Name: Nicht-invasive Beurteilung der Herzfehlbildungen in experimentellen autoimmunen Myokarditis von Magnetic Resonance Imaging Microscopy in der Maus (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 24 s
Description: Erfahren Sie die nicht-invasive Magnetresonanzmikroskopie zur Beurteilung kardialer Funktionsstörungen bei experimenteller autoimmuner Myokarditis in Mäusen. Diese Methode ermöglicht die quantitative Analyse von Herzvolumen und Ejektionsfraktion.

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Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health (HL114669) unterstützt. CM ist Empfänger eines Postdoc-Forschungsstipendiums, das von der Myocarditis Foundation, NJ, vergeben wird.

ETHIK STATEMENT: Alle Tier Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt und von der Universität von Nebraska-Lincoln, Lincoln, NE genehmigt. 1. Induktion der experimentellen autoimmunen Myokarditis <ol><li> Vorbereitung der Peptidlösung durch Auflösen Myhc-α 334-352 in 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung auf eine Endkonzentration von 2 ml mg/1.5. </li><li> Vorbereiten des Pertussis-Toxin (PT), die durch Zugabe von 1 ml sterilem PBS 1x in ein Fläschchen, enthaltend 50 ug lyophilisierten PT, um eine Stammkonzentration von 50 ng / &amp;mgr; l zu erhalten. Nehmen Sie 20 ul der Lager in eine sterile 1,5-ml-Röhrchen und fügen Sie 980 ul sterilem 1x PBS auf eine Arbeitskonzentration von 1 ng / ul erhalten. </li><li> Vorbereitung komplettem Freund-Adjuvans (CFA) durch Zugabe von 40 mg Mycobacterium tuberculosis H37Rv (MTB) zu extrahieren, um 10 ml CFA, um eine Endkonzentration zu erhaltenvon 5 mg / ml. </li><li> Bereiten Sie die Peptid-CFA-Emulsion. HINWEIS: EAM Induktion der Peptid-CFA-Emulsion wurde in 150 &amp;mgr; l, enthaltend 100 &amp;mgr; g Myhc-α von 334 bis 352 pro Tier verabreicht. Zum Beispiel, um zu immunisieren zehn Mäuse verwendet 1,5 ml Peptid-CFA-Emulsion, die 1 mg α-Myhc 334-352. <ol><li> Zur Herstellung von 1,5 ml Emulsion aliquoten 750 ul Myhc-α 334-352 Peptid-Lösung in ein 1,5-ml-Röhrchen, und CFA mit MTB ergänzt in eine andere 1,5-ml-Tube. Mit einer 3 ml Spritze Luer-Lok, ziehen Sie die Peptid-Lösung, gefolgt von der CFA / MTB-Extrakt. </li><li> Befestigen Sie die Spritze mit einem 3-Wege-Hahn und das andere Ausgang der Hahn auf eine leere 3 ml Spritze. Einstellen der Durchgängigkeit des Absperrventils so das Peptid-CFA-Gemisch strömt von einer Spritze zur anderen mit relativ guten Widerstand. </li><li> Mischen Sie, indem Sie den Inhalt einer Spritze in die andere immer wieder für ~ 1 min und legen Sie dann die gesamte Baugruppe auf Eis ~ 3 min. Wiederholen Sie diesen VorgangVerfahren mindestens 10x. </li><li> Bestimmung der Konsistenz der Emulsion durch vorsichtiges Anordnen einer winzigen Tröpfchen auf noch Wasser in einem 100 ml Becherglas. Das Tröpfchen wird nicht erwartet, dass sie in Wasser dispergieren. Wenn ja, weiter gemischt wird, bis die gewünschte Konsistenz erreicht ist. </li><li> Den Inhalt der Emulsion von 3 ml in 1 ml-Spritzen-Luer-Lok-Spritze durch Ersetzen eines der zwei 3-ml-Spritzen auf den Hahn mit der 1-ml-Spritze entnommen und an einer 27 ½ G Nadel der 1 ml Spritze. </li></ol></li><li> Injizieren 150 ul der Peptid-CFA-Emulsion in geteilten Dosen subkutan in den beiden Leistenbereichen von sechs bis acht Wochen alten weiblichen A / J-Mäusen (jeweils ~ 75 &amp;mgr; l). </li><li> Verwaltung 100 ul PT Suspension (100 ng) intraperitoneal jedem Tier an Tag 0 und am Tag 2 nach der Immunisierung. </li><li> Wiederholen Immunisierungsverfahren am Tag 7 durch Verabreichung von 150 &amp;mgr; l Peptid-CFA-Emulsion in geteilten Dosen subkutan in beiden Seiten des Ter Brustbein (~ 75 jeweils ul). Bereiten Sie diese Emulsion frisch wie oben. Dann, am Tag 21, durch die die Tiere MRM Imaging, siehe Schritt 3. </li></ol> 2. Tier Handhabung <ol><li> Platzieren Sie jede Maus in einer Narkoseeinleitung Kammer mit 2% Isofluran-Luft-Gemisch mit einem Heizkissen darunter platziert, um die Wärme zu halten und zu übertragen, das Tier zu einem speziell entwickelten Tierhalter (Abbildung 1). </li><li> Immobilisieren das Tier in Bauchlage auf dem Tierhalter, so die Schnauze passt in die Nasenkegel auf die Anästhesie (Abbildung 1) zu halten. Sichern Sie den Kopf der Maus mit einem Biss-bar auf die Vorderzähne des Maus angeschlossen. </li><li> Einschalten des Luftgebläseofen mit seiner Austrittsschlauch in vertikalen Bohrung des Scanners eingeführt, um die Körpertemperatur des Tieres während des Experiments aufrechterhalten. </li><li> Aufrechterhaltung einer Narkose bei 0,5 bis 2% Isofluran mit einer Fließgeschwindigkeit von 2 ml / min während der gesamten Abbildungssitzung. BestätigenAnästhesie mit der Zehe Prise Verfahren, keine Bewegung zu erwarten. </li><li> Richten Sie eine pneumatische Kissen Sensor, Maus tail / Knöchel LWL-Pulsoximetrie-Sensor und rektale Temperatursonde, um die Atmung, Herzfrequenz und Körpertemperatur, bzw. (Abbildung 1) zu überwachen. Hinweis: Cardiac Gating durch Pulsoxymetrie, die nichtinvasive Überwachung des Blutsauerstoffsättigung arteriellen ermöglicht durchgeführt. Der Pulsoximetriesensor sollte dem linken Knöchel befestigt werden kann, und der Fuß mit einer Fadenschlaufe befestigt und geklebt, um den Knöchel in dem Sensor zu halten. MRM-Bildgebung wird durch Verknüpfung des Atmungs-und Herzsignalen ohne die Verwendung irgendwelcher Kontrastmittel erreicht. </li></ol> 3. Image