Name: Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 9 s
Description: Erfahren Sie die Überwachung systemischer und hepatischer Hämodynamik bei Mäusen. Diese Methode erfasst Blutdruck, ZVD und Pfortaderdruck präzise für physiologische Studien.

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Diese Forschung wurde von der deutschen Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) geförderten &quot;Virtual Liver Network&quot; unterstützt. Ich möchte Frank Schubert und Rene Gumpert aus dem Medienzentrum des Universitätsklinikum Jena für ihre Hilfe bei der Produktion des Videos und das Erstellen der Animation und Isabel Jank für die Aufzeichnung der Audio danken.

Gehäuse und alle durchgeführten Verfahren waren nach den deutschen Tierschutzvorschriften. 1. Sensors Calibration (Herstelleranleitung für Sensors Calibration) 1.1) Millar Katheter Kalibrierung. Einweichen die Spitze des Katheters in sterilem Wasser oder Kochsalzlösung für 30 Minuten vor dem Ausgleich (Nullstellen) und Kalibrierung. <ol><li> Verbinden Sie den Sensor mit dem Millar millar1 Kanal des Brückenverstärker und legen Sie die Sensorspitze Millar in der Wassersäule. </li><li> Stellen Sie die Wassersäule Wert auf 0 cm H 2 O. In der Datenanalyse-Software-Fenster, wählen Sie Brücke verstärken und es Null. Die Baseline-Wert 0 cm H 2 O eingestellt werden. </li><li> Stellen Sie die Wassersäule Wert auf 20 cm H 2 O. Führen Sie Datenanalyse-Software Fenster Fortschritt und zu stoppen. Wählen Sie &quot;Einheiten&quot; im Fenster der Brücke zu verstärken, setzen Sie den Ausgangswert von 0 und 20 cm H 2 O entsprechend. Stellen Sie die &quot;Einheit&quot; CMH &lt;sub&gt; 2 O. </li><li> Kalibrieren Sie den millar2 zur Messung der GAP auf die gleiche Weise (Satz zwei Grundlinie 90 und 110 cm H 2 O). </li></ol> 1.2) Der Blutfluss Fühlerkalibrierung <ol><li> Setzen Sie die Sonde in VE-Wasser. Schließen Sie die Sonde mit transsonischen Strömungssonde System. </li><li> In der Datenanalyse-Software-Fenster, wählen Sie Eingang verstärken, um die Strömungssonde Null. Stellen Sie die Einheiten. </li><li> Drücken Sie die Taste, um &quot;Testkanal&quot;, um das Signal zu sammeln: Wenn das Signal 3-4 bar, bedeutet es, das Signal ist gut. Falls ein gutes Signal erfasst wird, kann das Verfahren fortgesetzt werden. </li><li> Drücken Sie die Taste, um &quot;Null-Kanal&quot; und Maßstab Kanal zu sehen, ob der Wert kalibriert wurden oder nicht. </li><li> Drücken Sie die Taste, um &quot;Maß-Kanal&quot; für die spätere Messung. </li></ol> 2. Bereiten Sie die Maus für den chirurgischen Eingriff <ol><li> Platzieren Sie die Maus in einem Induktionskammer und betäuben die Maus mit 2% Isofluran und0,3 ml / min Sauerstoff. Die Operation kann durchgeführt werden, wenn der Fuß-Klemmziehreflex der Maus fehlt. </li><li> Rasieren das Fell von chirurgischen Regionen, die mit der linken Hals und Bauch sind. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf dem Operationstisch und fixieren Sie sie mit Bändern. Verwenden Tierarzt Salbe auf die Augen zu Trockenheit während der Betriebszeit zu verhindern. </li><li> Legen Sie ein Kissen unter Gaze den Hals für eine optimale Belichtung des Operationsfeldes von Hals. </li><li> Desinfektion des Operationsfeldes und setzen sterilisiert Gazen, die Maus zu decken nur Verlassen des OP-Feld geöffnet. </li></ol> 3. Vital Parameter Mess <ol><li> Legen Sie die EKG-Nadeln subkutan in die Pfoten von der Maus. </li><li> Legen Sie den