Name: Embolischen mittleren Hirnarterie Okklusion (MCAO) für ischämischen Schlaganfall mit homologen Blutgerinnsel in Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Erfahren Sie die embolische Mittelhirnarterienokklusion bei Ratten zur Simulation ischämischer Schlaganfälle mit homologen Blutgerinnseln. Dieses Modell ermöglicht präklinische Studien thrombolytischer Therapien.

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Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der National Institutes of Health HL087990 (G.L.) unterstützt.

Ethik-Erklärung: Männliche Erwachsene Sprague-Dawley-Ratten (Gewicht 330-380 g) wurden in diesem Protokoll verwendet. Dieses Protokoll wurde von der Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) an der LSU Health Science Center-Shreveport anerkannt und ist in Übereinstimmung mit dem &quot;Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren&quot; (achte Auflage Nationalen Akademie der Wissenschaften 2011 ). 1. Herstellung von modifiziertem PE-Rohr 50 <ol><li> Halten Sie eine 30 cm lange PE-Rohr 50 über einem Gasfeuer durch die Hände, allmählich erweichen die Röhre. Dehnen Sie vorsichtig das Rohr. </li><li> Wählen Sie einen Punkt auf der gestreckte Schlauch mit Hilfe eines digitalen Messschieber (Abbildung 1), markieren Sie es, und schneiden Sie die modifizierte PE-50 Rohr in einen 25 cm langen Segment mit einem 1 cm langen Spitze (Außendurchmesser: 0,30 bis 0,34 mm). </li></ol> 2. Herstellung der homologen Blutgerinnsel <ol><li> Betäuben die Ratten mit Isofluran (5% zur Einleitung, 2-3% für Wartungsarbeiten) in 70% N 2 O und 30% O &lt;sub&gt; 2 durch eine Gesichtsmaske vor der Blutentnahme. Bestätigen Narkose durch eine Zehe Prise. </li><li> Führen Oberschenkelarterien Kanülierung einer Spenderratte mit veröffentlichten Verfahren 4 und übertragen Oberschenkelarterie Blut direkt in ein 20 cm langes Rohr PE-50. Das Röhrchen wird für 2 h bei Raumtemperatur gerinnen Blut, und bewahren das Rohr für 22 Stunden bei 4 ° C ist. Hinweis: Kanülierung wird unter aseptischen Bedingungen wie in Schritt 3.1 beschrieben durchgeführt. Die Spenderratte für weitere Abtastung gewonnen. </li><li> Schneiden Sie das PE-Rohr 50 in 50 mm Segmente und spülen, die Blutgerinnsel aus der Röhre in eine sterile Petrischale mit physiologischer Kochsalzlösung. </li><li> Übertragen Sie die 50 mm lange Gerinnsel in eine 60 mm lange PE-Rohr 10 und verbinden jedes Ende des PE-Rohr 10 zu einem 20 cm langen PE-Rohr 50 zu 1 ml Spritze verbunden enthält normaler Kochsalzlösung mit 23 G-Nadel (Abbildung 2) . </li><li> Verschieben das Gerinnsel durch Dauerwechsel Bewegung von einer Spritze auf die andere für 5 min, die Blutzellen aus zu entfernen, kanndas Gerinnsel und minimieren die fragile von extravaskulären geronnenen Gerinnsel, ohne dass der Kern Fibrin. </li><li> Schneiden Sie das Gerinnsel in ein 40 mm langes Segment und das Gerinnsel Segment übertragen in eine modifizierte PE-50-Katheter, wie in Schritt 1.2 unter aseptischen Bedingungen beschrieben. Anmerkung: Alle PE-Schlauch ist mit Ethylenoxid sterilisiert. </li></ol> 3. Embolie mittleren Hirnarterie Okklusion (3A, B) <ol><li> Sterilisieren alle chirurgischen Werkzeugen durch Autoklavieren (mindestens 121 ° C, 15 PSI, 15 min). Desinfizieren dem OP-Tisch und die damit verbundenen chirurgischen Geräten mit 70% Ethanol. </li><li> Betäuben die Ratte mit Isofluran, wie in Schritt 2.1 beschrieben. Testen Sie die Narkosetiefe, indem eine Zehe Prise auf beiden hinteren Füße, und jede Bewegung beobachtet (Zurückziehen der Pfote) zeigt an, dass das Tier nicht ausreichend narkotisierten der Operation zu tun. Tragen Sie eine kleine Menge der Tierarzt Salbe auf beiden Augen bis zur Trockenheit während der Narkose zu verhindern. Rasieren das Fell an der ventralen Hals und Kopf wiederRegionen mit elektrischen Haarschneider, um die Bereiche der Haut zu schützen. </li><li> Legen Sie die Ratte in Rückenlage auf einem Heizkissen. Legen Sie eine rektale Sonde, Überwachung und Pflege der Körpertemperatur zwischen 36,5 bis 37,5 ° C mit einem homöothermen Decke Steuereinheit. </li><li> Desinfizieren Sie die rasierte Haut und die umliegenden Fell mit 10% PVP-Jod, gefolgt von 70% Ethanol. </li><li> Machen Sie eine 2-cm-lange Mittellinienschnitt am Hals unter einem Binokular. Wundhaken verwenden, um das Operationsfeld freizulegen und zu sezieren die rechte Arteria carotis communis (CCA), A. carotis externa (ECA), der A. carotis interna (ICA) und pterygopalatinum Arterie (PPA) frei von umliegenden Nerven und Faszien (3A). Hinweis: Vor der Operation ändern sterile Handschuhe, wenn kein Assistent hilft, um das Tier vor. </li><li> Sezieren die CCA frei von den umliegenden Nerven (ohne Schädigung der Vagus-Nerv) und legen Sie eine sterile 5-0 Seidenfaden unter der Arterie. Binden Sie ein Belegknoten (# 1) und