Acquisition <ol><li> Nach der Vorbereitung des Tieres (1), die Maus in die Mitte des MRM-Scanner mit dem Herzen in der Mitte des Sichtfeldes (FOV), wobei Magnetfeld-Homogenität maximale positioniert. HINWEIS: Ein weiter Bohrung(89 mm) 9,4 T Vertikalbohrung Magnet mit Dreifachachse Steigungen von 100 G / cm und 4 cm Hochfrequenz-(HF)-Bildgebungsspule ausgestattet ist, verwendet werden, um hochauflösende dreidimensionale (3D) Bilder zu erhalten. Hinweis: Achten Sie darauf, nicht-magnetischen liefert bei Verwendung eines MRT-Scanners. </li><li> Führen Sie die Imaging-Schnittstelle und wählen Sie &quot;Neue Studie&quot; aus dem Menü &quot;Study-Optionen&quot;. Geben Sie &quot;mtune&quot; an der Eingabeleiste und führen Sie es nach oben zu ziehen die &quot;Tune GUI&quot;. Dann wählen Sie &quot;Start Probe Tune&quot; und klicken Sie auf die Schaltfläche &quot;Autoscale&quot;. Die Tune-GUI ändern, um die RFsignal zeigen. Verwenden Sie die Fernabstimmung / Match Knöpfe am Ende der Spule zum Abstimmen des HF-Spule auf die Protonenresonanzfrequenz (400 MHz). Auf der Registerkarte &quot;Start&quot; gehen auf die &quot;Vorschau&quot;-Seite, um die Frequenz und Leistungskalibrierung, indem Sie auf die entsprechenden Tasten ausgeführt werden. Hit der (schnellen)-Taste auf der XYZ &quot;Shim&quot; Registerkarte &quot;Studie&quot; Register zu ziehen, die Shim-Seite.Gehen Sie auf die Seite Shim, wählen Sie alle Iterationen, und drücken Sie die Taste, um die automatische Shim Shim durchzuführen. </li><li> Wählen Sie einen Scout-Sequenz aus der Registerkarte &quot;Studie&quot; des bildgebenden Schnittstelle, um die Maus Herz zu lokalisieren. Auf der Registerkarte &quot;Acquire&quot; ändern Sie die FOV auf 35 mm 2 und halten Sie die Standardeinstellungen der Maschine. Klicken Sie auf Start, um die Sequenz laufen; stellen Sie die Position des Tierhalters, wenn das Herz nicht in der Mitte des FOV, stimmen Sie das HF-Spule und erhalten die Pfadfinder Bilder wieder. </li><li> Klicken Sie auf &quot;GEMS&quot;-Sequenz auf der Registerkarte &quot;Study&quot; geben Sie dann die Aufnahmeparameter auf den entsprechenden Reiter &quot;Acquire&quot;, um zwei orthogonalen Ebenen entlang der kurzen Achse und lange Achse des Herzens 20,21 zu erhalten. HINWEIS: Typische Aufnahmeparameter für eine Gradienten-Echo-Scan sind: Schichtdicke, 1 mm; Wiederholungszeit (TR), 200 ms; Echozeit (TE), 2,67 ms (Minimum); Kippwinkel 25 °; inplane Matrixgröße 128 x 128; FOV, 22 mm2; Reihe von Akquisitionen, 4; und eine Näherungserfassungszeit von 1 min und 30 sek. </li><li> Auf der Registerkarte &quot;Adv&quot; den &quot;CINE&quot;-Sequenz, die Pulsoximetrie-gesteuerten Kurzachsen Cine MR-Bilder, um die LV anatomische und funktionelle Parameter messen zu sammeln. Einstellen der Position und des Winkels der Abbildungs ​​Scheiben auf der Basis der langen Achse des Herzens durch Schweben und Ziehen der Maus. Geben Sie die folgenden Aufnahmeparameter auf der Registerkarte &quot;Acquire&quot;, um die Gradienten-Echo-Cine-Sequenz zu erhalten: TR 500 ms; TE 5 ms; Sichtfeld, 22 mm 2; Erfassungsmatrix 256 x 256; Schichtdicke, 1 mm; Reihe von Akquisitionen, 8; Anzahl von Rahmen, 6; und eine Aufnahmezeit von ~ 17 min. Klicken Sie auf Start, um den Erwerb zu beginnen. </li><li> Konvertieren Sie die aufgenommenen Bilder auf DICOM-Format mit der &quot;I / O&quot;-Reiter des Imaging-Software und übertragen Sie die entsprechenden Dateien zum Datenzentrum für die Verarbeitung. </li><li> Am Ende des Bilderzeugungsverfahrens, alleow die Mäuse aus der Narkose in den Filter-Top-Käfigen erholen. Die Mäuse nicht unbeaufsichtigt lassen, bis sie wieder zu Bewusstsein zu ausreichend Brustlage zu halten und halten sie für weitere Studien nach Bedarf. </li></ol> 4. Datenanalyse von Cardiac Magnetic Resonance Imaging Microscopy <ol><li> Verwenden Segment Software, um die anatomische und funktionelle Parameter des LV 19 zu analysieren. Durch Laden der DICOM-Format cine Bilder in die Software mit Hilfe der &quot;Open Image File (s)&quot;-Untermenü im Menü &quot;Datei&quot;. Auf der GUI wählen Sie &quot;MRGE &#39;als bildgebendes Verfahren,&quot; Cine &quot;als Bildtyp und&quot; Kurzachsen Mitte ventrikuläre&#39; als Bildbetrachtungsebene. </li><li> Geben Sie die Zeitrahmen für die End-Diastole und Systole-Ende durch verwendet werden &quot;Set Aktuelle Zeitrahmen zu Diastole End&quot; und &quot;Set Aktuelle Zeitrahmen zu Systole Ende&quot; Untermenüs im Menü &quot;Bearbeiten&quot; auf. </li><li>Klicken Sie zuerst auf die &quot;LV&quot;-Befehl-Taste und dann die &quot;ENDO&quot; und &quot;EPI&quot; Befehlstasten auf der rechten unteren Panel manuell die linke Herzkammer Endokard und Epikard zu ziehen sind. Entfernen Sie die Papillarmuskeln, indem Sie auf die entsprechende Schaltfläche, um die Genauigkeit der Berechnungen zu erhöhen. </li><li> Lesen Sie die quantifizierten LV diastolischen Parameter wie Volumen, Schlagvolumen, Schlagvolumen und Auswurffraktion auf der rechten oberen Panel. Klicken Sie auf die &quot;Misc&quot;-Befehl-Taste und dann die &quot;Messschieber&quot;-Befehl-Taste, um die NS-Parameter wie Wanddicke und ventrikuläre Durchmesser 22 messen. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Speichern sowohl Bild Stacks und Segmentierung&quot; Untermenü im Menü &quot;Datei&quot;, um die Bilder, auch die Segmentierungen, in &#39;. Matte&#39;-Format zu speichern, um die Bilder nachbearbeiten, wie gebraucht. </li></ol>