Atemsensor unter dem Rücken der Maus. </li><li> Legen Sie die Temperatursonde in den Enddarm der Maus. </li><li> Rekordtemperatur, EKG und Atemfrequenz der Maus in der Datenanalyse-Software. </li></ol> 4. Hals Betrieb für SHerz-Kreislauf-Monitoring ystemic 4.1) Schiffs Dissektion <ol><li> Identifizieren Sie die Mittellinie des Halses, Mittelpunkt des Schlüsselbeins, den Winkel des Unterkiefers. </li><li> Machen Sie eine 2cm Längsschnitt aus dem Blickwinkel der Unterkiefer auf den Mittelpunkt des Schlüsselbeins, die 0,5 cm an der linken Seite der Mittellinie ist. </li><li> Präparieren Sie die Unterkieferspeicheldrüse, drehen Sie es um und decken Sie es mit Kochsalzlösung getränkten Gaze. </li><li> Identifizieren Sie die Halsschlagader, sezieren Sie es und legen drei 6-0 Seidenfäden unter die Vene für die spätere Ligation und Fixierung. </li><li> Identifizieren Sie die Kopfnicker, trennen sie von der überlegenen Bauch des M. omohyoideus und hinteren Bauch des M. digastricus, und ziehen Sie sie mit einem Aufroller für einfache Exposition der Halsschlagader. </li><li> Präparieren Sie die Halsschlagader und legen drei 6-0 Seidenfäden unter der Arterie für die spätere Ligation und Fixierung. </li></ol> 4.2) Karotis-Blutflussmessung <ol><li> Legen Sie den transsonischenSonde um die Halsschlagader, stabil zu halten und optimieren den Kontakt mit Ultraschall-Gel oder Kochsalzlösung. </li><li> Rekordblutflussgeschwindigkeit der Halsschlagader, wie auf dem kleinen Bildschirm des Gerätes angezeigt Transonic mit Datenanalyse-Software </li><li> Entfernen Sie die Sonde nach Abschluss der Messung </li></ol> 4.3) Karotis-Druckmessung (GAP) <ol><li> Ligieren des distalen Endes der Halsschlagader und klemmen seinem proximalen Ende. </li><li> Platz 2 Befestigungs Nähte rund um die Halsschlagader. Verwenden 10-0 Prolene für den Aufenthalt Naht. </li><li> Einen kleinen Einschnitt an der vorderen Wand des Behälters. </li><li> Legen Sie die Millar-Katheter und fixieren Sie sie mit vorge platziert Nähten. </li><li> Notieren Sie sich die GAP in der Datenanalyse-Software. </li></ol> 4.4) Vena Vene Blutflussmessung <ol><li> Heben Sie die Halsschlagader und platzieren Sie den transsonischen Strömungssonde, um die Fließgeschwindigkeit zu messen. </li><li> Notieren Sie sich die Strömungsgeschwindigkeit in der Datenanalyse-Software. </li></ol> 4.5) Zentralvenendruckmessung (CVP) <ol><li> Klemmen Sie die proximale Ende der Halsschlagader und ligieren das distale Ende. </li><li> Schnitt einen kleinen Einschnitt mit Mikroscheren auf der vorderen Wand des Behälters. </li><li> Legen Sie die mit Flüssigkeit gefüllte Katheter und fixieren Sie sie mit den vor-gelegt Nahtlinien. </li><li> Notieren Sie sich die CVP in der Datenanalyse-Software. </li></ol> 5. Bauchoperation für den Erwerb von Leber Hämodynamik 5.1) Schiffskennzeichen <ol><li> Machen Sie eine Querschnitt auf dem Bauch. </li><li> Eventerate den Darm auf die linke Seite und decken mit nassen Gaze. </li><li> Identifizieren Sie die untere Hohlvene, die Pfortader, die gemeinsame Leberarterie und die richtige Leberarterie. </li><li> Fallen einige warmer Kochsalzlösung in den Bauch und auf der Oberfläche des Darms alle 5 min während der gesamten Überwachungsverfahren. </li></ol> 5.2) Messung der Blutfluss-Portal <ol><li> Präparieren Sie die Pfortader. </li><li> Zeigen 6-0 Seide unter der Pfortader, um das Anheben des Schiffes, wenn Sie den Strömungssonde zu erleichtern. </li><li> Legen Sie den