Name: Die Anwendung der Zwei-Spinnmilbe Tetranychus urticae Für Plant-Schädlingsinteraction Studies (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: Lernen Sie effiziente Methoden zur Sammlung und Applikation von Spinnmilben Tetranychus urticae auf Versuchspflanzen. Dieses Protokoll ermöglicht die schnelle Schadensquantifizierung für Pflanzen-Schädling-Interaktionsstudien.

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Dieses Projekt wurde von der kanadischen Regierung über Genome Canada und das Ontario Genomics Institute (OGI-046) und den Ontario Research Fund–Global Leadership in Genomics and Life Sciences GL2-01-035 (an M.G. und V.G.) finanziert. t.v.l. ist Postdoktorand des Fund for Scientific Research Flanders (FWO).

1. Wartung der Spinnenmilbenpopulation HINWEIS: Spinnmilben auf Kalifornien rote Bohnen aufgezogen (Phaseolus vulgaris). <ol><li> Wachsen Bohnenpflanzen aus Samen für 2-3 Wochen vor Befall. </li><li> Intermix diese Pflanzen mit befallenen Pflanzen; erwachsenen Milben schnell besiedeln frischen Pflanzenmaterial. </li><li> Entfernen Sie alte Bohnenpflanzen befallen alle 7-10 Tage, sie mit frischen Pflanzen zu ersetzen. </li></ol> 2. Sammeln Adult Female Milben <ol><li> Mite-Sammlung mit dem Waschverfahren <ol><li> Um Milben sammeln, legen Sie eine frische Bohnenpflanze in Kontakt mit befallenen Pflanzen 1 bis 2 Tage vor dem Experiment. </li><li> Verwenden Sie 20 bis 30 frische Bohnenpflanzen auf 1.000 bis 2.000 erwachsenen weiblichen Milben sammeln. </li><li> Eine Lösung von Tween 20 in 0,001% mit Leitungswasser bei Raumtemperatur. </li><li> In der Tween 20-Lösung zu waschen befallene Bohnenpflanzen mit 2 bis 3 Pflanzen zu einem Zeitpunkt. </li><li&gt; Jede Pflanze wird gewaschen, 2-3x, alle Milben aus den Blättern zu sammeln. </li><li> Führen Sie Schritt 2.1.4 innerhalb von 10 min auf Milben vermeiden. </li></ol></li><li> Isolierung von Adult Female Milben durch Filtration der Suspension durch Siebe Mite einer bestimmten Maschenöffnung <ol><li> Bereiten Sieben der folgenden Maschenweiten: 500 um (um Ablagerungen zu entfernen) und 300 um (zu weiblichen erwachsenen Milben sammeln) (Abbildung 1A). </li><li> Filtern der Suspension durch das Sieb mit 500 &amp;mgr; m. </li><li> ReFilter die Suspension durch die 300 um Sieb. Erwachsene weibliche Milben bleiben erhalten. </li><li> Tauchen Sie ein 300 um Sieb mit erwachsenen weiblichen Milben in sauberem Leitungswasser, um das Tween 20 zu entfernen. </li><li> Verbreiten Milben in einer einzigen Schicht an der Unterseite des Siebes. </li><li> Verwenden Sie Papiertuch, um überschüssige Wasser aus dem Netz und die Seiten des Sieb entfernen. HINWEIS: Dies geschieht, weil Milben, um sich zu erholen schnell trocknen müssen. </li><li> Vorbereiten einer Anordnung wie in Fig. 1 gezeigt,B; dies ermöglicht es Milben sich frei zu bewegen, sondern sie an der Flucht zu verhindern. </li><li> Platzieren der Sieb mit Milben auf dem Sieb, das als Träger verwendet wird. </li><li> Surround unteren Sieb mit Wasser, um Milben Dispergieren verhindern. HINWEIS: Milben startet erholt sich nach ca. 5 min. Nach ca. 30 min, ist die Anzahl der beweglichen Milben ausreichend, um Sammlung (1D) starten. Milben sollte innerhalb von 1 Stunde gesammelt werden, da sie Seide, die mit der Sammlung stören produzieren wird. </li></ol></li></ol> 3. Anlage Befall mit Milben HINWEIS: Sobald erwachsene weibliche Milben erholt haben, können sie für die Pflanzenbefall eingesetzt werden. Es gibt 2 Methoden verwendet, um Versuchspflanzen mit Milben befallen erwachsenen Frauen: a) mit einem feinen Pinsel (Protokoll Abschnitt 3.1) und b) mit Hilfe einer Pumpe oder Druckleitung (Protokoll Abschnitt 3.2). <ol><li> Milbenbefall mit einem Pinsel HINWEIS: Spinnenmilbenbefallmit einer Bürste zum Auftragen von bis zu 30 Milben pro Pflanze verwendet. <ol><li> Verwenden Sie ein weiches Haar um Kunstbürste von Größe 00 oder feiner. </li><li> Feuchten Sie die Bürste mit RT Leitungswasser. </li><li> Sanft abholen Milben aus dem Sieb mit der Pinselspitze und sie auf die Anlage. </li></ol></li><li> Milbenbefall mit Hilfe einer Pumpe HINWEIS: Anlagen Befall mit Milben durch eine Pumpe / Unterdruckleitung gesammelt wird verwendet, wenn mehr als 30 Milben angewendet werden. Für dieses Verfahren kann eine Vakuumpumpe für mikroelektronische Bauteile Aufnehmer oder eine Vakuumleitung verwendet werden. Es ist wichtig, den Luftstrom konstant ist und eine ausreichende Stärke (2-4 psi) zu halten. <ol><li> Befestigen einer 1 ml-Pipettenspitze an der Röhre, die der Pumpe oder