Name: Eine neue Methode der Drug Administration auf mehrere Zebrafisch ( Danio rerio) Und die Quantifizierung der Widerrufs (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-12T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 52 s
Description: Erfahren Sie eine neue Methode zur gleichzeitigen Ethanol-Verabreichung an Zebrafisch-Gruppen und zur Quantifizierung von Entzugsverhalten. Diese Technik ermöglicht präzise Dosierung und reduziert Variabilität in der Verhaltensanalyse.

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Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Alle Verfahren und Verhaltenstests wurden von MacEwan University Animal Research Ethics Board unter Protokollnummer 06-11-12, die nicht im Einklang mit dem kanadischen Rat für Richtlinien Animal Care ist für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren ist genehmigt. 1. Bereiten Dosierbehälter, Lösungen und Applikationsplan <ol><li> Bereiten Sie eine Verabreichungsschema, so dass die Tiere in der gleichen Umgebung und während der gleichen Zeit des Tages, um alle verwechselt der Zeit oder Vorspann auf visuelle Reize zu vermeiden dosiert. </li><li> Zu erhalten, wie viele identische, 1,5 L, klare Polypropylen Laichbehältern für die Anzahl der Gruppengrößen wie nötig. Verwenden Sie Gruppen von 8 Fischen pro Behälter, die für 2 Gruppen von Fischen erlaubt, pro Tag später im Verfahren geprüft werden (siehe Schritt 3). Verwenden Sie eine Haltetank und ein Dosierbehälter pro Gruppe (2x Gesamtzahl der Gruppen). <ol><li> Zeigen 400 um Laich Einsätze in allen Haltetanks. Fill die Tanks mit Lebensraum Wasser oder Umkehrosmosewasser bei der richtigen Temperatur (für Zebrafisch, 25-28 ° C), die im Einklang mit der Temperatur Fisch ist in der Regel bei untergebracht. HINWEIS: Es können unerwünschte chemische Wechselwirkungen zwischen einigen Drogen und die chemischen Komponenten der gepufferten Lebensraum Wasser sein. In dieser Situation verwenden Umkehrosmose mit minimalen oder keinen Aquarium Salze zur Verabreichung des Arzneimittels gepuffert, als auch für die Kontrollgruppen. </li><li> Sicherzustellen, daß die Behälter in einer neutralen Umgebung Anlage Fisch externe visuelle Reize bei der Dosierung zu vermeiden. </li></ol></li><li> Bereiten Sie die Medikamentenlösung. Mischen Sie die entsprechende Menge des Arzneimittels mit Lebensraum Wasser in den Laichbehältern. Bereiten Sie die 0,2% ige Ethanollösung durch die Kombination von 3 ml einer hochgradigen Ethanol (95% nicht denaturierten Ethanol) mit 1497 ml Wasser. Vorbereitung der 1,4% igen Ethanollösung durch Kombinieren von 21 ml Ethanol mit 1,479 ml Wasser. </li></ol> 2. Netting Fische und Ethanol Verwaltungsordnung <ol><li> Sorgfältig Netto Fische aus ihrem Lebensraum Tanks und Überführung in die entsprechenden Vorratstank, der die Laicheinsatz. Idealerweise beherbergen die Fische in der Laich Einlage zusammen beseitigen Netting. </li><li> Mit aller Fische in ihren jeweiligen Haltetanks, heben die Laicheinsatz aus dem Auffangbehälter und legen Sie sie in den entsprechenden Tank Wirkstofflösung (Abbildung 1A). <ol><li> Notieren Sie die Dosierzeit nach Bedarf. Verwenden 30 min in der Ethanol-Lösung für das hier beschriebene Verfahren. </li><li> Wenn möglich, haben Assistenten helfen bei der Übertragung aller Versuchsgruppen auf die Arzneimittellösung gleichzeitig auf eine genaue Dosierung zu gewährleisten. Alternativ übertragen eine Gruppe zu einem Zeitpunkt und zu verfolgen, einzelne Gruppen &#39;Dosierzeiten (Abbildung 1A). </li></ol></li><li> Am Ende der erforderlichen Dosierungsperiode, entfernen Sie den Fisch aus der Ethanollösung durch vorsichtiges Anheben des Laicheinsatzaus der Wirkstofflösung und Platzierung sanft zurück in den Vorratsbehälter. </li><li> Sanft Netto die Fische in den Haltetanks und legen Sie sie zurück in ihren Lebensräumen bis zum nächsten geplanten Dosierung Zeit, oder legen Sie das Laich einfügen zurück in den