Name: Erstellen Anatomisch genaue und reproduzierbare intrakranielle Xenografts der Menschen Hirntumoren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 14 s
Description: Lernen Sie die Erstellung anatomisch genauer intrakranieller Xenografts menschlicher Hirntumoren in Mäusen. Diese präzise chirurgische Methode ermöglicht reproduzierbare Tumormodelle für die Testung neuer Therapiestrategien.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dr. Keating wird durch DOD Zuschuss CA100335 finanziert und ist ein St. Baldrick Foundation Scholar.

Alle beschriebenen Verfahren wurden überprüft und von unseren institutionellen Tierpflege und Verwendung Ausschuss genehmigt. 1. Planen Sie das Experiment <ol><li> Wählen Zellen injiziert werden. Zellen, die aus einer Vielzahl von Quellen, sind Kandidaten für die Injektion: adhärente Zellkulturlinien, genetisch veränderte Klone, Neuro Zellen, Primärkulturen oder disaggregierten Tumoren. Die Art der gewünschten Modell wird die am besten geeignete Injektionsstelle zu definieren. <ol><li> Bestimmen die Zellzahl zur Injektion. Die Anzahl der Zellen erforderlich ist, um Tumore zu bilden variiert mit Zelllinie und muß empirisch ermittelt werden; Tumorwachstumsrate hängt stark vom Zelltyp, Zellzahl und Zellkulturpassage Nummer. Zellzahlen im Bereich von 1 x 10 4 bis 2 × 10 5 oder mehr pro Injektion wurden Tumoren mit unterschiedlicher Wachstumsraten erzeugt. </li><li> Begrenzen Sie die Lautstärke für die Injektion. Die Zellen in dem kleinsten Volumen der serumfreien Medium oder Phosphat-gepufferter s ausgesetzt,Aline (PBS), die für glatte, leicht Durchgang durch eine 26 G-Nadel ermöglicht. Je kleiner das Volumen tatsächlich in das Gehirn eingebracht werden, desto präziser und definiert die resultierende Tumor; Optimale Ergebnisse können durch Einspritzen von Mengen von 3 bis 6 ul erhalten wurde. Zu planen, um eine endgültige Volumen von mindestens 50 ul der suspendierten Zellen herzustellen, unabhängig von der Anzahl der Injektionen vorgesehen, um eine genaue Messung, Mischen und Probenahme zu ermöglichen. </li></ol></li><li> Wählen Sie die entsprechende Mäuse für das Modell. Mausmodellen von menschlichen Tumoren nutzen typischerweise junge immungeschwächten Mäusen, die immunvermittelte Transplantatabstoßung zu vermeiden. Es ist nicht notwendig für die Arbeit in einem biologischen Sicherheitsschrank zu nehmen, wenn geeignete Vorkehrungen getroffen werden, einschließlich Dekontamination, Desinfektion, Sterilisation und von Materialien und Geräten. Die hier gezeigten Arbeiten wurden in Nacktmaus, männlich und weiblich zwischen 6 und 12 Wochen alt sind getan worden. Mäuse, die weniger als 20 g wiegen kann schwierig sein, auf so positionierentereotaxic Rahmen und kann anfälliger für Hypothermie. </li></ol> 2. Bauen Sie die Ausrüstung <ol><li> Zu erhalten und zu dekontaminieren eine Maus stereotaktischen Rahmen, Ausrichtung Konsole und Maus Gasnarkose Kopfhalter, Mikropumpe, Wärmekissen, Narkosegerät, LWL-Arbeitsleuchte, und variable Drehbohrer. Reinigung und Dekontamination alle Geräte. </li><li> Programmieren der Einspritzparameter (einschließlich Einspritzvolumen, Durchfluss, Geschwindigkeit Einheiten Spritzentyp) und anderen Variablen, die für den Betrieb der Spritzenpumpe. Optimieren Sie die Einstellungen für jedes einzelne Modell. HINWEIS: In dieser Injektionen die Einstellungen mit Hilfe eines 25 ul Spritze (Device Type &quot;E&quot;) in der nicht gruppierten (&quot;N&quot;)-Modus waren 3.000 nl Proben mit einer Rate von 400 nl / min (Rate Einheiten &quot;M&quot;). </li><li> Reinigen eines Präzisionsmikro mit 26 G-Nadel mit mehreren Spülungen von sterilen VE-Wasser (DIH 2 O) und 70% Ethanol (EtOH), tut ein Abschluss rinse mit DIH 2 O. Einige, aber nicht alle Modelle sind so konzipiert, autoklaviert werden. Stellen Sie sicher, dass die Kolbenbewegung ist glatt und frei. </li><li> Erhalten Anästhesiegeräten. Isofluran ist das bevorzugte Anästhetikum als es leicht ist, die Tiefe und die Dauer der Anästhesie zu regulieren. Sicherzustellen, dass die stereotaktische Gerät ist mit einer Maus Anästhesiegas Befestigung und daß die erforderlichen Leitungen und Anschlüsse vorhanden sind, um das Gasgemisch aus dem Anästhesiegerät zur Maus liefern ausgestattet. </li><li> Autoklaven chirurgische Instrumente, einschließlich feiner Spitze Schere, Pinzette zwei / hemostats (mit Zähnen) zum Nähen, mittelgroße Schere, mittleren und spitzen Pinzette, und mindestens zwei 1 mm Zahnbohrer. Halten Instrumente während des Verfahrens mit 70% EtOH, Desinfektionsmittel oder einem Wulst Sterilisator sauber. </li><li> Isofluran erhalten, analgetisch, Augensalbe / Schmiermittel, antibiotische Salbe, Kochsalzlösung, 30% Wasserstoffperoxid (H 2 O 2), antiseptische und Knochenwachs (falls gewünscht) von einemTier oder medizinische Versorgung. Bereiten Sie sterile DIH 2 O und 70% EtOH. Einweg wie Gaze-Pads, sterile Wundauflagen, Nähte, Ethanol Tupfer, Wattestäbchen Tupfer, sterile OP-Handschuhe, OP-Sägeblätter und mehr sind in der Materialliste aufgeführt. Eine feine Spitze Permanentmarker zur Markierung des Schädels soll dekontaminiert und für den chirurgischen Einsatz gewidmet sein. </li></ol> 3. Vorbereitung der Zellen für Injection <ol><li> Bei den hier gezeigten Experimente, wählen Sie eine immortalisierte humane GBM-Zelllinie. Bestimmen der Anzahl von Zellen (2 × 10 5) und dem Volumen der Suspension injiziert werden (3 ul) empirisch; Details können bei Zelltyp variieren. Verwenden ein Volumen von mindestens 50 ul, um eine genaue Messung, Mischung und Injektion zu erleichtern. </li><li> Trypsinieren Zellen und Resuspension in Medium oder PBS. Führen Sie die folgenden Schritte kurz vor der Zellinjektion: <ol><li> Entfernen Sie das Medium aus den Zellen durch Absaugen und Spülen mit 10 ml PBS pro 100 mm-Platte; PBS zu entfernen. </li><li> Anzeiged 1 ml Trypsin zu jedem 100 mm Platte und Inkubation bei RT gerade lang genug, um eine Einzelzellsuspension zu erhalten. </li><li> Stoppen Trypsin-Aktivität mit 5 ml Dulbecco modifiziertem Eagle Medium (DMEM) + 10% fetales Rinderserum (FBS) auf 100-mm-Platte. </li><li> Pellet-Zellen durch Zentrifugation bei 450 × g und Resuspendieren in ~ 5 ml serumfreiem DMEM (SF-DMEM) pro 100 mm Platte. </li><li> Graf lebensfähigen Zellen mit einem Hämazytometer oder einem automatisierten Zellzähler. </li><li> Einstellen der Lebendzelldichte von 2 x 10 5 Zellen / 3 ul (oder wie durch Experimente bestimmt), die durch Pelletieren der Zellen und Resuspendieren in SF-DMEM. </li></ol></li><li> Halten Zellen auf Eis oder einem kühlen Pack (nicht erlauben Zellen zu frieren) gekühlt. Vorsichtig mischen Finger Schnippen. </li></ol> 4. Bereiten Sie Anesthetize und Maus für Chirurgie <ol><li> Induzieren Anästhesie mit ~ 5% Isofluran (Sauerstoffströmungs ~ 2 l / min) oder durch Tierarzt gerichtet. Induktion sollte 2 bis 3 Minuten dauern. Pflegen Maus in einer angemessenen Tiefeder Narkose mit Isofluran ~ 3%. <ol><li> Überprüfen der Narkosetiefe durch toe Prise, Isofluran einstellen, wenn angegeben und weiter, um die Atmung und Zehen Prise Reaktion während des gesamten Verfahrens zu überwachen. Decken Maus mit Gaze-Pads für Wärme und regelmäßig überwachen Maus während des gesamten Verfahrens, die 45 Minuten bis 1 Stunde in Anspruch nehmen kann, abhängig von der Geschwindigkeit der Injektion. </li></ol></li><li> Bewegen Sie die Maus in stereotaktischen Rahmen von sorgfältig Schiebe den Gaumen bar