Name: Die Verwendung von fluoreszierenden Ziel Arrays zur Beurteilung der T-Zell-Antworten In-vivo- (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 9 s
Description: Erfahren Sie die Erzeugung fluoreszierender Zielarrays zur Analyse von T-Zell-Antworten in vivo mittels Mehrparameter-Durchflusszytometrie. Diese Methode ermöglicht die gleichzeitige Messung von über 250 Parametern.

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Diese Arbeit wurde von Project Grants # 1010395 (BQ und CP) und # 525431 (CR), und einem Programm Zuschuss # 455395 (CP) aus dem National Health and Medical Research Council of Australia, einem australischen Zentrum für Hepatitis-und HIV-Virologie EOI unterstützt 2012 Stipendium (CR und RJJ) und einem Zuschuss von der Gordon und Gretel Bootes Foundation (BQ und CR). Wir möchten Harpreet Vohra und Michael Devoy für ihre hervorragende Pflege des JCSMR FACS Labor danken, die australische Cancer Research Foundation Biomolekulare Ressourcenfazilität, JCSMR, ANU, für die Peptidsynthese, und Dr. David Boyle, CSIRO Animal Health Laboratories, Geelong, Australien für die Bereitstellung der Mutter HIV-Impfstoff-Aktien.

Hinweis: Die Mäuse aus diesem Protokoll wurden gemäß den Richtlinien der Australian National University Tierversuche Ethikkommission und Mäuse behandelt wurden durch Genickbruch getötet. 1. Dye-und Peptid Vorbereitung <ol><li> Dye Vorbereitung Hinweis: Die Farbstoffe werden in unterschiedlichen Konzentrationen vorverdünnt die Kennzeichnung von Zellen an diskreten Fluoreszenzintensitäten ermöglichen. CFSE ist sieben Konzentrationen über 3,5-fach serielle Verdünnungen verwendet und CTV und CPD sind an sechs verschiedenen Konzentrationen über 3,7-fache serielle Verdünnungen verwendet (siehe Tabellen 2-4). Die Aktien Konzentrationen in den Tabellen 2-4 aufgeführten Farbstoffe verwendet werden, um Zielzellen bei den in den Tabellen 2-4 aufgeführt endgültige Farbstoffkonzentrationen zu markieren. Farbstoffe reagieren bei Einwirkung von wässriger Lösung. Es ist daher wichtig, daß Fläschchen auf RT vor dem Öffnen, um die Exposition von Farbstoffen, um eine Kondensation zu minimieren äquilibriert werden. <ol><li> CFSE Hinweis: CFSE als Carboxyfluoresceindiacetat succinimidylester (CFDA, SE; MW 557,47) gekauft, in der Regel bei 25 mg / Fläschchen. <ol><li> Resuspendieren 25 mg in 4,48 ml CFSE DMSO, um eine 10 mM Stammlösung zu erhalten. </li><li> Serienmäßig verdünnen CFSE: Fügen Sie 35 ul 10 mM CFSE Lager in 87,5 ul DMSO und wiederholen Sie dies mit verdünnter Stammlösung, um jede Farbstoffkonzentration in der Tabelle 3 zu geben. </li></ol></li><li> CTV Hinweis: CTV wird typischerweise in Packungen 9 Ampullen, die jeweils mit 10 &amp;mgr; l DMSO aufgelöst werden, um eine 10 mM Lösung des Farbstoffs zu erzeugen gekauft. <ol><li> Rekonstituieren und Pool Alle 9 Fläschchen CTV mit 90 ul DMSO, um eine 10 mM Lösung. </li><li> Serienmäßig verdünnen CTV: Fügen Sie 11 ul 10 mM CTV Lager in 29,7 ul DMSO und wiederholen Sie dies mit verdünnter Stammlösung, um jede Farbstoffkonzentration in der Tabelle 2 zu geben. </li></ol></li><li> CPD Hinweis: CPD (MW 792,6) ist typischly gekauft als 0,5 mg / Fläschchen. <ol><li> Resuspendieren 0,5 mg CPD in 63 ml DMSO, um eine 10 mM Lösung zu erhalten. </li><li> Serienmäßig verdünnen CPD: Fügen Sie 11 ul 10 mM CPD Lager in 29,7 ul DMSO und wiederholen Sie dies mit verdünnter Stammlösung, um jede Farbstoffkonzentration in der Tabelle 4 geben. Hinweis: Dye Aktien können bei -20 ° C für mehrere Monate gelagert werden und kann mehrmals aufgetaut und wieder eingefroren werden, ohne signifikanten Verlust in der Funktion. </li></ol></li></ol></li><li> Peptid-Vorbereitung Hinweis: MHC-Klasse-I-bindende Peptide sind in der Regel verwendet, um Zielzellen bei 6 verschiedenen Konzentrationen unter Verwendung von Impuls 10fache Verdünnungen von einer Startkonzentration von 1 &amp;mgr; M (Tabelle 5). MHC-Klasse-II-bindenden Peptiden werden im Allgemeinen verwendet, um Zielzellen bei 6 verschiedenen Konzentrationen unter Verwendung von Impuls 3 fachen Verdünnungen von einer Ausgangskonzentration von 400 &amp;mgr; M (Tabelle 5). Jedes Peptid wird mit 2x Endkonzentration in PBS wie that jedes Peptidkonzentration hat eine Mindestmenge von 250 ul. Peptid-Aktien können vor der FTA Konstruktion hergestellt und bei -20 ° C ohne wesentliche Funktionsverlust gelagert werden. <ol><li> Vorbereiten Lager MHC-Klasse-I-bindenden Peptiden </li><li> Bereiten Sie die höchste Konzentration von jedem Peptid-Epitop zu 2 uM Stammlösungen (2x 1 uM) </li><li> Serienmäßig verdünnen MHC-Klasse-I-bindende Peptide: add 44,4 ul 2 uM Peptid-Stammlösung in 400 ul PBS. Wiederholen Sie diesen Vorgang mit verdünnter Stammlösung, um jede Peptidkonzentration in der Tabelle 5 zu geben. </li><li> Vorbereiten Lager MHC-Klasse-II-bindenden Peptide </li><li> Bereiten Sie die höchste Konzentration von jedem Peptid-Epitop bis 800 um Stammlösungen (2x 400 uM). </li><li> Serienmäßig verdünnen MHC-Klasse-II-bindenden Peptide: add 150 ul 800 uM Peptid-Lösung in 300 ul PBS. Wiederholen Sie diesen Vorgang mit verdünnter Stammlösung, um jede Peptidkonzentration in Tabelle 5 geben </strong&gt;. </li></ol></li></ol> 2. FTA Vorbereitung Hinweis: Das folgende Verfahren beschreibt die Konstruktion eines FTA von Zellen mit 7 verschiedenen Peptid-Epitopen gepulst bei 6 unterschiedlichen Konzentrationen (dh 42 Zellcluster.) 