Ein hoch reproduzierbare und einfache Methode, um Führen In Vivo Ocular Enukleation in der Maus nach Augenöffnung
6. Oktober 2014
Die Entfernung der Augen, auch als Enukleation, bietet eine nützliche Strategie, um Aspekte der visuellen, Cross-Modal und Entwicklungs Plastizität entlang der Säugetier-visuelle System zu studieren, da es teilweise irreversible induziert (monokulare) oder komplett (Fernglas) Verlust der Sehkraft. Hier beschreiben wir eine hoch reproduzierbare und unkomplizierte Ansatz zur in vivo Enukleation durchzuführen.
Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, einer anästhesierten Maus auf sehr einfache und reproduzierbare Weise erfolgreich ein Auge zu entfernen. Dies wird erreicht, indem zunächst der Augapfel verschoben wird, indem man mit einer gebogenen Pinzette sanft auf den Canthus drückt. Der zweite Schritt des Eingriffs besteht darin, die Pinzette hinter das Auge zu führen, um den Sehnerv fest zu greifen.
Der dritte Schritt besteht darin, kreisende Bewegungen auszuführen. Wenn die Hand die Pinzette hält, bewegt sich der Mauskörper in die gleiche Richtung. Der letzte Schritt besteht darin, die Geschwindigkeit der Bewegungen allmählich zu erhöhen, um eine Verengung des Sehnervs zu gewährleisten, die zu einer Ablösung des Augapfels führt.
Letztendlich kann das Auge verwendet werden, um die AFR-Sehbahn in Längsrichtung zu untersuchen, indem beispielsweise verschiedene Prozesse der sensorischen Deprivationsplastizität im Gehirn der Maus aufgedeckt werden. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden, bei denen häufig genäht und stumpf dissektioniert wird, besteht darin, dass unsere Methode einfach auf der Verengung des Sehnervs basiert, was zu minimalen bis keinen Blutungen führt und sehr leicht zu erlernen ist. Beginnen Sie mit der Betäubung der Maus durch eine intraperitoneale Injektion einer Mischung aus Ketamin und Min in Kochsalzlösung.
Bestätigen Sie die Sedierung, indem Sie die Reflexe der Maus überprüfen. Kneifen Sie die Zehen mit einer Pinzette zusammen und prüfen Sie, ob es zu einem Reflex kommt. Wenn es keine Reaktion gibt, verwenden Sie einen Applikator mit Wattespitze und 70 % Ethanol, um die Augenlider und die Augenpartie zu reinigen.
Wenn es keine Augenblinzelreaktion gibt, fahren Sie mit dem Auge in der Keimbildung fort. Stellen Sie die Maus auf eine stabile, flache, glatte und trockene Oberfläche. Sterilisieren Sie die Spitzen der gebogenen gezackten Pinzette in einem Glasperlensterilisator.
Die beste Spitzengröße ist 0,5 x 0,4 Millimeter. Anschließend wird mit der Pinzette sanft auf den Canthus gedrückt, bis sich der Augapfel aus der Augenhöhle gelöst hat und der Sehnerv erreichbar ist. Führen Sie dann die Pinzette hinter das Auge und drücken und halten Sie den Sehnerv fest und halten Sie ihn fest. Beginnen Sie langsam, die Pinzette im Kreis in Richtung des geringsten Widerstands zu bewegen.
Halten Sie die Maus gegen den Operationstisch, um die Maus zu sichern. Sein Körper sollte sich ebenfalls bewegen. Beschleunigen Sie allmählich, bis sich nach sieben bis 15 kreisenden Bewegungen der Sehnerv verengt und sich der Augapfel ablöst.
Sind die Drehungen zu schnell oder werden die Zange zu stark gezogen, bricht der Nerv vorzeitig und es folgt ein Flehen. Beginnen Sie mit der Umkehrung der Anästhesie. Geben Sie der Maus eine intraperitoneale Injektion von AAMAZ All Hydrochlorid in Kochsalzlösung.
Dann intramuskulär 0,05 verabreichen. Milliliter eines vorbereiteten Schmerzmittels wie Meloxicam und Analgesie sollten alle 24 Stunden verabreicht werden. Tragen Sie nun Augensalbe auf das verbleibende Auge auf, um ein Austrocknen der Hornhaut zu verhindern.