Vorratsbehälter zu Netting beseitigen. </li><li> Wie vorher, wenn möglich innerhalb der Parameter der Tierhaltungsgeräte, Haus die Tiere in demselben Tank und Laicheinsatz, der als Haltetank verwendet wird erwähnt. Dies wird zusammen beseitigen während der Verwaltungsverfahren Netting. </li></ol> 3. Behavioral Testing <ol><li> Besorgen Sie sich eine hell / dunkel-Arena 9,5 cm breit und 55 cm lang und 9,5 cm tief mit einem weißen wasserdichten Boden (Abbildung 1B). Bringen weiß und schwarz wasserdicht entspiegeltes Papier an den Innenwänden der Arena mit Klettverschluss, mit der Hälfte der Arena abgedeckt in weiß und halb in schwarz abgedeckt. Füllen Sie die Arena zu einer Tiefe von 5 cm mit Lebensraum Wasser mit einer Temperatur von 25-28 ° C. Maintain diese Temperatur während des Tests. </li><li> Minimalize externe visuelle Reize, indem er eine weiße dreiseitigen Gehäuse für die Arena in entfernt werden. Stellen Sie sicher, das Testgebiet hat diffundieren Deckenbeleuchtung, die nicht Reflexionen auf der Wasseroberfläche hervorruft, noch ausreichend hell für die Bewegung Tracking-Software, oder senden -hoc manuelle Quantifizierung von Videobildern. </li><li> Legen Sie die Arena in das Gehäuse und setzen Sie die Aufzeichnung und Bewegungsanalyseparameter des Verhaltens-Tracking-Software. Legen Sie die Testdauer auf 5-15 min, je nach Fragestellung. HINWEIS: Hier verwendeten wir 5 min. </li><li> Transportieren Sie die Gruppe der Fische auf den Forschungsbereich in den Lebensraum Tank getestet werden und legen Sie sie außerhalb der Arena Gehäuse. Akklimatisieren Sie den Fisch für 10 min. </li><li> Sanft Netto ein Fisch aus der entsprechenden Gruppe und in der Mitte der Hell / Dunkel-Arena, wobei Sie auf den Fisch zu lösen, wenn sie parallel zu der langen Achse der Arena positioniert, um AVOid Vorspannen der Fisch auf den hellen oder dunklen Zone. </li><li> Starten Sie die Aufnahme Verhalten sofort nachdem das Tier losgelassen wird. Achten Sie auf jegliche Softwareprobleme bei der Verfolgung der Fisch oder für Fische springen oder Gefrieren. Drehen der Arena 180 ° nach der Hälfte der Probanden wurden getestet, alle verwechselt zu verhindern wegen Verzerrungen, die sich aus dem Ende der Arena wird zum offenen Ende des Gehäuses ausgerichtet ist. </li><li> Nach Ablauf der Test hat, sanft net beendet und entfernen Sie den Fisch aus der Arena in einen Vorratstank oder Lebensraum Tank. </li></ol> 4. Analyse <ol><li> Untersuchen Zeit in Licht verbrachte gegen Dunkelzonen. Für jede Gruppe und jeden Fisch, erhalten die relative Zeit in den hellen und dunklen Zonen verbracht und zu analysieren, mit einem eine Probe t-Test (oder Wilcoxon-Test für nicht-parametrische Daten; Unterschied (die Hälfte der gesamten Probezeit) 150 sec) zu ermitteln, ob Gruppen ein Bereich über den anderen deutlich bevorzugen. </li><li> Um Einstellungen zu vergleichen, berechnen preferenzIndex durch Subtrahieren der Zeit entsprechend der Zone von der Zeit, in der dunklen Zone aufgewendet und vergleichen Unterschiede zwischen den Gruppen. t- Tests können verwendet werden, um zwei Gruppen zu vergleichen. Vergleichen Sie mehrere Gruppen mit einer Einwegvarianzanalyse unter Verwendung von Tukey HSD post hoc Test, wo notwendig (oder Kruskal-Wallis-Test mit Dunn-Mehrfachvergleichs post hoc Test für nicht-parametrische Daten). </li><li> Vergleichen Geschwindigkeit, Anzahl der Zonenübergänge, mäandernden, und Unbeweglichkeit in Gruppen. Verwenden Sie Einwegvarianzanalyse unter Verwendung von Tukey HSD post hoc Test, wo notwendig (oder Kruskal-Wallis-Test mit Dunn-Mehrfachvergleichs post hoc Test für nicht-parametrische Daten). </li></ol>

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</ol>

Die Autoren danken Joshua Gallup für die Verwendung seiner Fotoausrüstung 1 verwendet wird. Diese Arbeit wurde von einem Natur- und Ingenieurwissenschaften Research Council (NSERC) Kanada Entdeckung Zuschuss (bis TJH) unterstützt.