Druckleitung verbindet unter Verwendung eines 1,5 ml-Zentrifugenröhrchen Schnitt unten als Adapter zwischen der Pumpe / des Vakuumrohrs und der Spitze. </li><li> Legen Sie ein Stück Papiertuch zwischen der Pipettenspitze und dem Adapter (1,5 ml Zentrifugenröhrchen). HINWEIS: Der Zweck ist, zu stoppen Milben innerhalb ter Pipettenspitze während der Aspiration Prozess und auch den Luftstrom (1C) zu reduzieren. </li><li> Sammeln Milben direkt aus dem Sieb mit der Pipettenspitze. </li><li> Alternativ sammeln Milben nacheinander von befallenen Blätter mit einem Stereoskop. </li><li> Wenn die erforderliche Anzahl von Milben gesammelt worden ist, entfernen Sie die Pipettenspitze aus der Röhre, um sicherzustellen, dass das Stück Küchenpapier auf der Rückseite der Pipettenspitze ist ungestört. </li><li> Sammeln Milben durch Antippen der Pipettenspitze und verklumpen die Milben zusammen. Dann legen Sie sie auf dem Blatt; innerhalb von Sekunden werden die Milben beginnen, auf dem Blatt zu verteilen. </li></ol></li></ol> 4. Aufnahme und Bewertung der Pflanzenschäden <ol><li> Recording Pflanzenschäden HINWEIS: A. thaliana wird Pflanzenschäden nach 4 Tagen von Milben Fütterung beurteilt. Der Schaden wird als die Gesamtoberfläche der chlorotische Flecken aufgezeichnet. Für Schäden, die Messung wird die ganze Rosette geschnitten und gescannt.Beschriebenen Scan-Parameter sind für einen Epson V30 Scanner, aber wird als ein guter Ausgangspunkt für jede ähnliche Flachbettscanner zu handeln. Halten Sie Scan-Parameter konstant für alle Experimente wodurch ein Vergleich zwischen einzelnen Experiment läuft. <ol><li> Decken Sie Scanner-Bett mit Transparenz Blatt verunreinigen Scanner Oberfläche mit Pflanzenmaterial zu verhindern. </li><li> Schneiden Sie eine ganze Rosette und auf das Scanner-Bett so adaxial (oberen) Seite der Blätter sind mit Blick auf den Scanner Lichtquelle und Fangelement. Alternativ, wenn Rosetten sind zu dicht, um einzelne Blätter zu erfassen, ohne Überlappung, sezieren die Rosette in einzelne Blätter oder Gruppen von nicht-überlappenden Blätter mit feinen Schere, bevor Sie auf dem Scanner-Bett. Mehrere Rosetten können gleichzeitig gescannt werden. </li><li> Decken-Rosetten oder Blätter mit einem weißen Blatt Papier, um die Einhaltung und Verunreinigungen der Scannerabdeckung zu verhindern. </li><li> Schließen Scannerabdeckung und führen Sie einen Scan mit den folgenden Parametern: Auflösung: 1,200 dpi; Farbmodus: Adobe RGB; Helligkeit: 25; Dateityp: JPEG maximale Qualität. </li><li> Speichern von Bilddateien für die spätere Schadensanalyse. </li></ol></li><li> Pflanzenschaden Quantifizierung HINWEIS: Der Bereich der Schaden wird manuell mit Photoshop berechnet. Aufgrund der großen Unterschiede in Blattform und die Intensität der Farbe der Symptome als Folge der Milbe Fütterung wurden automatische Verfahren unzuverlässig. So wird ein Gitterverfahren verwendet werden, um Pflanzenschäden zu beurteilen: <ol><li> Öffnen Sie das Bild der Pflanze mit Photoshop. </li><li> Erstellen Sie eine neue Ebene, dann gescannte Bild überlagern mit einem Raster von 0,25 mm x 0,25 mm Divisionen (Anzeigen oder Display - Show - Grid, Tastenkombination Strg + &#39;). </li><li> Auf einer überlagerten Schicht, markieren beschädigt Blattflächen mit einem Punkt (verwenden Sie den &quot;Stift-Werkzeug&quot;, Tastenkombination B). Verwenden Sie einen einzelnen Punkt für jedes Quadrat des Gitters, unter dem es Schäden, die mehr als die Hälfte der Rastereinheit. Die Größe des Punktes wird in Pixel definiert (dh </em&gt; 52 Pixel pro Punkt). </li><li> Wenn alle Plätze des Gitters, die Pflanzenschäden, die mindestens die Hälfte der Rastereinheit zeigen, sind mit einem Punkt markiert, verwenden Sie die Histogramm-Werkzeug (Window - Histogramm), um die Gesamtzahl der Pixel auf der Schicht zu bestimmen. Das Histogramm Werkzeug erlaubt es, die Anzahl der Pixel zu messen. Da jeder Punkt durch eine konstante und bekannte Anzahl von Pixeln dargestellt wird, wird das Histogramm Werkzeug die Gesamtzahl der Pixel zu messen, der die Gesamtanzahl von Punkten, und, durch Erweiterung, die Gesamtzahl der Quadrate markiert. </li><li> Berechnung der Anzahl der &quot;Punkte&quot; mit der Formel gekennzeichnet: Anzahl von Punkten = Gesamtzahl der Pixel / Anzahl der Pixel pro Bildpunkt. </li><li> Berechnung der Gesamtfläche der Schaden durch Multiplizieren der Anzahl der markierten Punkte auf dem Bild, das durch den Bereich von 1 Quadratmeter des Netzes, wie ein Punkt entspricht einem Quadrat des Gitters. </li></ol></li></ol>

