Name: EPA-Methode 1615 Messung der Enterovirus und Norovirus Vorkommen in Wasser von Kultur und RT-qPCR. I. Sammlung von Virenproben (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-03-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 48 s
Description: Lernen Sie die standardisierte Probenahme von Enteroviren und Noroviren in Umwelt- und Trinkwässern nach EPA-Methode 1615 mit elektropositiven Filtern. Diese Methode ermöglicht effiziente Virenkonzentration für zuverlässige Labordiagnostik.

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Die Autoren danken zahlreichen WPA Personal deren Beiträge die Überwachung während des ICR und durchgeführt UCMR3 möglich, die folgenden führenden Forschern anderer EPA Studien berichtet: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrej Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, und Tim Wade; und Shannon Griffin und Michael Ware für dieses Manuskript kritisch zu prüfen. Die Autoren danken den Indian Hill Water Works für die Nutzung einer ihrer Pumpenhäuser zu Probennahme zu zeigen. Obwohl diese Arbeit wurde vom US-EPA überprüft und zur Veröffentlichung freigegeben, kann es nicht unbedingt offizielle Agentur Politik. Die Erwähnung von Handelsnamen oder Handelsprodukten stellt keine Billigung oder Empfehlung für den Einsatz.

1. Vorabverfahren <ol><li> Montieren eines Standardfiltervorrichtung nach Figur 1, bestehend aus einem Saugmodul eine Kartusche Gehäusemodul und einem Abgabemodul nach Zusätzliche Materialien beschrieben ist. </li><li> Kalibrieren Sie den Durchflussmesser / Zählwerk an den Flussraten für die Probenahme vor dem ersten Gebrauch verwendet. Überprüfen Sie die Kalibrierung nach dem ersten Einsatz und dann nach einem Monat der Nutzung. Ist der Durchfluss Kalibrierung entweder nach dem ersten Gebrauch oder nach dem ersten Monat der Nutzung geändert, bestimmen die Frequenz für Kalibrierungsprüfungen wie in Zusätzliche Materialien beschrieben. <ol><li> Schließen Sie ein Entlademodul mit einem Einlassmodul und schließen Sie das Einlassmodul an einen Wasserhahn. Stellen Sie den Durchflussmesser / Zähler, um den Durchsatz zu lesen. Drehen Sie den Wasserhahn vollständig und dann die Durchflussmenge auf 10 l / min mit dem Bronze-Durchgangsventil einzustellen. Sobald die Durchflussrate bei 10 l / min stabil, setzen Sie den Durchflussmesser / Zählwerk zu Gesamtvolumen lesen. </li><li> Legen Sie die herausließ der Entladungsmodul in einen 4 L oder größer Messzylinder und gleichzeitig setzen Sie den Zähler auf Null zurück. Messen Sie den Zählerstand im 4-L-Zeichen und den Zeitaufwand für die 4 L Markierung auf dem Zylinder zu erreichen. Ändern Sie den Durchflussmesser / Zählwerk Einstellung zurück auf Durchfluss. HINWEIS: Wenn die Durchflussrate auf unter 9,95 L fallen gelassen oder nach Abschluss von Schritt 1.2.2 auf mehr als 10,05 L, warten Sie, bis die Durchflussrate stabil ist, und wiederholen Sie Schritt 1.2.2. Ein richtig kalibriert Messgerät den 4 L Markierung auf dem Messzylinder bei 24 ± 1 s mit einem Zählerstand von 4,0 ± 0,04 L. erreichen </li><li> Wenn der Zählerstand weniger als 3,96 oder mehr als 4,04 L, berechnet einen Korrekturfaktor notwendig, um für die beobachtete Differenz einzustellen. Zum Beispiel, wenn der Durchflussmesser / Zähler liest 3,9 L in der 4 L Markierung auf dem Messzylinder, der Korrekturfaktor würde 1,026 (4 ÷ 3,9) sein. Wenn somit der gewünschte Volumen einer Feldprobe wurden 300 L nach der r das Volumen gesammelteneading am Durchflussmesser / Zählwerk soll 300 ÷ 1,026 = 292,4 L. </li></ol></li><li> Sterilisieren Sie die Standard-Filtergerät und bereiten Sie es für die Probenentnahme. <ol><li> Sterilisation der Einlass und Kartuschengehäusemodule mit 0,525% Natriumhypochlorit für mindestens 30 min vor jeder Verwendung durch entweder vollständig Eintauchen der Module in den Lösungen oder durch Zirkulieren des Natriumhypochlorit wenn die Module mit Hilfe einer Pumpe. Spülen der Module mit sterilem dH 2 O und dann in einer Lösung, die 50 ml 1 M Natriumthiosulfat pro Liter sterile analysenreinem Wasser für 5 min dechlorieren. Bedecken Sie die Filterentnahmevorrichtung Modul endet mit sterilen Aluminiumfolie. </li><li> In einer elektroPatronenFilter mit dem Patronengehäuse Modul aseptisch. HINWEIS: Achten Sie darauf, dass die Filterpatrone richtig im Gehäuse sitzt. Richtig sitzt Filter wird nicht auslaufen und die Filter nicht innerhalb des Gehäuses zu bewegen, wenn sie geschüttelt. Die Dichtungen auf aproperly sitzen Filter wird sichtbar Vertiefungen zeigt, wo die Filter Kontakte ihnen. Die Dichtungen sollten immer Vertiefungen unmittelbar nach der Filter aus dem Gehäuse entfernt zu überprüfen. </li><li> Nehmen Sie ein einzigartiges Probennummer auf einem Probendatenblatt (siehe Zusätzliche Materialien für ein Beispiel) und dann Bringen Sie das Filterproben-Entnahmevorrichtung und die Probendatenblatt an die Person, die werden das Feld Probensammel werden, zusammen mit allen zweckdienlichen Weisungen Probe Sammlung (zB Probenvolumen, Probenentnahmestelle, etc.). </li></ol></li></ol> 2. Vorbereitung der Probenentnahme an der Probenahmefläche <ol><li> Hände waschen nach der Ankunft in der Sammelstelle und don OP-Handschuhe, die Möglichkeit einer Kontamination der Probe minimieren. Proben zu sammeln, wenn Sie nicht erleben, Darm- oder Atemwegsbeschwerden. Wechseln Sie die Handschuhe häufig, vor allem nach dem Berühren Wasserhähne und andere Gegenstände, die Fortsetzung sein könnenaminierten. </li><li> Nehmen Sie relevante Probe