Vorherige Studien mit Medikamentenverabreichung im Zebrafisch haben einfach auf Netting Fische, um sie aus ihrer Heimat Tank in der Arzneimittellösung 12,16 transportieren verlassen. Netting ist nicht immer konsistent und dauert oft länger als aufgrund der Fluchtreaktion der Zebrafisch, die erhebliche individuelle Variabilität hat erwartet. Traditionelle Methoden der Übertragung, während nützlich, können auf durch Verringern der Menge der Gesamtzeit der Fisch außerhalb des Wassers zu verbringen, als auch die ...

Der Zebrafisch (Danio rerio) ist ein kleines Knochenfisch-Arten mit Ursprung in Indien, die eine sinnvolle Modellorganismus für Verhaltens 1 und medizinischen Forschung 2,3 ist. Zebrafische sind auch häufig bei der Prüfung von verschiedenen pharmakologischen Substanzen eingesetzt, um deren Auswirkungen auf das Verhalten zu charakterisieren. Verschiedenen Dosierungen und Zeitpläne der Arzneimittelverabreichung verwendet worden, um das Verhalten der Zebrafisch nach der Verabreichung von Verbindungen, wie Stimulanzien 4, Anxiolytika 5 und Ethanol 6-8 zu untersuchen. Unser Labor hat die Auswirkungen der unterschiedlichen Zeitpläne der Ethanol-Administration an Zebrafischen Angst und Fortbewegung in der gut validierten Hell / Dunkel-Assay 9, 20, auch gemeinhin als scototaxic Assay bezeichnet sucht. Eine neue Methode der Ethanol-Verabreichung wurden entwickelt, um die Effizienz für wiederholte tägliche Verabreichung über einen langen Zeitraum (21 Tage) 6 zu erhöhen </sup&gt;. Bisher verwendete Methoden waren praktisch, allerdings haben wir versucht, eine Methode, die Netting reduziert, mit den damit verbundenen Einmalkosten entwickeln und erlaubt die gleichzeitige, zeitgenaue Verabreichung des Arzneimittels von Interesse, eine große Anzahl von Fischen. In der traditionellen Forschung mit Ethanol, Zebrafisch saldiert und von einem Tank zum anderen, die die geeignete Mischung aus Ethanol und Wasser 10-12 übertragen. Während diese Methode ist weitgehend akzeptiert, kann Netting Zebrafisch die Variabilität in der Zeit, die die Einführung und entfernen Sie den Fisch aus der Wirkstofflösung zu erhöhen. Daher kann die genaue Exposition gegenüber der Verbindung von Interesse im Verlauf eines Experiments mit wiederholter Dosierung variieren. Eine Methode, die Fehlerquellen die sich aus Schwankungen der Transportzeiten reduziert ist daher wünschenswert. Mit unserer Methode können wir alle Fische gleichzeitig zu bewegen, was zu identischen Dosierung Zeit in jedem Fisch. Nach Ethanolexposition (hier beschrieben), können Zebrafisch in jeder numbe getestet werdenr von Verhaltenstests, einschließlich derjenigen, die Angst zu bewerten. Dosierungsgruppen von Fischen mit der neuen Methode hat praktische Anwendungen jenseits der Fähigkeit, genau zu replizieren und zu standardisieren Dosierung zwischen Subjekten und zwischen Gruppen von Fischen. Das Aufkommen der neuen Software, die für die Verfolgung mehrerer Fisch ermöglicht auf einmal sehen können Forscher nutzen unsere Methoden, um Reproduzierbarkeit und Genauigkeit in ihren Experimenten zu gewährleisten. Angesichts der weit verbreiteten Einsatz von Zebrafisch als Modellorganismus für Behavioral Neuroscience, wird diese Methode Effizienz und Praktikabilität in Zukunft pharmakologische Studien zu erhöhen. Im vorliegenden Paradigma wurde eine wiederholte Dosierungsschema verwendet, dass etwa spiegelt menschliche Trinkpläne. Anlage, täglicher-mäßig oder Wochen-Binge: Die Fische wurden randomisiert einer von drei Gruppen zugeordnet. Das Dosierungsschema war 21 Tage in der Dauer, gewählt, weil es deutlich Belichtungszeiten in früheren Studien 7 überschritten. Kontrollfische erhielten Null alcohol, erhielten täglich mäßiger Fisch 0,2% Alkohol einmal pro Tag, und Wochen-binge Fische erhielten 1,4% Alkohol einmal pro Woche. Der Hell / Dunkel Aufgabe wurde verwendet, um Angst nach 2 Tagen Widerrufs beurteilen. Dies ist ein relativ einfacher Test, um zu verwalten, welche einen rechteckigen Arena, in der die Wände auf einer Seite weiß und auf der anderen Seite sind dunkel 9 verwendet. Erwachsenen Zebrafisch lieber robust die dunkle Seite der Arena unter Kontrollbedingungen 6,9,13. Erhöhte Angst operational als deutlich mehr Zeit in der dunklen Zone verbracht definiert und verminderte Angst kann davon ausgegangen, wenn die Fische relativ mehr Zeit in der Lichtzone verbracht verbringt werden. Mit bewegungs Tracking-Software können auch andere informative Variablen auch quantifiziert werden, einschließlich Durchschnittsgeschwindigkeit, Immobilität, mäandernden und Zonenübergänge 14. Die in unserem Labor entwickelt Dosierverfahren kann zu jeder Forschungs in denen wasserlösliche Verbindungen sind, eine oder mehrere zebrafi verabreicht geltensh. Viele andere pharmakologische Mittel, die von dieser Methode profitieren können, sind derzeit im Zebrafisch getestet. Häufigsten getesteten Verbindungen umfassen Nikotin, Chlordiazepoxid, Buspiron und Scopolamin, die in ähnlicher Weise wie in Ethanol gelöst; durch Vermischen der geeigneten Menge der Chemikalie in Wasser. Deshalb ist die allgemeine Aufgabe der vorliegenden Verfahren viel breiter und nicht beschränkt auf Ethanol. Außerdem nach der Gabe von Medikamenten für mehrere Tage, ist die Hell / Dunkel-Aufgabe nur eine von vielen Verhaltenstests, die eingesetzt werden könnten. Nach Verabreichung des Arzneimittels oder bei der Entnahme, anderen beliebten Assays, die verwendet werden können, gehören die neuartigen Tank Tauchtest 15 und Tests des Sozialverhaltens wie shoaling 16. Das folgende Verfahren wird ein effizientes Verfahren zum wiederholten Übertragung Fischgruppen oder einzelne Fische in Lösungen, die eine pharmakologische Verbindung von Interesse zu skizzieren. Zusätzlich wird der Prozess der Prüfung Angst mit der Hell / Dunkel-Testin Gruppen von Fischen, die, nachdem sie lange Listen der Alkoholverwaltung ausgesetzt, der zur Rücknahme sind, beschrieben.