über die Zunge und in den Mund. Haken Sie die Frontzähne in die Zahn Loch. Verwenden Sie Ohr Bars, um den Kopf zu stabilisieren, mit dem Ohr-zu-Augenoberfläche so horizontal wie möglich. Bars nicht mit Gewalt in den Gehörgang. Es ist entscheidend, um den Kopf sicher zu positionieren: Check von Seite zu Seite und nach oben und unten Bewegung sanft mit den Fingerspitzen. Mit den einstellbaren Bedienelementen der stereotaktischen Gerät zur Optimierung der Passform. </li><li> Schmieren Sie die Augen mit Augensalbe. Reinigen Sie die Haut zwischen den Ohren und Augen zweimal mit wechselnden Anwendungen einer PVP-Jode antiseptische und 70% EtOH. </li><li> Injizieren gewählt Analgetikum subkutan (SQ) in Flanke (oder wie vorgeschrieben). </li></ol> 5. Führen Injection <ol><li> Bestimmen Sie die Injektionsstelle. Die Injektionsstelle kann mit der Größe und Mäusestamm und dem Zelltyp variieren. Zellen zu nahe an den Ventrikel injiziert können cranio-Rücken Ausbreitung der Krankheit führen. Zellen zu flach eingespritzt wird, durch die Nadelbahn wachsen. HINWEIS: In der hier gezeigten Experimenten wurde das Target als der Vorderbereich der Hirnrinde definiert eine Stelle 2,5 mm lateral (rechts), 1,5 mm anterior und 3,5 mm ventral bezüglich des Bregma gewählt wurde (Figur 1), wodurch eine Mittelhirn-Tumors bei Mäusen von 20 bis 30 g. </li><li> Machen Sie einen kleinen Schnitt (~ 8 mm lang) mit steriler Technik durch die Haut des Kopfes, um das Bregma und der Injektionsstelle aus. Ein diagonaler Schnitt, von einem Punkt zwischen der Mittellinie Achse und das rechte Auge in Richtung des rechten Ohres ( <strong&gt; 2) ermöglicht den Zugang zu sowohl dem Bregma und der Injektionsstelle. </li><li> Ziehen Sie die Haut und eine sterile Wattestäbchen, um die Oberfläche des Schädels zu trocknen. Tupfen Sie den Knochen mit einem anderen Tupfer mit H 2 O 2 befeuchtet Bregma visualisieren. Das H 2 O 2 Sauerstoffblasen zu produzieren, so dass dünne Linien von weißen Schaum entlang der koronalen und sagittalen Nähten, die an Bregma schneiden. </li><li> Sperren eine leere Spritze mit Nadel auf der Mikropumpe und manövrieren die Spitze der Nadel direkt über dem Bregma; Satz Koordinaten auf der Ausrichtung Konsole, um 0,0 mm seitlich, 0,0 mm anterior / posterior und 0,0 mm ventral / dorsal. </li><li> Bewegen Sie die Nadel bis 2,5 mm lateral (rechts) und 1,5 mm vor in Bezug auf Bregma (oder gewünschten Ort) mit den Steuerknöpfen auf der stereotaktischen Gerät. Heben Sie die Spritze leicht und markieren Sie den genauen Standort auf dem Schädel mit einem speziellen Filzstift. Wenn die Außenfläche des Schädels ist nicht auf eine ebene Fläche mit Bregma (i.e. der dorsal / ventral Koordinaten nicht mehr auf Null steht), Zurücksetzen der ventrale / dorsale Lese bis 0,0, um zu gewährleisten, daß die Tiefe der Injektion nicht verschoben wird. </li><li> Bohren Sie ein kleines Loch in den Schädel mit einem Handdrehbohrer mit einem sterilen Dentalspitze an der entsprechenden Stelle mit dem Stift in Schritt 5.5 markiert ausgestattet. Halten Sie den Bohrer in einem Winkel auf den Schädel und sehr sanft berühren die Spitze bis auf die Knochen. Wiederholen Sie nach Bedarf. Bohren fast, aber nicht vollständig durch den Knochen, so dass die Nadel, um diese Schicht des Schädels tatsächlich zu durchdringen, führt der saubersten Injektion. </li><li> Entfernen Knochenstaub mit einem Wattestäbchen in PBS oder Kochsalzlösung befeuchtet. Bringen Sie die Spritze mit der Pumpe und senken Sie die Nadel gerade in den Bohrloch zu Ort zu bestätigen. Wenn das Bohrloch wird nicht mit der Nadel zentriert, verwenden Sie den Bohrer die Öffnung zu vergrößern. </li><li> Vorsichtig mischen die Zellsuspension und zeichnen Sie die Zellen in die Spritze mit der Pumpensteuerung. Vermeiden Sie Blasen und Klumpen, und wischen Sie die Nadel Witzh einem Alkoholtupfer, um kontaminierende Zellen auf der Außenfläche zu entfernen. Wenn die Spritze / Nadel ist verstopft oder gefroren, herausnehmen und schnell sauber mit sterilem Wasser und 70% EtOH. </li><li> Senken Sie die Nadel auf der Ebene der Schädeloberfläche (0,0 mm ventral / dorsal). Dann langsam (ca. 1 min) Absenken der Nadel durch die gesamte Dicke des Schädels durchbohren und durchdringen das Gehirn zu einer Tiefe von 4 mm ventrall. Ziehen Sie die Nadel langsam auf 3,5 mm ventralen. Wenn die Maus den Kopf sicher in der stereotaktischen Einheit gehalten, sollte es fast keine Bewegung des Schädels sein. </li><li> Bestätigen Sie, dass die richtigen Parameter sind in der Pumpensteuerung eingegeben werden (Abschnitt 2.2) und drücken Sie &quot;RUN / STOP&quot; (oder wie von Produkthandbuch gerichtet), um Zellen autoinject. Überwachen Sie die Maus und passen Isofluran, wenn angegeben. Spritze beobachten und sicherzustellen, dass der Kolben im Zylinder bewegt. Gefroren oder verstopft Bewegung kann in einer gebogenen / gebrochen Kolben führen. </li><li> Warte 1 bis 2 min mit der Nadel in der bregen, dann sehr langsam (über 3 bis 4 min) zurücktreten Nadel von Gewebe. Gesamtzeit, um die Nadel zu entfernen, nachdem die Injektion abgeschlossen ist, 5 min. Verwenden Sie ein Wattestäbchen, um die Gegend rund um den Bohrloch auslöschen; lassen die Ränder der Haut offen, damit der Knochen zu trocknen. </li><li> Entfernen Sie Spritze aus der Pumpe und 3x schnell gründlich mit sterilem H 2 O, 3x mit 70% EtOH und 3x mit sterilem H 2 O (oder, wie von Hersteller gerichtet). Wischen Nadel mit EtOH und beiseite stellen. </li><li> Steriler Knochenwachs (entspricht 1 oder 2 ul) mit dem Bohrloch und verwenden Sie die Holz Ende einer sterilen Wattestäbchen, um das Wachs auf und in die Knochen verstopfen. Wenn die Oberfläche ausreichend getrocknet, sollte dabei bleiben. </li><li> Verbreiten sterilen Tuch über die Maus und die umliegenden Arbeitsbereich und Naht der Schnitt; drei Maschen ausreichend. Alternativ kann eine chirurgische Klebstoff verwendet werden. Gelten eine topische Antibiotika. </li><li> Reduzieren Isofluran auf 0% und entfernen Sie die Maus aus der stereotaktischen Einheit, wobei careful, um die Zähne zu schützen. Überprüfen Ohren, Mund und Zunge. </li><li> Überwachen Sie die Maus eng nach der Einspritzung. Bewegen Sie die Maus auf einem Heizkissen für 5 bis 10 min; dann Transfer zum Käfig (auf Wärmekissen) und beobachten, bis der Maus wacht auf und wird ambulant. Lassen Sie die Maus unbeaufsichtigt, bis er das Bewusstsein wiedererlangt, um genug sternalen recumbence halten. Nicht Maus, um das Unternehmen von anderen Tieren zurück, bis vollständig erholt. Betrachten Sie die Verwendung von zusätzlichen analgetischen, wenn Anzeichen von Schmerzen bemerkt. </li></ol> 6. Beenden und Monitor-Recovery-&amp; Tumorentwicklung <ol><li> Reinigen Sie alle Instrumente und Geräte mit 70% EtOH, eine Perle Sterilisator oder Desinfektionsmittel zwischen Mäusen. </li><li> Überwachung der injizierten Mäuse zwei Tage nach der Behandlung auf Anzeichen von Schmerzen, Infektionen oder andere Komplikationen. Injizieren Analgetikum bei 24 und 48 h (oder wie angegeben) nach der Prozedur. Nahtmaterial zu entfernen, auf 7 bis 10 Tage, wenn nötig. </li><li> Bewerten Sie die Mäuse für die klinische Anzeichen der Krankheit, paralysis, verminderte Aktivität, Gewichtsverlust, Krampfanfälle oder allgemeine Krankheit. </li><li> Überwachen Sie die Tumor-Entwicklung durch die entsprechende Methode [Magnet-Resonanz-Tomographie (MRT), In-vivo-Imaging Systems (IVIS), etc.]. </li></ol>