Tracking-Informationen auf einem Proben Datenblatt. Relevante Informationen sind vor Ort und Probenidentifikation, Namen Samplers und Ausrüstung Modelle und Seriennummern. </li><li> Schalten Sie den Wasserhahn für 2-3 min bis alle Ablagerungen, die in der Zeile abgesetzt hat zu löschen. Falls erforderlich, verwenden Sie einen Gartenschlauch oder Schläuche zu einem Abfluss in diesem Schritt zu erreichen. </li><li> Wenn die Probenentnahmevorrichtung Module angeschlossen sind, trennen Sie sie und schützen die offenen Enden des Kassettengehäuses Modul mit steriler Folie. Schließen Sie das Entlademodul mit dem Einlassmodul und schließen Sie beide an den Wasserhahn. Schließen Sie einen Gartenschlauch am Ende des Entladungsmodul und legen Sie das freie Ende in der 1 l Behälter aus Polypropylen. </li><li> Drehen Sie den Wasserhahn auf und übergeben Sie bis zu 75 l des Wassers durch die Vorrichtung abgetastet werden. <ol><li> Messen und die Wasserqualitätsparameter während des Flush Frist am Wasser in den Behälter aus Polypropylen-Chlorrückstand fließendet, pH, Temperatur und Trübung. </li><li> Nach dem Ausschalten des Wasser am Wasserhahn, trennen Sie das Entlademodul vom Saugmodul, und schließen Sie die Patronengehäusemodul mit dem Ausgang des Einlassmodul und der Entladungsmodul mit dem Ausgang des Patronengehäuses Modul dann. Setzen Sie den Zähler auf Null zu lesen. </li></ol></li></ol> 3. Feldprobenentnahme <ol><li> Notieren Sie sich die ersten Zählerstand zusammen mit dem Datum und Uhrzeit und dann den Wasserhahn langsam öffnen. <ol><li> Sicherstellen, dass das Kassettengehäuse ist in einer aufrechten Position, und dass es vollständig mit Wasser füllt. Einige Gehäuse haben einen Lüftungstaster, der gedrückt werden kann, um Luft aus dem Gehäuse während der Befüllung zu vertreiben werden. </li><li> Öffnen Sie den Wasserhahn vollständig. Die Durchflussmenge auf 10 l / min mit dem Bronze-Durchgangsventil und nehmen Sie dann die erste Durchflussrate. </li></ol></li><li> Fahren Sie 300 L von Oberflächenwasser oder 1.500 bis 1.800 L des Grundwassers durch die Vorrichtung mitdie Zählerstände (wie eingestellt, falls erforderlich). Wenn die Filter verstopft, bevor das erforderliche Volumen erreicht ist, und mehr als die Hälfte des Volumens gesammelt worden ist, mit einem zweiten Filtergehäusemodul, um die verbleibende Probe zu sammeln, wenn ein solcher vorhanden ist. </li><li> Beachten Sie die Durchflussrate als das Probenvolumen nähert sich dem Ende der Abtastperiode und schalten Sie den Wasserfluss an der Probenhahn. Notieren Sie sich die endgültige Strömungsgeschwindigkeit, Datum, Uhrzeit, die letzte Zählerstand und die Gesamtprobenvolumen. </li><li> Trennen Sie die Filterproben-Entnahmevorrichtung aus dem Wasserhahn. Trennen Sie das Patronengehäuse Modul von den anderen Modulen. <ol><li> Drehen Sie das Filtergehäuse (n) auf den Kopf und lassen Sie überschüssiges Wasser abfließen lassen, bis kein Wasser mehr aus den beiden Einlass- und Auslasskanäle zu entleeren. </li><li> Drehen Sie das Gehäuse aufrecht und decken die Schnellverschlüsse an beiden Enden mit steriler Aluminiumfolie. Legen Sie das Gehäuse in eine oder mehrere Plastikbeutel. </li><li> Lassen Sie das Wasser aus dem Einlass und discharge Module. Platzieren der Module, die in einem oder mehreren versiegelbaren Plastikbeuteln. </li></ol></li></ol> 4. Lieferung von Feldproben <ol><li> Legen Sie die Filterentnahmevorrichtung Module in einem isolierten Lagerung und Transport kühler. </li><li> Fügen gefrorenen Eispackungen oder doppelt verpackte Eiswürfel auf die Lagerung und Transport-Kühler, um sicherzustellen, dass die Probe zwischen 1-10 ° C bleibt während des Transports. Zwei große und 6-8 kleine Eisbeutel sollte ausreichend sein. </li><li> Legen Sie eine Temperatur-Aufzeichnungsgerät in dem isolierten Lagerung und Transport der Brust an einem Ort ohne Kontakt zu Eisbeutel oder Eisbeutel. HINWEIS: Die Temperatur-Erfassungseinrichtung ist optional, wenn das Analyselabor wird mit Hilfe einer visuellen Infrarot-Thermometer, um die Temperatur des Kassettengehäuses unmittelbar nach der Ankunft und der Öffnung des Behälters zu messen. </li><li> Füllen Sie jeden Hohlraum mit Verpackungsmaterial und legen Sie dann die Beispieldatenblatt in einem verschließbaren Plastikbeutel geschützt, auf T-op. Schließen Sie die isolierte Lagerung und Transport Brust und kleben Sie es auf ein Austreten von Wasser zu verhindern. </li><li> Transporte des Probe zum Analyselabor. Dass die Probe gelangt zu dem Analyselabor nach Beginn der Feldprobensammlung nicht später als 24 Stunden (dh die Zeit, in Schritt 3.1 erfasst). </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Verschiedene Filtertypen zur Konzentrierung von Viren aus Umwelt Wasser wurden über die Jahre 26 verwendet. Aktuelle Verfahren verwenden Ultrafilter 27, elektro Filter 13,28,29, Glaswolle-Filter 23 und elektro Filter 30. Elektro Filter wurden weit verbreitet für viele Jahre verwendet, aber eine Anforderung für die Zugabe von Salz und die Einstellung der Wasser pH im Bereich vor oder während des Abtastens der ihre Eignung 13. Die praktischste Filter Wahl für Feld Probenahme elektro Filter. Diese Filter ermöglichen die Probenahme von großen Wassermengen bei hohen Flussraten und ohne Konditionierung des Wassers. Glaswolle-Filter sind die am wenigsten teure Option, aber langsamere Fließgeschwindigkeiten als elektro Filter und sind nicht im Handel erhältlich. Ultrafilter die höchste Virusrückforderungen über einen großen Bereich der Wasserqualität, aber