transsonischen Strömungssonde um die Pfortader und messen ihren Blutdurchfluss. </li><li> Notieren Sie sich die Blutströmungsgeschwindigkeit der Pfortader. </li></ol> 5.3) Messung der Leberarterie Gemeinsame Fluss <ol><li> Präparieren Sie die gemeinsame Leberarterie vorsichtig. </li><li> Legen Sie ein 6-0 Seidenfaden um den Behälter, um das Anheben des Schiffes zu erleichtern. </li><li> Legen Sie die Flusssonde um die Arterie. </li><li> Messen ihren Blutfluss und die Daten zu erwerben. </li></ol> 5.4) Messung der Pfortader Druck (PVP) <ol><li> Wählen Sie eine Filiale der mesenterica nur wenige Seitenzweige, die direkt in die Pfortader entwässert. </li><li> Ligieren das distale Ende des ausgewählten mesenterica. Stellen Sie sicher, dass die Ligation ist in der Nähe des Darmrohres. Ligieren seine kleine Äste </li><li> Platz 2 fixing Nähte mit 6-0 Prolene um die Vene. Der Schlüsselpunkt dieses Verfahrens ist, zu vermeiden, berühren Sie die Mesenterialarterie, wenn die Ligation der Vene. </li><li> Klemmen Sie das proximale Ende der Pfortader. </li><li> Platz 2 Haltefäden mit 10-0 Prolene. Einige Blutungen auftreten, da der Aufenthalt Naht sollte die Gefäßwand des feinen mesenterica eindringen. </li><li> Machen Sie einen kleinen Schnitt an der Vene mit einem microscissor schräg in einem Winkel von 45 Grad. </li><li> Legen Sie die Millar Katheter durch die mesenterica in die Pfortader und zu beheben </li><li> Notieren Sie sich die Pfortader Druck. Am Ende des Verfahrens zu opfern, die Mäuse unter Anästhesie durch Ausbluten. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Überwachung der Leber Hämodynamik ist ein wichtiges Forschungsinstrument in der Hepatologie und Leber-Gallen-Operation. Akquisition von Leber hämodynamischen Daten hilft, die Wirkung von hepatobiliären Verfahren auf das Kreislaufsystem zu charakterisieren. Erwerb von Leber hämodynamischen Daten werden auch benötigt, um die Wirkung von Medikamenten beeinflussen Druck-Portal und Portal-Flow, zB zu untersuchen, wie in Studien, die vasoaktive Medikamente benötigt. Trotz der geringen Grö...

Das Gesamtziel dieses Videos war es, ein Echtzeit-Monitoring-Verfahren für den Erwerb der systemischen und hepatischen hämodynamischen Parameter zu demonstrieren. Der Grund für die Entwicklung dieses Verfahrens ist seine großen Wert für experimentelle Eingriffe in Mäusen, die den Erhalt systemische und hepatische hämodynamischen Parameter erforderlich. Das Verfahren kann auf naive Tiere und während oder nach einer bestimmten Leber-und Gallen experimentellen chirurgischen Eingriff angewendet werden, wie partielle Hepatektomie, Pfortader Ligation und Lebertransplantation. Erwerb von Leber hämodynamischen Daten in Nagetieren erfordert die vorgeschlagene invasives Verfahren. Leberdurchblutung kann nicht erhalten werden, nicht-invasiv. Jedoch gibt es Alternativen für die Erfassung des systemischen Blutdrucks. Überwachungstechniken wie die Schwanzmanschettenverfahren 8 sind für die Erfassung des Blutdrucks in Ratten und Mäusen eingesetzt. Die Schwanzmanschette Technik kann in consci angewendet werdenschiedenen Tiere. Bei der Messung des Blutdrucks, muss das Tier gelegt und in einer bestimmten Position fixiert werden kann unbequem. In dem Handbuch der Schwanz-Manschette Gerät, erklärt der Hersteller, dass Mäuse können nervös und gestresst, welche die Durchblutung in den Schwanz abnehmen kann. Unter diesen Umständen kann die periphere Blutdrucks in den Schwanz erworben