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<li>Kim, J. H., Lee, B. W., Schroeder, F. C., Jander, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+indole+glucosinolate+breakdown+products+with+antifeedant+effects+on+Myzus+persicae+%28green+peach+aphid%29%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+journal+%3A+for+cell+and+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">Identification of indole glucosinolate breakdown products with antifeedant effects on Myzus persicae (green peach aphid).</a> The Plant journal : for cell and molecular biology. 54, 1015-1026 (2008).</li>
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<li>Li, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+tomato+homolog+of+CORONATINE-INSENSITIVE1+is+required+for+the+maternal+control+of+seed+maturation%2C+jasmonate-signaled+defense+responses%2C+and+glandular+trichome+development%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">The tomato homolog of CORONATINE-INSENSITIVE1 is required for the maternal control of seed maturation, jasmonate-signaled defense responses, and glandular trichome development.</a> Plant Cell. 16, 126-143 (2004).</li>
<li>Kant, M. R., Ament, K., Sabelis, M. W., Haring, M. A., Schuurink, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+timing+of+spider+mite-induced+direct+and+indirect+defenses+in+tomato+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Differential timing of spider mite-induced direct and indirect defenses in tomato plants.</a> Plant Physiol. 135, 483-495 (2004).</li>
<li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Image+to+ImageJ%3A+25+years+of+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat Methods. 9, 671-675 (2012).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Dieses Video zeigt Protokolle zur Isolierung und zu Pflanzen mit einer großen Anzahl von erwachsenen weiblichen Milben befallen. Obwohl wir präsentiert dieses Protokoll mit A. thaliana, kann es für jede Anlage-Spinnmilbe Interaktionssystem verwendet werden und wird derzeit erfolgreich auch auf Tomaten-und Wein (Vitis vinifera) Pflanzen aufgebracht. Die Protokoll liefert reproduzierbare Ergebnisse, was anzeigt, dass gesammelte Milben vergleichbarer physiologischen Zustand (Fig. 3). ...