die Ausrüstung für sampli erforderlichng nicht ohne weiteres Feld beweglich und die erforderliche Zeit, um Proben zu sammeln, ist viel länger 27. Verfahren wurden vor kurzem entwickelt worden, dass die Verwendung vorkonditionierten elektro Filtern, um die Notwendigkeit einer Einstellung im Bereich zu vermeiden, aber diese können nicht für das Sammeln großer Probenvolumina 28,29 sein. EPA-Methode 1615 nutzt elektroPatronenFiltern, die ihre positive Ladung entweder von Aluminiumoxid-Nanofasern oder quartäre Amine erhalten. Die Vorteile des ehemaligen über die letztere ist, dass es weniger teuer ist und effizient sammelt Virus von Wasser über einen größeren Bereich der natürlichen pH-Werten von 30,31; aber jede Patrone, sowie die Glaswollefilter von Borchardt und Kollegen verwendet zu ähnlichen Ausbeuten von Enteroviren und Noroviren aus dem Wasser 23,31,32 (Cashdollar, unveröffentlichte Daten). Patronenfilter werden in einer einfachen Abtastvorrichtung, die dazu bestimmt ist, die Entnahme von Proben zu vereinfachen platziertund verringern Kontamination während der Probennahme. Standardmethoden sind von unschätzbarem Wert, wenn große Studien mit mehreren Analyselabors durchgeführt. EPA-Methode 1615 bietet Standard-Verfahren und Leitlinien, um die beiden wichtigsten Fragen, die Probennahme von Daten während dieser gesammelten beeinflussen können minimieren Studien-falsch-positive Ergebnisse stammen von Verunreinigungen während der Probenahme oder unzureichend desinfizierten Gerätekomponenten und die Verstopfung der Filterporen durch Komponenten wobei das Wasser entnommen. So wie Enteroviren können aufgrund mangelnder Hygiene verbreiten Person-to-Person werden, können Viren in Proben aus schlecht gewaschene Hände oder Hände mit kontaminierten Handschuhen 33 eingeführt werden. Es ist wichtig, Sampler verstehen die potenziellen Wege der Kontamination und benutzen aseptische Technik bei der Probenahme. Sampler sollten verstehen, dass Handschuhe sind in erster Linie verwendet, um den p-Sampler aus dem Gefahrenbereich zu schützen und nichtchützen das Gerät vor Verschmutzung. Die Hände sollten gewaschen werden vor Beginn der Probenahme und Sorgfalt ist bei der An- und Ausziehen von Handschuhen ergriffen werden, um die Hand zu verhindern, um eine Kontamination Handschuh werden. Sampler mit Gastroenteritis oder Atembeschwerden dürfen nicht Proben zu sammeln, wie sie sein könnten vergießen Enteroviren oder Noroviren in hohen Konzentrationen. Zweitens, muss darauf geachtet werden, um Kontamination des Virus aus vorherigen Abtastereignissen verhindern. Um diese potentielle Quelle von Verunreinigungen zu verringern, wurde die Probenentnahmevorrichtung in Verfahren 1615 von dem des ICR, indem sie nicht einen Druckregler und Druckmesser zwischen dem Einlass und dem Kassettengehäuse Modul modifiziert. Diese Komponenten wurden entfernt, weil die bei der Probenahme Ereignisse beobachtet Drücke waren immer unter der maximalen Gehäuse Bewertung (zB 125 psi für 5-Zoll Kassettengehäuse) und weil sie schwer zu desinfizieren. Das letztere Problem wurde durch die Verwendung von Geräten Blindkontrollen in st gezeigtudies im Anschluss an die ICR 6,20. Das Ausmaß, in dem sie die betroffenen ICR-Daten ist unbekannt, aber wahrscheinlich war klein; gab es nur zwei falsch positive negative Performance Evaluation Proben während der Studie (Daten nicht gezeigt). Um die Möglichkeit einer Verschleppung weiter zu verringern, es wird auch empfohlen, dass die Einlassrohrmodul nach jedem Abtastereignis ersetzt. Es ist besonders wichtig, um eine ausreichende Desinfektion zu gewährleisten, wenn die Vorrichtung für eine Qualitäts- oder Leistungssteuerung, die mit dem Virus geimpft wurde. Vor der Durchführung der Desinfektion, sollte die Konzentration des freien Chlors für Verluste während der Lagerung zu messen. Zusätzlich zu den Änderungen in der Konfiguration der oben beschriebenen Vorrichtung ist es wichtig, dass regelmäßige Ausrüstung Rohlinge ausgeführt, um zu zeigen, dass eine Desinfektion wirksam werden. Methode 1615 schreibt vor, dass Geräte-Rohlinge mit Apparaten, die nach der für die Virus ausgesät Kontrollen verwendet desinfiziert worden sind ausgeführt werden, wodurch die Vereinfachungdas Verfahren durch den Wegfall der Notwendigkeit, einen Virus-seeded-Lösung durch die Vorrichtung vor der Desinfektion übergeben. Die Konzentration des Desinfektionsmittels für Method 1615 bis 0,525% Hypochlorit erhöht, da diese Konzentration auch erforderlich, um alle lebensfähigen Viren auf der Ausrüstung zu inaktivieren und Nukleinsäuren abbauen. Daher müssen die Geräte Blanks sowohl mit Zellkultur und qPCR-Assays untersucht werden. Beide Arten von elektro Filter unterlagen Verstopfung während des Studiums in Tabelle 1 angegeben. Eine unbekannte Anzahl von Proben mit reduzierten Volumina können durch Stichprobenfehler wie einem falschen Verständnis der Zähler oder einer vorsätzlichen frühen Stopp der Probenahme in einen anderen zu erfüllen gewesen, Frist, vor allem für Gewässer mit Trübungswerte von weniger als 20 NTU. Der Grad der Verstopfung ist sowohl von den Parametern Filtertyp und Wasserqualität. Vorfilter bieten ein gewisses Maß an Verbesserung, aber wenn verwendet wird, sollte verarbeitet und analysiert werdengetrennt von der elektroFilter. Die aktuelle Empfehlung für die UCMR3 ist, dass die Probe ohne Vorfiltern mit zwei Aluminiumoxid-Nanofaser basierenden Filter, wenn zumindest die Hälfte des Volumens unter Verwendung des ersten Filters gesammelt werden gesammelt werden.

