bibliotheksplatten auf eine Assay-Platte zu übertragen. Bereiten Sie 40 Milliliter Transfektionsreagenz im vorgegebenen Verhältnis mit dem Dispenser vor Übertragen Sie 10 Mikroliter in jede Vertiefung der 17 Assay-Platten. 40 Milliliter bieten genügend Totvolumen für das Spendersystem.Nachdem Sie das Transfektionsreagenz geladen haben, schütteln Sie die Platten eine Minute lang bei 500 U/min. Lassen Sie sie dann 20 bis 60 Minuten lang inkubieren, um die S-I-R-N-A-Transfektionsreagenzkomplexe zu bilden. Waschen Sie nun 2 75 Zentimeter große Quadratkolben mit U2 O-S-H-R-E Zellen mit je 10 Millilitern PBS.Dann werden die Zellen mit Tryps anisiert und in acht Millilitern DM EM mit FBS resuspendiert, beide Zellsammlungen in einem 50 Milliliter Kunststoffröhrchen kombiniert. Berechnen Sie dann die Zelldichte wie zuvor. Verwenden Sie den Wert, um eine 155-Milliliter-Suspension von Zellen mit 75.000 pro Milliliter herzustellen.Dieses Volumen reicht aus, um die Platten zu beladen und das Totvolumen des Spenders unter der Haube zu füllen. Halten Sie die Zellen mit dem magnetischen Rührwerk in Bewegung. Mit dem automatischen Dispenser laden Sie 80 Mikroliter Zellen in jede Vertiefung der Reaktionsplatten.Jede vorbereitete Reaktion. Well enthält jetzt 100 Mikroliter mit den SI-RNAs bei 20 Nanomolaren. Notieren Sie die Zeit und stapeln Sie die Platten in Fünfergruppen in einem 37 Grad Celsius heißen Inkubator.Lassen Sie die Platten in den nächsten zwei Tagen 24 Stunden lang inkubieren. Initiieren Sie die beiden Replikate dieser 17 Reaktionsplatten. 24 Stunden nach dem Transfektionstransfer werden die Reaktionsplatten an den Hypoxie-Arbeitsplatz gebracht.Inkubieren Sie die Platten 24 Stunden lang unter 1 % Sauerstoff, um den Reporter am nächsten Tag zu induzieren, zwei Stunden bevor die Hypoxieperiode abgeschlossen ist. Bereiten Sie frischen Luciferase-Lyse-Assay-Puffer wie bisher vor, 200 Milliliter reichen für 17 Platten. Nachdem Sie die Platten aus der hypoxischen Umgebung genommen haben, verwenden Sie den automatischen Dispenser, um jede Vertiefung mit 100 Mikrolitern des Assay-Puffers zu befüllen.Decken Sie dann jede Platte mit einer klaren Folie ab und legen Sie sie 10 Minuten lang bei 500 U/min in den Shaker. Die Zellen werden gründlich lysiert. Fahren Sie nun mit dem Lesen der Platten fort, wie zuvor beschrieben.Analysieren Sie die in dreifacher Ausfertigung aufgenommenen Daten und identifizieren Sie die für die nachfolgenden Screenings interessanten Daten. Greens U2 O-S-H-R-E-Zellen enthalten einen Glühwürmchen-Luciferase-Reporter, der mit drei stromabwärts geschalteten Kopien des Hypoxie-Reaktionselements fusioniert ist. Diese Elemente werden durch HIF-, ein Alpha-, HIF-, ein Beta-Heterodimere gebunden, die während der Hypoxie reichlich vorhanden sind.Die Hypoxie-Reaktionsfähigkeit dieser Zellen wurde vor dem Screening mit der I-Bibliothek unter Verwendung des skizzierten Protokolls bestimmt. 24 Stunden Hypoxie induzierten eine zehnfache Erhöhung der Luciferase-Expression gegenüber dem Ausgangswert. Hi F1 alpha und FIH one I a wurden als niedrige und hohe Kontrollzellen ausgewählt.Die mit diesen Kontrollen transfizierten Kontrollen zeigten 10 % bzw. 170 % des Luziferase-Ausgangssignals nach 24-stündiger Hypoxie. Als nächstes wurden die Zellen mit der Ubiquitin-IRNA-Bibliothek transfiziert und 24 Stunden lang 1% Sauerstoff ausgesetzt. Bei der Analyse der Reaktionsplatten wurde für jede Platte ein wünschenswerter Z-Faktor von mehr als 0,5 erhalten.Die Werte jeder Platte wurden mit Hilfe eines Streudiagramms angezeigt, der primäre Bildschirm registrierte Werte zwischen den hohen und niedrigen Reglern. Wie erwartet gab es ungefähr die gleiche Anzahl positiver und negativer IRNA-Regulatoren, während die meisten keinen signifikanten Einfluss auf den Reporter hatten, sekundäre und tertiäre Screenings setzten diese Studie fort, Einzelheiten dazu sind im Textprotokoll angegeben. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie ein gezieltes Irna-Screening durchführen, um Komponenten von Ubiquitin und Ubiquitin-Seesystemen zu identifizieren, die Ihren spezifischen biologischen Signalweg von Interesse regulieren.Dies bietet einen Ausgangspunkt für weitere Untersuchungen.

sirna-screening-to-identify-ubiquitin-ubiquitin-like-system

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Ubiquitinierung ist ein wichtiger posttranslationale Modifikation durch eine Gruppe von drei Enzymen durchgeführt. Mutationen von Genen in dieser Modifikation beteiligt sind mit vielen verschiedenen menschlichen Krankheiten assoziiert. Hier beschreiben wir Protokolle, um Protein-Ubiquitinierung in kultivierten Zellen...