<ol><li>Heyer, J., Kwong, L. N., Lowe, S. W., Chin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-germline+genetically+engineered+mouse+models+for+translational+cancer+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+reviews.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Non-germline genetically engineered mouse models for translational cancer research.</a> Nature reviews. Cancer. 10, 470-480 (2010).</li>
<li>Yamada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+to+accurately+inject+tumor+cells+into+the+caudate%2Fputamen+nuclei+of+the+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22The+Tokai+journal+of+experimental+and+clinical+medicine%22%5BJournal%5D)">A method to accurately inject tumor cells into the caudate/putamen nuclei of the mouse brain.</a> The Tokai journal of experimental and clinical medicine. 29, 167-173 (2004).</li>
<li>Brooks, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproducible+and+efficient+murine+CNS+gene+delivery+using+a+microprocessor-controlled+injector%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neuroscience%22%5BJournal%5D)">Reproducible and efficient murine CNS gene delivery using a microprocessor-controlled injector.</a> Journal of neuroscience. 80, 137-147 (1998).</li>
<li>Shankavaram, U. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+profiling+indicates+orthotopic+xenograft+of+glioma+cell+lines+simulate+a+subclass+of+human+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+cellular+and+molecular+medicine%22%5BJournal%5D)">Molecular profiling indicates orthotopic xenograft of glioma cell lines simulate a subclass of human glioblastoma.</a> Journal of cellular and molecular medicine. 16, 545-554 (2012).</li>
<li>Giannini, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient+tumor+EGFR+and+PDGFRA+gene+amplifications+retained+in+an+invasive+intracranial+xenograft+model+of+glioblastoma+multiforme%5BTitle%5D)+AND+%22Neuro-oncology%22%5BJournal%5D)">Patient tumor EGFR and PDGFRA gene amplifications retained in an invasive intracranial xenograft model of glioblastoma multiforme.</a> Neuro-oncology. 7, 164-176 (2005).</li>
<li>Yi, D., Hua, T. X., Lin, H. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EGFR+gene+overexpression+retained+in+an+invasive+xenograft+model+by+solid+orthotopic+transplantation+of+human+glioblastoma+multiforme+into+nude+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+investigation%22%5BJournal%5D)">EGFR gene overexpression retained in an invasive xenograft model by solid orthotopic transplantation of human glioblastoma multiforme into nude mice.</a> Cancer investigation. 29, 229-239 (2011).</li>
<li>Carty, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracranial+injection+of+AAV+expressing+NEP+but+not+IDE+reduces+amyloid+pathology+in+APP%2BPS1+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLos+ONE%22%5BJournal%5D)">Intracranial injection of AAV expressing NEP but not IDE reduces amyloid pathology in APP+PS1 transgenic mice.</a> PLos ONE. 8, e59626(2013).</li>
<li>Thaci, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacokinetic+study+of+neural+stem+cell-based+cell+carrier+for+oncolytic+virotherapy%3A+targeted+delivery+of+the+therapeutic+payload+in+an+orthotopic+brain+tumor+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+gene+therapy%22%5BJournal%5D)">Pharmacokinetic study of neural stem cell-based cell carrier for oncolytic virotherapy: targeted delivery of the therapeutic payload in an orthotopic brain tumor model.</a> Cancer gene therapy. 19, 431-442 (2012).</li>
<li>Ozawa, T., James, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+intracranial+brain+tumor+xenografts+with+subsequent+analysis+of+tumor+growth+and+response+to+therapy+using+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging.</a> J. Vis. Exp. (41), (2010).</li>
<li>Valadez, J. G., Sarangi, A., Lundberg, C. J., Cooper, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+orthotopic+glioma+xenografts+recapitulate+infiltrative+growth+and+isocitrate+dehydrogenase+I+mutation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase I mutation.</a> J. Vis. Exp. (83), (2014).</li>
<li>Baumann, B. C., Dorsey, J. F., Benci, J. L., Joh, D. Y., Kao, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stereotactic+intracranial+implantation+and+in+vivo+bioluminescent+imaging+of+tumor+xenografts+in+a+mouse+model+system+of+glioblastoma+multiforme%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Stereotactic intracranial implantation and in vivo bioluminescent imaging of tumor xenografts in a mouse model system of glioblastoma multiforme.</a> J. Vis. Exp. (67), (2012).</li>
<li>Iwami, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+of+intracranial+injection+via+the+postglenoid+foramen+for+brain+tumor+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A novel method of intracranial injection via the postglenoid foramen for brain tumor mouse models.</a> Journal of neurosurgery. 116, 630-635 (2012).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Orthotopen Mausmodell des menschlichen Gehirns Krebs kann ein ausgezeichnetes Werkzeug für die Beurteilung der Wirksamkeit von klinischen Therapien sein, aber darauf zu achten, um die Platzierung der Zellen im Hirngewebe zu optimieren. Studien haben gezeigt, dass die übermäßige aliquoten Volumen, suboptimal Injektionstechnik und hastig Injektionsraten können zu Undichtigkeiten und dem Auftreten von Tumorzellen in unerwünschten Stellen (Kammern, Rückenmark, extradural Regionen, etc.) Und hohe Variation in der Tu...