6 mal wiederholt, um 252 erkennbaren Zellcluster zu erzeugen besteht. In jeder Wiederholung ein Zellcluster mit keinem Epitop (null) gepulst wird, wird als Kontrolle eingeschlossen. Es ist hilfreich für Freihandelsabkommen, eine CD45 Allotyp Unterschied Wirtstiere müssen ihre Diskriminierung von Empfängerzellen durch Antikörpermarkierung zum Zeitpunkt der Analyse zu ermöglichen. Ansonsten Freihandelsabkommen mit anderen Farbstoffen wie PKH-26 für diesen Zweck (in Schritt 2.6 beschrieben) gekennzeichnet werden. Typischerweise wird die FTA Vorbereitung Verfahren von Anfang durchgeführt, um während einer Sitzung zu beenden. <ol><li> Etikett 42, 10 ml Kunststoffröhrchen mit konischem Boden 1-42 (wie in Tabelle 1 zum Beispiel). </li><li> Vorbereitung der Zellen <ol><li> Isolieren Milz und / oder lymphnodes von Mäusen. Bereiten Einzelzellsuspension von Gewebe durch Maischen durch eine 70 um brütete Sieb mit einer 5 ml Spritzenkolben und zählen Zellen mit einer Zählkammer. </li><li> Resuspendieren Lymphozyten bei bis zu 200 x 10 6 Zellen / ml in 11,5 ml Rochester Park Memorial Institute 1640 (RPMI, oder Äquivalent), das 5% fötales Kälberserum (FCS). Hinweis: Es ist wichtig, einen Puffer mit hohem Amingehalt zu verwenden, um die Toxizität für Zellen Farbstoff 3 zu minimieren. </li></ol></li><li> CTV Kennzeichnung Hinweis: Die Zellen werden zunächst mit sechs Konzentrationen von CTV markiert. <ol><li> Die Zellen gründlich resuspendieren durch Umdrehen des Röhrchens mehrmals. Fügen Sie 1,9 ml der Zellsuspension in 6 der 10-ml-Röhrchen beschriftet 37-42, kümmert sich nicht um die obere Hälfte der Röhren zu benetzen. </li><li> Um Zellen mit CTV beschriften, entfernen Sie die Rohrkappe und legte den Schlauch horizontal. </li><li> In 83 ul PBS zu dem nicht benetzten Teil am oberen Ende des Rohres, und dieses Add 17 ul Lager CTV (siehe Tab.le 2, für die Stammlösung wird auf die Tube) zugeordnet. Hinweis: Ein nicht benetzt Rohr ist wichtig, um die Zellsuspension Bewegung und vorzeitiges Mischen der Zelllösung mit der Farbstofflösung zu verhindern. </li><li> Das Röhrchen und mischen Sie die Zellsuspension mit dem Farbstoff schnell und gründlich durch Vortexen. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2.3.2-2.3.4 für die Stammlösungen von CTV in den in Tabelle 2 beschrieben bezeichnet Röhren. </li><li> Inkubiere Zellen für mindestens 5 min bei RT (20 ° C). </li></ol></li><li> CFSE Kennzeichnung <ol><li> Nach CTV Kennzeichnung, 5 ml RPMI mit 5% FCS in jedes Röhrchen und gründlich resuspendieren durch Vortexen. <ol><li> Von Rohr 37 1 ml der Zellsuspension in die Rohre 31, 25, 19, 13, 7 und 1. </li><li> Von Rohr 38 1 ml der Zellsuspension in die Rohre 32, 26, 20, 14, 8 und 2. </li><li> Von Rohr 39 1 ml der Zellsuspension in die Rohre 33, 27, 21, 15, 9 und 3. </li><li> Von Rohr 40 1 ml der ZellSuspension Rohre 34, 28, 22, 16, 10 und 4. </li><li> Von Rohr 41 je 1 ml der Zellsuspension in Rohren 35, 29, 23, 17, 11 und 5. </li><li> Von Rohr 42 je 1 ml der Zellsuspension auf Rohre 36, 30, 24, 18, 12 und 6 Hinweis: Achten Sie darauf, die obere Hälfte der Rohre während der Schritte 2.4.1.1-2.4.1.6 benetzen. </li></ol></li><li> Um Zellen mit CFSE beschriften, entfernen Sie die Rohrkappe und legte den Schlauch horizontal. </li><li> In 103 ml PBS auf die nicht benetzt Abschnitt an der Oberseite der Röhre, und diese 7 ml Stamm CFSE hinzufügen (siehe Tabelle 3, für die Stammlösung wird auf die Röhre zugeordnet). </li><li> Das Röhrchen und mischen Sie die Zellsuspension mit dem Farbstoff schnell und gründlich durch Vortexen. </li><li> Haben Schritte 2.4.2-2.4.4 für die Stammlösungen von CFSE in den in Tabelle 3 beschrieben bezeichnet Röhren. </li><li> Inkubiere Zellen für mindestens 5 min bei RT (20 ° C). </li><li> Waschen der Zellen: Zellsuspension verdünnt mit 9 ml 20 ° CRPMI mit 5% FCS, Sediment durch Zentrifugieren bei 300 × g für 10 min bei 20 ° C und entfernt Überstände durch Absaugen mit einer Transferpipette. </li></ol></li><li> Peptid-Pulsen und Zellwasch Hinweis: Nach der Zellen mit CTV und CFSE markiert worden sind, werden sie mit MHC-Klasse-I-und / oder MHC-Klasse-II-bindenden Peptide (in 1.2 hergestellten) gepulst. Eine der Zellpopulationen sind ebenfalls nicht mit Peptid (zB. Nil in Tabelle 1) gepulst werden und als negative Kontrolle für die Berechnung der T-Zell-Reaktionen verwendet. <ol><li> Peptid-Pulsen <ol><li> Die Zellen in einem Gesamtvolumen von 250 ul RPMI mit 5% FCS. Anmerkung: In der Regel 50 ul Zellsuspension verbleibt nach dem Absaugen des Überstands am Ende von Schritt 2.4.7 daher mit 200 ul Medium, um Pellets Zelle. </li><li> Add 250 ul Peptid pre bereit Bestände (wie in Tabelle 5), die Rohre (wie in Tabelle 1) entsprechend bezeichnet und sein surallein e, ein Steuerrohr des PBS aufgenommen sind