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Es wurden keine Interessenkonflikte erklärt.

Diese Studie beschreibt die MRM-Verfahren und seine Nützlichkeit als ein nicht-invasives Herzanomalien bei Mäusen mit Autoimmun-Myocarditis betroffen ermitteln. Da die histologischen Merkmale der EAM ähneln post Myokarditis von Menschen, sind Mausmodelle häufig eingesetzt, um die Immunmechanismen der myokardialen Verletzungen 23-25 ​​abzugrenzen. Doch die mit Myokarditis betroffenen Tiere klinisch normal erscheinen, und die Diagnose wird auf der Grundlage der Histologie bei der Beendigung von Versuchen 7...

Herzinsuffizienz ist die häufigste Ursache für Todesfälle und Myokarditis ist eine Hauptursache von Herzversagen bei Jugendlichen ein. Die meisten Patienten mit Herzmuskelentzündung betroffen asymptomatisch bleiben und die Krankheit spontan beschlossen 2. Allerdings können 10-20% der Betroffenen chronische Krankheit zu entwickeln, was zu dilatative Kardiomyopathie (DCM) 3. Verschiedene Tiermodelle entwickelt worden, um die Immunpathogenese von Myokarditis studieren. Die Krankheit kann in Myokarditis anfälligen A / J-und Balb / c Mäusen durch Immunisierung der Tiere mit Herz-Myosin schwere Kette (Myhc)-α oder seine immundominanten Peptidfragmente oder durch Infektion mit Pathogenen wie Coxsackievirus B3 4-9 induziert werden. Diese Studie beinhaltet Myhc-α 334-352 induzierte Myokarditis in A / J-Mäusen. Trotz zeigt myokardiale Infiltrationen, erscheinen die Myokarditis betroffenen Tiere klinisch normal; Diagnose auf histologische Beurteilung von Herzen für eine Entzündung 7 Basisnd 10 Echokardiographie. Magnet-Resonanz-Mikroskopie (MRM) ist eine häufig verwendete Methode, um Herz-Kreislauf-Bildgebung mit hoher Auflösung dreidimensionale Flugzeuge zu erhalten, wodurch Beurteilung der funktionellen Details auf das Niveau der Blutgefäße Minuten (bis zu 10 Mikrometer Durchmesser), aber dieses Niveau der Auflösungsvermögen nicht mit der Routine der Magnetresonanztomographie (MRI) Verfahren, bei dem die Auflösung in der Regel bis zu 1 mm erhalten 11-14 erzielbar. MRM bietet einen Vorteil, da es ermöglicht Erwerb von hochauflösenden Bildern und auch auf Leistungsparameter in den frühen Zeitpunkten des Krankheitsprozesses 14 abzuleiten. Klinisch hat MRM-Bildgebung wurde ausgiebig angewendet, um die Funktionsparameter von erkrankten Herz-, Lungen-oder Hirn 15-17 studieren. In dieser Studie wird die Verwendung eines MRM-Technik als ein nicht-invasives Herzanomalien in A / J-Mäusen, die mit Autoimmun-Myocarditis betroffen ermitteln gezeigt. Insbesondere ter MRM Bildgebung ermöglicht die Quantifizierung von Funktionsparametern wie linksventrikuläre (LV) enddiastolischen Volumens und der Auswurffraktion (EF) 18 mit ausreichender Genauigkeit. Die Definitionen der jeweiligen Parameter sind: LV enddiastolischen Volumen, Volumen von Blut in der linken Herzkammer am Ende der diastolischen Zyklus und der Auswurffraktion, Schlagvolumen / enddiastolische Volumen. Die Auswertung der Daten erfolgt mit dem für die Verarbeitung von Magnet-Resonanz-Scanner 19 erworben DICOM-konforme Bilder Herz-Kreislauf entwickelt, frei verfügbaren Software-Segment. Die Daten zeigten einen Anstieg in der Dicke der Wand in den LV myocarditic Tieren, entsprechend einer Abnahme der LV enddiastolischen Volumens, des Schlagvolumens und der Auswurffraktion, verglichen mit diesen funktionellen Parameter in gesunden Mäusen.