In-vitro-Studien der Gehirntumorzellen sind von unschätzbarem Wert für Sezieren molekularen Mechanismen das Wachstum, Überleben, Migration und Invasion von Krebszellen; kultivierten Zellexperimenten können festlegen, Signalwege, schlage potenzielle therapeutische Ziele, und zu charakterisieren, zelluläre Reaktion auf medikamentöse Behandlung. Aber in vitro-Systeme sind viel zu einfach zu organismischen Reaktion auf Arzneimittel vorherzusagen; sie nicht über die physiologischen Reaktionen, Immunreaktionen, Zellmikroumgebung, und die allgemeine Heterogenität der lebenden Tier-Systemen. Gentechnisch veränderte Modelle können von unschätzbarem Wert, wenn verfügbar, aber molekulare Unterschiede zwischen den Arten und murine Zellen nicht Ereignisse in der menschlichen Prozesse zu rekapitulieren, was zu erheblichen Diskrepanzen beim Vergleich von Tiermodellen zu klinischen Beobachtungen 1. Maus-Xenograft-Modelle, die subkutan (SQ) Injektion von menschlichen Gehirntumorzelllinien unter der Haut der Flanke sind einfach durchzuführenund zu messen; sie können verwendet werden, um Auswirkungen von Gen-Modifikation and Drug Administration / Lieferung, Metabolismus und Toxizität anzugehen. Signifikante Nachteile begrenzen jedoch die Nützlichkeit des SQ-Modelle. Die Mikroumgebung nicht rekapitulieren ist die eines natürlich vorkommenden Hirntumor: Wechselwirkungen von verschiedenen Zelltypen und Geweben; die lokale Gefäßsystem und unzähligen anderen Faktoren einzigartig an das Gehirn kann nicht repliziert werden. Um genauer zu reproduzieren die einzigartige Milieu einer natürlich vorkommenden Gehirntumor und Testen der Wirkung von pharmazeutischen Eingriffe sollten eine Maus orthotopen Modell verwendet werden. Darüber hinaus kann orthotopen Techniken als Teil einer gentechnisch veränderten Ansatz, bei dem humane primäre Nicht-Krebszellen (differenzierte oder Vorläufer) verwendet werden genetisch verändert und in die jeweiligen Gelände einer Maus injiziert, mit oder ohne menschliche Stromazellen, was in der Tumorgenese beim Menschen ein ähnlich gesehen. Dieser Artikel beschreibt,eine Methode, um Gehirntumore exakt und reproduzierbar zu schaffen, in Mäusen. Mit dieser Technik kann der Benutzer genau einzuspritzen Ein kleines Aliquot von suspendierten Zellen in einer bestimmten Position des fronto-parietooccipitalis Schläfenregion des Maus-Hirnrinde. Maus Sterblichkeit ist extrem niedrig; in unseren Händen sind keine Mäuse von chirurgischen Komplikationen nach 185 Verfahren gestorben. Eigenschaften des resultierenden Tumors mit der typischen klinischen Tumoren verglichen werden; Zum Beispiel: Schnelligkeit des Wachstums, der Grad der Nekrose, das Ausmaß der Invasion, die Heterogenität der Zelltyp, die Anwesenheit von mitotischen Zellen, Marker der Proliferation und Apoptose etc. Zelllinien oder aufgeschlüsselte menschlichem Gewebe oder Tumorproben können dann bewertet werden basierend auf ihrer Fähigkeit zu simulieren tatsächlichen klinischen Präsentation. Arzneimittel, ausgewählt auf der Grundlage ihrer Leistung in Zellkultur kann im Rahmen eines funktionierenden Stoffwechsel, Kreislauf und Blut-Hirn-Schranke nicht getestet werden, da sie in einem Tier belastet wit existierenha Tumor, die alle in einem relevanten architektonischen Kontext. Ferner können die Zellen für die Injektion gewählten genetisch modifiziert werden, um den Einfluss von Niederschlägen, Deletionen untersuchen, Knock-ins, Mutationen usw. auf Tumorwachstum und Überleben. Eine Anzahl von Veröffentlichungen dokumentieren Tumoren Studien mit einer Vielzahl von Hirntechniken. Yamada et al. Haben eine detaillierte Studie über die Injektion von Farbstoff und der U87-Zellen und fanden, daß die Minimierung Volumen und die Einspritzgeschwindigkeit erzeugt die beste Tumor 2. . Brooks et al legene Reproduzierbarkeit und Effizienz mit einem mikroprozessorgesteuerten Injektor anstatt eine manuelle Methode, um virale Vektoren zu liefern; ihre Schlussfolgerungen in Bezug auf die optimale Einspritzparameter gelten für Zell Lieferung 3. Shankavaram et al., Dass Glioblastoma multiforme (GBM)-Zelllinien injiziert orthotopisch (mit einer manuellen Methode) in das Gehirn rekapituliert das Genexpressionsprofil des clinical Tumoren stärker als in vitro oder SQ Fremdtransplantaten, die den Einsatz von intrakraniellen Modelle für präklinische Studien 4. Giannini et al. Injizierten Zellen aus menschlichen chirurgischen Proben, die in den Flanken von Nacktmäusen durch serielle Passage in das Gehirn von Mäusen weitere erlitten hatte, und zeigte, dass dieser Ansatz erhalten Patienten Tumor-Gen Veränderungen im Modell 5. Ähnliche Ergebnisse wurden von Yi et al 6 angegeben. Mit Hilfe eines stereotaktischen Setup, sorgfältig definierten Injektionsstelle, und eine langsame und stetige Einspritzrate, erhalten sie reproduzierbare Hirntumoren mit konsequenten Wachstumsraten und hohe (100%) Transplantationsrate. Die Gültigkeit dieser Technik ist daher gut etabliert; eine Literaturrecherche zeigt, dass die Anwendungen dieser Technik sind umfangreiche. Carty et al. Verwendet intrakraniellen Injektionen virale Vektoren, die therapeutische Gene erfolgreich liefern in den frontalen Kortex von transgenic Modell der Alzheimer-Krankheit 7. Thaci et al. Die Verwendung intrakranielle Injektionen therapeutische onkolytische Adenovirus in einer neuralen Stammzellträger in Nacktmäuse injiziert bereits orthotopisch GBM Tumoren 8 trägt zu liefern. Offensichtlich sind intrakranielle Injektionen ein vielseitiges und effektives Werkzeug für die präklinische Forschung. Früheren Publikationen im Journal of Visualisierte Experimente beschreiben grundlegende Ansätze 9-11, aber wir nehmen das Konzept der intrakraniellen Tumorinjektion und orthotopen Modellierung zu einem höheren Maß an Präzision mit easy-to-Master-Technologie.