ohne Peptid als Nil Kontrolle. </li><li> Mischen Zellsuspensionen mit einem Wirbel. Hinweis: Es ist wichtig, dass jedes Peptid-Epitop und jede Peptidkonzentration an einem einzelnen Rohr zugeordnet und diese eindeutig auf der Grundlage der erwarteten Fluoreszenz der Zellen in diesem Rohr erfaßt wird, weil die Fluoreszenz-Signatur des Clusters wird dieses Peptid zu definieren (wie in Tabelle 1 zum Beispiel). </li><li> Inkubieren der Zellen bei 37 ° C für 1 Stunde. </li></ol></li><li> Zellwasch <ol><li> 5 ml eiskaltem (4 º C) RPMI mit 5% FCS zu der Zellsuspension und resuspendieren Zellen durch Umdrehen des Röhrchens. Sorgfältig Unterlage der Zellsuspension mit 3 ml eiskaltem (4 ° C) FCS. </li><li> Sedimentieren der Zellen durch Zentrifugation bei 300 × g für 10 min bei 4 ° C Verwenden langsame Beschleunigung und Bremsen, um die Schnittstelle des FCS zu gewährleisten und die Zellsuspension Lösung aufrechterhalten wird. </li><li> Vorsichtig absaugen und dann das RPMIdie FCS mit einer Transferpipette, so dass die gewaschenen Zellpellets ungestört. Anmerkung: Die Verwendung einer Unterlage FCS zu Zellen zu waschen hilft sicherzustellen soviel Peptidlösung aus den Zellen wie möglich entfernt und dadurch Belichtung der Zellpopulation, um mehrere freie Peptide Begrenzung, wenn die Zellen gepoolt. </li><li> Waschen der Zellen wieder: Resuspendieren der Zellpellets in 10 ml 4 º C RPMI mit 5% FCS. Sedimentieren der Zellen durch Zentrifugation bei 300 × g für 10 min bei 4 ° C Gießen Sie die Überstände. </li><li> Pool alle Zellpopulationen in einem einzigen Rohr mit einer Pipette unter Verwendung von 6 ml 4 ° C RPMI mit 5% FCS. Sediment gesammelt Zellen durch Zentrifugation bei 300 × g für 10 min bei 4 ° C. Absaugen Überstand mit einer Transferpipette. </li></ol></li></ol></li><li> CPD Zellmarkierung Anmerkung: An diesem Punkt sechs Intra-Assay Wiederholungen können durch Markierung Peptid gepulste Zellen mit 6 verschiedenen Konzentrationen der CPD erzeugt werden. <ol><li> In 11,4 ml 20 ° CRPMI mit 5% FCS zu der gepoolten Zellpellet resuspendieren sorgfältig mit einer Pipette. </li><li> Fügen Sie 1,9 ml der Zellsuspension in 6, 10-ml-Röhrchen beschriftet AF, kümmert sich nicht um die obere Hälfte der Röhren zu benetzen. </li><li> Um Zellen mit CPD beschriften, entfernen Sie die Rohrkappe und legte den Schlauch horizontal. </li><li> In 92 ul PBS zu dem nicht benetzten Teil am oberen Ende des Rohres, und dieses Add Lager CPD (siehe Tabelle 4 für die Menge der Stammlösung in jedes Röhrchen zugeordnet). </li><li> Das Röhrchen und mischen Sie die Zellsuspension mit dem Farbstoff schnell und gründlich durch Vortexen. </li><li> . 2.6.3-2.6.5 Sie Schritte für die Stammlösungen der CPD in den in Tabelle 4 beschrieben bezeichnet Rohre Hinweis: Im Gegensatz CFSE und CTV, ist die CPD Kennzeichnung Konzentration nicht exakt linear zu der resultierenden Fluoreszenzintensität der markierten Zellen verwandt und so die Kennzeichnung Konzentration verwendet werden, um gleich weit Fluoreszenzspitzen von mehreren markierten Populationen zu erhalten, wurdeempirisch ermittelt (siehe Tabelle 4). </li><li> Inkubiere Zellen für mindestens 5 min bei RT (20 ° C). </li><li> Waschen der Zellen zweimal: Die Zellen auf 10 ml mit 20 ° C RPMI mit 5% FCS. Sedimentieren der Zellen durch Zentrifugation bei 300 × g für 10 min bei 20 ° C. Absaugen Überstand mit einer Transferpipette. Wiederholen. </li><li> Pool alle Zellen in einer einzigen Röhre mit 8 ml 4 ° C RPMI mit 5% FCS mit einer Pipette. Sediment gesammelt Zellen durch Zentrifugation bei 300 × g für 10 min bei 4 ° C und absaugen des Überstandes mit einer Transferpipette. </li></ol></li><li> (Optional) PKH-26 Zellmarkierung Hinweis: Wenn Freihandelsabkommen kann nicht mit Zellen eine CD45 exprimieren allotypische Unterschied um Mäuse Gastgeber konstruiert werden, können sie mit PKH-26 markiert werden, um ihre Diskriminierung von Empfängerzellen zu ermöglichen. <ol><li> Hinzufügen von 2,9 ml 20 ° C PBS gepoolten Zellpellet zu resuspendieren und sorgfältig mit einer Pipette. </li><li> In Zellsuspension auf eine nichtn benetzt 10-ml-Tube, kümmert sich nicht um die obere Hälfte der Röhre zu benetzen. </li><li> Entfernen Sie die Rohrkappe und legte den Schlauch horizontal. </li><li> In 58 ul Verdünnungsmittel C (im PKH-26-Farbstoff-Kit) auf die nicht benetzt Abschnitt an der Oberseite der Röhre, und diese 42 ul 1 mM Stamm PKH-26 hinzufügen. </li><li> Das Röhrchen und mischen Zelllösung mit dem Farbstoff gründlich durch Rühren. </li><li> Zellen, Inkubation für mindestens 10 min bei RT (20 ° C). </li><li> Waschen der Zellen zweimal: Die Zellen auf 10 ml mit 20 ° C RPMI mit 5% FCS. Sedimentieren der Zellen durch Zentrifugation bei 300 × g für 10 min bei 20 ° C. Absaugen Überstand mit einer Transferpipette. Wiederholen. </li></ol></li><li> Injizieren Freihandelsabkommen in Wirtstiere Hinweis: Um die T-Zellreaktionen in vivo zu messen, werden FHA in Tieren, die eine aktive Immunantwort haben und in situ belassen bis zu 24 Std. Es ist entscheidend, dass die FHA werden ebenfalls in einem naiven Tier als negative Kontrolle injiziert.