<table><tbody><tr><td>Dreischaliges Labormöbel-Beherbergungssystem</td><td><a href="http://aquatichabitats.com/research-systems/z-hab-system/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Aquatic Habitats</a></td><td>N/V</td><td></td></tr><tr><td>1,5-L-Laichbecken mit 400 &amp;mu;m-Baffel</td><td><a href="http://aquatichabitats.com/consumables/tanks-lids-and-baffles/info/nursery-tank-and-baffles/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Aquatic Habitats</a></td><td>N/V</td><td></td></tr><tr><td>Reiner Getreidealkohol</td><td><a href="http://www.luxco.com/brands/vodka-neutral-spirits-neutral-spirits-everclear" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Luxco, INC</a></td><td>N/V</td><td></td></tr><tr><td>Ethovision XT-Bewegungsverfolgungssoftware</td><td><a href="http://www.noldus.com/animal-behavior-research/products/ethovision-xt" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Noldus Information Technology</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td><a href="http://eshop.eppendorf.ca/categories/1" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Eppendorf Canada</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hell/Dunkel-Arena</td><td>Individuell angefertigt</td><td></td><td>Wie im Verfahren beschrieben herstellen. 9,5 cm breit, 9,5 cm tief, 55 cm lang.</td></tr></tbody></table>

eine neue methode der drug administration auf mehrere zebrafisch ( danio rerio) und die quantifizierung der widerrufs

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish (Danio rerio) and the Quantification of Withdrawal

Angsttests bei Zebrafischen werden oft in Kombination mit der Anwendung pharmakologischer Substanzen untersucht. In diesen Studien werden die Fische routinemäßig mit Netzen versehen und zwischen Heimaquarien und Dosierbecken transportiert. Um die Verabreichung von Verbindungen zu erleichtern, wurde eine neuartige Methode für den Transfer von Fischen zwischen Tanks zur Arzneimittelverabreichung entwickelt. Einsätze, die für das Laichen bestimmt sind, wurden verwendet, um Gruppen von Fischen in die Wirkstofflösung zu überführen, was eine genaue Dosierung aller Fische in der Gruppe ermöglichte. Dies erhöht die Präzision und Effizienz der Dosierung, was bei langen Zeitplänen wiederholter Arzneimittelverabreichung sehr wichtig ist. Wir haben dieses Verfahren für eine Studie implementiert, in der das Verhalten von Zebrafischen im Hell-Dunkel-Test nach Verabreichung von Ethanol mit unterschiedlichen 21-Tage-Schemata untersucht wurde. Bei Fischen, die täglich moderaten Mengen Alkohol ausgesetzt waren, gab es einen signifikanten Unterschied in der Standortpräferenz nach 2 Tagen Entzug im Vergleich zur Kontrollgruppe. Ein signifikanter Unterschied in der Standortpräferenz in einer Gruppe, die einer wöchentlichen Binge-Verabreichung ausgesetzt war, wurde jedoch nicht beobachtet. 
Dieses Protokoll kann verallgemeinert werden für die Verwendung mit allen Arten von Verbindungen, die wasserlöslich sind, und kann in jeder Situation verwendet werden, in der das Verhalten von Fischen während oder nach langen Verabreichungsplänen untersucht wird. Der Hell-Dunkel-Test ist auch eine wertvolle Methode, um entzugsbedingte Veränderungen der Angst zu beurteilen.