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console</td><td>Kopf</td><td>Model 940</td> Mouse Gas Anesthesia Head Holder Kopf Model 923-B <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mouse Ear Bars</td><td>Kopf</td><td>Medel 922</td><td></td></tr><tr><td>Fiber Optic Illuminator</td><td>Fisher</td><td>12-562-36</td><td></td></tr><tr><td>UltraMicroPump III</td><td>WPI</td><td>UMP3</td><td></td></tr><tr><td>Micro4 Mikroprozessor</td><td>WPI</td><td>UMC4</td><td></td></tr><tr><td>Handbohrer mit variabler Drehzahl</td><td>Dremel</td><td>Modell 300</td><td></td></tr><tr><td>Dentalbohrer, 1,0 mm</td><td>Spoelting</td><td>514554</td><td></td></tr><tr><td>Adapter für Dentalbohrer: 3/32 Zoll Spannzange</td><td>Dremel</td><td>481</td><td></td></tr><tr><td>Heizkissen</td><td></td><td></td><td>für Mäuse</td></tr><tr><td>Isofluran-Verdampfersystem</td><td></td><td></td><td>für Mäuse</td></tr><tr><td>Medizinische Schläuche und Anschlüsse</td><td></td><td></td><td>zum Anschluss des Isofluran-Verdampfers an einen stereotaktischen Rahmen</td></tr><tr><td colspan="4">Instruments</td></tr><tr><td>Precision 25 &mu; l Mikrospritze</td><td>Hamilton&nbsp;</td><td>7636-01</td><td>Modell 702, ohne Nadel</td></tr><tr><td>Mikrospritzennadeln, 26s G</td><td>Hamilton&nbsp;</td><td>7804-04</td><td>RN, 25 mm Spitze Ausführung 2</td></tr><tr><td>Schere mit feiner Spitze (gerade, scharf/scharf)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mittelgroße Standardschere</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard-Zange</td><td></td><td></td><td></td>mit Wellenschliff</tr><tr><td>Hämostaten (2)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td></td><td></td><td></td> mit feiner Spitze</tr><tr><td colspan="4"><stark>Zubehör</td></tr><tr><td>Nähte 5-0 vicryl P-3 13 mm (Ethicon)</td><td>MWI</td><td>J463G</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Klingen #10, rostfrei (Feder)</td><td>Fisher</td><td>296#10</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran (Fluriso)&nbsp;</td><td>VetOne&nbsp;</td><td>NDC 13985-528-60</td><td>Artikel #502017. Flüssiges Inhalationsanästhetikum. Das Bundesgesetz beschränkt die Verwendung dieses Arzneimittels durch oder auf Anordnung eines zugelassenen Tierarztes.</td></tr><tr><td>Carprofen (Rimadyl injizierbar 50 mg/ml)</td><td>Pfizer</td><td>NDC 61106-8507-01</td> in <td>Kochsalzlösung verdünnt</td></tr><tr><td>Ophthalmische Salbe (künstliche Tränen)</td><td>Rugby</td><td>NDC 0536-6550-91</td><td></td></tr><tr><td>Topisches Antibiotikum (AK-Poly-Bac )</td><td>Akorn</td><td>NDC 17478-238-35</td><td></td></tr><tr><td>Povidon-Jod topisches Antiseptikum, 10% (Betadin)</td><td>Betadin</td><td>NDC 67618-150-04</td><td></td></tr><tr><td>Wasserstoffperoxid, 30%</td><td>Fischer&nbsp;</td><td>H325-100</td><td>zur Visualisierung von Schädel-Landmarken</td></tr><tr><td>Sterile Kochsalzlösung</td><td>VetOne&nbsp; &nbsp;</td><td>NDC 13985-807-25</td><td>zum Verdünnen von Lösungen, Reinigungsgewebe</td></tr><tr><td>Knochenwachs</td><td>WPI</td><td>Artikel #501771</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Abdecktücher</td><td>McKesson</td><td>25-517</td><td></td></tr><tr><td>Sterile OP-Handschuhe</td><td>McKesson</td> <td>(passend)</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Mullpolster, 2 x 2</td><td>Fisherbrand&nbsp;</td><td></td><td></td>22028556</tr><tr><td>Sterile Mullkissen, 4 x 4</td><td>Fisherbrand&nbsp;</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Pads zur Alkoholaufbereitung (mittel)</td><td>PDI</td><td>B603</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Applikatoren mit Wattespitze</td><td>Fisherbrand</td><td>23-400-114</td><td></td></tr><tr><td>Steriles 0,5-ml-Schraubverschlussröhrchen mit Verschlüssen für Zellen</td><td>USA Scientific</td><td>1405-4700</td><td>für Zellen</td></tr><tr><td>Einzeln verpackte sterile Dispo-Pipetten</td><td>Fisher</td><td>BD 357575</td><td>für Nadelreinigungslösungen</td></tr><tr><td>BD Insulinspritzen mit Nadeln&nbsp;</td><td>Fisher</td><td>329461</td><td>für Analgetikum</td></tr><tr><td>70% Ethanol</td><td></td><td></td><td>zur Reinigung</td></tr><tr><td>Steriles diH2O</td><td></td><td></td><td>zur Reinigung</td></tr><tr><td>Microfuge-Röhrchen zur Reinigung von Lösungen</td><td></td><td></td><td>für Nadelreinigungslösungen</td></tr><tr><td>Filzstift (speziell)</td><td></td><td></td> <td>zum Markieren des Schädels</td></tr></tbody></table>