<ol><li> Die Zellen zählen und bei 2,5 x 10 8 Zellen pro ml in PBS. Injizieren Sie 200 ul von Zellen intravenös in Mäuse-Host, einschließlich einer naiven Tier als Kontrolle. </li></ol></li></ol> 3. Durchflusszytometrie <ol><li> 18-24 Stunden nach der Injektion FTA Ernte Blut oder Milz (oder anderen Geweben von Interesse) von Host-Mäusen. </li><li> Bereiten Einzelzellsuspension von Gewebe durch Maischen durch eine 70 um brütete Sieb mit einer 5 ml Spritzenkolben. </li><li> Die Zellen mit bis zu 65 x 10 6 Zellen / ml in PBS, enthaltend 0,1% BSA. </li><li> Verteilen von 100 &amp;mgr; l Aliquots der Zellsuspension in die Vertiefungen einer Mikrotiterplatte zur Antikörpermarkierung. </li><li> Label-Zellen mit Fluorochrom markierten Antikörper und fluoreszierende Sonden Lebensfähigkeit mit spektral kompatibel Fluoreszenz CFSE, CTV und CPD. Hinweis: Antikörper gegen Zellmarker wie B220 und Aktivierungsmarkern wie CD69 B sind für die B-Zell-Aktivierung zu messen, wenn mit Hilfe der FTA bis H T-Zellreaktionen zu messen 2. Fügen Sie einen Antikörper gegen CD45.1 und / oder wenn die Freihandelsabkommen CD45.2-und Host-Mäuse haben eine CD45 allotypische Unterschied. </li><li> 100 l 2x Stammlösung von Antikörper / Lebensfähigkeit Farbstoffe (in PBS mit 0,1% BSA) bis 100 ul Aliquots von Zellen, gut mischen und Inkubation auf Eis (4 ° C) für 30 min. </li><li> Waschen der Zellen: Sediment Zellen durch Zentrifugation bei 300 × g für 5 min bei 4 ° C Überstand zu entfernen. Die Zellen in 200 &amp;mgr; l PBS, enthaltend 0,1% BSA, Sediment Zellen durch Zentrifugation bei 300 × g für 5 min bei 4 ° C Überstand zu entfernen. </li><li> Die Zellen in einem Gesamtvolumen von 400 &amp;mgr; l PBS, enthaltend 0,1% BSA, Filterzellen durch einen 70 &amp;mgr; m-Mesh und durch Durchflusszytometrie analysiert Strömungs im Durchflußzytometer der Lage, die entsprechenden Fluoreszenzfarbstoffen und Konjugate. Sammeln Sie bis zu 3 x 10 6 Lymphozyten-Ereignisse, um jede Zelle FTA-Cluster zu lösen und zu gewinnen genug Zellen für die statistischecal-Analyse. Hinweis: Stellen Sie sicher, alle typischen Steuerelemente (z. B. Einzelbunt Kontrollen) für die Durchflusszytometrie eingesetzt werden. Typischerweise erfordert CFSE Anregung aus einer blauen Laserquelle (in der Regel bei 488 nm) und Detektion mit Bandpass-Filter über 520 nm zentriert; CTV erfordert Anregung aus einem violetten Laserquelle (in der Regel bei 405 nm) und Detektion mit Bandpass-Filter über 450 nm zentriert; und CPD erfordert Anregung von einem roten Laserquelle (in der Regel bei 633 nm oder 640 nm) und Detektion mit Bandpass-Filter über 670 nm zentriert. </li></ol> 4. Datenanalyse <ol><li> Analysieren Durchflusszytometrie Daten mit Standard-Durchflusszytometrie-Software (siehe repräsentatives Ergebnis für ein Beispiel von der Art der Gating-Strategie beschäftigt). </li><li> Für% spezifisch Tötung ermitteln Sie die Anzahl der Zellen in jeder Zelle FTA-Cluster mit MHC-Klasse-I-bindenden Peptide und der FTA-Cluster, die nicht gepulst wurden Peptid (&quot;Null&quot;), gepulst und mit folgender Formel zu berechnenSpezifische% Töten. Spezifische% Töten <img alt="Formel" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/51627/formula.jpg" width="200" /> Anmerkung: In der obigen Formel &quot;grundiert&quot; bezieht sich auf Ziele von Tieren, die gedacht sind, um eine Immunantwort gegen die Zielpeptide &quot;naiven&quot; bezieht sich auf Ziele von naiven Tieren, &quot;Peptid&quot; bezieht sich auf Ziele mit Peptiden und &quot;nil&quot; gepulst bezieht sich auf Ziele nicht mit Peptiden gepulst. </li><li> Für B-Zell-Aktivierung als Maß der T-H-Aktivität, die Berechnung der geometrischen mittleren Fluoreszenzintensität (GMFI) des CD69-Antikörper Fluoreszenz auf FTA B-Zellen mit MHC-Klasse-II-Bindungspeptide in &quot;grundiert&quot; Tiere und von diesem subtrahieren GMFI gepulst CD69 Expression auf den entsprechenden FTA-B-Zellen in &quot;naiv&quot; Tiere um ein Maß der T-H-Aktivität zu geben. </li><li> Von den in den Schritten 4.2 und 4.3, die Verwendung erzeugt Statistikenmathematischen Tabellenkalkulationssoftware wie GraphPad Prism zu anderen quantitativen und qualitativen Parameter wie Fläche unter der Kurve und EC 50 (eine in der Tiefe Beschreibung, wie diese Berechnungen durchgeführt für AUC berechnen sind zu finden unter http://graphpad.com/guides/prism/6/statistics/index.htm?stat_area_under_the_curve.htm, und EC50: http://www.graphpad.com/guides/prism/6/curve-fitting/index. htm? reg_the_ec50.htm). </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Der Vorteil der FTA-basierten Assays ist, dass sie die Unterscheidung von&gt; 250 lebensfähigen und funktionsZielZellPopulationen aus einer Wirtstier durch Durchflusszytometrie zu ermöglichen. Dies bietet ein Maß an Komplexität in vivo Durchflusszytometrie basierenden Assays, die bisher nicht möglich war vor. Dies wird in den 2 oben gezeigt Tierversuchen, in Reaktion auf 7 verschiedene virale Epitope bei 6 Konzentrationen könnten in Replikaten von 6 gleichzeitig in einem einzigen Tier erlaubt Parameter wie AUC ...