fassen Sie den Faden mit einem kleinen hemostat und ziehen in Richtung des Körpers vermittelt. </li><li> Präparieren Sie die ECA und ihre zwei Zweige, die A. occipitalis (OA) und die A. thyroidea superior (STA). Gerinnen zwei Zweige mit einem Tierelektrochirurgiegerät. Legen Sie zwei Stücke von sterilen 6-0 Seidenfäden unter der ECA. </li><li> Trennen Sie die beiden Seiden unter der Arterie, ein Stück in Richtung des Kopfes (distalen Ende) und der andere in Richtung des Körpers platziert. Binden Sie eine enge Ligatur (# 2) auf der Seite, die dem Kopf, fassen Sie die Seide mit kleinen Gefäßklemmen und ziehen in Richtung des Kopfes unterrichtet. Bereiten Sie einen lockeren Knoten (# 3) mit der anderen Seide später verwenden. </li><li> Präparieren Sie die ICA und PPA aus den umliegenden Nerven (ohne Schädigung der Vagus-Nerv). Binden Sie die PPA mit einem 6-0 Faden (# 4). Machen Sie eine Laufknoten mit 6-0 Naht um den ICA (# 5). Alternativ Clip des ICA mit einem mikrovaskulären Clip. </li><li> Schneiden Sie ein kleines Loch (02.01 bis) in den ECA zwischen der fest (# 2) und lose (# 3) Ligaturen mit Vannas-Stil Frühjahr Schere. Legen Sie die modifizierte PE-Wanne 50E enthält, Blutgerinnsel in den Einschnitt und in die Gabelung des CCA. Ziehen Sie die lose Ligatur (# 3) um die Lumen gerade genug, um zu sichern bewahren Mobilität der in lebenden Röhre. </li><li> Schneiden Sie die ECA an der Stelle der kleinen Loch, um den Stumpf zu befreien und positionieren Sie den Stumpf unterhalb der Gabelung der ECA und ICA; dies ermöglicht die modifizierte Rohr einfach in die ICA gleiten. Öffnen Sie die ICA und sanft voran den Schlauch aus dem Lumen des ECA in die ICA, bis die Spitze des Katheters die Herkunft des MCA erreicht (~ 17 mm von der Bifurkation). Hinweis: Bevor Sie die Spitze der Röhre in die ECA, sterile der Außenfläche der Röhre mit 70% Ethanol und dann mit steriler physiologischer Kochsalzlösung zu waschen. </li><li> Injizieren das Gerinnsel durch die modifizierte PE-50-Katheter zusammen mit 10 ul Kochsalzlösung über 10 s mit einer 100 ul-Hamilton-Spritze (3B). </li><li> Ziehen Sie den Katheter aus dem ECA 5 min später. Binden Sie die ECA und öffnen CCA. Naht der Schnitt am Hals. </li></ol> 4. Überwachung regionale Hirndurchblutung (rCBF) <ol><li> Vor der MCA-Okklusion, machen Sie eine 1,2 cm lange Mittellinienschnitt in der Kopfhaut, den Schädelknochen aus. Entfernen Sie die Gewebe auf der Schädelknochen mit einer Zahn Schaber und sterilen Wattestäbchen. Anmerkung: Vor der Operation werden die freigelegten Kopfhaut und der umgebenden Fell mit 10% Povidon-Iod, gefolgt von 70% igem Ethanol desinfiziert. </li><li> Bohren Sie ein 1,5 mm Durchmesser Bohrloch bei 2 mm und 5 mm posterior lateral des Bregma mit einem 0,7 mm Stahlkugel Grat Edelstahl (Abbildung 4). HINWEIS: Halten Sie die Dura intakt. </li><li> Die Sonde 0,5 mm über der Dura Oberfläche. Überwachen Sie den rCBF bei 0 (Baseline), 5, 15, 30, 60, 90 und 120 Minuten nach Embolisation und weiterhin bei 5, 15, 30, 45 und 60 min nach intravenöser Gabe von tPA. Nach der letzten Messung des rCBF wird die Kopfhaut Schnitt durch Naht geschlossen. Hinweis: Vor der Halsschnitt zu messen, wie wir rCBF Basislinie vor MCA Occlusion. Post MCA-Okklusion messen wir rCBF nach Nahtverschluss der Halsschnitt. Somit wird der Halsschnitt steril gehalten. </li></ol> 5. postoperativen Versorgung <ol><li> Injizieren von 2,5 ml Kochsalzlösung subkutan in eine Dehydratation zu vermeiden und injizieren Buprenex (0,05 mg / kg, sc) unmittelbar nach dem chirurgischen Eingriff und alle 6-12 Stunden nach Schmerzlinderung benötigt wird. </li><li> Stoppen Isofluran-Narkose. Legen Sie die Ratte in einem 37 ° C Tierauffangkammer (Tier halten warm) und halten Beobachtung. Es dauert in der Regel 10 Minuten für die Ratte aus der Narkose zu erholen. Dann legte das Tier in einem Käfig sterilisiert, legen etwas benetzt Essen in einer Petrischale in den Käfig und den Käfig zurück zu Tiersterilisationsraum. </li><li> 24 Stunden nach einem Schlaganfall, die Ratte einschläfern mit einer Überdosis Natrium-Pentobarbital (100 mg / kg Körpergewicht, IP). </li></ol> 6. neurologisches Defizit Score <ol><li> Führen Sie die Bederson Punktzahl vor und bei 2 h nach der Embolisation. Verwenden Sie einen Sortier sCale von 0-3 wie zuvor beschrieben, 5: 0, die Erhöhung der Ratte durch Schwanz, das Tier, die sich beide Vorderbeine auf den Boden sind und keine andere Defizite (normale Bewegung); 1, die Erhöhung der Ratte durch Schwanz, biegen die kontralateralen Vordergliedmaße; 2, verringerte Widerstand gegen seitliche push (und Vordergliedmaße Flexion) ohne kreisen; 3, das gleiche Verhalten wie Grad 2 mit kreisenden. HINWEIS: Die Ratten, die Bederson Score = 0 (kein Defizit) bei 2 h nach der Embolisation werden vom weiteren Studium ausgeschlossen. </li></ol>