Um die Genauigkeit und die Steuerung in pharmakologischen Studien mit Zebrafisch ist es wichtig, wenn die Dauer der Verabreichung Ethanol konsequent und genau wie oben beschrieben erhalten. Unsere Vorgehensweise kann die Leichtigkeit und den Durchsatz des Dosierungsverfahren zu erhöhen. Die Verabreichung von Ethanol auf entweder eine wöchentliche-binge oder täglich mäßiger Plan führte zu veränderten Angst Ebenen, mit der Hell / Dunkel-Test gemessen, im Vergleich zur Kontrollgruppe. Wenn zwei Tage nach der letzten Dosier...

Eine neuartige Methode zur Verringerung der Variabilität bei der Exposition von Fischen gegenüber Drogen wird erläutert. Bei Fischen, die verschiedenen Mustern der Ethanolexposition ausgesetzt waren, wurde in einem Hell/Dunkel-Scototaxie-Assay festgestellt, dass sie während des Entzugs ein verändertes Angstniveau aufwiesen.

Eine neue Methode der Drug Administration auf mehrere Zebrafisch ( Danio rerio) Und die Quantifizierung der Widerrufs

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, Gruppen von Fischen genau und effizient mit Ethanol zu dosieren, um die Auswirkungen wiederholter Dosierungen auf das Entzugsverhalten zu beurteilen. Dies wird erreicht, indem der Zebrafisch zunächst mit einer neuen Methode dosiert wird, die entwickelt wurde, um die gleichzeitige Medikamentenexposition ganzer Gruppen von Fischen über einen bestimmten Zeitraum zu ermöglichen. Der zweite Schritt besteht darin, die Dosierung der Fische nach einem Zeitplan fortzusetzen, der es ermöglicht, auf spezifische Auswirkungen des Ethanolentzugs zu testen.Als nächstes werden die Fische während der Entnahme einzeln in einer hellen, dunklen Aufgabe getestet, wobei eine Bewegungsverfolgungssoftware verwendet wird, um die Bewegung aufzuzeichnen. Der letzte Schritt besteht darin, die Daten zu analysieren, um die Auswirkungen des Ethanolentzugs auf das Verhalten von Zebrafischen zu untersuchen. Letztendlich führt die wiederholte Ethanoldosierung mit dem beschriebenen Verfahren zu einer vorübergehenden, aber deutlichen Wirkung auf das Verhalten von Zebrafischen nach zwei Tagen Entnahme.Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie die gleichzeitige Verabreichung von Medikamenten an große Gruppen von Fischen ermöglicht und ideal für Studien mit wiederholter Exposition gegenüber Medikamenten, Medikamenten oder Toxinen über lange Zeiträume ist. Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich der Neuropharmakologie zu beantworten, wie z.B. die Quantifizierung von Entzugsverhalten. Wir hatten die Idee zu dieser Methode, als wir versuchten, mehreren Fischen gleichzeitig Ethanol zu verabreichen und feststellten, dass das Netzen sowohl eine ungenaue als auch eine ungenaue Methode zur Verabreichung von Medikamenten war.Zu Beginn. Bereiten Sie einen Verabreichungsplan so vor, dass die Tiere in der gleichen Umgebung und zur gleichen Tageszeit verabreicht werden, um Zeitverwirrungen oder Verzerrungen bei visuellen Reizen zu vermeiden. Besorgen Sie sich anschließend so viele identische 1,5-Liter-Laichbecken aus durchsichtigem Polypropylen, wie für die Anzahl der Gruppengrößen erforderlich sind, um zwei Gruppen von Fischen pro Tag testen zu können.Verwenden Sie Gruppen von acht Fischen pro Tank, wobei pro Gruppe ein Fäkalientank und ein Dosiertank erforderlich sind. Daher ist die Anzahl der Panzer doppelt so hoch wie die Anzahl der Gruppen. Platzieren Sie dann 400-Mikron-Laicheinsätze in allen Fäkalientanks.Füllen Sie die Tanks mit Lebensraum-, Wasser- oder Umkehrosmosewasser mit der entsprechenden Temperatur, hier wird 25 bis 28 Grad Celsius