erstellen anatomisch genaue und reproduzierbare intrakranielle xenografts der menschen hirntumoren

Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Orthotope Tumormodelle sind derzeit die beste Weg, um die Eigenschaften eines Tumortyps zu studieren, mit und ohne Intervention im Kontext von einem lebenden Tier - vor allem an Standorten mit einzigartigen physiologischen und architektonische Qualitäten wie das Gehirn in vitro und Eileiter Modelle nicht. Konto für Funktionen wie Gefäßsystem, Blut-Hirn-Schranke, Stoffwechsel, Lieferung und Toxizität, und eine Vielzahl von anderen relevanten Faktoren. Orthotopen Modelle haben ihre Grenzen auch, aber mit der richtigen Technik Tumorzellen von Interesse genau in das Gewebe eingepflanzt werden, die am ehesten imitiert Bedingungen im menschlichen Gehirn. Durch Verwendung Methoden, die genau abgemessene Mengen zu liefern, genau definierten Stellen in einer konsistenten und Druck, Maus-Modellen der menschlichen Gehirntumoren mit vorhersagbaren Wachstumsraten reproduzierbar erzeugt werden und eignen sich für eine zuverlässige Analyse von verschiedenen Eingriffen. Das hier beschriebene Protokoll konzentriert sich auf die technische der Gestaltung und Herstellung für eine intrakraniale Injektion der Durchführung der Operation, und sicherzustellen, erfolgreiche und reproduzierbare Tumorwachstum und stellt Ausgangspunkte für eine Vielzahl von Bedingungen, die für eine Reihe von verschiedenen Gehirntumormodelle angepasst werden kann.

Zuverlässigen intrakraniellen Xenotransplantaten mit diesem beschriebenen Verfahren erzeugt werden. Identifizierung der kritischen Strukturen der Maus Schädel (Abbildung 1) wird für die Anerkennung der Bregma ermöglichen und führen die Ermittler auf eine präzise und reproduzierbare Injektion Lage. In diesen Studien wurde die Elternlinie U251, U251-Zellen mit Luciferase (U251-Luc) oder U87 transfizierten immortalisierten menschlichen GBM-Gewebekulturzellen wurden in 4 bis 6 ul SF-DMEM suspendiert und 2,5...

Das Gehirn ist ein einzigartiger Ort mit Eigenschaften, die nicht gut durch in vitro-oder Eileiter Analysen dargestellt. Orthotopen Mausmodellen mit reproduzierbaren Lage und Wachstumseigenschaften zuverlässig mit intrakraniellen Injektionen mit einem stereotaktischen Fixierung Instrument und eine Niederdruckspritzenpumpe erzeugt werden.

Erstellen Anatomisch genaue und reproduzierbare intrakranielle Xenografts der Menschen Hirntumoren