<ol><li>Overgaard, K., Sereghy, T., Boysen, G., Pedersen, H., Høyer, S., Diemer, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+reproducible+cerebral+infarction+using+thrombotic+blood+clot+emboli%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">A rat model of reproducible cerebral infarction using thrombotic blood clot emboli.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 12 (3), 484-490 (1992).</li>
<li>Zhang, R. L., Chopp, M., Zhang, Z. G., Jiang, Q., Ewing, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+focal+embolic+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">A rat model of focal embolic cerebral ischemia.</a> Brain Res. 766 (1-2), 83-92 (1997).</li>
<li>Dinapoli, V. A., Rosen, C. L., Nagamine, T., Crocco, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+MCA+occlusion%3A+a+precise+embolic+stroke+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Selective MCA occlusion: a precise embolic stroke model.</a> J. Neurosci. Methods. 154 (1-2), 233-238 (2006).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling%2C+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> J Vis Exp. 59 (3496), (2012).</li>
<li>Bederson, J. B., Pitts, L. H., Tsuji, M., Nishimura, M. C., Davis, R. L., Bartkowski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+middle+cerebral+artery+occlusion%3A+evaluation+of+the+model+and+development+of+a+neurologic+examination%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination.</a> Stroke. 17 (3), 472-476 (1986).</li>
<li>Henninger, N., Bouley, J., Bråtane, B. T., Bastan, B., Shea, M., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+Doppler+flowmetry+predicts+occlusion+but+not+tPA-mediated+reperfusion+success+after+rat+embolic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Laser Doppler flowmetry predicts occlusion but not tPA-mediated reperfusion success after rat embolic stroke.</a> Exp Neurol. 215 (2), 290-297 (2009).</li>
<li>Zhu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Annexin+A2+combined+with+low-dose+tPA+improves+thrombolytic+therapy+in+a+rat+model+of+focal+embolic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Annexin A2 combined with low-dose tPA improves thrombolytic therapy in a rat model of focal embolic stroke.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 30 (6), 1137-1146 (2010).</li>
<li>Cheng, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activated+protein+C+inhibits+tissue+plasminogen+activator-induced+brain+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Activated protein C inhibits tissue plasminogen activator-induced brain hemorrhage.</a> Nat Med. 2 (11), 1278-1285 (2006).</li>
<li>Taniguchi, H., Andreasson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hypoxic-ischemic+encephalopathy+model+of+perinatal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">The hypoxic-ischemic encephalopathy model of perinatal ischemia.</a> J Vis Exp. 21 (955), (2008).</li>
<li>Sicard, K. M., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+focal+brain+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Transl+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of focal brain ischemia.</a> Exp Transl Stroke Med. 1 (7), (2009).</li>
<li>Florian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+hypothermia+reduces+infarct+volume+in+aged+rats+after+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia.</a> Neurosci Lett. 438 (2), 180-185 (2008).</li>
<li>Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+hyperthermia+on+infarct+volume+in+focal+embolic+model+of+cerebral+ischemia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats.</a> Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).</li>
<li>Westendorp, W. F., Nederkoorn, P. J., Vermeij, J. D., Dijkgraaf, M. G., van de Beek, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-stroke+infection%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurol%22%5BJournal%5D)">Post-stroke infection: a systematic review and meta-analysis.</a> BMC Neurol. 11 (110), (2011).</li>
</ol>

Wir haben keine potenziell widersprüchlichen Interessen offenzulegen.