Menschendarmviren replizieren im Magen-Darmtrakt und werden durch die fäkal-oral zu verbreiten. Diese Viren werden oft in Abwasser in hohen Konzentrationen 1-3 gefunden. Sie können in Abwässern 4,5 bestehen, und in Oberflächen 6,7, Boden 8-10 und behandelter Konsum 11 Gewässern. Wenn vorhanden, ist typischerweise die Konzentration der Viren im Umgebungswasser in den USA für die direkte Messung 12,13 zu gering. Dies erfordert, dass Viren aus großen Volumina von Wasser konzentriert werden. Während der Informationssammlungsregel (ICR) Überwachung durch die US-Umweltschutzbehörde (US-EPA) 14 durchgeführt, die Viruskonzentrationen positiver Proben im Quellwasser des großen Versorgungsunternehmen bundesweit von 0.009 lag um 19,7 wahrscheinlichste Zahl der infektiösen Einheiten (MPN) / L. Median und mittleren Konzentrationen von positiven Proben waren 0,03 und 0,17 MPN / L für Quellwasser aus frischem Wasser, 0,010,07 MPN / L für die von Seen und Stauseen, und 0,04-0,74 MPN / L für die Verwendung des Grundwassers 11 (Daten aus dem ICR Aux1 18 Monate Access-Datenbank vom 2000.04.25). Virus Konzentrationen von positiven Proben von einem US-EPA-Studie der nationalen Grundwasser reichten von 0,009 bis 2,12 infektiösen Einheiten / L mit einer medianen und mittleren Konzentrationen von 0,13 und 0,29 infektiösen Einheiten / L 8. Die Konzentration des Virus in positive Grundwasserproben war höher als die in fließende Ströme. Die meisten Einrichtungen mit Grundwasser in diesen Studien erhalten Wasser aus Grundwasserleitern in Karstgebieten entfernt. Diese, zusammen mit denen in Kalkstein und kristallinen befindet (gebrochene Fels) Einstellungen sind wahrscheinlich höhere Viruskonzentrationen als in anderen Einstellungen 8,15,16 haben. USEPA Virus Methoden festlegen Probevolumen von 200 l (ICR) und 300 L (Methode 1615) von Oberflächenwasser und 1.000 L (ICR) auf 1.500 L (Methode 1615) des Grundwassers 17,18. Aber auch bei der Verwendung vongroße Probenvolumina sind die meisten Oberflächen- und Grundwasserproben negativ Virus 8,11,19,20. In Oberflächengewässern vorhandenen Viren ein potenzielles Gesundheitsrisiko für die Verbraucher von Trinkwasser. Die Wasseraufbereitungs Regel verlangt, dass alle Behandlungsanlagen mit Oberflächenwasser, um Viruskonzentrationen um mindestens 4-log zu reduzieren. Selbst mit einem 4-Log-Reduktion könnte infektiösen Viruskonzentrationen im Quellwasser so klein wie 0,0044 MPN / L auf eine Infektion pro Tag führen Nahme dieser durchschnittliche Exposition und Behandlungsbedingungen und die Dosis-Wirkungs-Parameter für Rotavirus 11,21. Das Risiko von Virus im unbehandelten Grundwasser Fall noch weiter aufgrund der fehlenden Behandlung und viralen Eintritt sein. Borchardt und Kollegen schätzen, dass bis zu 22% von akuter Gastroenteritis bei Erwachsenen und 63% bei Kindern unter fünf Jahren konnte aufgrund von Virus im Trinkwasser in den Gemeinden mit unbehandeltem Grundwasser 19 sein. USEPA Methode 1615 wurde entwickelt, um Enteroviren und Noroviren bei der ungeregelten Schadstoffüberwachungsverordnung drittÜberwachungsZyklus (UCMR3) 22 als National erkennen Follow-up zu den Ergebnissen der Borchardt und Kollegen 19,23. Das US-EPA-Methode wurde vor allem für die Messung Virus in Systemen mit unbehandeltem Grundwasser ausgelegt, wurde aber allgemein geschrieben, um andere Wassermatrixtypen umfassen. Das neue Verfahren ist ein Hybridkonservierungs viele Komponenten aus der bei der ICR 17 verwendet vorherigen Virus Verfahren ist der Zusatz von Molekular Verfahren nach dem Verfahren von Borchardt et al. 19,23 und zusätzliche Primersets für Norovirus 24 basiert. Das Ziel dieser Arbeit ist es, die Probenahmeverfahren und die notwendigen Schritte, um die Integrität der Probe während der Entnahme und Versand zu erhalten zu beschreiben. Eine Bewertung des Gesamtverfahrens wird in Cashdollar et al. 25 beschrieben. Dieses Protokoll umfasst einfache Feld collection von Oberflächen- und Grundwasser in dem eine Pumpe und Vorfilter sind nicht notwendig, und wo Anpassungen sind nicht für den pH-Wert oder die Anwesenheit von Desinfektionsmittel im Wasser erforderlich, um zu beproben. Je komplexer Sampling Anforderungen sind in Fout et al. 17,18 beschrieben.