viel niedriger als der mittlere Blutdruck. Der vollständige Überwachungsverfahren wurde mit einer integrierten Mehrkanal-Monitor mit einer Reihe von Sensoren zur Datenerfassung durchgeführt. Der Blutdruck wurde durch Einführen eines Katheters in die jeweilige Schiff nach sorgfältiger mikrochirurgische Präparation und Exposition unter dem Mikroskop erhalten. Die Fließgeschwindigkeit wurde durch Anordnen eines transsonischen Strömungssonde um jedes Gefäß gemessen. Wir haben bereits eine ähnliche intraoperative Monitoring-Verfahren für Ratten, was zu einer umfassenden Reihe von physiologischen hämodynamischen Daten vergleichbar SinGL berichtete Daten von anderen Gruppen 7 berichtet. Daher betrachteten wir dieses Verfahren, um eine gute Basis für sie zu der Maus, einer Art 10-fach kleiner als die Ratte Anpassung darstellen. Der wesentliche Unterschied zu der Ratte Verfahren ist die Verwendung von Millar-Katheter zur Erfassung der Blutdruck-Daten anstelle eines fluidbasierten Kathetersystem. Flussdaten wurden mit transsonischen Strömungssonden, nur viel kleiner als diejenigen der entsprechenden Ratte Schiffe erworben. Aufgrund der kleinen Größe des Tieres ist Instrumentierung von Mäusen technisch anspruchsvoll, aber machbar. Sobald Instrumentierung abgeschlossen ist, ist die Datenerfassung und Datenanalyse Primär Leben einfach, da eine vordefinierte Einstellungsdatei verwendet werden. Die Einstellung Datei muss einmal am Anfang einer Serie von Experimenten definiert und gespeichert und für alle nachfolgenden Experimente verwendet werden. Bis jetzt haben wir dieses Verfahren angewandt, um Leber hämodynamischen Effekte bei akuten Experimenten zu bewerten. Wir maßen CAP und PVP vor und unmittelbar nach der 70% partielle Hepatektomie (PH) und in Spann / de-Klemm Experimenten. Wir spannt die Leber-und Zwölffingerdarmband des rechten Leberlappens, die 20% der Lebermasse durch kurze (5min) Klemm des mittleren und linken Seitenlappen gefolgt, die insgesamt 90% der Lebermasse. De-Klemm begann mit dem Loslassen der Klemme vom rechten Lappen, gefolgt durch die Befreiung der Median und linken Seitenlappen. Maximale Spannzeit unter 10 min.

<table><tbody><tr><td>PowerLab 16/30&nbsp;</td><td>ADInstruments</td><td>PL3516</td><td></td></tr><tr><td>Quad-Brückenverstärker</td><td>ADInstruments</td><td>FE224</td><td>Bridge-Verstärker</td></tr><tr><td>Animal Bio Amp</td><td>ADInstruments</td><td>FE136</td><td></td></tr><tr><td>Nadelelektroden für FE136 (3 pk)</td><td>ADInstruments</td><td>MLA1213</td><td></td></tr><tr><td>perivaskuläres Durchflussmessgerät</td><td>Modul Transsonic</td><td>TS420</td><td></td></tr><tr><td>Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB</td><td>Transonic</td><td>MA0.5PSB/MA1PSB</td><td></td></tr><tr><td>SPR-1000 Maus-Druckkatheter</td><td>Millar instruments</td><td>841-0001</td><td></td></tr><tr><td>flüssigkeitsgefüllter Katheter&nbsp;</td><td>Terumo</td><td>SR+DU2619PX</td><td>26G, 0.64&fach; 19mm</td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nr. 14058-09</td><td></td></tr><tr><td>micro serrefine</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nr.18055-05</td><td></td></tr><tr><td>Mikroklemmen Applikator</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nr. 18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Gerade Mikrozange</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nr. 00632-11</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Mikropinzette</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nr. 00649-11</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nr. 12061-01</td><td></td></tr><tr><td>6-0 silk</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>7-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Schwanzabschneidevorrichtung&nbsp;</td><td>Kent Scientific</td><td></td><td>www.kentscientific.com</td></tr><tr><td>LabChart7</td><td>ADInstruments</td><td></td><td>Daten&nbsp; Analysesoftware&nbsp;</td></tr></tbody></table>