Plant-Schädling Interaktion ist ein Thema von großer wissenschaftlicher und wirtschaftlicher Bedeutung. Es wurde historisch mit beiden Kulturpflanzen (wie Tomate) und der Modellpflanze, A. studierte thaliana. In beiden Fällen ist die Anfälligkeit der Anlagen an den Pflanzenfresser könnten entweder direkt durch die Bewertung von Pflanzen Phänotyp nach Herbivorbefall oder indirekt über die Bewertung der Schädling Leistung gemessen werden. Direkte Messungen der Suszeptibilität Pflanze zuvor für eine Anzahl von Insektenschädlingsarten unter Verwendung einer Reihe von Verfahren verwendet. Zum Beispiel wird der Fraßschmetterlingslarven als eine Schätzung des Teils von entweder Plutella xylostella (Kohlschabe) oder Trichoplusia ni (Kohlspannerraupe), die durch das bloße Auge mit Hilfe eines Gitters 12 verbrauchten Pflanzengewebe gemessen. Auch gibt es Verfahren, die digitale Bildgebung von Blattschäden mit anschließender quantitativer Bildanalyse zu verwenden. Solche Verfahren wurden verwendet,Untersuchungen von A. thaliana Interaktion mit Frankliniella occidentalis (westliche Blütenthrips) 13, Scaptomyza flava (blattminierenden Drosophila) 14 und T. ni 15. Indirekte Messungen von Pflanzenanfälligkeit sind weit verbreitet in den Studien der Pflanzenschädlings Interaktion verwendet. Beispielsweise Empfindlichkeit von A. thaliana zu Blattlaus Myzus persicae Herbivorie Pfirsich wird in der Regel durch die Analyse von Schad Fruchtbarkeit und die Beschreibung des Brutto Morphologie einer Anlage nach der Wechselwirkung 16,17 bewertet. Ein weiteres typisches indirekter Indikator für A. thaliana Anfälligkeit für einen Schädling ein Trocken-oder Nassgewicht Beurteilung der Pflanzenfresser. Dieser Parameter wird üblicherweise verwendet, um Herbivorie von lepidoterans wie Pieris rapae (kleine weiße), P. charakterisieren xylostella oder T. ni an ihren Larven-oder Puppenstadien 15,17. Spinnmilben sind Zellgehalt feEders. Mite-induzierte Schäden als eine Sammlung von chlorotische Flecken, die in der Farbe reichen von weiß bis hellgrün anerkannt. Die Suszeptibilität einer Wirtspflanze zu Spinnmilbenfraß wurde zuvor entweder indirekt durch die Analyse der Spinnmilbe Leistung Tagen bewertet Post-Befall 18,19 oder direkt mit grobe Morphologie der Pflanzen Wochen nach Befall 18 oder mit einem digitalen Bild der Blätter ausgesetzt für Tage mit anschließendem automatisierten Bildanalyse 19 Milben. Diese Verfahren wurden entwickelt und für die Untersuchung der Wechselwirkungen zwischen Tomatenpflanzen und T verwendet urticae, und in der Regel verwendet, eine kleine Anzahl von Spinnmilben (5-15 pro Behandlung), die aus der Mischmilbenpopulation erhoben wurden und mit einer weichen Bürste auf der Blattoberfläche platziert. Jedoch sind diese Verfahren nicht geeignet für Untersuchungen, bei denen eine größere Anzahl von Milben angewendet werden müssen. Darüber hinaus, während die direkte Verarbeitung von Blatt Bilder in der Bildanalyse-Softwarewie Adobe Photoshop (San Jose, CA) oder ImageJ 20 kann für die Analyse von Tomaten Schäden verwendet werden, müssen diese Protokolle Modifikation, um auf Blättern, die Reflektivität der Oberfläche mehr haben oder leicht gefärbt und haben gut sichtbare Trichome (angewendet werden zB A. thaliana), die mit automatisierten Auswahl von chlorotische Flecken, die Pflanzenschäden markieren stören. Ferner ist die Entwicklungsstufe des Spinnmilben, die leicht mit den früheren Verfahren verwendet werden können, um die am weitesten verbreitete und leicht identifizierbar erwachsenen Frauen beschränkt und schließt Verwendung anderer Entwicklungsstadien. Der erste wichtige Schritt in Richtung Hochdurchsatz-Analyse von Pflanzen-Spinnmilbe Interaktion ist es, reproduzierbare, einfache und robuste Protokolle bauen, um Pflanzen mit Spinnmilben herausfordern und zuverlässig beurteilen Interaktion Ergebnisse. In diesem Video eine effiziente Methode zur schnellen und einfachen Sammlung von einer großen number der erwachsenen weiblichen Milben, deren Anwendung auf einer Versuchsanlage Wirt, und die Bewertung der Anlage Schäden durch Spinnmilbe Fütterung beschrieben. Das vorgestellte Protokoll ermöglicht die schnelle und effiziente Sammlung von Hunderten von Personen zu jedem beliebigen Entwicklungsstufe (Eier, Larven, Nymphen, erwachsene Männer und Frauen), die für die nachfolgende experimentelle Anwendung verwendet werden kann. Darüber hinaus können diese Protokolle einem Milbenwirtspflanze verwendet werden, sind aber insbesondere im Fall von A. nachgewiesen thaliana.