<table><tbody><tr><td>Myhc-a 334-352 (DSAFDVLSFTAEEKAGVYK)</td><td>Neopeptide, Cambridge, MA</td><td></td><td>Store at 4 &#176; C</td></tr><tr><td>CFA</td><td>Sigma Aldrich, St. Louis, MO</td><td>5881</td><td>Laden Sie in 4 &#176; C</td></tr><tr><td>MTB H37Rv Extrakt</td><td>Difco Laboratories, Detroit, MI</td><td>231141</td><td>Store at 4 &#176; C</td></tr><tr><td>PT</td><td>List Biologicals Laboratories, Campbell, CA</td><td>181</td><td>Geschäft in 4 &#176; C</td></tr><tr><td>1x PBS</td><td>Corning, Manassas, VA</td><td>21-040-CV</td><td>Laden Sie in 4 &#176; C</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Piramal Healthcare, Mumbai, Indien</td><td>NDC66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>Weibliche A/J-Mäuse</td><td>Jackson Laboratories, Bar Harbor, ME</td><td>646</td><td></td></tr><tr><td>Luer-lok sterile 1 ml Yrringe</td><td>BD, Franklin Lakes, NJ</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>Luer-lok sterile 3 ml Yrringe</td><td>BD, Franklin Lakes, NJ</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Nadel, 18 G</td><td>BD, Franklin Lakes, NJ</td><td></td><td></td>305195</tr><tr><td>Sterile Nadel, 27 1/2 G</td><td>BD, Franklin Lakes, NJ</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>3-Wege-Absperrhahn</td><td>Smiths Medical ASD, Inc. Dublin, OH</td><td>MX5311L</td><td></td></tr><tr><td>Kerlix Mullbinderollen</td><td>Covidien, Mansfield, MA</td><td>6720</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Professional, Roswell, GA</td><td>34155</td><td></td></tr><tr><td>Protouch Stockinette</td><td>Medline Industries, Mundelein, IL</td><td>30-1001</td><td></td></tr><tr><td>Sterile chirurgische Scheren und Pinzetten</td><td>INOX tool Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroofen</td><td>GE Healthcare,&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ThermiPAQ Warm- und Kältetherapiesystem&nbsp;</td><td>Theramics Corporation, Springfield, IL</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Reptilien-Heizlampe</td><td>Energy Savers Unlimited, Inc. Carson, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>3M Transpore-Bänder</td><td>Target Corporation, MN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Up and Up Polymyxin B-Sulfat / Bacitracin / Neomycinsulfat antibiotische Salbe</td><td>Target Corporation, MN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>North Safety DeciDamp-2PVC-Schaum Ohrstöpsel</td><td>North Sicherheit Produkte, Smithfield, RI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Applikator mit Baumwollspitze, 6' &rsquo; Holzstiel &nbsp;</td><td>Jorgensen Laboratories, Inc. Loveland, CO</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anästhesie-Induktionskammer&nbsp;</td><td>Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Summit Anesthesia Support-System zur Regulierung des Anästhesieflusses&nbsp;</td><td>Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Speziell entwickelter Tierhalter</td><td>Agilent Technologies, Santa Clara, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bickford&nbsp; Omnicon F/Luft&nbsp; Gasfilteranlage für Anästhesie&nbsp;</td><td>A.M. Bickford, Inc. Wales Center, NY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pulsoximeter-Modul, MR-kompatibles Überwachungs- und Anschnittsystem für Kleintiere&nbsp;</td><td>Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sauerstoffflasche &nbsp;</td><td>Matheson-Tri Gas, Nord-Zentral-Zone, Lincoln, NE</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gasregler&nbsp;</td><td>Western Medica, West Lake, OH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Signalbrechmodul, MR-kompatibles Überwachungs- und Gating-System für Kleintiere</td><td>Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>9,4 T (400 MHz) 89 mm MR-Scanner mit vertikaler Kernbohrung</td><td>Agilent Technologies, Santa Clara, CA</td><td></td><td></td></tr> 4-cm-Mikrobildgebungs-HF-Spule für <tr><td>Tausendfüßer</td><td>Agilent Technologies, Santa Clara, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SAM PC-Monitor</td><td>Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Quantitative medizinische Bildanalysesoftware</td><td>http://segment.heiberg.se; &nbsp; Segment v1.8 R1430,&nbsp; Medviso, Region Öresund, Schweden</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Matlab-Software</td><td>The Mathworks, Inc.&nbsp; Natick, MA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Computer-Unix-Betriebssystem</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

nicht-invasive beurteilung der herzfehlbildungen in experimentellen autoimmunen myokarditis von magnetic resonance imaging microscopy in der maus