In dieser Studie haben wir gezeigt, ein Standardverfahren zum Durchführen einer embolischen Schlaganfall MCAO-Modell in der Ratte, bei dem der Ursprung der MCA wird von einem Fibrin-reichen Gerinnsel verstopft. Der große Vorteil dieses Modells ist: der Verschluss der Stamm der MCA mit einem Fibrin-reiche Blutgerinnsel ist ähnlich thromboembolischen Schlaganfall bei Menschen ist die embolischen Schlaganfall-Modell geeignet für die Durchführung der präklinischen Untersuchung der Fibrinolyse, und dass dieses Modell entwick...

A correction was made to <a href="/video/51956">Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats</a>. The institution information was updated.
The institution "Louisiana State University Health Science Center" was changed to "Louisiana State University Health Science Center, Shreveport".

A correction was made to <a href="/video/51956">Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats</a>. The institution information was updated.

Erratum: Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats

Schlaganfall ist die dritthäufigste Todesursache in den Vereinigten Staaten, aber die Behandlungsmöglichkeiten für akute Schlaganfall bleiben begrenzt. Derzeit ist die intravenöse Infusion von rekombinantem Gewebe-Plasminogen-Aktivator (tPA), die Blutgerinnsel auflösen die effizienteste Behandlung für akuten ischämischen Schlaganfall. Jedoch wird die Verwendung von tPA durch ihre geringe therapeutische Breite und durch erhöhte Gefahr von intrazerebralen Blutungen beschränkt. Deshalb wird ein Modell des Schlaganfalls geeignet für Thrombolytika Forschung dringend notwendig. Die Arteria cerebri media (MCA) ist die Arterie am häufigsten in der Schlaganfall bei Menschen verschlossen. Auf dieser Arterie konzentriert, haben viele Tiermodelle für einen ischämischen Schlaganfall festgestellt. Derzeit sind zwei Haupttypen von Nagetier fokale Ischämie Modelle von Verschließen MCA entwickelt: Naht MCAO-Modell und Embolie MCAO-Modell. Obwohl MCAO Modelle über die intraluminale Nahttechnik sind weit verbreitet in Mechanismus angetriebenen Schlaganfallforschung verwendet, diese Naht Modelle nichtmimic menschlichen Schlaganfall, da bis zu 80% der menschlichen Schlaganfälle werden durch Thrombose oder Embolie verursacht. Allerdings embolischen Schlaganfall-Modell mit Blutgerinnseln imitiert menschliche Schlaganfall und wird als geeignet für Thrombolytika Studie. Diese Emboliemodell wurde in Ratten durch Overgaards et al. 1 1992 1997 2 und Dinapoli et al 2006 3 entwickelt und ferner gekennzeichnet durch Zhang et al... Obwohl Embolie MCAO hat zunehmende Aufmerksamkeit erlangt, gibt es technische Probleme konfrontiert von vielen Labors. In diesem Artikel zeigen wir ein Standard-Verfahren zur Herstellung von embolischen MCAO mit homologen Blutgerinnsel in der erwachsenen Ratte, die eine vorhersagbare Infarkt im MCA Gebiet entwickeln. Die in diesem Artikel vorgestellten Techniken sollen helfen Ermittler auf technische Probleme für die Einrichtung dieses Modell für Schlaganfall-Forschung zu überwinden.