Überwachung der system und leber hämodynamischen parameter in mäuse

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

Die Verwendung von Maus-Modellen der experimentellen Forschung ist von enormer Bedeutung für die Untersuchung von Leber Physiologie und pathophysiologischen Störungen. Aufgrund der geringen Größe der Maus, technischen Einzelheiten der intraoperativen Überwachungsverfahren für die Maus wurden selten beschrieben. Bisher haben wir ein Monitoring-Verfahren, um die hämodynamischen Parameter für Ratten erhalten wiesen. Jetzt passen wir den Vorgang, um systemische und hepatische hämodynamischen Parameter in Mäusen zu erwerben, eine Art zehnfach kleiner als Ratten. Dieser Film zeigt die Instrumentierung der Tiere sowie die Datenerfassungsprozess benötigt, um systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu bewerten. Vitalparametern, einschließlich Körpertemperatur, Atemfrequenz und Herzfrequenz wurden während des gesamten Verfahrens aufgezeichnet. Systemische hämodynamische Parameter bestehen aus der Halsschlagader Druck (GAP) und der zentrale Venendruck (CVP). Leberdurchblutung Parameter umfassen Portal vEin Druck (PVP), Portal-Durchflussrate sowie die Durchflussmenge der gemeinsamen Leberarterie (Tabelle 1). Mess-und Datenerfassungs aufzeichnen die Normalwerte wurde innerhalb von 1,5 h abgeschlossen. Systemische und hepatische hämodynamischen Parameter blieben im normalen Bereich bei diesem Vorgang. Dieses Verfahren ist anspruchsvoll, aber machbar. Wir haben dieses Verfahren angewendet, um hepatische Hämodynamik bei normalen Mäusen als auch bei 70% Teilhepatektomie und Leberlappen Klemm Experimente bewerten. Mittel PVP nach Resektion (n = 20) war 11,41 ± 2,94 cm H 2 O, die signifikant höher war (p &lt;0,05) als die Resektion (6,87 ± 2,39 cm H 2 O). Die Ergebnisse der Leberlappen Spann Experiment gezeigt, dass dieses Monitoring-Verfahren ist empfindlich und eignet sich für die Erkennung kleiner Veränderungen in der Druck-Portal und Portal-Durchflussmenge. Im Ergebnis ist dieses Verfahren zuverlässig in den Händen eines erfahrenen Mikro Chirurg sollte aber darauf beschränkt experiments wo Mäuse sind absolut notwendig.

Vitalparameter der Mäuse wie Atemfrequenz und Herzfrequenz sind natürlich viel höher als bei Ratten. Die mittlere systemische Blutdruck und die Jugularvene Druck ähneln RAT-Werte und auch ähnlich wie das menschliche Daten. Leber hämodynamischen Daten sind offensichtlich anders. Wir erhalten die Normalwerte von 8 Mäusen. Portale Durchblutung in normalen Mäusen lag zwischen 1,6 bis 2,3 ml / min. Fließen in die gemeinsame Leberarterie reichten von 0,10 bis 0,35 ml / min. Pfortaderdrucks bei nor...

Dieser Film zeigt, wie die systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu erwerben. Die ganze Überwachung umfasst Erwerb von Vitalparametern, systemischer Blutdruck, zentraler Venendruck, gemeinsame Leberarterie Strömungsrate und Pfortader Druck sowie das Portal Flussrate bei Mäusen.

Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

In diesem Film wird das Verfahren zur Überwachung der systemischen und hepatischen Hämodynamik und von Mäusen demonstriert. Die Überwachung umfasst die Erfassung von Vitalparametern, des systemischen Blutdrucks, des zentralvenösen Drucks, des Pfortaderdrucks sowie der portalen Flussrate bei Mäusen. Was für das vollständige Überwachungsverfahren benötigt wird, ist ein Computer mit Labordiagramm sieben, ein Stereomikroskop und ein Anästhesiegerät sowie ein DI-System.Komponenten: Ein DI-System. Zu den Komponenten gehören Transitzeit, Pervaskulär, Durchflussmesser, Power Lab und Quad-Brücke. Für die Datenerfassung benötigen wir außerdem einen Temperatur- und EKG-Signalaufbereiter zur Aufzeichnung, Direktivtemperatur und Herzfrequenz.Hier sind die Instrumente, die wir brauchen. Nahtmaterialien, die wir brauchen, sind sechs null Seide, sechs null Prolin, sieben null Prolin, 10 null Prolin. Dies ist der Temperatursensor, der EKG-Sensor und der Atemsensor.Dies ist die Blutflusssonde MA one PSB zur Messung der Flussrate der Pfortader. Dies ist die Blutflusssonde MA 0,5 PSB zur Messung der Flussrate der Körperarterie communis, der Halsschlagader und der Vene uug. Dabei handelt es sich um den Milli C Theater, einen hochempfindlichen Druckmessumformer zur Messung des Blutdrucks.Milli C Kalibrierung im Theater. Schließen Sie einen Miller-Sensor an den zweikanaligen Miller-Sensor an, der für die Erfassung des Pfortaderdrucks eingestellt ist. Führen Sie die Spitze des Miller-Sensors in den Millimeter der Wassersäule ein.Legen Sie zunächst den Wert der Wassersäule im Fenster Labordiagramm sieben auf null Zentimeter Wasser fest. Wählen Sie Bridge Amplify und Zero It.Führen Sie den Fortschritt aus Und dann stoppen. Und auf diese Weise können wir den Ausgangswert auf null Zentimeter Wasser bringen.Stellen Sie dann den Wert der Wassersäule auf 20 Zentimeter Wasser ein. Führen Sie den Fortschritt aus und stoppen Sie dann hier. Die Basislinie einer Wassersäule von 20 Zentimetern ist dargestellt.Wählen Sie Einheiten im Fenster aus. Stellen Sie die Grundlinie von null und 20 Zentimeter Wasser auf den entsprechenden Spannungswert ein. Stellen Sie das Gerät auf die Kalibrierung der Wasserblutflusssonde im Zentimeter ein.Legen Sie die Sonde in entionisiertes Wasser. Verbinden Sie die Sonde mit dem transsonischen Durchflusssondensystem und dem Labormangoldfenster. Wählen Sie die Eingangsverstärkung, um die Durchflusssonde auf Null zu setzen.Passen Sie die Einheiten an. Drücken Sie die Taste, um den Kanal zu testen und das Signal zu sammeln. Wenn das Signal drei bis vier Balken hat, bedeutet dies, dass das Signal gut ist.Wenn ein gutes Signal empfangen wird, können wir fortfahren. Drücken Sie die Taste, um den Straßenkanal und den Skalenkanal anzuzeigen, um zu sehen, ob der Wert kalibriert wurde oder nicht. Drücken Sie die Taste Um den Kanal für eine spätere Messung zu messen, und aktivieren Sie die Maus mit 2% ISO Fluor und 0,3 Milliliter Sauerstoff pro Minute.Fixieren Sie die Maus mit dem Warmhaltekissen auf dem Operationstisch. Legen Sie ein Mullkissen unter den Hals, um eine optimale Belichtung des Operationsfeldes zu gewährleisten. Führen Sie die EKG-Nadeln subkutan in die Pause ein.Platzieren Sie den Atemsensor unter der Rückseite der Maus. Platzieren Sie den Temperaturfühler in das Rektum der Maus. Aufzeichnen von Maustemperatur, EKG und Atemfrequenz im Labor.Diagramm sieben Halsoperation für die systemische kardiovaskuläre Überwachung. Desinfizieren Sie den Hals der Maus. Identifizieren Sie die Mittellinie des Halses, den Mittelpunkt des Schlüsselbeins und den Winkel des Unterkiefers.Machen Sie einen zwei Zentimeter langen Schnitt vom Winkel des Unterkiefers bis zum Mittelpunkt