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Das Erreichen einer Systemebene Verständnis zellulärer Prozesse ist ein Ziel der modernen Zellbiologie. Wir beschreiben hier Strategien zum Multiplexen Luciferase Reporter von verschiedenen zellulären Funktion Endpunkte zur Genfunktion mit genomweiten RNAi-Bibliotheken zu verhören.

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Hier beschreiben wir einen zellbasierten Reportergen-Assay als wertvolles Werkzeug zum Screening chemischer Bibliotheken auf Verbindungen, die posttranskriptionelle Kontrollmechanismen modulieren, die durch 3' UTR ausgeübt werden.

Hochdurchsatz-Screening für Chemische Modulatoren der Post-transkriptionell regulierten Genen

Auf den aktuellen Protokollinformationen ein Verfahren zur Messung der Aktivität der funktionell homolog Deubiquitinierungsenzyme. Specialized-Sonden, die das Enzym kovalent modifizieren und lassen für die Erkennung. Dieses Verfahren hält das Potenzial, neue therapeutische Targets zu identifizieren.

Verfahren zur Messung der Aktivität von Deubiquitinierungsenzyme in Zelllinien und Gewebeproben

Wir präsentieren eine Methode zur Reinigung, Detektion und Identifizierung von diGly Peptiden, die aus ubiquitinierten Proteinen aus komplexen biologischen Proben stammen. Die vorgestellte Methode ist reproduzierbar, robust und übertrifft die veröffentlichten Methoden in Bezug auf den Grad der Tiefe der Ubiquitinom-Analyse.

Nachweis von Protein-Ubiquitinationsstellen durch Peptidanreicherung und Massenspektrometrie

Dieses Protokoll zielt darauf ab, Ubiquitin (Ub) und Ubiquitin-Likes (Ubls) spezifische Proteome zu etablieren, um Änderungen dieser Art von post-translationalen Modifikationen (PTMs) zu identifizieren, die mit einer bestimmten Erkrankung wie einer Behandlung oder einem Phänotyp verbunden sind.

Profilierung von Ubiquitin und Ubiquitin-ähnlichen abhängigen posttranslationalen Änderungen und Identifizierung signifikanter Änderungen

Diese Methode beschreibt die Bewertung globaler Veränderungen in der Ubiquitin-Kettentopologie. Die Bewertung erfolgt durch die Anwendung eines auf Massenspektrometrie basierenden zielgerichteten Proteomik-Ansatzes.

Ubiquitin-Kettenanalyse durch Parallelreaktionsüberwachung

Wir bieten ein detailliertes Protokoll für einen Ubiquitylierungsassay eines spezifischen Substrats und einer E3-Ubiquitin-Ligase in Säugetierzellen. HEK293T-Zelllinien wurden zur Proteinüberexpression verwendet, das polyubiquitylierte Substrat wurde durch Immunpräzipitation von Zelllysaten gereinigt und in SDS-PAGE aufgelöst. Immunoblotting wurde verwendet, um diese posttranslationale Modifikation zu visualisieren.

Evaluierung der Substratubiquitylierung mittels E3-Ubiquitin-Ligase in Säugetierzelllysaten

Das hier verwendete Experiment zeigt eine Methode des molekularen Andockens in Kombination mit Sondentechnologien, um die Interaktion zwischen kleinen Molekülen der traditionellen chinesischen Medizin und Proteinzielen vorherzusagen und zu validieren.

Screening von Wirkstoffen der traditionellen chinesischen Medizin zur Hemmung der UCHL3-Aktivität basierend auf molekularer Docking- und Deubiquitinierungsenzymsondentechnologie

Ubiquitination ist ein entscheidender Regulator der intrazellulären Proteinfunktionen. Hier beschreiben wir zwei Zelllysemethoden zur Erkennung der Substratprotein-Ubiquitinationswerte in Säugetierzellen und vergleichen deren Wirksamkeit bei der Analyse von Ubiquitinationsniveaus. Die Proteinüberexpression in HEK293T Zellen wurde durch vorübergehende Transfektion induziert, und ubiquitinierte Proteine wurden durch Western-Blot-Analyse nachgewiesen.

Vergleichende Strategien zur Nachweisung der Uquitination in Säugetierzelllysaten unter Verwendung von SMAD2/SMURF2 als Modell

Lernen Sie eine effiziente siRNA-Screening-Methode zur Identifizierung neuer Regulatoren des HIF1A-vermittelten Hypoxie-Responses in Säugerzellen. Diese Technik ist schneller und kostengünstiger als ganzgenomische Ansätze.

siRNA Screening zu Ubiquitin und Ubiquitin-ähnlichen System Regler der biologischen Stoffwechselwege in kultivierten Säugerzellen identifizieren (Video) | JoVE Journal

siRNA Screening zu Ubiquitin und Ubiquitin-ähnlichen System Regler der biologischen Stoffwechselwege in kultivierten Säugerzellen identifizieren

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