<table><tbody><tr><td>rh-tPA</td><td>Chemical</td><td>Genentech</td><td></td></tr><tr><td>2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid</td><td>Chemikalie</td><td>Sigma</td><td>T8877</td></tr><tr><td>Anästhesie-Vaporizer-Ausrüstung</td><td></td><td>Soma Technology</td><td>Dräger Vapor 19.1&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Wiederaufladbare Hochgeschwindigkeits-Mikrobohrgeräte</td><td></td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-17</td></tr><tr><td>Gebogene Schere</td><td>Ausrüstung</td><td>Fine Science Tools</td><td>14117-14</td></tr><tr><td>Dumont Pinzette (Medical #7)</td><td>Ausrüstung</td><td>Fine Science Tools</td><td>11270-20</td></tr><tr><td>Dumont Pinzette (Medical #5)</td><td>Ausrüstung</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td></tr><tr><td>Federschere</td> <td>im Vannas-StilAusrüstung</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td></tr><tr><td>Veterinärmedizinische Auffangkammer&nbsp;</td><td>Ausstattung&nbsp;</td><td>Peco Dienstleistungen&nbsp;</td><td>V1200&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Genie plus Spritzenpumpe</td><td>Ausrüstung Kent</td><td>Scientific Corporation</td><td></td></tr><tr><td>Rattenhirnmatrix</td><td>Ausrüstung</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>RBMA-310C</td></tr><tr><td>Digitaler Messschieber</td><td>Ausrüstung</td><td>World Precision Instruments</td><td>501601</td></tr><tr><td>Präpariermikroskop</td><td>Ausrüstung</td><td>World Precision Instruments</td><td>PZMTIII-BS-LWD</td></tr><tr><td>Hamilton Spritze</td><td>Ausrüstung</td><td>Hamilton</td><td>Modell 710</td></tr><tr><td>Homöotherme Deckensteuereinheit</td><td>Ausrüstung</td><td>Harvard Apparatur</td><td></td></tr><tr><td>Elektrische Haarschneidemaschine</td><td>Ausrüstung</td><td>Braintree Scientific</td><td>CLP-9931</td></tr><tr><td>Veterinär-Elektrochirurgiegerät</td><td>Ausrüstung</td><td>MACAN Manufacturing Company</td><td>MV-9</td></tr><tr><td>Blutdurchflussmesser-Ausrüstung</td><td></td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 4/30</td><td>Ausrüstung</td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>LabChart 7.2</td><td>Software</td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Spritze</td><td>Verbrauchsmaterial</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>309659</td></tr><tr><td>23 G Nadel</td><td>Verbrauchsmaterial</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305143</td></tr><tr><td>30 G Nadel</td><td>Verbrauchsmaterial</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305106</td></tr><tr><td>PE-50 Schlauch</td><td>Verbrauchsmaterial</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>427517</td></tr><tr><td>PE-10 Schlauch</td><td>Verbrauchsmaterial</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>427400</td></tr><tr><td>6-0 Seidennahtmaterial</td><td>Verbrauchsmaterial</td><td>Harvard-Gerät</td><td>723287</td></tr><tr><td>5-0 Seidennaht</td><td>Verbrauchsmaterial</td><td>Harvard-Gerät</td><td>517607</td></tr></tbody></table>

embolischen mittleren hirnarterie okklusion (mcao) für ischämischen schlaganfall mit homologen blutgerinnsel in ratten

Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats

Klinisch thrombolytische Therapie unter Verwendung von rekombinantem Gewebe-Plasminogen-Aktivator (tPA), bleibt die effektivste Behandlung für akuten ischämischen Schlaganfall. Jedoch wird die Verwendung von tPA durch ihre geringe therapeutische Breite und erhöhtes Risiko hämorrhagischer Transformation beschränkt. Es ist dringend notwendig, um die passenden Taktmodelle zu entwickeln, um neue Thrombolytika und Strategien für die Behandlung von ischämischen Schlaganfall zu untersuchen. Intraluminalen Naht MCAO und Embolie MCAO: Derzeit sind zwei Haupttypen von ischämischen Schlaganfall-Modelle bei Ratten und Mäusen entwickelt. Obwohl MCAO Modelle über die intraluminale Nahttechnik sind weit verbreitet in Mechanismus angetriebenen Schlaganfallforschung verwendet, sind diese Modelle nicht Naht die klinische Situation zu imitieren und sind nicht geeignet für Thrombolytika Studien. Unter diesen Modellen, die Embolie MCAO-Modell imitiert menschliche ischämischen Schlaganfall und ist geeignet für die präklinische Untersuchung der Thrombolyse-Therapie. Dieses Modell wurde erstmals embolischen bei Ratten durch Ov entwickeltergaard et al. 1 1992 und weiter gekennzeichnet durch Zhang et al. 1997 2. Obwohl Embolie MCAO hat zunehmende Aufmerksamkeit erlangt, gibt es technische Probleme von vielen Laboratorien konfrontiert. Um den steigenden Bedarf an Thrombolytika Forschung gerecht zu werden, stellen wir eine hoch reproduzierbare Modell der embolischen MCAO bei der Ratte, die eine vorhersagbare Infarktvolumen innerhalb der MCA Gebiet entwickeln. Kurz gesagt wird eine modifizierte PE-50-Rohr sanft von der äußeren Halsschlagader (ECA) drangen in das Lumen der A. carotis interna (ICA), bis die Spitze des Katheters erreicht, den Ursprung der MCA. Durch den Katheter wird eine einzelne homologe Blutgerinnsel im Ursprung der MCA gegeben. Um den Erfolg der MCA-Okklusion zu identifizieren, regionale zerebrale Blutfluss überwacht wurde, wurden neurologische Defizite und der Infarktvolumen gemessen. Die in diesem Papier vorgestellten Techniken sollten die Ermittler auf technische Probleme für die Einrichtung dieses Modell für Schlaganfall-Forschung zu überwinden helfen. &lt;/ P&gt;

Laser-Doppler-Flußmessung (LDF) wurde verwendet, um rCBF während der Induktion der cerebralen Ischämie 6,7 überwachen. Viele Labors einschließlich unserem Labor wurden mit rCBF, Tiere mit erfolgreichen MCA-Okklusion zu identifizieren, aber die Schwellen von Basislinie zwischen Laboratorien, die an den Ort der Messung verbunden sind unterschiedlich. Die Sonde der LDF ist 2 mm posterior positioniert und 5 mm lateral zum Bregma, wie zuvor 6 beschrieben. rCBF wurde bei 0 überwacht, 5, 15, 30, 60, 90 un...