<table><tbody><tr><td>Pflanzenmaterial:</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Kalifornische rote Kidneybohne</td><td>Stokes, Thorold, ON, Kanada</td><td></td><td>2 Wochen alt, 2 oder 3 Tage vor Gebrauch gut von Spinnmilben befallen. Andere Sorten von Phaseolus vulgaris können verwendet werden.</td></tr><tr><td>Chemikalien:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9416</td><td>1%ige Stammlösung wird hergestellt, um das Aliquotieren von</td></tr><tr><td>Leitungswasser</td><td></td><td></td><td>zu vereinfachen Bei Raumtemperatur beeinflussen Hitze und Kälteschock die Überlebensrate und Leistung der Milben</td></tr><tr><td>Andere Materialien und Ausrüstung:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kunststoffschale</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scherensatz</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2 L Becher</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Papiertücher</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Siebe</td> Im <td>eigenen Haus</td><td></td> hergestellt <td>Detaillierte Anleitung ist verfügbar</td></tr><tr><td>Dünnpinselpipetten</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipettenspitzen</td><td></td><td></td><td>0,2 und 1 ml</td></tr><tr><td>1,5 ml Zentrifugenröhrchen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Luftpumpe</td><td></td><td></td><td>Aquarium-Pumpe mit umgekehrter Luftströmung. Es kann eine Vakuumleitung verwendet werden. Der erforderliche Druckabfall beträgt ca. 2-4 psi</td></tr><tr><td>Stereoskop-Scanner</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Epson</td><td>V30</td><td>Jeder Flachbett-Scanner, der das erforderliche Maß an Kontrolle über die Scanqualität ermöglicht. Für unsere Experimente verwenden wir Epson V30.</td></tr><tr><td>Computer</td><td></td><td></td><td>Windows oder OS X PC, der mit Scanner-Hardware und Adobe Photoshop-Software kompatibel ist.</td></tr><tr><td>Adobe Photoshop Software</td><td>Adobe Systems Inc., San Jose, CA, USA</td><td>diverse</td><td>Jede Version mit Histogramm-Tool inklusive.</td></tr></tbody></table>

die anwendung der zwei-spinnmilbe<em&gt; tetranychus urticae</em&gt; für plant-schädlingsinteraction studies

Application of Two-spotted Spider Mite Tetranychus urticae for Plant-pest Interaction Studies

Die beiden Spinnmilbe, Tetranychus urticae, ist ein allgegenwärtiges polyphagen Arthropoden Pflanzenfresser, die auf einem bemerkenswert breites Spektrum von Arten, mit mehr als 150 von wirtschaftlichem Wert-Feeds. Es ist eine große Pest von Gewächshauskulturen, insbesondere in der Nachtschattengewächse und Kürbisgewächse (zB Tomaten, Auberginen, Paprika, Gurken, Zucchini) und Gewächshaus Zierpflanzen (zB Rosen, Chrysanthemen, Nelken), jährliche Feldfrüchte (wie Mais, Baumwolle, Sojabohne und Zuckerrübe) und in Dauerkulturen (Alfalfa, Erdbeeren, Trauben, Zitrusfrüchte und Pflaumen) 1,2. Neben der extremen polyphagy, dass es ein wichtiger landwirtschaftlicher Schädling, T. macht urticae eine Tendenz hat, Resistenz gegen ein breites Spektrum von Insektizide und Akarizide, die für dessen Steuerung verwendet werden 3-7 entwickeln. T. urticae eine ausgezeichnete Versuchsorganismus, da es eine schnelle Lebensdauer (7 Tage bei 27 ° C)und kann leicht in hoher Dichte im Labor gehalten werden. Methoden zur Gen-Expression (einschließlich in-situ-Hybridisierung und Antikörperfärbung) zu untersuchen und um die Expression der Spinnmilbe endogenen Genen mittels RNA-Interferenz zu inaktivieren entwickelt worden 8-10. Vor kurzem hat die gesamte Genomsequenz von T. urticae wurde berichtet, die Schaffung einer Möglichkeit, diesen Schädling Pflanzenfresser als Modellorganismus mit gleichwertigen genomische Ressourcen, die bereits in einigen seiner Wirtspflanzen (Arabidopsis thaliana und die Tomate Solanum lycopersicum) 11 existieren zu entwickeln. Zusammen könnten diese Modellorganismen Einblicke in die molekularen Grundlagen der Pflanzenschädlings Interaktionen bieten. Hier eine effiziente Methode zur schnellen und einfachen Sammlung von einer großen Anzahl von erwachsenen weiblichen Milben, deren Anwendung auf einer Versuchsanlage Wirt, und die Bewertung der Anlage Schäden durch Spinnmilbe Fütterung beschrieben. Das vorgestellte Protokoll enmöglicht eine schnelle und effiziente Sammlung von Hunderten von Personen zu jedem beliebigen Entwicklungsstufe (Eier, Larven, Nymphen, erwachsene Männer und Frauen), die für die nachfolgende experimentelle Anwendung verwendet werden kann.