<table><tbody><tr><td>1-L Polypropylenflasche</td><td>Nalgene</td><td>2104-0032</td><td></td></tr><tr><td>Aluminiumfolie Quadrate</td><td>Cole-Parmer</td><td>06275-40</td><td></td></tr><tr><td>Autoklav</td><td>Steris</td><td>Amsco Lab Series</td><td></td></tr><tr><td>Luftpolsterfolie</td><td>U.S. Plastics</td><td>50776</td><td></td></tr><tr><td>Verschließbarer Beutel</td><td>Uline</td><td>S-12283</td><td></td></tr><tr><td>Verschließbarer Beutel</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td>S31798C</tr><tr><td>Kommerzielle Kühlakkus</td><td>Cole-Parmer</td><td>06345-20</td><td></td></tr><tr><td>Kühlsafe</td><td>Diversified Biotech</td><td>CSF-BOX</td><td></td></tr><tr><td>Mullschwamm</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Messzylinder</td><td>Cole-Parmer</td><td>06135-90</td><td>4-L oder größer</td></tr><tr><td>Hype Wipe</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-412-56</td><td></td></tr><tr><td>iButtons Temperatur-Datenlogger</td><td>Maxim</td><td>DS1921G</td><td></td></tr><tr><td>Isolierte Lager- und Transporttruhe</td><td>Fisher Scientific</td><td>11-676-12</td><td></td></tr><tr><td>Packband</td><td>U.S. Plastics</td><td>50083</td><td></td></tr><tr><td>Tragbares Chlorkolorimeter II Testkit</td><td>Hach</td><td>5870062</td><td></td></tr><tr><td>Tragbarer pH- und Temperaturfühler</td><td>Omega</td><td>PHH-830</td><td></td></tr><tr><td>Tragbar Trübungsmessgerät</td><td>Omega</td><td>TRB-2020-E</td><td></td></tr><tr><td>PTFE-Gewindeband</td><td>Cole-Parmer</td><td>08270-34</td><td>Verwendung an allen Gewindeanschlüssen</td></tr><tr><td>Pumpe, Zentrifugalmagnetantrieb</td><td>Cole-Parmer</td><td>72010-20</td><td></td></tr><tr><td>Reduziernippel</td><td>Cole-Parmer</td><td>06349-87</td><td></td></tr><tr><td>Natriumhypochlorit (NaClO)</td><td></td><td></td><td>Lokal verfügbares Haushaltsbleichmittel verwenden</td></tr><tr><td>Natriumthiosulfat (Na2S2O3)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>217247</td><td></td></tr><tr><td>OP-Handschuhe</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-058-800</td><td></td></tr><tr><td>Wasserdichter Marker</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-290546</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Medienzusammensetzung</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,525% Natriumhypochlorit (NaClO)</td><td>Bereiten Sie eine 0,525%ige NaClO-Lösung her, indem Sie Haushaltsbleiche 1:10 in dH2O verdünnen. Lagern Sie 0,525 % NaClO-Lösungen bis zu 1 Woche bei Raumtemperatur.</td><td></td><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td>1 M Natriumthiosulfat (Na2S2O3) Pentahydrat</td><td>Bereiten Sie eine 1 M Lösung vor, indem Sie 248,2 g Na2S2O3 in 1 l dH2O.&nbsp; Lagern Sie Natriumthiosulfat bis zu 6 Monate bei Raumtemperatur.</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