In dieser Arbeit demonstrieren wir eine Standardmethode zur Herstellung eines embolischen Verschlusses der mittleren Hirnarterie mit homologen Blutgerinnseln (fibrinreich) bei erwachsenen Ratten. Dieses Modell ahmt den ischämischen Schlaganfall beim Menschen genau nach und eignet sich für die präklinische Untersuchung der thrombolytischen Therapie bei ischämischem Schlaganfall.

Embolischen mittleren Hirnarterie Okklusion (MCAO) für ischämischen Schlaganfall mit homologen Blutgerinnsel in Ratten

Clinically, thrombolytic therapy with use of recombinant tissue plasminogen activator (tPA) remains the most effective treatment for acute ischemic ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, ein Modell des embolischen Schlaganfalls bei der Ratte zu entwickeln. Dies wird erreicht, indem zunächst die Halsschlagader vorübergehend mit einem Schlupfknoten versehen und die Arteria carotis externa so eng wie möglich verschlossen wird. Legen Sie dann eine lose Naht um die ECA oberhalb der Bifurkation.Im zweiten Schritt werden die Arteria palatinus tego und die Arteria carotis interna isoliert und mit Gleitknoten temporär ligiert. Schneiden Sie dann ein kleines Loch in die ECA zwischen den engen und lockeren Ligaturen. Als nächstes wird das modifizierte P 50-Röhrchen, das ein Blutgerinnsel enthält, in die ECA eingeführt.Dann wird der Katheter in den ICA invertiert und der Schlauch sanft vorgeschoben, bis die Spitze des Katheters den Ursprung des MCA erreicht. Der letzte Schritt besteht darin, das Blutgerinnsel zusammen mit Kochsalzlösung durch den Katheter zu injizieren und den Katheter fünf Minuten später aus der ECA zu ziehen. Schließlich wird 24 Stunden nach dem Schlaganfall die TTC-Färbung verwendet, um die Infarktbereiche in den Hirnschnitten darzustellen.Der Hauptvorteil dieser Technik, unseres bestehenden Schlaganfallmodells, wie das MC-Modell, besteht darin, dass dieses embolische Schlaganfallmodell den menschlichen Schlaganfall und die Verwendung genau nachahmt, geeignet für die Vorstudie der SLI-Therapie für ischämische Schlaganfälle, was zeigt, dass das Verfahren ein Dr.A-Portversagen aus meinem Labor sein wird. Dr. Gene verfügt über mehr als 10 Jahre Erfahrung in der Durchführung von Modellen roter Schaltkreise. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist ein kritischer Schritt, der bei der Benennung schwierig ist.Zur Vorbereitung des PE 50 Rohres ein 30 Zentimeter langes Rohr PE 50 über einem Gaskamin nach und nach aufweichen und spannen. Wählen Sie mit einem digitalen Messschieber einen Punkt auf dem Stretchschlauch aus. Schneide es dann in ein 25 Zentimeter langes Segment mit einer einen Zentimeter langen Spitze und einem Außendurchmesser zwischen 0,30 und 0,34 Millimetern.Als nächstes entnehmen Sie das Blut der Oberschenkelarterie von einer anästhesierten Ratte mit einem 20 Zentimeter langen PE 50-Schlauch. Stellen Sie das Röhrchen zwei Stunden lang bei Raumtemperatur auf, damit das Blut gerinnt. Halten Sie das Röhrchen dann 22 Stunden lang bei vier Grad Celsius.Schneiden Sie das PE 50-Röhrchen in 50-Millimeter-Segmente und spülen Sie das Gerinnsel aus dem Röhrchen in eine sterile Petrischale mit normaler Kochsalzlösung. Übertragen Sie das 50 Millimeter lange Gerinnsel in ein 60 Millimeter langes PE 10-Rohr. Verbinden Sie dann jedes Ende des PE 10-Röhrchens mit einem 20 Zentimeter langen PE 50-Röhrchen, das mit einer Ein-Milliliter-Spritze verbunden ist, die normale Kochsalzlösung enthält, mit einer 23-Gauge-Nadel, um die Blutzellen zu entfernen, ohne den Fibrinkern zu stören, bewegen Sie das Gerinnsel von einer Spritze zur anderen und umgekehrt fünf Minuten lang ununterbrochen. Schneiden Sie das Gerinnsel in ein 40 Millimeter langes Segment und überführen Sie das Gerinnselsegment in einen modifizierten PE 50-Katheter.Bei diesem Verfahren werden alle chirurgischen Instrumente durch Autoklavieren sterilisiert und der Operationstisch und die zugehörigen chirurgischen Geräte mit 70 % Ethanol desinfiziert. Als nächstes betäuben Sie die Ratte mit Iso-Fluor und stellen Sie die Narkosetiefe sicher, indem Sie eine Zehenkneifung an den hinteren Füßen durchführen. Tragen Sie eine kleine Menge Salbe auf die Augen auf, um Trockenheit zu vermeiden.Lege die Ratte dann in Rückenlage auf ein Heizkissen. Danach das Fell im Bauchhalsbereich mit der elektrischen Schermaschine rasieren, die Haut und das umliegende Fell mit 70%Ethanol desinfizieren. Führen Sie eine rektale Sonde ein und halten Sie die Körpertemperatur mit Hilfe einer homöo-themischen Deckensteuereinheit auf etwa 37 Grad Celsius.Machen Sie dann unter einem Präpariermikroskop einen zwei Zentimeter langen Schnitt in der Mittellinie am Hals. Verwenden Sie die Retraktoren, um das Operationsfeld