Mit 20 bis 30 befallene Bohnenpflanzen, kann man rund 2.000 erwachsenen weiblichen Milben sammeln mit Hilfe von Sieben. Die für die 10 Anlagen mit 20 Milben pro Pflanze befallen Zeit beträgt etwa 15 Minuten, wenn mit einem Pinsel, um Milben zu übertragen. Kombinationen von Sammel-und Verarbeitungsmethoden sind in Figur 2 gezeigt. Dieses Protokoll erzeugt reproduzierbare Ergebnisse von Pflanzenschäden, die zeigen, dass gesammelte Milben sind mit ähnlichen physiologischen Zust...

Protokolle für die effiziente Herstellung von homogenen Proben von Spinnmilben, Befall der Versuchspflanzen und Bewertung von Pflanzenschäden, wie für Studien der Pflanzenschädlingseingriff erforderlich entwickelt.

Die Anwendung der Zwei-Spinnmilbe<em&gt; Tetranychus urticae</em&gt; Für Plant-Schädlingsinteraction Studies

The two-spotted spider mite, Tetranychus urticae, is a ubiquitous polyphagous arthropod herbivore that feeds on a remarkably broad array of species, with ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Spinnmilben eines bestimmten Entwicklungsstadiums schnell und zuverlässig zu sammeln. Dies wird erreicht, indem zunächst Spinnmilben auf Bohnenpflanzen gezüchtet werden. Anschließend wird die Versuchspflanze mit weiblichen Milben mit Hilfe eines Pinsels oder einer Pumpe befallen, abhängig von der Anzahl der Milben, die auf eine einzelne Pflanze aufgebracht werden sollen. Der letzte Schritt besteht in der manuellen Quantifizierung der Pflanzenschäden mittels der Rastermethode in einem Grafikbearbeitungsprogramm. Abschließend wird eine statistische Analyse verwendet, um die unterschiedliche Anfälligkeit von Pflanzenlinien oder Ökotypen gegenüber Spinnmilben zu zeigen. Der Vorteil dieser Methode im Vergleich zu bestehenden Verfahren liegt darin, dass sie eine effiziente, schnelle und einfache Sammlung einer großen Anzahl erwachsener weiblicher Milben ermöglicht, deren Anwendung auf eine experimentelle Pflanzenwirtart sowie die Beurteilung der durch Milbenfressverhalten verursachten Pflanzenschäden.Das vorgestellte Protokoll ermöglicht eine schnelle und effiziente Sammlung von Hunderten von Individuen in jedem Entwicklungsstadium, die für nachfolgende experimentelle Anwendungen verwendet werden können. Beginnen Sie damit, Kalifornische rote Kidneybohnenpflanzen zwei bis drei Wochen vor der Infestation aus Samen zu ziehen, und mischen Sie diese Pflanzen mit befallenen Pflanzen. Adulte Milben besiedeln das frische Pflanzenmaterial rasch. Entfernen Sie alle sieben bis zehn Tage alte befallene Bohnenpflanzen und ersetzen Sie sie durch frische Pflanzen, um die Milben mit der Waschmethode zu sammeln. Stellen Sie eine frische Bohnenpflanze ein bis zwei Tage vor dem Experiment in Kontakt mit den befallenen Pflanzen. Verwenden Sie 20 bis 30 frische Bohnenpflanzen, um 1000 bis 2000 weibliche erwachsene Milben zu sammeln.Am Tag des Experiments schneiden Sie die Milbe. Behandeln Sie die befallenen Bohnenpflanzen am Stammansatz und waschen Sie die befallenen Bohnenpflanzen zwei bis drei Pflanzen gleichzeitig in einer 0,001 %igen Tween-20-Lösung. Jede Pflanze wird zwei bis drei Mal gewaschen, um alle Milben von den Blättern zu sammeln.Arbeiten Sie innerhalb eines Zeitfensters von 10 Minuten, um die Mortalität der Milben zu vermeiden. Bereiten Sie anschließend ein 500-Mikrometer-Sieb vor, um Verunreinigungen zu entfernen, und ein 300-Mikrometer-Sieb, um weibliche adulte Milben zu sammeln. Filtern Sie die Suspension durch das 500-Mikrometer-Sieb und füllen Sie die Suspension danach erneut durch das 300-Mikrometer-Sieb. Weibliche erwachsene Milben bleiben zurück, wenn sich zu viel Schaum im Sieb angesammelt hat. Bei