epa-methode 1615 messung der enterovirus und norovirus vorkommen in wasser von kultur und rt-qpcr. i. sammlung von virenproben

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

Die EPA-Methode 1615 wurde mit dem Ziel entwickelt, eine Standardmethode zur Messung von Enteroviren und Noroviren in Umwelt- und Trinkwasser bereitzustellen. Die standardisierte Probenahmekomponente des Verfahrens konzentriert Viren, die im Wasser vorhanden sein können, indem ein minimal spezifiziertes Wasservolumen durch einen elektropositiven Patronenfilter geleitet wird. Die minimal spezifizierten Volumina für Oberflächen- und Fertigwasser/Grundwasser betragen 300 l bzw. 1.500 l. Eine wesentliche Einschränkung der Methode ist die Tendenz, dass die Filter verstopfen, bevor sie die Anforderungen an das Probenvolumen erfüllen. Studien mit zwei unterschiedlichen, aber gleichwertigen Patronenfilteroptionen zeigten, dass die Verstopfung des Filters bei 10 % der Proben mit einem der Filtertypen ein Problem darstellte, verglichen mit 6 % bei dem anderen Filtertyp. Verstopfungen neigen dazu, mit der Trübung zuzunehmen, können aber nicht nur auf der Grundlage von Trübungsmessungen vorhergesagt werden. Aus Kostensicht ist eine der Filteroptionen der anderen vorzuziehen, aber die Wasserqualität und die Erfahrung mit dem zu beprobenden Wassersystem sollten bei der Auswahl des Filters berücksichtigt werden.

Verstopfen des Filters ist ein wichtiger potentielles Problem, das mit der Methode 1615 angetroffen werden können Verstopfungen vermindert die Strömungsrate des Wassers durch den Filter. In einigen Fällen kann dies durch Öffnen des Kugelventils zu stärkeren Austausch ermöglichen überwunden werden. In anderen Fällen wird der Filter vollständig verstopft werden, bevor das erforderliche Volumen durchgeleitet wurde. Tabelle 1 zeigt den Anteil der Proben mit reduzierten Volumina als eine Funktion der Filtertyp, Wasser-Typ, und Trübung. Verstopfung aufgetreten sowohl Grund- und Oberflächenwasserproben mit der Aluminiumoxid-Nanofaser-basierten Filter besser als der quartären Amin-basierte Filter zur Grundwasserproben, während das Gegenteil der Fall für die Oberflächenwasserproben war. Insgesamt waren 6% der gesammelten Proben unter Verwendung des quartären Amin-basierte Filter Mangel an Volumen, während 10% der Proben mit den Aluminiumoxid-Nanofaser-basierten Filtern gesammelt nicht die erforderliche Mindest angegebene Volumen aufgrund einer Verstopfung zu erfüllen. In Gattungenl, Verstopfung erhöht mit Trübung, aber eine Reihe von verschiedenen Komponenten, die Trübung beitragen und einige von diesen nicht zu einer Verstopfung führen. So wurden beispielsweise 43% aller verstopfen Ereignisse während der ICR-Studie auftritt, zwei Flusssysteme beschränkt (Daten nicht gezeigt). Während des ICR war die Mindestzielvolumen für Oberflächenwasser 200 L. Das durchschnittliche Volumen während der Studie gesammelten betrug 217 ± 32 L mit einer mittleren Volumen von 208 L (Daten aus dem ICR Aux1 18 Monate Access-Datenbank vom 2000.04.25) . So kann das volle Volumen von vielen Wassern auch bei hohen Trübungen gesammelt werden. Der ICR erforderlich Sampler einen Vorfilter zu verwenden, wenn Trübungen waren mehr als 75 NTU, aber auch mit einem Vorfilter, 34% der in den Gewässern mit Trübungen über 75 gesammelten Proben NTU verstopft. Methode 1615 empfiehlt die Verwendung von einem Vorfilter mit Wasser über 50 NTU; jedoch, da die Veröffentlichung Method 1615 verschiedene Vorfilter Optionen zusätzlich zu dem in der Methode aufgeführt wurdengetestet. Keine von diesen zu einer signifikanten Verbesserung der Probenvolumen (Daten nicht gezeigt). <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52067/52067fig1.jpg"> Abbildung 1: Standard-Filtergerät. Die Standard-Filtergerät besteht aus Aufnahme, Filtergehäuse, und Druckmodule (siehe Zusätzliche Materialien für eine Beschreibung der einzelnen Module). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52067/52067fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Insgesamt Proben ein </td><td> Anzahl der Mangel Proben b </td><td> Prozent Mangel Proben </td><td> Trübung (NTU) </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> Grundwasser mit NanoCeram Filter c </td></tr><tr><td> 113 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> Oberflächenwasser mit NanoCeram Filter c </td></tr><tr><td> 83 </td><td> 12 </td><td> 14 </td><td> &lt;20 d </td></tr><tr><td> 8 </td><td> 4 </td><td> 50 </td><td> 20 - &lt;50 </td></tr><tr><td> 6 </td><td> 5 </td><td> 83 </td><td> ≥ 50 d </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="230px" style="text-align:center"> Insgesamt NanoCeram c </td></tr><tr><td> 210 </td><td> 22 </td><td> 10 </td><td> ≥ 0 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> Grundwasser mit 1MDS Filter c </td></tr><tr><td> 374 </td><td> 75 </td><td> 20 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr>ext-align: center "&gt; Oberflächenwasser mit 1MDS Filter c </tr><tr><td> 2693 </td><td> 27 </td><td> 1 e </td><td> &lt;20 e </td></tr><tr><td> 505 </td><td> 36 </td><td> 7 f </td><td> 20 - &lt;50 f </td></tr><tr><td> 122 </td><td> 19 </td><td> 16 e </td><td> 50 - &lt;75 g </td></tr><tr><td> 175 </td><td> 60 </td><td> 34 e, f </td><td> ≥ 75 e, f, g </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="240px" style="text-align:center"> Insgesamt 1MDS c </td></tr><tr><td> 3869 </td><td> 217 </td><td> 6 </td><td> ≥ 0 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1 Filterkapazität ein Muster sind aus den folgenden Studien, aus dem Volumen und Trübungsdaten stehen zur Verfügung:. 1) USEPA ICR-Studie (Daten aus dem ICR Aux1 18 Monate Access-Datenbank vom 02.045/2000), 2) USEPA Grundwasserstudie 8, 3) US-EPA und Lawrence Lowell, MA-Studie (unveröffentlichte Daten), 4) USEPA Mississippi Studie (unveröffentlichte Daten), 5) USEPA Trinkwasseraufbereitungsanlage Studie (unveröffentlichte Daten), 6) US-EPA-Methode 1615 Evaluationsstudie 25 und 7) die ersten drei Monate des UCMR3 Überwachung (unveröffentlichte Daten). b Proben, wo die Filter vor dem Mindestwassermenge für jede Studie angegeben verstopft gesammelt. Das war 200 L für Oberflächengewässer und 1.500 l bei Grundwasserkörpern, war aber 200 L für Quellwasser, das Grundwasser unter der USEPA ICR und 1893 L für die USEPA Grundwasser Studie waren. C Die Fähigkeit, den vollen festgelegten Mindestvolumen sammeln sich deutlich für Proben entnommen mit NanoCeram und 1MDS Filter (P = 0,002) und zwischen Oberflächengewässer und Grundwasser sowohl insgesamt (p &lt;0,001) und für jeden Filtertyp (P &lt;0,001) mit Hilfe des Mann-Whitney-Rangsummentest. d &amp; #8211; g Gruppen mit der gleichen hochgestellten Wert unterscheiden sich signifikant (p &lt;0,05) nach dem Kruskal-Wallis Eine Varianzanalyse an Rängen Test und Dunns paarweise multiple Vergleichsverfahren. Für alle statistischen Tests die abhängige Variable ist die durch das Filter als ein Bruchteil der festgelegten Mindestvolumen geleitet Volumen, jedoch mit einem maximalen Wert von 1,0.