Noninvasive Assessment of Cardiac Abnormalities in Experimental Autoimmune Myocarditis by Magnetic Resonance Microscopy Imaging in the Mouse

Myokarditis ist eine Entzündung des Herzmuskels, aber nur ca. 10% der Betroffenen zeigen klinische Manifestationen der Erkrankung. Um die Immun Ereignisse der myokardialen Verletzung zu untersuchen, wurden verschiedene Mausmodelle der Myokarditis weit verbreitet. Diese Studie umfasste experimentellen autoimmunen Myokarditis (EAM) mit Herz Myosin schwere Kette (Myhc)-α 334-352 in A / J-Mäusen; die betroffenen Tiere entwickeln lymphatischer Myokarditis, aber ohne offensichtliche klinische Zeichen. In diesem Modell wird der Nutzen der Magnetresonanzmikroskopie (MRM) als eine nicht-invasive Modalität der Herz strukturelle und funktionelle Veränderungen bei Tieren mit Myhc-α 334-352 immunisiert bestimmen dargestellt. EAM und gesunden Mäusen wurden mit einem 9.4 T (400 MHz) 89 mm vertikale Kernbohrung Scanner mit einem 4 cm Tausendfüßler Hochfrequenz-Bildgebung Sonde und 100 G / cm Dreifachachse Gradienten ausgestattet abgebildet. Cardiac Bilder wurden von betäubten Tieren erworben mit einem Gradienten-Echo-basierte cine Impulsfolge, und der Animals wurden von Atmung und Pulsoxymetrie überwacht. Die Analyse ergab eine Erhöhung der Dicke der Kammerwand in EAM Mäusen, mit einer entsprechenden Abnahme des Innendurchmessers der Kammern, wenn sie mit gesunden Mäusen verglichen. Die Daten legen nahe, dass morphologische und funktionelle Änderungen in den entzündeten Herzen können nicht-invasiv überwacht MRM in lebenden Tieren sein. Abschließend bietet einen Vorteil MRM Beurteilung der Progression und Regression der myokardialen Verletzung in Krankheiten, die durch infektiöse Agenzien verursacht werden, sowie als Reaktion auf Therapien.

In diesem Bericht wird der Nutzen der MRM-Technik als eine nicht-invasive Modalität, die strukturelle und funktionelle Veränderungen in den Herzen der Tiere mit EAM beeinflusst zu werden gezeigt. Myokarditis in A / J-Mäusen durch Immunisierung der Tiere mit Myhc-α von 334 bis 352 in 7 CFA induziert und die Tiere wurden am Tag 21 nach der Immunisierung an MRM Experimenten unterworfen. Die MRM-Bildgebung wurde an lebenden Tieren unter Isofluran-Narkose bei 9,4 T (400 MHz für Protonen) mit einem 89 mm-Bohrung ve...

Diese Studie zeigt die erfolgreiche Etablierung der Magnetresonanzmikroskopie als nicht-invasives Instrument zur Beurteilung von Herzanomalien bei Mäusen, die von Autoimmunmyokarditis betroffen sind. Die Daten deuten darauf hin, dass die Technik zur Überwachung des Krankheitsverlaufs bei lebenden Tieren eingesetzt werden kann.

Nicht-invasive Beurteilung der Herzfehlbildungen in experimentellen autoimmunen Myokarditis von Magnetic Resonance Imaging Microscopy in der Maus