für Zebrafische verwendet. Stellen Sie sicher, dass sich die Tanks in einer neutralen Umgebung befinden, um Konditionierungen zu vermeiden, Fische während der Dosierung externen visuellen Reizen auszusetzen.Als nächstes bereiten Sie die Arzneimittellösung vor, indem Sie die entsprechende Menge des Arzneimittels mit Habitatwasser in den Dosiertanks mischen, hier werden eine 0,2%ige Ethanollösung und eine 1,4%ige Ethanollösung hergestellt, indem hochwertiges Ethanol mit Wasser im Tank kombiniert wird. Die Fische vorsichtig aus ihren Lebensraumbecken einnetzen und in den entsprechenden Auffangbehälter mit dem Laicheinsatz umfüllen. Im Idealfall setzen Sie die Fische in den Laicheinsatz, um das Netzen vollständig zu vermeiden, da sich alle Fische in ihren jeweiligen Auffangbecken befinden.Heben Sie den Laicheinsatz vorsichtig aus dem Fäkalientank und setzen Sie ihn in den entsprechenden Behälter für die Wirkstofflösung ein. Wenn möglich, lassen Sie sich bei der gleichzeitigen Überführung aller Gruppen in die Arzneimittellösung unterstützen, um eine genaue Dosierungszeit zu gewährleisten. Notieren Sie die Dosierzeit nach Bedarf.30 Minuten in der Ethanollösung werden für das hier beschriebene Verfahren am Ende der erforderlichen Dosierzeit verwendet. Nehmen Sie den Fisch aus der Ethanollösung, indem Sie den Laicheinsatz vorsichtig aus der Wirkstofflösung heben und vorsichtig wieder in den Fäkalientank einsetzen. Holen Sie sich eine helle, dunkle Arena mit einer Breite von neuneinhalb Zentimetern, einer Länge von 55 Zentimetern und einer Tiefe von neuneinhalb Zentimetern mit einem weißen, wasserdichten Boden.Befestigen Sie ein weißes und schwarzes, wasserfestes, nicht reflektierendes Papier mit Velcro an den Innenwänden der Arena, wobei die Hälfte der Arena weiß und die andere Hälfte schwarz bedeckt ist, und füllen Sie die Arena bis zu einer Tiefe von fünf Zentimetern mit 25 bis 28 Grad Celsius warmem Lebensraumwasser. Halten Sie diese Temperatur während des gesamten Tests aufrecht und minimieren Sie externe visuelle Reize, indem Sie eine weiße dreiseitige Einhausung für die Platzierung der Arena konstruieren. Stellen Sie sicher, dass der Prüfbereich über diffusen Overhead verfügt.Eine Beleuchtung, die keine Reflexionen auf der Wasseroberfläche verursacht, aber ausreichend hell für die Bewegungsverfolgungssoftware oder die manuelle Nach-hoc-Quantifizierung von Videobildern ist. Stellen Sie dann die Aufzeichnungs- und Bewegungsanalyseparameter der Verhaltensverfolgungssoftware mit einer Versuchsdauer von fünf bis 15 Minuten, je nach Forschungsfragestellung, ein, transportieren Sie die zu testende Fischgruppe in den Forschungsbereich im Habitatbecken und platzieren Sie sie außerhalb der Arena. Anlage. Lassen Sie den Fisch 10 Minuten akklimatisieren.Netzen Sie vorsichtig einen Fisch aus der entsprechenden Gruppe ein und platzieren Sie ihn in der Mitte der hellen, dunklen Arena, wobei Sie jeden Fisch freilassen, wenn er parallel zur Längsachse der Arena positioniert ist. Um zu vermeiden, dass der Fisch in den hellen oder dunklen Bereich verzerrt wird, beginnen Sie sofort nach dem Freilassen des Tieres mit der Aufzeichnung des Verhaltens. Achten Sie auf Softwareprobleme bei der Verfolgung der Fische oder auf Fische, die nach Beendigung des Versuchs springen oder einfrieren, netzen Sie die Fische vorsichtig ein und bringen Sie sie aus der Arena in ein Auffangbecken oder Lebensraumbecken.Drehen Sie die Arena um 180 Grad, nachdem die Hälfte der Probanden getestet wurde, um Verwirrungen aufgrund von Verzerrungen zu vermeiden, die sich daraus ergeben, dass