T-Zellen spielen eine zentrale Rolle in der adaptiven Immunantwort und werden oft für die Manipulation in der Immuntherapie richtet. CD4 + Effektor-T-Zellen reagieren auf fremde Antigen durch Sekretion von Zytokinen, die viele Aspekte der Immunität regulieren und kann auch direkt helfen, B-Zellen, Antikörper zu produzieren. CD8 + zytotoxischer T-Zellen (CTLs) können auch Fremdantigen reagieren durch Sekretion von Zytokinen und spielt eine zentrale Rolle bei der Abtötung von Zellen direkt ein fremdes Antigen exprimiert. Die grundlegende Interaktion, die diese T-Zell-Effektorfunktionen initiiert beinhaltet die Interaktion des T-Zell-Rezeptor (TCR) mit fremden Peptiden auf MHC-Molekülen auf der Oberfläche von Zellen angezeigt. CD4 + T-Zellen erkennen Peptide an MHC-Klasse-II-Molekülen auf Antigen-präsentierenden Zellen und CD8 + T-Zellen erkennen das Peptiden auf MHC-Klasse-I-Moleküle, die typischerweise auf Mikrobe infizierten Zellen angezeigt werden, angezeigt. Umdie Rolle T-Zellen in einer Immunantwort spielen zu beurteilen, ist es wichtig, dass ihre Effektor-Funktionen werden durch zuverlässige und empfindliche Methoden gemessen. Gemeinsame Methoden für die T-Zellantwort Bewertung einzubeziehen; MHC-Tetramer class-I/II/peptide Reaktivität; Zytokin-Produktion durch ELISPOT und intrazellulären Zytokin-Färbung; und Tötungskapazität von 51 Cr-Release-Assays. Diese Tests sind jedoch in der Regel ex vivo durchgeführt in vitro Stimulation oder einen begrenzten Einblick in die T-Zellfunktion. Idealerweise bei der Messung von T-Zellantworten wäre es vorteilhaft, diese in situ zu beurteilen, in vivo, wie sie auftreten, ohne Manipulation von T-Zellen, so dass Änderungen der funktionellen Parameter, die durch in vitro-Stimulation auftreten können, zu vermeiden. Einige der am häufigsten in vivo T-Zell-Funktionsassays verwendet werden zur Messung CTL-vermittelte Abtötung von Zielzellen, die mit MHC-Klasse I-bindenden Peptiden gepulst, die in vivo aufgezählt werden basierendüber deren Nachweis durch Fluoreszenzmarkierung mit Vitalfarbstoffe wie CFSE. Während diese Arten von Tests können CTL-vermittelte Abtötung von Zielen zu überwachen, wenn sie in vivo vorkommen, sie vorher eine relativ begrenzte Kapazität zur Tötung von mehreren Zielen präsentiert verschiedenen Konzentrationen und verschiedenen Typen von Peptid-Epitopen, die erforderlich ist, qualitative Parameter, damit beurteilt hatten als funktionelle Avidität und Epitop Variante Kreuzreaktivität bewertet werden. Diese Tests auch nicht bieten keine Informationen über CD4 + T-Zell-vermittelte Reaktionen. Zu überwinden viele der Beschränkungen verwendet werden, um T-Zellreaktionen zu bewerten gegenwärtigen Verfahren, haben wir vor kurzem ein Multiplex-Assay auf Basis von fluoreszierenden Zielarrays (FHA), die die Kontrolle der T-Zell-Antworten gegen&gt; 250 Zielzellen gleichzeitig in einem tierischen ermöglicht entwickelten Durchflusszytometrie 1, 2. Freihandelsabkommen sind von Lymphozyten mit meh beschriftet umfasstBundes Konzentrationen und Kombinationen von Vitalfarbstoffe wie CFSE, CTV und CPD erlaubt&gt; 250 Zellhaufen von einzigartigen Fluoreszenz erzeugt werden. Da diese Zellen lebensfähig und funktionsfähig bleiben, können sie in Tiere injiziert werden, um die Überwachung ihrer Wechselwirkung mit Effektor-T-Zellen in vivo 3 zu ermöglichen. Zum Beispiel kann die FTA Zellcluster mit MHC-Klasse-I-bindende Peptide gepulst werden, um Beurteilung der Antigen-spezifischen CTL-vermittelte Abtötung von Zielzellen 1 zu ermöglichen. Darüber hinaus können die FTA Zellcluster auch mit MHC-Klasse-II-bindenden Peptiden gepulst werden, das eine Bewertung von Antigen-spezifischen T-Helferzellen (T H)-Aktivität durch Bestimmung der Aktivierung (durch Bewertung des Aktivierungsmarker, wie CD69, CD44 und / oder CD62L) von B-Zellen in der FTA Lager verwandten Peptid 2. Seit mehr als 250 Ziele können gleichzeitig erfasst werden, ist es möglich, CTL und T H-Antworten gegen viele Zielzellcluster mit n gepulst messenahlreiche Peptide bei verschiedenen Konzentrationen und die Aufnahme der vielen Wiederholungen. Die FTA-Test ist daher ein beispielloses Niveau von T-Zell-Antwort-Effektor Beurteilung in vivo. Hier beschreiben wir im Detail die Konstruktion einer FTA und zeigen, wie sie zur Bestimmung der T-Zellantworten in vivo angewendet werden. Das Verfahren beschreibt die Konstruktion eines FTA 252 erkennbaren Zellcluster durch die Verwendung von drei Vitalfarbstoffen, 6 Wiederholungen der 42 Zellcluster mit MHC-Klasse-I und-II-bindenden Peptiden gepulst aufweist, aufweisend. Die Markierung von Zellclustern 42 erfolgt in 10 ml-Röhrchen mit konischem Boden und es ist hilfreich, um diese in einem Reagenzglasgestell lag wie in Tabelle 1 dargestellt. Dieses Verfahren kann für eine kleinere Anzahl von erkennbaren Cluster eingestellt, wie durch die Verringerung der Menge der Markierung erforderlich jeder Farbstoff 1 durchgeführt. Wir zeigen den Nutzen des Tests zeigen, wie es Respons messenes durch rekombinante Pocken-Virus-Impfung gegen mehrere Epitope in einer kleinen Kohorte von Mäusen erzeugt. Dies zeigt, wie das Freihandelsabkommen Test kann verwendet werden, um kumulative Antworten und funktionelle Avidität durch zu messen, bzw. die Verwendung von Fläche unter der Kurve (AUC) Untersuchungen bzw. die Messung der effektiven erforderlich, um die Hälfte der maximalen Antworten (EG 50) erzeugen Peptidkonzentration werden.