Myocarditis is an inflammation of the myocardium, but only ~10% of those affected show clinical manifestations of the disease. To study the immune events ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, kardiale Funktionsstörungen durch bildgebende Untersuchung der Herzen lebender Tiere mit entzündlicher Herzerkrankung zu ermitteln. Dies wird erreicht, indem zunächst die Erkrankung, beispielsweise eine Myokarditis, ausgelöst wird. Der zweite Schritt besteht darin, das Tier auf die Magnetresonanzmikroskopie vorzubereiten und es in der Tierhalterung zu platzieren.Anschließend wird die Maus in das Magnetfeld gebracht, um die kardialen Bilder zu erfassen. Der letzte Schritt besteht in der Analyse der kardialen Funktionsparameter mithilfe der Segment-Software. Letztendlich dient diese Technik der Berechnung des enddiastolischen Volumens und der Ejektionsfraktion bei Mäusen mit autoimmuner Myokarditis.Der Hauptvorteil dieser Technik im Vergleich zu bestehenden Methoden wie der Histopathologie liegt darin, dass sie nicht invasiv ist und eine dreidimensionale, hochauflösende Ansicht des Herzens ermöglicht. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen auf dem Gebiet der Kardiologie im Zusammenhang mit der Diagnose entzündlicher Herzerkrankungen zu beantworten. Im Allgemeinen haben Personen, die neu in dieser Methode sind, Schwierigkeiten, da ihnen die Erfahrung mit der Vorbereitung von Tieren für die Gewinnung von Magnetresonanz-Mikrobildern fehlt.Daher ist die visuelle Demonstration dieser Methode entscheidend. Beginnen Sie das Protokoll, indem Sie zunächst eine Peptidlösung zur Induktion einer autoimmunen Myokarditis herstellen: Lösen Sie das Peptid der schweren Kette des kardialen Myosins, Alpha 334 bis 352, in phosphatgepufferter Salzlösung, um eine Endkonzentration von zwei Milligramm pro 1,5 Milliliter zu erreichen. Bereiten Sie anschließend das Pertussis-Toxin vor, indem Sie ein Milliliter sterile, einfache phosphatgepufferte Salzlösung zu einem Gefäß mit 50 Mikrogramm lyophilisiertem Pertussis-Toxin hinzufügen.Um eine Stammlösungskonzentration von 50 Nanogramm pro Mikroliter zu erhalten. Danach 20 Mikroliter der Stammlösung in ein steriles 1,5-Milliliter-Röhrchen geben und 980 Mikroliter sterilem 1×-phosphatgepuffertem Kochsalzlösung hinzufügen, um eine Arbeitskonzentration von 1 Nanogramm pro Mikroliter zu erhalten. Außerdem vollständigen Freund-Adjuvans oder CFA herstellen, indem 40 Milligramm Mycobacterium-tuberculosis-H37RV- oder MTB-Extrakt zu 10 Milliliter CFA hinzugefügt werden, um eine Endkonzentration von 5 Milligramm pro Milliliter zu erreichen.Bereiten Sie nun die Peptid-CFA-Emulsion vor. Um 1,5 Milliliter Emulsionsaliquot herzustellen, pipettieren Sie 750 Mikroliter der Peptidlösung aus dem schweren kettenförmigen alpha-Peptid 334 bis 352 des Herzmuskels in ein 1,5-Milliliter-Röhrchen und aliquotieren Sie ein gleiches Volumen CFA, angereichert mit MTB-Extrakt, in ein weiteres 1,5-Milliliter-Röhrchen. Ziehen Sie anschließend mit einer 3-Milliliter-Luer-Lock-Spritze zuerst die Peptidlösung und danach den CFA-MTB-Extrakt auf. Befestigen Sie die Spritze an einem Dreifach-Stoppcock und verbinden Sie den anderen Ausgang des Stoppcocks mit einer leeren 3-Milliliter-Spritze.Stellen Sie den Durchlass des Stopcocks so ein, dass die Peptid-CFA-Mischung mit angemessenem Widerstand von einer Spritze in die andere fließt. Mischen Sie, indem Sie den Inhalt etwa eine Minute lang wiederholt von einer Spritze in die andere drücken, und stellen Sie danach die gesamte Apparatur etwa drei Minuten lang auf Eis.Wiederholen Sie dieses Verfahren mindestens 10-mal. Bestimmen Sie die Konsistenz der Emulsion, indem Sie einen winzigen Tropfen vorsichtig auf stehendes Wasser in einem 100-Milliliter-Glaskolben geben. Der Tropfen sollte sich im Wasser nicht ausbreiten; falls doch, setzen Sie die Vermischung fort, bis die gewünschte Konsistenz erreicht ist.Überführen Sie den Inhalt der Emulsion aus drei-Milliliter-Spritzen in eine Ein-Milliliter-Spritze. Ziehen Sie dazu eine der beiden an dem Stopfkran angebrachten drei-Milliliter-Spritzen ab und ersetzen Sie sie durch die Ein-Milliliter-Spritze. Anschließend wird eine Nadel mit 27,5 Gauge angebracht.Injizieren Sie 150 Mikroliter der Peptid-CFA-Emulsion in aufgeteilten Dosen subkutan in die beiden inguinalen Regionen von sechs bis acht Wochen alten weiblichen aj-Mäusen. Verabreichen Sie dann am Tag null und am Tag zwei nach der Immunisierung jeweils 100 Mikroliter Pertussis-Toxin-Suspension intraperitoneal an jedes Tier. Wiederholen Sie das Immunisierungsverfahren am Tag sieben, indem Sie 150 Mikroliter der Peptid-CFA-Emulsion in aufgeteilten Dosen subkutan auf beiden Seiten des Brustbeins verabreichen.Bereiten Sie diese Emulsion frisch wie beschrieben zu. Dann unterziehen Sie die Tiere am Tag 21 der MRT-Bildgebung, um die Bildgebung vorzubereiten. Stellen Sie zunächst jede Maus in eine Narkoseinduktionskammer, die eine 2%ige ISO-Fluorin-Luftmischung enthält, und verwenden Sie eine Heizplatte, um die Wärme aufrechtzuerhalten.