Milben kann vorsichtig unter langsam laufendem Wasser mit Raumtemperatur nachgespült werden. Tauchen Sie ein 300-Mikrometer-Sieb mit erwachsenen weiblichen Milben in sauberes Leitungswasser, um das Tween 20 zu entfernen, und verteilen Sie die Milben gleichmäßig in einer einzigen Schicht auf dem Boden des Siebs. Entfernen Sie mit einem Papiertuch überschüssiges Wasser vom Netz und den Seiten des Siebs, damit die Milben schnell austrocknen und sich erholen können. Stellen Sie anschließend ein Sieb mit Milben auf das als Unterlage verwendete Sieb. Umgeben Sie das untere Sieb mit Wasser, um zu verhindern, dass sich die Milben verteilen.Dies ermöglicht es den Milben, sich frei zu bewegen, verhindert jedoch, dass sie entkommen. Die Infektion mit Spinnmilben mithilfe eines Pinsels wird verwendet, um bis zu 30 Milben pro Pflanze aufzutragen. Verwenden Sie einen weichen, runden Kunstpinsel der Stärke null, null oder feiner.Befeuchten Sie die Bürste mit Wasser von Raumtemperatur. Nehmen Sie die Milben vorsichtig mit der Bürstenspitze vom Sieb auf und übertragen Sie sie auf die Pflanze. Wenn mehr als 30 Milben appliziert werden, erfolgt die Pflanzenbefallung mit Milben, die mittels einer Pump-Vakuumabsaugung gesammelt wurden.Befestigen Sie für dieses Verfahren eine 1 ml Pipettenspitze an dem Röhrchen, das mit der Pumpe oder Vakuumleitung verbunden ist, indem Sie ein 1,5 ml Zentrifugenröhrchen verwenden. Schneiden Sie an der Unterseite ab und platzieren Sie als Adapter zwischen dem Vakuumrohr der Pumpe und der Spitze ein Stück Papiertuch zwischen die Pipettenspitze und den Adapter. Der Zweck hierbei besteht darin, Milben während des Aspirationsvorgangs in der Pipettenspitze einzufangen und zudem den Luftstrom zu verringern, um Milben direkt vom Sieb mithilfe der Pipettenspitze aufzusammeln.Sammeln Sie die Milben alternativ einzeln von befallenen Blättern unter dem Stereomikroskop. Sobald die erforderliche Anzahl an Milben gesammelt wurde, nehmen Sie die Pipettenspitze vom Reagenzglas ab und achten Sie darauf, dass das Stück Papiertuch am hinteren Ende der Pipettenspitze ungestört bleibt.Sammeln Sie die Milben, indem Sie die Pipettenspitze antippen und die Milben zusammenklumpen. Anschließend bringen Sie sie auf das Blatt. Innerhalb von Sekunden beginnen sich die Milben auf dem Blatt zu verteilen.Um Pflanzenschäden zu dokumentieren, bedecken Sie die Scanfläche mit einer Transparentfolie, um die Oberfläche des Scanners vor Verunreinigungen zu schützen. Schneiden Sie die gesamte Rosette aus und legen Sie sie auf die Scanfläche.Die adaxialen Seiten der Blätter zeigen also zum Scanner. Bei vorhandener Lichtquelle und Erfassungselement können mehrere Rosetten gleichzeitig gescannt werden. Alternativ, falls Rosetten zu dicht sind, um einzelne Blätter ohne Überlappung aufzunehmen, dispergieren Sie die Rosette mit feinen Scheren in einzelne Blätter oder Gruppen nicht überlappender Blätter, bevor Sie sie auf den Scanner legen.Bedecken Sie Rosetten oder Blätter mit einem Stück weißem Papier, um die Anhaftung an und Kontamination der Abdeckung des Scanners zu verhindern. Schließen Sie die Scannerabdeckung und führen Sie einen Scan mit einer Auflösung von 1.200 DPI, einer Helligkeitseinstellung von plus 25 und einem Dateityp mit maximaler JPEG-Qualität durch. Speichern Sie die Bilddateien für die anschließende Schadensanalyse.Um den Pflanzenschaden zu quantifizieren, öffnen Sie das Bild der Pflanze mit Photoshop. Erstellen Sie eine neue Ebene. Legen Sie dann das gescannte Bild mit dem Raster aus Punkt 25 Millimeter mal Punkt überlagert an.25 Millimeter-Einteilungen auf einer überlagerten Ebene. Kennzeichnen Sie