EPA-Methode 1615 verwendet einen elektropositiven Filter, um Enteroviren und Noroviren in Umwelt- und Trinkwasser zu konzentrieren. Dieses Manuskript beschreibt das Verfahren zur Entnahme von Proben für Analysen nach Methode 1615.

EPA-Methode 1615 Messung der Enterovirus und Norovirus Vorkommen in Wasser von Kultur und RT-qPCR. I. Sammlung von Virenproben

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, einen standardisierten Ansatz für die Probenahme von Umwelt- und Trinkwasser auf das Vorkommen von enterischen Viren auf der Grundlage der EPA-Methode 1615 bereitzustellen. Dies wird erreicht, indem zunächst eine Probenahmevorrichtung zusammengebaut, die Einlass- und Patronengehäusemodule der Vorrichtung sterilisiert und dann aseptisch ein steriler elektropositiver Patronenfilter hinzugefügt wird. Als nächstes wird ein definiertes Volumen Wasser durch einen elektropositiven Filter geleitet, der in der Probenahmevorrichtung enthalten ist.Dann wird das überschüssige Wasser aus dem Gerät und dem Patronenfiltergehäuse abgelassen und das entnommene Volumen auf einem Probendatenblatt aufgezeichnet. Schließlich werden die Komponenten der Probenahmeapparatur in einen Kühlcontainer verpackt, der bei einer Temperatur von ein bis 10 Grad Celsius gehalten wird, und an ein Analyselabor geliefert. Letztendlich werden Enteroviren und Noroviren in Umwelt- und Trinkwassern mit diesem Probenahmeverfahren als Teil einer Gesamtmethode gemessen.Bei diesem Verfahren wird ein elektropositiver Filter verwendet, um Viren und einige Umwelttrinkwasser zu konzentrieren. Es gibt mehrere andere Filtertypen, die zum Ausführen dieses Verfahrens verwendet werden können. Einer ist der Ultra-Filter und ein anderer ist ein negativ geladener Filter.Der Vorteil des Elektro-Posy-Filters gegenüber dem Ultra-Filter besteht darin, dass die Abtastung etwa zweieinhalb Mal schneller ist. Die Virensammlung mit negativ geladenen Filtern erfordert eine pH-Einstellung bei der Zugabe von Salzen. Der Vorteil der Zwangsladung von Filtern besteht darin, dass vor der Probenentnahme keine Anpassungen erforderlich sind.Im Allgemeinen haben Personen, die mit diesem Verfahren noch nicht vertraut sind, Schwierigkeiten mit der Aufrechterhaltung der Sterilität und mit unerwarteten Bedingungen, wie z. B. dem Fehlen eines bequemen Zapfhahns für die Probenentnahme. Heute werden ich das Verfahren von mir, sha out, Jennifer Cash Dollar und Eunice VER gänsen vorführen. Wir sind alle professionelle Mitarbeiter des EPA National Exposure Research Laboratory in Cincinnati, Ohio.Zur Vorbereitung der Probenentnahme wird eine Standardfiltervorrichtung wie hier gezeigt zusammengebaut, die aus einem Ansaugmodul, einem Patronengehäusemodul und einem Auslassmodul besteht, wie in den ergänzenden Materialien des Textprotokolls beschrieben. Verwendung der Durchflussraten für die Probenahme. Kalibrieren Sie den Durchflussmesser-Totalisator vor dem ersten Gebrauch, indem Sie ein Auslassmodul an ein Ansaugmodul anschließen und dann das Ansaugmodul an einen Wasserhahn anschließen.Drehen Sie den Wasserhahn vollständig auf und stellen Sie dann mit dem Bronze-Absperrventil die Durchflussmenge auf 10 Liter pro Minute ein. Sobald die Durchflussrate stabil bei 10 Litern pro Minute liegt, setzen Sie den Durchflussmesser-Totalisator zurück, um das Gesamtvolumen abzulesen. Setzen Sie dann den Auslass des Entleerungsmoduls in einen vier Liter oder größeren Messzylinder ein und setzen Sie gleichzeitig den Totalisator auf Null zurück.Messen Sie den Zählerstand an der Vier-Liter-Markierung und den Timer, der erforderlich ist, um die Vier-Liter-Markierung am Zylinder zu erreichen. Wenn der Totalisatorwert weniger als 3,96 oder mehr als 4,04 Liter beträgt, berechnen Sie einen Korrekturfaktor, der zur Anpassung an die beobachtete Differenz erforderlich ist. Wenn der Durchflussmesser beispielsweise 3,9 Liter an der Vier-Liter-Markierung auf dem Messzylinder anzeigt, beträgt der Korrekturfaktor 1,026 oder vier geteilt durch 3,9. Um das Standardfiltergerät zu sterilisieren und für die Probenentnahme vorzubereiten, verwenden Sie 0,525 % Natriumhypochlorit, um die Einlass- und Patronengehäusemodule vollständig einzutauchen und mindestens 30 Minuten lang einzuweichen.Alternativ können Sie eine Pumpe verwenden, um die Lösung durch die Module zu zirkulieren. Verwenden Sie steriles DH zwei O, um die Module zu spülen, und verwenden Sie dann eine sterile Lösung von 50 Millilitern eines molaren Natriumthiosulfats pro Liter sterilem Wasser in Reagenzqualität, um fünf Minuten lang zu entchloren. Verwenden Sie dann sterile Aluminiumfolie, um das Filterprobenahmegerät abzudecken.Das Modul endet aseptisch. Setzen Sie einen elektropositiven Patronenfilter in das Patronengehäusemodul ein und achten Sie darauf, dass es richtig sitzt. Notieren Sie in den Gehäusen eine eindeutige Probennummer auf einem Probendatenblatt und nehmen Sie dann das Filterprobenahmegerät, das Probendatenblatt und alle erforderlichen Anweisungen zur Probenentnahme an die Person, die die Feldprobe entnehmen wird, oder senden Sie sie an die Person, die die Feldprobe entnehmen wird. Bei der Ankunft am Entnahmeort und nach dem Händewaschen sollten Sie chirurgische Handschuhe tragen, um die Probenkontamination zu minimieren.Wechseln Sie die Handschuhe häufig, insbesondere nach dem Berühren von Wasserhähnen und anderen Gegenständen, die kontaminiert sein könnten. Verwenden Sie ein Pad mit Natriumhypochlorit, um den Wasserhahn an das Probenahmegerät und die Innengewinde eines Gartenschlauchs zu sterilisieren. Notieren Sie relevante Informationen zur Probenverfolgung auf einem Probendatenblatt, einschließlich Standort- und Probenidentifikation, Name des Probenehmers, Gerätemodelle und Seriennummern.Befestigen Sie den Gartenschlauch an der Armatur. Stellen Sie den Auslass des Schlauchs an eine Stelle, an der das Wasser sicher abgelassen werden kann, und schalten Sie dann das Wasser ein. Tippen Sie zwei bis drei Minuten lang, um alle Ablagerungen zu entfernen, die sich in der Leitung abgesetzt haben.Verbinden Sie das Entleerungsmodul mit dem Ansaugmodul und schließen Sie dann beide an den Wasserhahn an. Schließen Sie einen Gartenschlauch an das Ende des Entleerungsmoduls an und legen Sie das freie Ende in den Ein-Liter-Propylenbehälter. Drehen Sie dann den Wasserhahn auf und leiten Sie mindestens 75 Liter des zu beprobenden Wassers durch das Gerät.Messen und notieren Sie während der Spülperiode die folgenden Wasserqualitätsparameter für das Wasser, das in den Propylenbehälter fließt, den Chlorrest-pH-Wert, die Temperatur und die Trübung. Trennen Sie nach dem Abstellen des Wassers am Wasserhahn das Auslassmodul vom Ansaugmodul und verbinden Sie dann das Modul mit dem Patronengehäuse mit dem Auslass des Ansaugmoduls und das Austragsmodul mit dem Ausgang des Patronengehäusemoduls. Setzen Sie dann den Zählerstand auf Null zurück.So beginnen Sie mit der Feldbeispielsammlung. Notieren Sie den ersten Messwert des Totalisators zusammen mit Datum und Uhrzeit und öffnen Sie dann langsam den Wasserhahn. Stellen Sie sicher, dass sich das Patronengehäuse in einer aufrechten Position befindet und sich vollständig mit Wasser füllt.Öffnen Sie nun den Wasserhahn vollständig und stellen Sie mit dem Absperrventil aus Bronze die Durchflussmenge auf 10 Liter pro Minute ein, bevor Sie die anfängliche Durchflussmenge aufzeichnen. Mit den Messwerten des Totalisators werden 300 Liter Oberflächenwasser oder 1500 bis 1800 Liter Grundwasser durch das Gerät geleitet. Beobachten Sie die Durchflussrate, wenn sich das Probenvolumen dem Ende des Probenahmezeitraums nähert, und schalten Sie dann den Wasserfluss am Probenhahn ab, notieren Sie die endgültige Durchflussrate, das Datum, die Tageszeit, den endgültigen Zählermesswert und das Gesamtprobenvolumen.Trennen Sie das Filterprobenahmegerät vom Wasserhahn. Trennen Sie das Modulgehäuse von den anderen Modulen. Drehen Sie die Filtergehäuse auf den Kopf und lassen Sie überschüssiges Wasser abfließen, bis kein Wasser mehr aus den Einlass- und Auslassöffnungen abläuft.Drehen Sie das Gehäuse aufrecht und verwenden Sie sterile Folie, um die Schnellkupplungen an jedem Ende abzudecken. Legen Sie das Gehäuse in einen oder mehrere verschließbare Plastiktüten. Lassen Sie das Wasser aus den Ein- und Auslassmodulen ab.Legen Sie die Module in einen oder mehrere verschließbare Plastikbeutel, um die Proben für den Versand vorzubereiten. Stellen Sie die Module der Filterprobenahmegeräte in einen isolierten Lager- und Transportkühler. Geben Sie gefrorene Eisbeutel oder doppelt verpackte Eiswürfel in den Lager- und Transportkühler, um sicherzustellen, dass die Probe zwischen einem und 10 Grad Celsius bleibt.Während des Transports. Füllen Sie den Hohlraum mit Verpackungsmaterial und legen Sie dann das Probendatenblatt in einen verschließbaren Plastikbeutel und legen Sie es auf das Verpackungsmaterial. Schließen Sie die isolierte Lager- und Transporttruhe oder senden Sie die Probe an das analytische Labor.Wenn die Truhe verschickt werden soll, versiegeln Sie sie mit Klebeband, um ein Auslaufen zu verhindern. Stellen Sie sicher, dass die Probe spätestens 24 Stunden nach Beginn der Feldentnahme im analytischen Labor eintrifft. Die Verstopfung des Filters ist ein großes potenzielles Problem, das bei der Methode 1615 auftreten kann, da sie die Durchflussrate des Wassers verringert.Diese Tabelle zeigt den Prozentsatz der Proben mit reduziertem Volumen in Abhängigkeit von Filtertyp, Wassertyp und Trübung. Bei der Filtration von Grundwasserproben übertraf der Filter mit Nano-Illumina-Fasern einen quartären Filter auf Aminbasis. Der auf Äramin basierende Filter war besser für die Filtration von Oberflächenwasserproben geeignet.Insgesamt wiesen 6 % der Proben, die mit dem auf dem quartären Mittelwert basierenden Filter entnommen wurden, ein unzureichendes Volumen auf. Während 10 % der Proben mit dem Aluminiumoxid entnommen wurden, erreichten die Filter auf Nanofaserbasis aufgrund von Verstopfungen nicht das erforderliche Mindestvolumen. Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, ist es wichtig, daran zu denken, sterile Bedingungen aufrechtzuerhalten.Dies ist nur das erste Verfahren einer Gesamtmethode. Nach diesem Verfahren werden die Filterelution, die Sekundärkonzentration und Assays wie das Gesamtkulturvirus, der Assay und die molekularen Assays durchgeführt. Diese späteren Assays werden benötigt, um das Vorkommen und die Konzentration des Virus tatsächlich zu messen.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Virusproben aus Umwelt- und Trinkwasser sammelt. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit viralen Krankheitserregern gefährlich sein kann, und Sie sollten bei der Durchführung dieses Verfahrens immer Vorsichtsmaßnahmen treffen, wie z. B. die Verwendung von Handschuhen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Environment