Überführen Sie das Tier dann in einen speziell konzipierten Tierhalter. Sichern Sie den Kopf mit einer Beißeinrichtung, um das Tier in Bauchlage zu fixieren. Die Schnauze sollte in den Nasenkegel passen, um die Anästhesie aufrechtzuerhalten.Schalten Sie die Luftgebläsheizung ein, wobei der Auslassschlauch in die vertikale Bohrung des Scanners eingeführt wird, um die Körpertemperatur des Tieres während des Experiments aufrechtzuerhalten. Halten Sie die Anästhesie während der gesamten Bildgebungssitzung mit einem Isoflurananteil von 1 bis 2 % und einer Flussrate von zwei Millilitern pro Minute aufrecht. Überprüfen Sie die Anästhesie durch einen Zehenquetschtest.Als Nächstes richten Sie einen pneumatischen Polstersensor und eine rektale Temperatursonde ein, um die Atmung und Körpertemperatur während der gesamten Bildgebungssitzung zu überwachen. Ein faseroptischer Pulsoximetriesensor sollte außerdem am linken Knöchel angebracht werden, und der Fuß sollte mit einer Fadenchiffre fixiert und mit Klebeband gesichert werden, um die Position beizubehalten. Die Bildgebung wird durch Gating der Atem- und Herzsignale ohne Verwendung von Kontrastmitteln erreicht.Ein Magnet mit großem Durchmesser und einer Feldstärke von 9,4 Tesla im vertikalen Bohrloch sollte verwendet werden, um hochauflösende dreidimensionale Bilder der Magnetresonanzmikroskopie zu erhalten. Nach der Vorbereitung des Versuchstiers wird die Maus in den Scanner platziert, wobei das Herz in der Mitte des Bildfeldes positioniert sein sollte. Anschließend wird die Bildgebungssoftware gestartet, im Befehlsfeld der neue Untersuchungstyp mune ausgewählt, die Abstimmungsseite aufgerufen und danach die Optionen Startsonde, Abstimmen und automatische Skalierung ausgewählt.Verwenden Sie die Fernabstimmknöpfe am Ende der Spule, um die HF-Spule auf die Protonenresonanzfrequenz von 400 Megahertz abzustimmen. Gehen Sie anschließend zur Vorscan-Seite. Um die Frequenz- und Leistungsabgleichung durchzuführen, drücken Sie die x, Y, Z-Schnelltaste, um die Abstimmseite aufzurufen.Danach alle Iterationen auswählen und eine automatische Abstimmung durchführen. Eine Scout-Sequenz auswählen. Das Sichtfeld auf 35 Millimeter ändern.Belassen Sie die anderen Standardeinstellungen und führen Sie die Sequenz aus. Falls sich das Herz nicht in der Mitte des Sichtfeldes befindet, passen Sie die Position des Tierhalters an, stellen Sie die HF-Spule erneut ab und nehmen Sie den Scout erneut auf. Wählen Sie anschließend die GEM-Sequenz aus.Geben Sie die hier gezeigten Erfassungsparameter im Register „Acquire“ ein, um zwei orthogonale Ebenen entlang der kurzen und langen Achse des Herzens zu erhalten. Wählen Sie anschließend die Cine-Sequenz aus, um die Cine-Bilder der kurzen Achse mittels Pulsoximetrie-Messung zu erfassen und die linksventrikulären, anatomischen und funktionellen Parameter zu bestimmen. Geben Sie die hier dargestellten Parameter ein, um die Gradientenecho-Cine-Sequenz zu erhalten.Passt die Position und den Winkel der Bildgebungsschnitte basierend auf der Langachsenansicht des Herzens an. Führt dann die Sequenz aus. Sobald die Bildgebung abgeschlossen ist.Konvertieren Sie die gewonnenen Bilder mithilfe des IO-Tabs in das DICOM-Format und übertragen Sie die entsprechenden Dateien zur Verarbeitung an das Datenzentrum. Am Ende des Bildgebungsverfahrens ermöglichen Sie dem Tier, sich unter einem Filterdeckel aus der Narkose zu erholen. Lassen Sie die Maus nicht unbeaufsichtigt, bis sie ausreichend bei Bewusstsein ist, um die Brustlage aufrechtzuerhalten.Hier wird Segment-Software verwendet, um die anatomischen und funktionellen Parameter des linken Ventrikels zu analysieren. Beginnen Sie damit, die DICOM-formatierten Cine-Bilder in die Software zu laden. Wählen Sie dann MRGE als Bildgebungsverfahren, Cine als Bildtyp und kurze Achse mittlere Ventrikelregion aus.Legen Sie als Bildebene die Zeitpunkte für das Ende der Diastole und das Ende der Systole fest, indem Sie jeweils die Untermenüs „aktuellen Zeitpunkt auf Ende der Diastole setzen“ und „aktuellen Zeitpunkt auf Ende der Systole setzen“ im Bearbeiten-Menü verwenden. Verwenden Sie anschließend die LV- sowie die endo- und EPI-Befehlsschaltflächen im unteren rechten Bereich. Um den linken Ventrikel, das Endokard und das Epikard manuell zu zeichnen, entfernen Sie die Papillarmuskeln, indem Sie die entsprechende Befehlsschaltfläche betätigen.Um die Genauigkeit der Berechnungen zu erhöhen, lesen Sie die quantifizierten Parameter des linken Ventrikels, wie diastolisches Volumen, systolisches Volumen, Schlagvolumen und Ejektionsfraktion, im oberen rechten Bereich ab. Verwenden Sie anschließend die Schaltfläche „mis“ und danach die Schaltfläche „measurement caliper“, um linke Ventrikelparameter wie Wanddicke und Ventrikeldurchmesser zu messen. Schließlich sollten Sie unbedingt die Option „save both image stacks and segmentation“ verwenden, um die Bilder einschließlich der Segmentierungen im .mat-Format zu speichern, sodass die Bilder bei Bedarf erneut verarbeitet werden können.Der Winkel, in dem das Herz für die Aufnahme der Zwei-Kammer-Ansicht geschnitten wurde, ist hier zu sehen. Hier sehen wir eine ungefähre 1,5-fache Zunahme der Dicke des linken Ventrikels, was auf strukturelle Defekte in den Herzen von Mäusen mit experimentell induzierter autoimmuner Myokarditis im Vergleich zu gesunden Mäusen hinweist. Die auf der Grundlage des linksventrikulären diastolischen Volumens und der Ejektionsfraktion berechnete Herzleistung war bei Mäusen mit autoimmuner Myokarditis im Vergleich zu gesunden Mäusen vermindert.Schließlich wurden die Herzen der oben genannten Behandlungsgruppen hinsichtlich einer Entzündung durch eine histologische Bewertung mittels Hämatoxylin- und Eosin-Färbung untersucht. Bei myokarditischen, jedoch nicht bei gesunden Mäusen zeigten sich multifokale lymphozytäre Infiltrate. Während des Durchführens dieses Verfahrens ist es wichtig sicherzustellen, dass die Körpertemperatur des Tieres konstant bleibt, damit die Herzfrequenz und Atemfrequenz während der Experimente nicht signifikant verändert werden. Dies ist entscheidend, um reproduzierbare Ergebnisse zu erhalten.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis der magnetresonanzmikroskopischen Technik zur Beurteilung funktioneller Störungen entzündlicher Herzerkrankungen wie Myokarditis und Mäuse haben. Vergessen Sie jedoch nicht, dass das Arbeiten mit hohen Magnetfeldern äußerst gefährlich sein kann, weshalb der Tierhalter und andere Komponenten nichtmagnetisch sein sollten.