Wäre es vor der Operation aufgetragen worden, wäre es auf den Tisch geschmiert. Bewegen Sie die Maus in einen Käfig, kontrollieren Sie die Körpertemperatur der Maus mit einer Heizplatte oder einer Decke, während sie sich erholt, wenn das Tier die motorische Kontrolle wiedererlangt, und bringen Sie es zurück in seinen Heimatkäfig. Eine erfolgreiche Entfernung des Auges zeichnet sich dadurch aus, dass keine Blutungen oder sichtbare körperliche Schäden am Augenhöhlengewebe oder an der Augenhöhle
vorhanden sind.Das enukleierte Auge sollte Merkmale einer intakten Kugel wie eine glatte Hornhaut und Aderhaut aufweisen. Der Sehnerv sollte an der Basis der Netzhaut verengt werden. Die verbleibende Nervenlänge des Tieres sollte einen sauberen Schnitt aufweisen und der umgebende Gehirnbereich sollte nicht beschädigt werden.
Ein Experiment wurde mit diesen Techniken durchgeführt, gefolgt von der Detektion von Z 2 68 mRNA durch radioaktive in C 2-Hybridisierung, um die visuell induzierte neuronale Aktivität in der Großhirnrinde aufzudecken. Im Gegensatz zu visuell stimulierten Kontrollen zeigten Mäuse mit beiden Augen und Keimzellen aufgrund des völligen Fehlens eines visuellen Inputs eine basale Aktivität im linken und rechten visuellen Kortex. So wurden die Grenzen zwischen visuellem und nicht-visuellem Kortex aufgedeckt.
Diemonokulare Enukleation zeigte, dass die beiden monokular getriebenen Regionen im visuellen Kortex kontralateral zum entfernten Farbstoff hypoaktiv sind. Diese Regionen befinden sich medial und lateral zur zentralen binokularen Zone. Einmal gemeistert, kann diese Technik in weniger als einer Minute durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird.
Daher bietet es eine effiziente Methode, um Aktivität, Plastizität oder andere Phänomene in der HNO-Sehbahn zu untersuchen.
Übersicht
Dieser Artikel stellt eine einfache Methode zur Durchführung einer in-vivo-Entkernung bei Mäusen vor, die es Forschern ermöglicht, visuelle und kreuzmodale Plastizität zu untersuchen. Die Technik minimiert Blutungen und ist leicht zu erlernen, wodurch sie für verschiedene experimentelle Anwendungen geeignet ist.
Wesentliche Studienkomponenten
Bereich der Wissenschaft
- Neurowissenschaften
- Visuelles System
- Plastizitätsforschung
Hintergrund
- Die Enukleation verursacht Sehverlust und ermöglicht dadurch Untersuchungen zum visuellen Verarbeitungsprozess.
- Mit dem Verfahren lassen sich die Auswirkungen sensorischer Deprivation auf das Gehirn untersuchen.
- Bestehende Methoden beinhalten oft komplexe Techniken, die zu Komplikationen führen können.
- Dieses Verfahren zielt darauf ab, eine sicherere und effizientere Alternative bereitzustellen.
Zweck der Studie
- Eine reproduzierbare Technik zur Enukleation bei Mäusen zu beschreiben.
- Die Untersuchung visueller Bahnen und der Plastizität im Gehirn zu ermöglichen.
- Bereits bestehende Enukleationsmethoden zu verbessern.
Verwendete Methoden
- Vernarkose des Mäuses mit einer Mischung aus Ketamin und Kochsalzlösung.
- Verschiebung des Augapfels mit einer gebogenen Pinzette.
- Greifen und Einschnüren des Sehnervs, um den Augapfel zu lösen.
- Postoperative Versorgung einschließlich Schmerzlinderung und Überwachung der Genesung.
Hauptergebnisse
- Die Technik führte zu minimaler Blutung und intaktem umgebenden Gewebe.
- Enukleierte Mäuse zeigten veränderte neuronale Aktivität in der Sehrinde.
- Die einäugige Enukleation zeigte eine verminderte Aktivität in bestimmten visuellen Regionen.
- Das Verfahren kann effizient in unter einer Minute durchgeführt werden.
Schlussfolgerungen
- Die beschriebene Enukleationsmethode eignet sich zur Untersuchung der visuellen Plastizität.
- Sie bietet einen zuverlässigen Ansatz, um die Auswirkungen sensorischer Deprivation zu erforschen.
- Zukünftige Studien können diese Technik nutzen, um tiefere Einblicke in die visuelle Verarbeitung zu gewinnen.