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, ein konsistentes und reproduzierbares humanes Hirntumormodell zu schaffen, das für die genaue Testung und den Vergleich neuartiger therapeutischer Strategien verwendet werden kann. Dies wird erreicht, indem das Tier auf die Operation vorbereitet und die richtige Stelle für die Injektion lokalisiert wird. Sobald sie lokalisiert ist, wird ein Loch in den Schädel gebohrt und eine Spritze in der richtigen Tiefe abgesenkt.Um das Tumorwachstum zu erreichen, werden die Zellen dann langsam und kontrolliert injiziert, gefolgt von einem verzögerten und allmählichen Zurückziehen der Nadel. Letztendlich kann ein konsistentes Mausmodell entwickelt werden, dessen Tumorwachstum histopathologisch dem menschlichen Zustand ähnelt, und die Wachstumsraten können durch Lucci-basierte In-vivo-Bildgebung gemessen werden. Die Präzision dieser Technik ist entscheidend für das Verständnis neuer therapeutischer Strategien für menschliche Hirntumoren.Eine variable Lokalisation der Tumorinjektion kann zu Veränderungen des Tumorwachstums führen, die auf die Mikroumgebung, die Verabreichung von Medikamenten oder andere Faktoren zurückzuführen sind, die in verschiedenen Bereichen des Gehirns stark variieren. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist wichtig, da die Schritte zur Mauspositionierung und Lokalisierung der Injektionsstelle dreidimensionale Manipulationen erfordern, die nicht einfach in schriftlicher oder grafischer Form beschrieben werden können. Zu Beginn der Reinigung und Dekontamination einer Maus, eines stereotaktischen Rahmens und aller anderen für die Operation erforderlichen Geräte.Verwendung von Einstellungen, die für das gewählte Modellprogramm, die Injektionsparameter und andere Variablen für den Betrieb der Spritzenpumpe optimiert sind. Ordnen Sie als nächstes autoklavenweise chirurgische Instrumente im Arbeitsbereich an, die mindestens zwei 1,0-Millimeter-Dentalbohrer für serielle Eingriffe enthalten. Desinfizieren Sie chirurgische Instrumente mit 70 % Ethanol, gefolgt von 30 Sekunden in einem Bead-Sterilisator zwischen jedem Tier oder wie in Ihren IACUC-Protokollen empfohlen.Sammeln Sie schließlich alle erforderlichen medizinischen Hilfsmittel und Einwegmaterialien. Ein Permanentmarker mit feiner Spitze zur Markierung des Schädels sollte dekontaminiert und für den chirurgischen Gebrauch bestimmt sein. Nach der Trypsin-Resus die Zellen in PBS suspendieren und durch Zentrifugation Resus pelletieren. Suspendieren Sie die Zellen in etwa fünf Millilitern serumfreiem dmem pro 100-Millimeter-Platte.Zählen Sie als Nächstes lebensfähige Zellen mit einem Hämometer, Zytometer oder einem automatisierten Zellzähler. Passen Sie nach der Zählung die Dichte der lebenden Zellen an, indem Sie die Zellen pelletieren und ein SF-DMM reaktivieren. Bewahren Sie die Zellen auf Eis oder einem Kühlakku gekühlt auf, aber lassen Sie die Zellen nicht einfrieren.Mischen Sie vorsichtig, indem Sie mit den Fingern schnippen, leiten Sie eine Tiernarkose ein und bestätigen Sie, dass das Tier ausreichend sediert ist, indem Sie auf Schreibreflexe oder mangelnde Aktivität prüfen. Decken Sie die Maus nach der Betäubung mit Mullbinden ab, um sie zu wärmen, und überwachen Sie das Tier während des gesamten Eingriffs regelmäßig. Positionieren Sie als Nächstes die Maus in einem stereotaktischen Rahmen.Versuchen Sie mit der Palettenstange und den Ohrstangen, die Ohr-Augen-Oberfläche so waagerecht wie möglich zu halten. Zum Schluss schmieren Sie die Augen mit einer Augensalbe ein und reinigen Sie die Haut zwischen den Ohren und Augen zweimal mit abwechselnden Anwendungen eines Povidon-Jod-Antiseptikums und 70%igem Ethanol. Bestätigen Sie nach der subkutanen Injektion eines Analgetikums, dass das Tier vollständig anästhesiert ist, indem Sie den Zehenquetschreflex überprüfen.Machen Sie unmittelbar vor dem Hautschnitt einen kleinen Schnitt, um das BMA und die Stelle einer Injektion freizulegen. Ein diagonaler Schnitt von einem Punkt zwischen der Mittellinienachse und dem rechten Auge in Richtung des rechten Ohrs ermöglicht die Achse sowohl zum BGMA als auch zur Injektionsstelle. Ziehen Sie die Haut zurück und trocknen Sie die Oberfläche des Schädels mit einem sterilen Wattestäbchen.Tupfen Sie den Knochen mit einem weiteren, mit Wasserstoffperoxid angefeuchteten Tupfer ab. Um bgma sichtbar zu machen, schließen Sie eine leere Spritze mit Nadel in die Mikropumpe ein und manövrieren Sie die Spitze direkt über die bgma. Nullen Sie die Koordinaten auf der Achskonsole.Bewegen Sie die Nadel vorsichtig auf 2,5 Millimeter seitlich und 1,5 Millimeter nach vorne. Torema. Heben Sie die Spritze mit den Bedienknöpfen an der stereotaktischen Einheit leicht an und markieren Sie die genaue Stelle auf dem Schädel mit einer speziellen Filzspitze. Feder. Wenn die äußere Oberfläche des Schädels in der dorsalen Ebene nicht mehr auf Höhe des bgma ist, setzen Sie den dorsalen ventralen Messwert auf Null zurück, um sicherzustellen, dass die Tiefe der Injektion korrekt ist.Bohren Sie mit einem Handbohrer, der mit einer sterilen Zahnspitze ausgestattet ist, ein kleines Loch in den Schädel. Halten Sie den Bohrer schräg zum Schädel und berühren Sie die Spitze ganz sanft mit dem Knochen. Hören Sie auf, nicht vollständig durch den Knochen zu bohren.Es wird die sauberste Injektion mit dem geringsten Trauma erzielt. Wenn der Schädel während der Zellinjektion mit der Spritzennadel durchstochen wird, entfernen Sie den Knochenstaub mit einem Wattestäbchen, das mit PBS oder Kochsalzlösung angefeuchtet ist. Legen Sie die Spritze wieder in die Pumpe und senken Sie die Nadel gerade bis zum Bohrloch ab.Um die Position zu bestätigen, mischen Sie die Zellsuspension vorsichtig und ziehen Sie die Zellen in die Spritze. Vermeiden Sie mit der Pumpensteuerung Blasen und Klumpen und wischen Sie die Nadel mit einem Alkoholtupfer ab. Um kontaminierende Zellen auf der Außenfläche zu entfernen, senken Sie die Nadel auf die Höhe der Schädeloberfläche ab.Senke dann die Nadel langsam ab. Durchstechen Sie die gesamte Dicke des Schädels und dringen Sie im Laufe einer Minute bis zu einer Tiefe von vier Millimetern ventral in das Gehirn ein, bevor Sie die Nadel langsam auf 3,5 Millimeter ventral zurückziehen, bestätigen Sie, dass die korrekten Parameter in die Pumpensteuerung eingegeben wurden, und drücken Sie auf Lauf. Aufhören. Um die Zellen automatisch zu injizieren, beobachten Sie die Spritze und stellen Sie sicher, dass sich der Kolben in den Zylinder bewegt.Lassen Sie die Nadel ein bis zwei Minuten lang an Ort und Stelle, bevor Sie die Nadel sehr langsam aus dem Gewebe ziehen. Die Nadel sollte im Laufe von fünf Minuten entfernt werden. Tupfe den Bereich um das Bohrloch mit einem Wattestäbchen ab und lasse die Ränder der Haut offen, damit der Knochen trocknen kann.Nehmen Sie die Spritze aus der Pumpe und reinigen Sie sie schnell mit sterilem Wasser und Ethanol. Tragen Sie anschließend steriles Knochenwachs auf das Bohrloch auf und verwenden Sie das Holzende eines sterilen Wattestäbchens, um das Wachs auf und in den Knochen zu drücken. Wenn die Oberfläche ausreichend getrocknet ist, sollte sie nach dem Nähen der Wunde den Fluoranteil auf 0% reduzieren und die Maus aus der stereotaktischen Einheit entfernen.Legen Sie das Tier auf eine erhitzte Oberfläche und beobachten Sie, bis es sich vollständig erholt hat. Es ist wichtig, alle Instrumente und Geräte mit 70% Ethanol und einem Bead-Sterilisator zu reinigen oder zwischen jedem Tier zu desinfizieren. Die injizierten Mäuse sollten zwei Tage nach dem Eingriff auf Anzeichen von Schmerzen, Infektionen oder anderen Komplikationen überwacht werden.Untersuchen Sie die Mäuse zum gewünschten Zeitpunkt auf klinische Anzeichen von Krankheitslähmung, verminderter Aktivität, Gewichtsverlust, Krampfanfällen oder allgemeiner Erkrankung. Überwachen Sie die Tumorentwicklung nach der Injektion entweder mit Magnetresonanztomographie oder mit In-vivo-Bildgebungssystemen. Diese zweigewichteten MRT-Bilder vergleichen einen Tumor, der von U-87-Zellen stammt, mit dem Tumor, der von U2-51-Zellen stammt.Die Darstellung der Tumorvolumina über die Zeit zeigt ein reproduzierbares Fenster der Tumorentwicklung und des Tumorwachstums, das in allen Experimenten konsistent ist. Eine IVIS-Aufnahme von U2 51 Luziferen Transduzierten GBM-Zellen, die intrakraniell in Nacktmäuse injiziert wurden, zeigt, dass die Maus auf der linken Seite erfolgreich injiziert wurde und zeigt ein sehr starkes vokalisiertes Signal an der gewünschten Stelle. Während die Maus auf der rechten Seite ein erfolgloses Ergebnis aufgrund einer falschen Injektionsstelle oder -technik zeigt.Die Tumorgröße wird anhand der Luziferaktivität in der interessierenden Hirnregion geschätzt und über die Zeit aufgetragen. Die blaue Linie entspricht der Maus mit einer erfolgreichen intrakraniellen Injektion, während die rote Linie der Maus mit Tumorzellverlagerung zur Wirbelsäule nach h und e entspricht. Die Färbung des Tumors aus U 87 GBM-Zellen zeigt einen Bereich mit dichtem Tumorwachstum und angrenzendem normalem Hirngewebe mit mikroskopischer Invasion von malignen Zellen. Dieser Abschnitt des Zentrums eines Tumors, der aus U2 51 GBM-Zellen gewonnen wurde, repliziert sehr genau die bizarre Histopathologie mit mehrkernigen malignen Zellen, die bei typischen menschlichen GBM zu beobachten ist.Bei diesem Verfahren ist zu beachten, dass die Reproduzierbarkeit des Tumormodells von der präzisen und sicheren Positionierung des Mauskopfes und der konsistenten Lokalisierung der Injektionsstelle abhängt. Außerdem ist eine allmähliche Geschwindigkeit und ein gleichmäßiger Injektionsdruck unerlässlich. Diese Technik ermöglicht es Forschern auf dem Gebiet der Neuroonkologie, neue therapeutische Strategien für menschliche Hirntumoren zu erforschen und gleichzeitig einen Teil der Variabilität zu beseitigen, die durch eine ungenaue Lokalisierung der Injektion von Hirntumorzellen verstärkt wird.