des Schlüsselbeins etwa 0,5 Zentimeter auf der linken Seite der Mittellinie. Diese Animation zeigt die Anatomie des Halses. Wir können die Unterkieferdrüse sofort nach dem Öffnen des Schnittes identifizieren.Nach dem Umdrehen der Unterkieferdrüse können wir die Vena ularis externa und ihre Äste identifizieren. Unter der Vena ularis können wir die Muskelschicht sehen, einschließlich des Musculus sternalis lato, des oberen Bauches des Omohyoids und des Musculus bulumis zungenbein. Nachdem wir diese Muskeln beiseite gezogen haben, können wir feststellen, dass die Halsschlagader mit besonderem Augenmerk auf die Halsschlagader und die Vena ula externa spielt.Diese beiden Gefäße werden für das Einführen der Zeds benötigt. Hier zeigen wir Ihnen den chirurgischen Ablauf. Präparieren Sie zuerst die Unterdrüse, drehen Sie sie um und bedecken Sie sie mit Kochsalzlösung.Wir können die äußere Eula-Ader identifizieren. Präparieren Sie sofort die Ugala-Vene und legen Sie 3 6 0 Seidennähte, eine für die Ligatur und die anderen beiden für die Fixierung. Befreien Sie die Gefäßwand, indem Sie das Fettgewebe an der Oberfläche der Vene abschneiden.Achten Sie darauf, die Gefäßwand nicht zu verletzen, da es sonst zu starken Blutungen kommt. Trennen Sie dann den sternalen Plato-Mastoidmuskel, den oberen Bauch des Omohyoids und den Musculus sternoidus. Ziehen Sie den Brustbeinmuskel mit einem Retraktor zur Seite.Dann können wir die Halsschlagader identifizieren. Präparieren Sie die Halsschlagader und platzieren Sie drei Nähte zur Fixierung und Ligatur mit sechs Null-Seidenkarotis-Blutflussmessungen. Platzieren Sie die transsonische Sonde MA 0,5 PSB um die Halsschlagader.Halten Sie es stabil. Optimieren Sie den Kontakt mit Ultraschallgel oder Kochsalzlösung. Zeichnen Sie die Blutflussrate der Halsschlagader auf, wie auf dem kleinen Bildschirm des transsonischen Geräts angezeigt.Entfernen Sie die Sonde nach Abschluss der Messung mithilfe des Labordiagramms sieben. Die Messung des Drucks der Halsschlagader ligiert das distale Ende der Halsschlagaderklemme. Sein proximales Ende.Binden Sie die Fixiernähte für später locker zusammen. Fixieren des Millia Theater Platzieren Sie eine Lifting-Naht mit 10 Null Prolin an der Vorderwand. Um das Öffnen des Schnitts zu erleichtern, machen Sie einen kleinen Schnitt an der Vorderwand des Gefäßes.Setze das Millia Theater ein und repariere es. Lösen Sie die Klemme. Erfassen Sie den Druck der Halsschlagader mit Hilfe des linken Diagramms mit sieben Ulo-Venen-Blutflussmessungen.Messen Sie den Blutfluss der Ulo-Vene mit dem Transsonischen Strömungsseil MA 0,5 P sb. Zeichnen Sie die Flussrate auf. Entfernen Sie die Sonde Nach Abschluss der Messung, Messung des Zentralvenendrucks Klemmen Sie das proximale Ende der Vena ular wie ein Ligatus an das distale Ende.Schneiden Sie einen kleinen Schnitt mit einer Mikroschere. Führen Sie den mit Flüssigkeit gefüllten Katheter ein und fixieren Sie ihn mit einer vorgelegten Nahtleitung. Lösen Sie die Klemme.Erfassen Sie den zentralvenösen Druck Abdominale Operation zur Erfassung der Leberhämodynamik. Machen Sie einen Querschnitt am Bauch. Schieben Sie den Darm auf die linke Seite heraus und bedecken Sie ihn mit feuchter Gaze.Nach dem Auszug aus dem Darm können wir die untere Vena kava, die Pfortader, die Arteria hepatica communis und die richtige Messung des portalen Blutflusses der Leberarterie identifizieren. Sezieren Sie die Pfortader. Legen Sie sechs Nullseidennähte unter die Pfortader, um das Anheben des Gefäßes zu erleichtern.Platzieren Sie die Durchflusssonde MA one PSB um das Gefäß. Messen Sie die Blutflussrate. Notieren Sie die Daten, entfernen Sie die Sonde.Nach Abschluss der Messung, Flussmessung der Arteria brepatica communis, identifizieren Sie die Arteria hepatica