Umwelt

Source: Fout, G. S., Cashdollar, J. L. EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay. J. Vis. Exp. (2016)This video demonstrates the use of a total culturable virus assay to quantify infectious viruses in water samples. It outlines host cell inoculation, observation of cytopathic effect, and statistical quantification of infectious virus concentration.

Quantifying Infectious Viruses in Water Samples Using an In Vitro Total Culturable Virus Assay

Hier stellen wir ein Verfahren zur Messung der gesamten kultivierbaren Viren anhand der Buffalo Green Monkey Nierenzelllinie vor. Das Verfahren stellt ein standardisiertes Instrument zur Messung des Vorkommens infektiöser Viren in Umwelt- und Trinkwassern zur Verfügung.

EPA-Methode 1615 Messung von Enterovirus und Norovirus Vorkommen in Wasser durch Kultur und RT-qPCR. II. Insgesamt kultivierbaren Virus Assay

Hier stellen wir ein Verfahren zur Quantifizierung von Enteroviren und Noroviren in Umwelt- und Trinkwassern mittels reverser Transkriptions-quantitativer PCR vor. Die mittlere Virusrückgewinnung aus dem Grundwasser mit diesem standardisierten Verfahren der EPA-Methode 1615 betrug 20 % für Polioviren und 30 % für murine Noroviren.

EPA-Methode 1615 Messung der Enterovirus und Norovirus Vorkommen in Wasser, Kultur und RT-qPCR. Teil III. Virenerkennung durch RT-qPCR

Es wurde eine auf Makroschaum basierende Probenahmemethode für den Nachweis und die Quantifizierung von Noroviren auf harten Umweltoberflächen entwickelt und evaluiert.

Swab Sampling Verfahren zum Nachweis von humanem Norovirus auf Oberflächen

Es wurde ein Ansatz entwickelt, um optimale Viruskonzentrationsbedingungen für Wasserproben mit kleinem Volumen unter Verwendung von Spikes des humanen Adenovirus zu identifizieren. Die hier beschriebenen Techniken werden verwendet, um Konzentrationsparameter für andere virale Ziele zu identifizieren, und werden auf groß angelegte Experimente zur Viruskonzentration angewendet.

Ein kleines Volumen Verfahren für Viral Konzentration von Wasser

Dieses Manuskript beschreibt einen automatisierten Ansatz zur Auswahl der Gelgröße zur Aufreinigung von DNA-Fragmenten für die Next-Generation-Sequenzierung. Die Ranger-Technologie ermöglicht die vollständige Automatisierung des gesamten Prozesses der Beladung des Agarosegels, der elektrophoretischen Analyse und der Rückgewinnung von DNA-Zielfragmenten und ermöglicht so einen hohen Durchsatz und eine hohe Qualität der Sequenzierungsbibliotheken der nächsten Generation.

Automatisierte Gel Größenauswahl, um die Qualität der nächsten Generation Sequencing Libraries von Umweltwasserproben vorbereitet verbessern

Ein Protokoll für die Extraktion und Vorkonzentration von Östradiol aus Wasserproben unter Verwendung eines automatisierten und miniaturisierten Systems wird vorgestellt.

Eine einfache Methode für die automatisierte Festphasenextraktion von Wasserproben für die immunologische Analyse von kleinen Schadstoffe

Wir beschreiben ein Protokoll für die Filtration von Wasserproben mit einer Filterpatrone und die Extraktion von Umwelt-DNA (eDNA), ohne dass das Gehäuse aufgeschnitten werden muss, um den Filter zu entfernen. Dieses Protokoll wurde für das Metabarcoding von eDNA von Fischen entwickelt, ist aber auch auf eDNA aus anderen Organismen anwendbar.

Die Verwendung einer Filterpatrone für die Filtration von Wasserproben und Extraktion von Umwelt-DNA

Der Artikel beschreibt eine Methode, die den Durchsatz erhöht, während der Aufwand und die Genauigkeit für die Extraktion von Lipiden aus den Zellmembranen von Mikroorganismen zur Verwendung bei der Charakterisierung sowohl der Gesamtlipide als auch der relativen Häufigkeit von Indikatorlipiden zur Bestimmung der mikrobiellen Bodenstruktur in Studien mit vielen Proben ausgeglichen werden.

Eine Lipid-Extraktions- und Analysemethode zur Charakterisierung von Boden-Mikroben in Experimenten mit vielen Proben

Bestimmung der Pilzen Vielfalt innerhalb einer Umgebung ist eine Methode, bei der arbeitsmedizinischen Untersuchungen, gesundheitliche Gefahren zu identifizieren. Dieses Protokoll beschreibt DNA-Extraktion aus beruflichen Luftproben Amplifikation und Sequenzierung der Pilz ITS Regionen. Dieser Ansatz erkennt viele Pilzarten, die von traditionellen Bewertungsmethoden übersehen werden können.

Erfassung und Gewinnung von betrieblichen Luftproben für Analyse der Pilz DNA

Lernen Sie die standardisierte Probenahme von Enteroviren und Noroviren in Umwelt- und Trinkwässern nach EPA-Methode 1615 mit elektropositiven Filtern. Diese Methode ermöglicht effiziente Virenkonzentration für zuverlässige Labordiagnostik.

EPA-Methode 1615 Messung der Enterovirus und Norovirus Vorkommen in Wasser von Kultur und RT-qPCR. I. Sammlung von Virenproben

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