freizulegen. Präparieren Sie das CCA frei von den umgebenden Nerven, ohne den Vagusnerv zu schädigen, und legen Sie eine sterile Fünf-Null-Seidennaht unter die Arterie.Binden Sie einen Schlupfknoten und ziehen Sie die Naht in Richtung Körper. Als nächstes präparieren Sie die ECA und ihre beiden Äste, die OA und die STA, koagulieren die beiden Äste mit einem veterinärmedizinischen Elektrochirurgiegerät, legen Sie dann zwei Stücke sterile Sechs-Null-Seidennaht unter die ECA, trennen Sie die beiden unter der Arterie platzierten Seidennähte, ein Stück zum Kopf und das andere zum Körper hin. Binden Sie eine feste Ligatur an der Seite, die dem Kopf am nächsten ist.Fassen Sie die Seidennaht mit kleinen Hämostaten und ziehen Sie sie in Richtung Kopf. Bereiten Sie mit der anderen Seidennaht einen losen Knoten für die spätere Verwendung vor. Präparieren Sie nun den ICA und PPA von den umgebenden Nerven, ohne den Vagusnerv zu schädigen.Binden Sie das PPA mit einer Naht mit sechs Nullen. Machen Sie dann einen Slipknot um den ICA oder schneiden Sie den ICA mit einem mikrovaskulären Clip ab. Schneiden Sie anschließend mit einer Federschere im Venedig-Stil ein kleines Loch zwischen den engen und lockeren Ligaturen in die ECA.Führen Sie das modifizierte PE 50-Röhrchen mit dem Blutgerinnsel in den Schnitt ein und fahren Sie bis zur Bifurkation des CCA vor. Ziehen Sie die lose Ligatur um das Lumen gerade so fest, dass die Beweglichkeit des Verweilschlauchs sicher erhalten bleibt. Schneiden Sie dann den ECA an der Stelle des kleinen Lochs ab, um den Stumpf zu befreien.Positionieren Sie den Baumstumpf unterhalb der Bifurkation von ECA und ICA. Dadurch kann das modifizierte Rohr leicht in den ICA geschoben werden. Öffnen Sie den ICA und schieben Sie den Schlauch vorsichtig aus dem Lumen des ECA in den ICA, bis die Spitze des Katheters den Ursprung des MCA erreicht.Injizieren Sie nun das Gerinnsel zusammen mit 10 Mikrolitern Kochsalzlösung über 10 Sekunden mit einer 100-Mikroliter-Hamilton-Spritze durch den modifizierten P 50-Katheter. Fünf Minuten später ziehen Sie den Katheter aus der ECA zurück, binden Sie die ECA ab und öffnen Sie die ECA danach wieder, nähen Sie den Schnitt am Hals. Machen Sie bei diesem Verfahren einen 1,2 Zentimeter langen Mittellinienschnitt in der Kopfhaut einer anästhesierten Ratte, um den Schädelknochen freizulegen.Als nächstes bohren Sie ein Bohrloch mit einem Durchmesser von 1,5 Millimetern, das sich zwei Millimeter hinter und fünf Millimeter lateral des BGMA befindet, mit einem 0,7 Millimeter dicken kugelförmigen Fräser aus rostfreiem Stahl. Platzieren Sie die Sonde 0,5 Millimeter über der Dura-Oberfläche. Messen Sie den RCBF mit einem Blutflussmesser bei 0, 5, 15, 30, 60, 90 und 120 Minuten nach der Embolisation nach zwei Stunden Embolisation.Behandeln Sie die Ratte mit TPA und überwachen Sie kontinuierlich den Blutfluss 5, 15, 30, 45 und 60 Minuten nach der TPA-Behandlung nach der Operation, injizieren Sie 2,5 Milliliter Kochsalzlösung subkutan in das Tier, um eine Dehydrierung zu verhindern, und injizieren Sie Bren in einer Menge von 0,05 Milligramm pro Kilogramm subkutan unmittelbar nach der Operation und alle sechs bis 12 Stunden, je nach Bedarf zur Schmerzlinderung. Stoppen Sie die Fluoridanästhesie. Setzen Sie die Ratte in eine 37 Grad Celsius heiße tierärztliche Aufwachkammer und überwachen Sie sie weiter.Setzen Sie das Tier nach ca. 10 Minuten mit etwas Nassfutter in einer Petrischale in einen sterilisierten Käfig, bevor Sie den Käfig in den Sterilisationsraum für Tiere zurückbringen. Zwei Stunden nach der Embolisation wird der neurologische Score anhand des BESON-Scores beurteilt. Ratten, die kein Defizit aufweisen, werden von weiteren Studien ausgeschlossen.Diese Abbildung zeigt die RCBF-Messung mit einem Laser-Doppler-Durchflussmesser. Die Gerinnselinjektion führte zu einer RCBF-Reduktion des Ausgangswerts um mehr als 70 %. Die TPA-Behandlung zwei Stunden nach dem Gerinnsel für 30 Minuten wurde wiederhergestellt.RCBF nahe der Grundlinie. Hier die repräsentativen Bilder, die die Blutgerinnsel im Ursprung des MCA und einer CA 24 Stunden nach dem Schlaganfall zeigen. Und das sind die repräsentativen Bilder der TTC-gefärbten Hirnschnitte.24 Stunden nach dem Schlaganfall Nach der Beherrschung sollte diese Technik in 30 Minuten durchgeführt werden.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Chirurgische Induktion der ischämischen Hirnschädigung in der Ratte ist ein weit verbreitetes Modell für Schlaganfall-Forschung. Hier zeigen wir die Induktion fokaler zerebraler Ischämie durch Verschluss der mittleren Hirnarterie. Visualisierung der resultierenden Infarkt durch histologischer Färbung und Magnetresonanz-Tomographie wird ebenfalls angezeigt.