<table><tbody><tr><td>RPMI</td><td>Sigma</td><td>R8758</td><td></td></tr><tr><td>Fötales Kälberserum</td><td>Serana</td><td>FCS-500</td><td></td></tr><tr><td>CTV</td><td>Invitrogen</td><td>C34557</td><td></td></tr><tr><td>CFDA, SE</td><td>Invitrogen</td><td>C1157</td><td></td></tr><tr><td>CPD</td><td>eBioscience</td><td>65-0840-90</td><td></td></tr><tr><td>Anti-B220 PerCp-Cy5.5</td><td>eBioscience</td><td>110730</td><td></td></tr><tr><td>Anti-CD69 brillantes Violett 605</td><td>Biolegend</td><td>104529</td><td></td></tr><tr><td>PKH-26</td><td>Sigma</td><td>PKH26GL-1KT</td><td></td></tr><tr><td>Vortex</td><td>Scientific Industries Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zentrifuge</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Durchflusszytometer (Fortessa oder gleichwertig mit blauer, roter und violetter Laserquelle)</td><td>BD Bioscience</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

die verwendung von fluoreszierenden ziel arrays zur beurteilung der t-zell-antworten<em&gt; in-vivo-</em

The Use of Fluorescent Target Arrays for Assessment of T Cell Responses In vivo

Die Fähigkeit, T-Zell-Antworten in vivo zu überwachen, ist wichtig für die Entwicklung des Verständnisses der Immunantwort und die Gestaltung der Immuntherapie. Hier beschreiben wir die Verwendung von fluoreszierenden Zielarrays (FTA)-Technologie, die Vitalfarbstoffe wie Carboxyfluoreszein Succinimidylester (CFSE), violetten Laser erregbar Farbstoffe (CellTrace Violett: CTV) nutzt und rote Laser erregbar Farbstoffe (Dye Cell Proliferation eFluor 670: CPD ) Etiketten Maus Lymphozyten in&gt; 250 erkennbar fluoreszierenden Zellhaufen kombinato. Zellhaufen innerhalb dieser Freihandelsabkommen mit Haupthistokompatibilitäts (MHC)-Klasse-I und MHC-Klasse-II-bindenden Peptiden gepulst werden und dienen als Zielzellen für CD8 + und CD4 + T-Zellen, die jeweils damit. Diese FTA Zellen lebensfähig bleiben und voll funktionsfähig und kann daher in Mäuse verabreicht werden, um Beurteilung der CD8 + T-Zell-vermittelte Abtötung von Zielzellen und FTA CD4 + T-Zell-meditierten hel ermöglichenp von freien Zielzellen B-Zellen in Echtzeit in vivo durch Durchflusszytometrie. Da&gt; 250 Zielzellen auf einmal geprüft werden, ermöglicht die Technik der Überwachung der T-Zell-Antworten gegen verschiedene Antigen-Epitope in verschiedenen Konzentrationen und in mehreren Wiederholungen. Als solche kann die Technik T-Zell-Antworten sowohl auf quantitative (zB der kumulativen Größe der Antwort) und eine qualitative (z. B.. Funktionelle Avidität und Epitop-Kreuzreaktivität der Antwort-) Pegel zu messen. Hier beschreiben wir, wie diese Freihandelsabkommen sind konstruiert und geben ein Beispiel, wie sie angewendet werden, um T-Zell-Antworten durch einen rekombinanten Pockenvirus-Impfstoff induziert beurteilen.

Als ein Beispiel der Verwendung des FHA-Assay wurde eine BALB / c-Maus, die mit rekombinantem Vaccinia-Virus (VV), das HIV-I-Epitope (VV-HIV) und Antworten auf die HIV-I-CTL-Epitope immunisiert, Gag, Gag mut, Env und Pol, der VV CTL-Epitope F2L und F2L mut, und die HIV-I T H-Zell-Epitop, Gag Th (wie unter 2 beschrieben) wurden mit einem 252-Parameter FTA-Assay (Abbildung 1B) bewertet. Epitop-Varianten Gag (Gag mut) und F2L (F2L mut) sind nicht im VV-HIV-Vektor exprimiert und daher ...

Die Fähigkeit, T-Zell-Antworten im Detail in vivo Überwachung ist wichtig für die Entwicklung des Verständnisses der Immunantwort. Hier beschreiben wir die Verwendung von fluoreszierenden Zielarrays (FHA) in einem in vivo-T-Zell-Assay,&gt; 250 Parameter beurteilt gleichzeitig mittels Durchflusszytometrie.

Die Verwendung von fluoreszierenden Ziel Arrays zur Beurteilung der T-Zell-Antworten<em&gt; In-vivo-</em