creating-anatomically-accurate-reproducible-intracranial-xenografts

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Luciferase-modifizierten menschlichen Gehirns Tumorxenotransplantaten können intrakraniell in athymischen Mäusen festgestellt werden, mit anschließender Überwachung des Tumorwachstums und Ansprechen auf die Therapie mit Biolumineszenz-Bildgebung. In Kombination mit dem Überleben Analyse wird Biolumineszenz Überwachung ein wesentliches Recherche-Tool für die präklinische Prüfung von Therapien, zur Behandlung von Gehirntumoren betrachtet.

Gründung Intrakranielle Brain Tumor Xenografts mit anschließender Analyse des Tumorwachstums und Ansprechen auf die Therapie mit Biolumineszenz-Bildgebung

Um neue therapeutische Paradigmen für die Behandlung von Gliomen zu bewerten, sind physiologisch relevanten Modelle unerlässlich. Wir nutzen einen implantierbaren Führungsschraube Verfahren für die Einrichtung von intrakraniellen Xenograft-Modelle, schneller und sicherer als stereotaktische Ansätze ist.

Eine einfache Anleitung Screw Verfahren zur Intrakranielle Xenograft Studien an Mäusen

Wir beschreiben eine integrierte Methode für die präzise, ​​stereotaktische Implantation von humanen Glioblastom multiforme Zellen in den Gehirnen von Nacktmäusen und anschließende...

Stereotaktische Intrakranielle Implantation und<em&gt; In vivo</em&gt; Bioluminescent Imaging der Tumorxenotransplantaten in einem Maus-Modell-System des Glioblastoma multiforme

Maligne Gliome bilden eine heterogene Gruppe hochinfiltratischer gliaaler Neoplasmen mit ausgeprägten klinischen und molekularen Merkmalen. Primäre orthotopische Xenografts rekapitulieren die histopathologischen und molekularen Merkmale bösartiger Gliom-Subtypen in präklinischen Tiermodellen.

Primäre orthotopische Glioma Xenografts rekapitulieren infiltratives Wachstum und Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

Wir haben eine kortikale orthotopen Glioblastom-Modell bei Mäusen für die Intravital Zwei-Photonen-Mikroskopie, die die biophysikalischen Einschränkungen im Spiel während des Wachstums des Tumors rekapituliert normalerweise etabliert. Eine chronische Glasfenster ersetzt den Schädel über dem Tumor ermöglicht die Follow-up der Tumorprogression über die Zeit durch Zwei-Photonen-Mikroskopie.

Ein Orthotopische Glioblastoma Maus-Modell Pflege Gehirn Parenchymale Körperliche Einschränkungen und geeignet für Zwei-Photonen-Intravitalmikroskopie

Phänotypische Wildtyp-Astrozyten und neurale Stammzellen, die von Mäusen entnommen wurden, die mit floxierten, bedingten onkogenen Allelen gezüchtet und über virale Cre-vermittelte Rekombination transformiert wurden, können zur Modellierung der Astrozytom-Pathogenese in vitro und in vivo durch orthotope Injektion von transformierten Zellen in Gehirne von syngenen, immunkompetenten Wurfgeschwistern verwendet werden.

Modellierung Astrozytom Pathogenese In-vitro- Und In Vivo Verwenden kortikale Astrozyten oder neuralen Stammzellen aus dem Bedingten, gentechnisch veränderte Mäuse

Stammzellen sind vielversprechende therapeutische Träger, um Hirntumoren aufgrund ihrer intrinsischen Tumor-Tropismus zu behandeln. Nicht-invasive intranasale Stammzell-Abgabe umgeht die Blut-Hirn-Schranke und zeigt ein starkes Potenzial für die klinische Übersetzung. Dieser Artikel fasst die Grundprinzipien der intranasalen Stammzellabgabe in einem Mausmodell des Glioms zusammen.

Intranasale Abgabe von therapeutischen Stammzellen an Glioblastom in einem Mausmodell

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Vorbereitung und der stereotaktischen Verwaltung der allogenen menschlichen Lymphozyten in immungeschwächte Mäuse tragen orthotopen menschlichen primären Hirntumoren. Diese Studie liefert eine Machbarkeitsstudie für die Machbarkeit und die Antitumor-Wirksamkeit von zellulären Immuntherapien Intrabrain geliefert.

Stereotaktische Adoptiv Übertragung von zytotoxischen Immunzellen in murinen Modellen der Orthotopen Human Glioblastoma Multiforme Xenotransplantate

In dieser Arbeit beschreiben wir ein präklinisches orthotopes Mausmodell für GBM, das durch intrakranielle Injektion von Zellen aus gentechnisch veränderten Mausmodelltumoren etabliert wurde. Dieses Modell zeigt die Krankheitsmerkmale des humanen GBM. Für translationale Studien wird der Hirntumor der Maus mittels In-vivo-MRT und Histopathologie verfolgt.

Translationale orthotope Modelle des Glioblastoma multiforme

Die Entwicklung von orthotopen pädiatrischen Hirntumormodellen erfordert akribische Präzision, bei der Krebszellen mit einem stereotaktischen Gerät präzise implantiert werden. Die hier vorgestellte Methodik beschreibt die Schritte bei der Vorbereitung von Hirntumorzellen, der Durchführung intrakranieller Injektionen und der Implementierung eines postoperativen Überwachungssystems zur Beurteilung der Hirntumortransplantation.

Etablierung von orthotopen patientenabgeleiteten Xenotransplantatmodellen für Hirntumoren mit Hilfe eines stereotaktischen Geräts

Ziel dieses Protokolls ist es, Forschern eine hochgradig reproduzierbare Technik für intrakranielle Implantationen bereitzustellen.

Stereotaktische intrakranielle Implantation von Glioblastom-Patienten-abgeleiteten Xenograftzelllinien bei Mäusen

Lernen Sie die Erstellung anatomisch genauer intrakranieller Xenografts menschlicher Hirntumoren in Mäusen. Diese präzise chirurgische Methode ermöglicht reproduzierbare Tumormodelle für die Testung neuer Therapiestrategien.

Erstellen Anatomisch genaue und reproduzierbare intrakranielle Xenografts der Menschen Hirntumoren

Weitere Videos entdecken