Fokaler zerebraler Ischämie-Modell von Endovascular Suture Verschluss der mittleren Hirnarterie im Rat

Wir zeigen in dem Video ein Verfahren zur Herstellung einer mittleren Zerebralarterie in erwachsenen Mäusen mit einem intraluminalen Monofilament. Wir zeigen auch, wie man das Ausmaß der Hirninfarkt von 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) Färbung zu bewerten.

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Die intraluminale Mitte Zerebralarterie (MCAO) Modell ist die häufigste verwendete Modell unter experimentellen Schlaganfall-Modellen. Hier zeigen wir Ihnen das gesamte Modell im Detail mit der Führung des Laser-Doppler-Flussmessung und seine repräsentative Ergebnisse.

Intraluminale Nahen Zerebralarterie (MCAO) Modell des ischämischen Schlaganfalls mit Laser-Doppler-Flussmessung Guidance in Mäuse

Dieses Video zeigt das Verfahren der Durchführung eines permanenten distalen Verschlusses der mittleren Hirnarterie (MCAO) mit der Arteria carotis communis (CCA) bei gealterten Ratten, um einen ischämischen Schlaganfall zu modellieren. Dies blockiert den Blutfluss zum Gehirn, was zum neuronalen Tod führt und ein Modell zur Untersuchung von Schlaganfallmechanismen und möglichen Behandlungen erstellt.

Induktion von Ischämie über einen Verschluss der mittleren Hirn- und Halsschlagader in einem Rattenmodell

Intraluminal Filament Okklusion der mittleren zerebralen Arterie ist das am häufigsten verwendete in Vivo Modell der experimentellen Schlaganfall bei Nagetieren. Ein alternativer chirurgischer Ansatz ermöglichen gemeinsame Halsschlagader Reparatur erfolgt hier, wodurch der Reperfusion der gemeinsame Halsschlagader und eine vollständige Reperfusion auf das mittlere zerebrale Arterie-Gebiet.

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Dieses Protokoll demonstriert ein einzigartiges Mausschlagmodell mit einem mittelgroßen Infarkt und einer ausgezeichneten Überlebensrate. Dieses Modell ermöglicht es präklinischen Schlaganfallforschern, die Dauer der Ischämie zu verlängern, gealterte Mäuse zu verwenden und langfristige funktionelle Ergebnisse zu bewerten.

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Dieses Protokoll beschreibt das Modell der transienten fokalen zerebralen Ischämie bei Mäusen durch intraluminalen Verschluss der mittleren Hirnarterie. Darüber hinaus werden Beispiele für die Ergebnisbewertung mit Hilfe von Magnetresonanztomographie und Verhaltenstests gezeigt.

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In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll zur Etablierung eines distalen Modells für einen Verschluss der mittleren Hirnarterie (dMCAO) durch transkranielle Elektrokoagulation bei C57BL/6J-Mäusen vor und bewerten das anschließende neurologische Verhalten und die histopathologischen Merkmale.

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Selektive und permanente Verschluss der mittleren Hirnarterie bei Ratten: Ein experimenteller Ansatz zur Untersuchung motorischer und räumlicher Gedächtnisdefizite

Erfahren Sie die embolische Mittelhirnarterienokklusion bei Ratten zur Simulation ischämischer Schlaganfälle mit homologen Blutgerinnseln. Dieses Modell ermöglicht präklinische Studien thrombolytischer Therapien.

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