The ability to monitor T cell responses in vivo is important for the development of our understanding of the immune response and the design of ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, ein Array von bis zu 252 unterschiedlich markierten fluoreszierenden Zielzellen für Immunassays unter Verwendung der multiparametrischen Durchflusszytometrie zu erzeugen. Dies wird erreicht, indem Ziellymphozyten zunächst mit einzigartigen Kombinationen und Intensitäten von Vitalfarbstoffen wie CFSE und CTV markiert werden. Im nächsten Schritt wird jede unterschiedliche Population von Ziellymphozyten mit potenziellen MHC-Klasse-I- und MHC-Klasse-II-bindenden Peptid-Epitopen pulsieren.Anschließend werden die Zellen umfassend gewaschen, um die Spezifität der Epitope zu erhalten, danach werden sie gesammelt und in ein Tier injiziert. Die letzten Schritte bestehen darin, die Zellen mit dem fluoreszierenden Markierungsarray aus bestimmten Geweben zu gewinnen, sie zu markieren und auf MHC-Peptid-spezifische Antworten zu untersuchen. Letztendlich können Durchflusszytometrie-Ergebnisse zytotoxische T-Zell-Antworten zeigen, indem sie den Tod der Zielzellen messen, und sie können CD4-positive T-Helferzell-Antworten zeigen, indem sie die Hochregulierung von Aktivierungsmarkern an B-Zellen als Zielzellen messen. Ein wesentlicher Vorteil dieser Technik gegenüber herkömmlichen in-vivo-CTL-Assays liegt darin, dass sie die gleichzeitige Messung von über 250 Zielzellen in einem Tier ermöglicht. Den Ablauf des Verfahrens wird Ben Quire, ein wissenschaftlicher Mitarbeiter in meinem Labor, demonstrieren.Das Verfahren erfordert Lymphozyten, die aus der isolierten Milz und/oder den Lymphknoten von Mäusen gewonnen, filtriert und in 11,5 Milliliter RPMI mit 5 % Fötales Kälberserum bis zu einer Konzentration von 200 Millionen Zellen pro Milliliter resuspendiert wurden. Die Vorbereitung des FDA beginnt mit der Kennzeichnung. 42 konische, 10-Milliliter-Kunststoffröhrchen von eins bis 42, in allen Zellen werden sieben verschiedene Peptid-Epitope in sechs verschiedenen Konzentrationen, jeweils sechsmal wiederholt, appliziert, um 252 unterscheidbare Zellcluster zu erzeugen.Nun das Lymphocytenpräparat gründlich durch mehrmaliges Umstülpen des Röhrchens resuspendieren. Anschließend 1,9 Milliliter Zellsuspension in die mit 37 bis 42 beschrifteten 10-Milliliter-Röhrchen geben, wobei darauf geachtet werden sollte, die obere Hälfte der Röhrchen nicht zu benetzen.Entfernen Sie nun die Kappe von Röhrchen 38 und legen Sie es horizontal auf das obere Ende von Röhrchen 38. Geben Sie 83 µL PBS hinzu. Anschließend geben Sie 17 µL der entsprechenden CTV-Standardlösung hinzu, wie in Tabelle zwei des Textprotokolls angegeben.Nachdem das Röhrchen beladen ist, vortexen Sie es. Wiederholen Sie dies mit den Röhrchen 39 bis 42, wobei sichergestellt werden muss, dass jedes Röhrchen eine andere CTV-Stammlösung gemäß Tabelle zwei erhält.Incubieren Sie die Zellen nun mindestens fünf Minuten bei Raumtemperatur. Geben Sie anschließend fünf Milliliter RPMI mit 5 % FCS zu jedem Röhrchen hinzu. Resuspendieren Sie die Zellen gründlich durch Vortexen aus jedem Röhrchen. Übertragen Sie je ein Milliliter Suspension auf sechs weitere Röhrchen gemäß dem im Textprotokoll beschriebenen vorgeschlagenen Beladungsmuster. Bei jeder Übertragung ist es wichtig, den oberen Teil des beladenen Röhrchens nicht zu benetzen. Um die Zellen mit CFSE zu markieren, entfernen Sie die Röhrchenverschlüsse von den Röhrchen 31 bis 36, die jeweils ein Milliliter Zellen enthalten, und legen Sie die Röhrchen horizontal neben jedes der Röhrchen.Fügen Sie zuerst 103 µL PBS hinzu, wobei Sie es auf die trockene obere Wand spritzen. Geben Sie dann 7 µL der entsprechenden CFSE-Stammlösung gemäß Tabelle drei des Textprotokolls hinzu und wirbeln Sie das Reagenzglas unmittelbar anschließend kräftig um. Wiederholen Sie dies mit den in Tabelle drei gruppierten Reagenzgläsern.Dafür sorgen, dass jedes Reagenzglas eine andere CFSE-Stammlösung erhält. Alle Reagenzgläser mindestens fünf Minuten bei Raumtemperatur inkubieren. Nach einer Wartezeit von fünf Minuten die Zellen waschen, um die Markierung abzuschließen.Verdünnen Sie jede Suspension mit neun Milliliter RPMI bei Raumtemperatur mit 5 % FCS. Pelletieren Sie die Zellen bei 300 ×g für 10 Minuten bei Raumtemperatur und entfernen Sie die Überstände durch Absaugen mit einer Transferpipette. Die Herstellung von MHC-Klasse-I- und MHC-Klasse-II-Bindungspeptiden ist im Textprotokoll beschrieben. Dieser Abschnitt zeigt, wie man die Zellen mit diesen Peptiden pulsbelastet.Zunächst das Zellpellet im verbleibenden Medium resuspendieren, beispielsweise durch Verrühren der Röhrchen auf einem Rost. Anschließend das Gesamtvolumen der Zellsuspension auf 250 Mikroliter in unserem PMI mit 5 % FCS auffüllen. Jedes Zellpellet benötigt dabei etwa 200 Mikroliter Medium.Fügen Sie anschließend 250 Mikroliter der in Tabelle fünf aufgeführten vorbereiteten Peptid-Stammlösungen den entsprechenden Röhrchen hinzu. Befolgen Sie das in Tabelle eins dargestellte Muster, und stellen Sie sicher, dass ein Kontrollröhrchen mit alleinigem PBS enthalten ist, um die T-Zell-Antworten zu berechnen. Es ist entscheidend, dass jedem Peptid-Epitop und jeder Peptidkonzentration ein einzelnes Röhrchen zugeordnet wird und dies klar dokumentiert wird, basierend auf der erwarteten Fluoreszenz der Zellen in diesem Röhrchen.Da die fluoreszierende Signatur dieses Clusters das Peptid definieren wird, mischen Sie jede Zellsuspension durch Vortexen und inkubieren Sie die Zellen anschließend eine Stunde lang bei 37 Grad Celsius. Nach der Inkubation waschen Sie die Zellen. Geben Sie zunächst fünf Milliliter eiskaltes RPMI mit 5 % FCS zu jeder Zellsuspension hinzu und resuspendieren Sie die Zellen, indem Sie die Röhrchen umstülpen.Dann jede Zellsuspension vorsichtig mit drei Millilitern eiskaltem FCS-Sediment unterlaufen lassen, die Zellen zehn Minuten bei 300 × g und vier Grad Celsius zentrifugieren. Langsames Beschleunigen und Abbremsen verwenden, um die Lösungsgrenzfläche in jedem Reagenzglas aufrechtzuerhalten. RPMI vorsichtig abpipettieren, dann FCS abpipettieren, wobei das gewaschene Zellpellet ungestört bleibt.Nach der Isolierung der Pellets die Zellen erneut waschen, um zweimal gewaschene Zellpellets zu erhalten. Diese in 10 Milliliter eiskaltem RPMI mit 5 % FCS suspendieren und die Zentrifugation erneut durchführen. Danach die Überstände nach dem Zentrifugieren abgießen. Anschließend alle Populationen gemeinsam in ein neues 10-Milliliter-Röhrchen mit sechs Millilitern eiskaltem RPMI, das 5 % FCS enthält, überführen, die vereinigten Zellen durch Zentrifugation sedimentieren und den Überstand mit einer Transferpipette abaspirieren, an diesem Punkt des gesamten Verfahrens.Sechs interne Assay-Replikate können erzeugt werden, indem die Peptid-Puls-Zellen mit sechs verschiedenen Konzentrationen von CPD markiert werden. Zunächst 11,4 Milliliter RPMI mit Raumtemperatur, das 5 % FCS enthält, zu dem gepoolten Zellpellet geben und durch Pipettieren gründlich resuspendieren. Danach 1,9 Milliliter Zellsuspension auf sechs neue 10-Milliliter-Röhrchen, die von A bis F beschriftet sind, aufteilen, wobei darauf geachtet werden sollte, die obere Hälfte der Röhrchen nicht zu benetzen.Um die Zellen mit CPD zu markieren, nehmen Sie das nicht verschlossene Röhrchen B und legen es horizontal an die Trockenbauwand. Geben Sie zunächst 92 Mikroliter PBS hinzu, gefolgt von einem Volumen der CPD-Stammlösung gemäß Tabelle vier. Anschließend wirbeln Sie die Mischung kräftig um. Wiederholen Sie diesen Schritt mit Röhrchen C zwei F, wobei jedes Röhrchen eine unterschiedliche CPD-Stammlösung gemäß Tabelle vier erhält.Nachdem alle Röhrchen gemischt wurden, lassen Sie sie fünf Minuten bei Raumtemperatur inkubieren. Waschen Sie die Zellen anschließend zweimal, indem Sie sie zuerst in 10 Milliliter Medium bei Raumtemperatur resuspendieren, dann zentrifugieren und schließlich die Überstände mit einer Transferpipette abpipettieren.Wiederholen Sie dann den Vorgang. Geben Sie nun alle Zellen aus den Röhrchen A bis F gemeinsam in ein einziges Röhrchen mit acht Millilitern eiskaltem Medium.Sammeln Sie die Zellen durch Zentrifugation und fahren Sie mit der Injektion der Zellen in Tiere sowie anschließender Durchflusszytometrie-Analyse fort. Einzelheiten sind im Textprotokoll angegeben. Eine BC-Maus wurde mit einem rekombinanten Vaccinia-Virus, das HIV V1-Epitope exprimierte, immunisiert, und die Reaktionen auf verschiedene Epitope wurden mittels eines 252-Parameter-FTA-Assays bewertet.Zwei Epitop-Varianten, gag mute und FTL mute, wurden im Vektor nicht exprimiert, und naive Mäuse erhielten ebenfalls eine Injektion mit FTA. Die TA wurde durch PKH26-Markierung von Wirtsmauszellen unterschieden, und FTAB-Zellen wurden durch Antikörperfärbung mit B220 mittels Durchflusszytometrie identifiziert. Jede der sechs intra-organismalen Wiederholungen wurde basierend auf CPD-Fluoreszenz selektioniert; FTA-Ziele, die die verschiedenen Epitopkonzentrationen exprimierten, wurden basierend auf CFSE- und CTV-Fluoreszenz selektioniert.Der Anteil der spezifischen Zerstörung jedes Replikats wurde durch den Vergleich des Zelltods in FTA-Clusterzellen bei immunisierten Tieren mit den entsprechenden FTA-Clustern bei naiven Tieren bestimmt. Die Aktivität der Helfer-T-Zellen wurde durch den Vergleich der CD69-Expressionssteigerung in FTA-B-Zellen bei immunisierten Tieren im Vergleich zu entsprechenden FTA-B-Zellclustern bei naiven Tieren bewertet. Aus dieser Analyse ergab sich, dass die V-V-H-I-V-Infektion die stärksten CTL-Antworten gegen das immundominante VV-Epitop F zwei L hervorrief, wobei 100 % der FDA-Zielzellen, die mit 0,001 Mikromolar oder mehr des Epitops beladen waren, aus der Milz entfernt wurden.Neben CTL-Antworten maß der FTA-Assay auch Helfer-T-Zell-Antworten, indem die Aktivierung von FTAB-Zellen bewertet wurde, die das H-I-V-M-H-C-Klasse-II-Bindeepitop HIV gag th exprimieren. Dies zeigte, dass eine antigenspezifische B-Zell-Aktivierung in primierten Tieren stattfand, was auf die Entstehung von HIV-gag-spezifischen Helfer-T-Zell-Effektoren hindeutet. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man ein fluoreszierendes Zielarray mit über 250 Zielzellen erzeugt.