das Ende der Arena auf das offene Ende des Geheges ausgerichtet ist. Beginnen Sie die Analyse, indem Sie die Zeit untersuchen, die jede Gruppe und jeder Fisch in hellen und dunklen Zonen verbracht hat, ermitteln Sie die relative Zeit, die Sie in der hellen und dunklen Zone verbracht haben, und analysieren Sie mit einem T-Test bei einer Stichprobe, um festzustellen, ob Gruppen einen Bereich gegenüber dem anderen signifikant bevorzugen. Um Präferenzen zu vergleichen, berechnen Sie einen Präferenzindex, indem Sie die Zeit im hellen Bereich von der im dunklen Bereich verbrachten Zeit subtrahieren und die Unterschiede zwischen den Gruppen vergleichen.Vergleichen Sie mit dem T-Test mehrere Gruppen mit einer unidirektionalen Varianzanalyse unter Verwendung von zwei Schlüsseln, ehrlicher signifikanter Differenz nach dem Post-hoc-Test, falls dies für nicht-parametrische Datensätze erforderlich ist. Verwenden Sie den resco-Wallace-Test mit dem Post-hoc-Test des Mehrfachvergleichs von Dunn und vergleichen Sie dann Geschwindigkeit, Anzahl der Zonenübergänge, Mäander und Immobilität zwischen den Gruppen. Bei Verwendung einer unidirektionalen Varianzanalyse können Sie bei Bedarf zwei Schlüssel verwenden, um bei Bedarf einen ehrlichen Post-hoc-Test für signifikante Unterschiede durchzuführen.Die Verabreichung von Ethanol entweder in einem wöchentlichen oder täglichen moderaten Zeitplan führte zu veränderten Angstzuständen, die mit einem Hell-Dunkel-Test im Vergleich zu Kontrollen gemessen wurden. Hier sind repräsentative Track-Plots eines einzelnen Kontroll-Zebrafisch-Bewegungspfads während des fünfminütigen Hell-Dunkel-Versuchs für jede Bedingung gezeigt. Das gleiche Diagramm der Zebrafisch-Spur wird als Heatmap dargestellt, bei der es sich um eine farbige Darstellung der Bewegung von Zebrafischen während des gesamten Versuchs handelt.Basierend auf der Zeit, die der Fisch an der Stelle verbracht hat, die durch jedes Pixel dargestellt wird. Als sie zwei Tage nach der letzten Verabreichung getestet wurden, zeigten die Zebrafische in der Kontrollgruppe das erwartete Verhaltensmuster, wobei die Kontrollfische signifikant mehr Zeit auf der dunklen Seite der Arena verbrachten. Ähnlich wie naive Zebrafische in anderen Studien zeigten die Fische in der wöchentlichen Binge-Gruppe keine Präferenz für die helle oder dunkle Zone in der Aufgabe, als sie zwei Tage nach ihrer letzten Ethanolverabreichung getestet wurden.Interessanterweise bevorzugten Fische in der tagesmoderaten Gruppe signifikant den hellen Standort der Arena. Im Gegensatz zur Kontrollgruppe zeigte der Präferenzindex einen signifikanten Unterschied zwischen Kontroll- und Tagesmoderatgruppe. Es gab keine signifikanten Unterschiede in der Schwimmgeschwindigkeit oder Immobilität zwischen den Gruppen, und daher war dieser Effekt nicht auf ein motorisches Defizit bei den Fischen zurückzuführen.Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, ist es wichtig, daran zu denken, die pharmakologische Verbindung von Interesse zur gleichen Tageszeit vor oder nach der Fütterung der Fische zu verabreichen. Nach diesem Verfahren, das mit Ethanol oder anderen pharmakologischen Verbindungen durchgeführt wird, können andere Verhaltenstests mit Zebrafischen durchgeführt werden, um Dinge wie Sucht und Entzug zu beurteilen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Gruppen von Zebrafischen effizient und genau für Verhaltenstests dosiert werden können.Das Befolgen dieses Verfahrens ist insbesondere die Verwendung der Laicheinsätze eine gute Möglichkeit, um eine präzise Dosierung der Fische zu gewährleisten.