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Research

Forschung

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Medicine

Medizin

Hochfrequenz-Doppler-Ultraschall ist eine neue Technologie für die Beurteilung der regionalen Myokardfunktion. Diese Arbeit präsentiert erste Nachweis einer Anwendbarkeit dieses vielseitige Imaging-Plattform für die wiederholte Messung der myokardialen Belastung, dp / dt und Mitralinsuffizienz in der Ischämie-Reperfusion (IR) murine Herzen.

Hochfrequenz-High-Resolution Echokardiographie: First Evidence on Non-invasive Wiederholte Messung der myokardialen Strain, Kontraktilität und Mitralinsuffizienz in der Ischämie-Reperfusion Murine Herz

Kontrastverstärkte kardiale Magnetresonanztomographie (CMR)-Bildgebung ermöglicht eine...

Beurteilung der Herzfunktion und Morphologie Myokardiale Mit Small Animal Look-Locker Inversion Recovery (SALLI) MRI in Ratten

Wir beschreiben, wie man MRT- und PET-Bildgebung des Mausherzens durchführt. Das Protokoll ist auf die Beurteilung der Behandlungswirksamkeit in Modellen für Myokardinfarkt und Herzinsuffizienz zugeschnitten.

MRT und PET in Mausmodellen des Myokardinfarkts

Diese Methode beschreibt die Verwendung der Quanten-Mikro-Computertomographie (MicroCT) zur Beurteilung der kardialen Morphologie, Funktion, Durchblutung, des Stoffwechsels und der Lebensfähigkeit mit jodiertem Kontrastmittel bei Mäusen mit experimentell induzierter myokardialer Ischämie. Die Technik kann für die zerstörungsfreie longitudinale Hochdurchsatz-Bildgebung in vivo verschiedener Tiermodelle menschlicher Herzerkrankungen eingesetzt werden.

In Vivo quantitative Bewertung der myokardialen Struktur, Funktion, Perfusion und Lebensfähigkeit Mit Herz Micro-Computertomographie

Echokardiographische Untersuchung wird häufig bei Mäusen verwendet. Teure hochauflösende Ultraschall-Geräte wurden für diesen Zweck entwickelt. Dieses Protokoll beschreibt eine erschwingliche echokardiographische Verfahren kombiniert mit histologischen morphometrische Analysen kardiale Morphologie zu bestimmen.

Echokardiographische und histologische Untersuchung der kardiale Morphologie in der Maus

Diese Studie beschreibt ein umfassendes kardiovaskuläres Magnetresonanztomographie-Protokoll (CMR) zur Quantifizierung der linksventrikulären Funktionsparameter des Mausherzens. Das Protokoll beschreibt die Erfassung, Nachbearbeitung und Analyse der CMR-Bilder sowie die Beurteilung verschiedener kardialer Funktionsparameter.

Quantifizierung der linksventrikulären Funktion des Mausherzens, des Myokardstamms und der hämodynamischen Kräfte durch kardiovaskuläre Magnetresonanztomographie

Wir berichten über eine Methode zur mesoskopischen Rekonstruktion des gesamten Mausherzens durch die Kombination neuer Fortschritte in der Gewebetransformation und Färbung mit der Entwicklung eines axial gescannten Lichtblattmikroskops.

Mesoskopische optische Bildgebung des ganzen Mausherzens

Hier beschreiben wir eine einfache und reproduzierbare Methode, die bei Mäusen durch Präzisionsligation der linken vorderen absteigenden Koronararterie durch Mikromanipulation einen Myokardinfarkt oder eine myokardiale Ischämie-Reperfusionsverletzung induzieren kann.

Induktion von Myokardinfarkt und myokardialer Ischämie-Reperfusionsschädigung bei Mäusen

Die dreidimensionale (3D) Rekonstruktion von Herzschäden bei reperfundiertem akutem Myokardinfarkt (repAMI) ermöglicht eine getreue Quantifizierung und Co-Lokalisierung von assoziierten krankheitsbeeinflussenden Mustern. Hier wird ein automatisierbarer, lichtblattgeführter Bildgebungsansatz für die gleichzeitige Messung von Herzschäden, Risikobereichen und Immunzellantworten bereitgestellt.

Simultane 3D-Analyse von Herzschädigung und Immunantwort bei reperfundiertem akutem Myokardinfarkt mittels Lichtblatt-Fluoreszenzmikroskopie

Eine genaue und praktische Methode, um Parameter wie Spannung im Herzmuskelgewebe Maßnahme ist von großem klinischen Nutzen, da es sich gezeigt hat, dass der Stamm eine sensiblere und früher Marker für kontraktile Dysfunktion als die häufig verwendete Parameter EF ist.

Magnetic Resonance Derived Myocardial Dehnungs-Beurteilung anhand von Feature-Tracking-

Erfahren Sie die nicht-invasive Magnetresonanzmikroskopie zur Beurteilung kardialer Funktionsstörungen bei experimenteller autoimmuner Myokarditis in Mäusen. Diese Methode ermöglicht die quantitative Analyse von Herzvolumen und Ejektionsfraktion.

Nicht-invasive Beurteilung der Herzfehlbildungen in experimentellen autoimmunen Myokarditis von Magnetic Resonance Imaging Microscopy in der Maus (Video) | JoVE Journal

Nicht-invasive Beurteilung der Herzfehlbildungen in experimentellen autoimmunen Myokarditis von Magnetic Resonance Imaging Microscopy in der Maus

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