Häufig gestellte Fragen
Aussagekräftige Relevanz für die Industrie
Zuverlässige in-vivo-Enukleation des Auges bei Mäusen ermöglicht die hochdurchsatzfähige Untersuchung der Plastizität des Sehsystems und der Mechanismen sensorischer Deprivation und unterstützt die Validierung von Zielstrukturen im frühen Stadium der Neurowissenschaft. Die Reproduzierbarkeit und betriebliche Einfachheit der Methode verringern die prozedurale Variabilität und erhöhen die Vorhersagesicherheit bei nachgeschalteten Analysen. Diese Fähigkeit ist strategisch bedeutsam für Biopharma-Teams, die robuste präklinische Modelle nutzen möchten, um neuronale Anpassung und kreuzmodale Plastizität zu untersuchen.
Strategische Anwendungen in der Biopharma-Forschung und -Entwicklung
Frühe Entdeckung und Zielvalidierung
- Ermöglicht kontrollierte Deafferentationsmodelle für mechanistische Untersuchungen der neuronalen Plastizität.
- Unterstützt die funktionelle Zielvalidierung durch die Isolierung sensorischer Eingangsvariablen in vivo.
- Erleichtert die hypothesengeleitete Untersuchung der Anpassung des Sehbahnsystems.
Screening und Assay-Entwicklung
- Ermöglicht die standardisierte Herstellung von Tiermodellen für reproduzierbare phänotypische Untersuchungen.
- Gewährleistet ein minimales Gewebetrauma und eine gleichmäßige postoperative Genesung, was die Zuverlässigkeit der Assays unterstützt.
- Ermöglicht die quantitative Beurteilung von Veränderungen der neuronalen Aktivität nach sensorischer Deprivation.
Translationale und präklinische Forschung
- Ermöglicht die Untersuchung von Krankheitsmodellen, die für Neuroplastizität und sensorische Defizite relevant sind.
- Unterstützt die kontinuierliche Forschung von der Entdeckung bis zur präklinischen Validierung neuronaler Zielstrukturen.
- Verringert biologische Risiken durch die Erzeugung robuster, skalierbarer Tiermodelle.
Pipeline- und Workflow-Integration
Diese Enukleationsmethode fügt sich in den Bereich von der frühen Entdeckung bis zur präklinischen Phase ein und schafft eine Grundlage für die mechanistische Risikominderung und Zielvalidierung in der neurobiologischen Forschung.
- Entdeckungsbiologie: Ermöglicht die Überprüfung von Nullhypothesen, indem eine präzise Entfernung sensorischer Reize ermöglicht wird.
- Screening: Bereitstellung reproduzierbarer Tiermodelle für nachgeschaltete quantitative Assays.
- Analytik: Unterstützt die Messung neuronaler Aktivität und kortikaler Plastizität nach Enukleation.
- Translationale Forschung: Verbindet grundlegende Erkenntnisse mit präklinischen Modellen sensorischer Deprivation.
- Unternehmensweite Wiederverwendung: Bietet ein skalierbares, variationsarmes Protokoll, das auf verschiedene Nagetiermodelle übertragen werden kann.
Operative und unternehmerische Auswirkungen
- Wissenschaftlicher Wert: Erhöht die Vorhersagesicherheit bei Studien zur neuronalen Anpassung und Validierung von Zielstrukturen.
- Operativer Wert: Standardisiert die Tiervorbereitung und verringert den Schulungsaufwand sowie die Variabilität der Verfahren.
- Strategischer Wert: Ermöglicht effiziente Go/No-Go-Entscheidungen in Portfolios mit Fokus auf Neuroplastizität.
- Portfolio-Implikation: Unterstützt die risikoadjustierte Priorisierung neuronaler Zielstrukturen und Signalwege.
Durchführungsüberlegungen
- Erfordert Erfahrung in der Anästhesie von Nagetieren und im mikrochirurgischen Umgang.
- Benötigt Zugang zu sterilisierten gebogenen Pinzetten und Infrastruktur für die postoperative Versorgung.
- Erfordert eine standardisierte Vorgehensweise über mehrere Arbeitsgruppen hinweg, um Reproduzierbarkeit in multizentrischen Studien zu gewährleisten.
- Eine Anpassung an andere Nagetierarten ist bei geringfügigen Modifikationen möglich.
- Nicht geeignet für die Analyse von Netzhautgewebe aufgrund möglicher prozeduraler Schäden.