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Forschung

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Neurowissenschaften

Das Video beschreibt den Hell-Dunkel-Präferenz-Assay, um das angstbezogene Verhalten bei Zebrafischen nach der Exposition gegenüber Ethanol zu untersuchen.

Hell-Dunkel-Präferenztest: Eine Methode zur Untersuchung von Angstverhalten bei Zebrafischen

Zebrafische sind ein wichtiger Modellorganismus für die Erforschung der Energiehomöostase.  Durch die Verwendung eines NADH2-empfindlichen Redoxindikators, alamar Blue, haben wir einen Assay entwickelt, der die Stoffwechselrate von Zebrafischlarven in einem 96-Well-Plattenformat misst und in der Arzneimittel- oder Genforschung eingesetzt werden kann.

Hochdurchsatz-<em&gt; Danio rerio</em&gt; Energieumsatz-Assay

Das Ziel dieses Protokolls ist es, die Transitzeit von eindringmittel beschrifteten Nahrung durch den Darm Larven Zebrafisch auf hohen Durchsatz Weise messen.

Hochdurchsatz-Messung der Darm Transitzeit mit Larven Zebrafisch

Dieses Manuskript beschreibt eine einfache Methode, um Stress verhaltensverhaltensverhaltensverhaltensverhaltensverhaltensfrei bei erwachsenen Zebrafischen zu messen. Der Ansatz nutzt die angeborene Tendenz, dass Zebrafische die untere Hälfte eines Tanks bevorzugen, wenn sie sich in einem stressigen Zustand befinden. Wir beschreiben auch Methoden zur Kopplung des Assays mit der Pharmakologie.

Verhaltensweisen für den Studierenz-Stress in Zebrafischen

Zebrafisch-Embryonen werden zur Bewertung der Toxizität chemischer Verbindungen verwendet. Sie entwickeln sich extern und reagieren empfindlich auf Chemikalien, was den Nachweis subtiler phäotypischer Veränderungen ermöglicht. Das Experiment benötigt nur eine geringe Menge an Verbindung, die direkt auf die Platte mit Embryonen zugesetzt wird, was das Testsystem effizient und kostengünstig macht.

Schnelle Bewertung der Toxizität chemischer Verbindungen mit Zebrafischembryonen

Zebrafish Xenograft-Modelle ermöglichen ein hochdurchsatziges Arzneimittelscreening und eine fluoreszierende Bildgebung menschlicher Krebszellen in einer in vivo Mikroumgebung. Wir haben einen Workflow für großangelegte, automatisierte Arzneimitteluntersuchungen an von Patienten abgeleiteten Leukämieproben in Zebrafischen mit hilfe einer automatisierten Fluoreszenzmikroskop-Bildgebungseinheit entwickelt.

Arzneimittel-Screening von Primärpatienten abgeleitetTumor Xenografts in Zebrafischen

Hier stellen wir eine umfassende Verhaltenstestbatterie vor, einschließlich der neuartigen Aquarien-, Schwarm- und Sozialpräferenztests, um die potenziellen neurotoxischen Wirkungen von Chemikalien (z. B. Methamphetamin und Glyphosat) auf erwachsene Zebrafische mit einem einzigen Tank effektiv zu bestimmen. Diese Methode ist für die Neurotoxizität und die Umweltforschung relevant.

Bewertung der Neurotoxizität bei erwachsenem Danio rerio mit einer Reihe von Verhaltenstests in einem einzigen Tank

Eine neue intraperitoneale (IP) Injektionsmethode bei adulten Zebrafischen wird beschrieben. Beim Umgang mit toxischen Verbindungen wie Doxorubicin ist dieses Verfahren wirksamer als die beiden bisher berichteten IP-Methoden. Die Technik ist so konzipiert, dass sie von Forschern mit begrenzter Erfahrung im Zebrafischmodell leicht übernommen werden kann.

Eine intraperitoneale Injektionstechnik bei erwachsenen Zebrafischen, die Körperschäden und die damit verbundene Mortalität minimiert

Dieses Protokoll beschreibt ein Wirkstoffscreening-Verfahren bei Zebrafischlarven 3-7 Tage nach der Befruchtung, gefolgt von einer morphologischen Beurteilung.

Screening kleiner Moleküle und Toxizitätstests an Zebrafischlarven im Frühstadium

Diese Studie präsentiert eine gelatinebasierte Fütterungsmethode, die eine präzise, nicht-invasive, körpermassenbasierte orale Arzneimittelabgabe bei erwachsenen Zebrafischen ermöglicht. Das Protokoll zeigt eine zuverlässige Futteraufnahme und als Beweis für das Prinzip die erfolgreiche Abgabe von MK-801, was zu den erwarteten Verhaltenseffekten führte.

Ein einfacher und präziser, futterbasierter Ansatz zur oralen Arzneimittelabgabe bei Fischen

Erfahren Sie eine neue Methode zur gleichzeitigen Ethanol-Verabreichung an Zebrafisch-Gruppen und zur Quantifizierung von Entzugsverhalten. Diese Technik ermöglicht präzise Dosierung und reduziert Variabilität in der Verhaltensanalyse.

Eine neue Methode der Drug Administration auf mehrere Zebrafisch ( Danio rerio) Und die Quantifizierung der Widerrufs

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