the-use-fluorescent-target-arrays-for-assessment-t-cell-responses

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Die Aufspaltung der Proteine ​​entweder innerhalb der Plasmamembran oder in intrazellulären Orten eines Regulierungsmechanismus, stark beeinflussen können Signalisierung Ergebnisse, daher zu verstehen Signalisierung ist es wichtig, die räumliche und zeitliche Verhalten der beteiligten Proteine ​​zu untersuchen. Wir beschreiben hier eine TIRF-Mikroskopie basierendes System zur Signaltransduktion in T-Zellen zu studieren, aber ist breit anwendbar.

Ein TIRF Mikroskopie-Technik für Echtzeit-, Einzigartige Bilder aus dem TCR und der damit verbundenen Signalproteine

Dieses Video zeigt das Screening von immunmodulatorischen Verbindungen mittels fluoreszenzbasiertem Assay. Transgene T-Lymphozyten aus der Maus mit grün fluoreszierenden Proteinexpressionskassetten werden mit diesen Verbindungen behandelt. Die verstärkten und reduzierten GFP-Signale ermöglichen die Identifizierung der stimulierenden bzw. hemmenden Wirkungen der Verbindungen.

Ein fluoreszenzbasierter Assay mit gentechnisch veränderten Lymphozyten zum Screening immunmodulatorischer Verbindungen

Wir beschreiben ein Single-Cell-Assay mit hohem Durchsatz, die Zytotoxizität von T-Zellen zu messen, wenn mit Tumor Zielzellen inkubiert. Dieses Verfahren verwendet eine dichte, elastomeren Anordnung von Sub-Nanoliter-Wells (~ 100.000 Wells / Array) räumlich zu begrenzen, die T-Zellen und Zielzellen in definierten Verhältnissen und mit Fluoreszenzmikroskopie gekoppelt Effektor-Target Konjugation und anschließender Apoptose überwachen.

Quantitative High-throughput Single-cell Zytotoxizitätstest für T-Zellen

Wir beschreiben Ganztier-Bildgebung und Durchflusszytometrie-basierte Techniken zur Überwachung der Expansion von antigenspezifischen CD8+ T-Zellen als Reaktion auf die Immunisierung mit Nanopartikeln in einem Mausmodell der Impfung.

Whole-Tier Imaging und Fließzytometrieverfahren zur Analyse von Antigen-spezifischen CD8 + T-Zellantworten nach der Nanopartikel-Impfung

Dieses Manuskript beschreibt, wie (Einzelmoleküle) Förster Resonance Energy Transfer (FRET)-basierte Assays durchgeführt werden, um die Bindungsdynamik zwischen T-Zell-Antigenrezeptoren (TCR) und antigenen, peptidbeladenen MHC-Molekülen zu messen, wie sie in der immunologischen Synapse einer T-Zelle in Kontakt mit einer funktionalisierten planar gestützten Lipiddoppelschicht auftreten.

Mess TCR-pMHC Binding<em&gt; In-situ-</em&gt; Mit einem FRET-Mikroskopie Assay

Die Mechanismen, die die interstitielle Motilität von CD4 Effektor T-Zellen an Entzündungsstellen bestimmen, sind relativ unbekannt. Wir stellen eine nicht-invasive Ansatz zu visualisieren und in vitro -geprimte CD4 - T - Zellen in den entzündeten Ohr Dermis, so dass für das Studium des dynamischen Verhaltens dieser Zellen in situ zu manipulieren.

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Dieses Protokoll beschreibt die Methodik zur nicht-invasiven Verfolgung von T-Zellen, die genetisch so verändert wurden, dass sie chimäre Antigenrezeptoren in vivo mit einer klinisch verfügbaren Plattform exprimieren.

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Erfahren Sie die Erzeugung fluoreszierender Zielarrays zur Analyse von T-Zell-Antworten in vivo mittels Mehrparameter-Durchflusszytometrie. Diese Methode ermöglicht die gleichzeitige Messung von über 250 Parametern.

Die Verwendung von fluoreszierenden Ziel Arrays zur Beurteilung der T-Zell-Antworten

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