communis und präparieren Sie sie vorsichtig. Platzieren Sie 1 6 0 Seidennaht, um das Anheben des Gefäßes zu erleichtern. Platzieren Sie die Strömungssonde MA 0,5 PSB.Messen Sie den Blutfluss und erfassen Sie die Daten. Entfernen Sie die Sonde Nach Abschluss des Messportals, Venendruckmessung, wählen Sie einen Ast der Vena mesenterialis mit wenigen Ortsästen, der direkt in die Pfortader abfließt, wie in der Animation gezeigt. Zwei Fixiernähte um die Vene.Sie werden später zur Reparatur des Millizederplatzes dienen. Zwei Stay-Nähte mit 10 Null Prolin. Wir können auch eine Lifting-Naht an der Innenwand der Vene platzieren, was das Anheben der Vorderwand erleichtern soll.Um den Schnitt vollständig zu öffnen, machen Sie mit einer Mikroschere einen kleinen Schnitt an der Vene. Führen Sie den Milli CED in die Vena mesenterica ein. Geht zum Zusammenfluss der Pfortader vor, um den Pfortaderdruck zu erhalten.Jetzt werden wir das chirurgische Verfahren zur Vermessung des Portals demonstrieren. Der Venendruck ligiert das distale Ende der ausgewählten Mesenterialvene. Ligatierte kleine Äste platzierten zwei Fixiernähte mit sechs Null-Prolin.Der entscheidende Punkt bei diesem Verfahren ist die Vermeidung von Berührungen der Mesenterialarterie. Bei der Ligatur der Venenklemme wird das proximale Ende der Vene. Platzieren Sie zwei Stay-Nähte mit 10 Null Prolin auf beiden Seiten der Vene.Es kommt zu Blutungen, da die Stütznähte die Gefäßwand der Vena fine mesenterialis durchdringen sollen. Verwenden Sie feine Mikross, um einen kleinen Schnitt schräg in einem Winkel von 45 Grad zu machen. Setzen Sie das milli C Theater vorsichtig ein und fixieren Sie es.Lösen Sie die Klemme. Setzen Sie das Milli C Theater ein, bis Sie den Zusammenfluss der Pfortader erreichen, erfassen Sie den Pfortaderdruck. Das Katheted kann bis zum Ende des Ergebnisses des experimentellen Verfahrens an Ort und Stelle bleiben.Trotz der geringen Größe der Vitalparameter kann die systemische und hepatische Hämodynamik auch bei Mäusen überwacht werden. Bisher ist dieses von uns verwendete Verfahren geeignet, um hämodynamische Effekte in akuten oder abschließenden Experimenten zu beurteilen. Wir haben bereits normale hämodynamische Parameter von Mäusen gesammelt und dieses Verfahren auf die 70%ige partielle Hepatektomie und das Leberschlingenklemmen angewendet.Experimentieren Sie, um Veränderungen der Leberperfusion zu beobachten. Vitalparameter wie Atemfrequenz und Herzfrequenz sind offensichtlich viel höher als bei Rot, was bedeutet, dass der systemische Blutdruck und der Ullalvenendruck ähnlich wie bei Rot und sogar ähnlich wie bei den menschlichen Daten sind. Die hämodynamischen Daten der Leber sind offensichtlich unterschiedlich.Der Gesamtblutfluss und der normalisierte Blutfluss liegen zwischen 1,6 und 2,3 Millilitern pro Minute Der Fluss in der Leberarterie liegt normalerweise zwischen 0,1 und 0,35 Millilitern pro Minute. Der Pfortaderdruck liegt im Bereich von 4,4 bis 11,2 Zentimeter Wasser, dem mittleren Pfortaderdruck vor und nach einer 70%igen partiellen Hepatektomie mit 6,9 und 11,4 Zentimeter Wasser, der mit den Schwankungen beim Menschen oder anderen Versuchstieren zusammenfiel. Dies deutet darauf hin, dass dieses direkte Überwachungsverfahren empfindlich und genau ist, um diese hämodynamischen Parameter zu beurteilen.Die Ergebnisse des Klemmleberlappenexperiments zeigten, dass die kleinen Veränderungen der Leberperfusion durch dieses Überwachungsverfahren detektiert werden konnten. Daher kann dieses Verfahren in vielen experimentellen Forschungsbereichen wie der Hepatobilliärchirurgie und pharmakologischen Interventionen eingesetzt werden, um hämodynamische Veränderungen zu dokumentieren. Später.

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