beschädigte Blattbereiche mit einem Punkt mithilfe des Bleistiftwerkzeugs. Verwenden Sie einen einzelnen Punkt für jedes Quadrat des unten liegenden Rasters, in dem Schäden mehr als die Hälfte der Rastereinheit bedecken.Die Größe des. wird in Pixeln definiert. Wenn alle Quadrate des Rasters, die Pflanzenschäden anzeigen, die mindestens die Hälfte der Rastereinheit bedecken, mit einem Punkt markiert sind, wird ein Histogramm-Tool verwendet, um die Anzahl der Pixel auf der Ebene zu bestimmen, die die Anzahl der Punkte und damit die Gesamtanzahl der markierten Quadrate repräsentiert.Berechnen Sie die Anzahl der Punkte, indem Sie die Gesamtanzahl der Pixel durch die Anzahl der Pixel pro Punkt teilen. Berechnen Sie die Gesamtfläche des Schadens, indem Sie die Anzahl der markierten Punkte auf dem Bild mit der Fläche eines Gitterquadrats multiplizieren, da ein Punkt einem Gitterquadrat entspricht. Dieses Diagramm zeigt die auf drei Wochen alten AANA-Pflanzen gemessene Schadensfläche.Vier Tage nach der Applikation von 20 weiblichen Spinnmilben. Die Ergebnisse der Pflanzenschädigung sind reproduzierbar, was zeigt, dass die gesammelten Milben einen ähnlichen physiologischen Zustand aufweisen und für Untersuchungen zur Interaktion zwischen Pflanzen und Spinnmilben geeignet sind. Diese Grafik zeigt die Schadensfläche an drei Wochen alten AANA-Pflanzen vier Tage nach der Applikation von 20 weiblichen Spinnmilben.Als Beispiel für eine experimentelle Anwendung wurde die natürliche Variation und Anfälligkeit gegenüber Spinnmilben, oderry, an drei aana-Sorten untersucht, indem 20 weibliche Spinnmilben pro Pflanze mit einem feuchten Pinsel aufgetragen und der Schaden vier Tage nach der Infektion erfasst wurde. Die Quantifizierung der Schadensdaten kann als Balkendiagramm oder Boxplot dargestellt und mit der geeigneten statistischen Methode analysiert werden. In diesem Beispiel variiert die Anfälligkeit gegenüber Spinnmilben oder bry signifikant zwischen den Versuchsreihen. Die Isolierung und Infestierung können innerhalb von 30 Minuten abgeschlossen werden, abhängig von der Anzahl der Proben und der gewählten Arbeitsabfolge. Es ist wichtig zu beachten, dass die Milben nicht länger als 10 Minuten in der 20er Lösung untergetaucht sein sollten. Das Isolierverfahren mithilfe des Seed-Systems kann verwendet werden, um Fraktionen von Milben in verschiedenen Entwicklungsstadien zu erhalten, die für eine Vielzahl von Experimenten genutzt werden können, nicht nur im Bereich der Wechselwirkung zwischen Schädlingen und Pflanzen, sondern auch in der Entwicklungsphysiologie und Molekularbiologie.

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Umwelt

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Bewertung der aphidiziden Wirkung entomopathogener Pilze gegen parthenogenetisches Insekt, Senfblattlaus, Lipaphis erysimi (Kalt.)

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Für die Massenaufzucht von Chilithripsen mit einer modifizierten Methode mit abgelösten Blättern in agarhaltigen Glasbehältern wurde ein Bioassay-Protokoll für abgelöste Blätter etabliert, das ein hohes Überleben und eine synchronisierte Entwicklung gewährleistet. Dieses System ermöglicht ein effizientes Screening der Virulenz entomopathogener Pilze gegen Larven des 2. Stadiums und bietet eine zuverlässige Thripsversorgung für Labor-, Gewächshaus- und Feldbewertungen.

Etablierung eines Aufzuchtsystems für Chilithripse (Scirtothrips dorsalis Hood) zum Virulenzscreening von entomopathogenen Pilzen

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Die Anwendung der Zwei-Spinnmilbe

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