Name: Die swimmeret System der Crayfish: Ein praktischer Leitfaden für die Dissektion der Nervenstrang und extrazellulären Recordings der Motor Pattern (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 45 s
Description: Lernen Sie die Präparation des abdominalen Nervenstrangs von Krebsen für elektrophysiologische Studien. Diese Methode ermöglicht die Aufzeichnung fiktiver Lokomotionsmuster von Schwimmbein-Motorneuronen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir bedanken uns bei Jos Burgert für die Hilfe bei einigen der Figuren. Wir danken Ingo Selbach (und der Gruppe &quot;Edelkrebsprojekt NRW&quot;) für seine Bemühungen um das Labor mit Versuchstieren zu versorgen. Wir danken Anna C. Schneider für das Korrekturlesen ersten Versionen des Manuskripts. Diese Arbeit wurde durch ein Emmy Noether-Stipendium der DFG SM 206 / 3-1 und dem Start Gewährung der Universität zu Köln für weibliche Dozenten unterstützt.

Diese Dissektion Verfahren ist gemäß der Europäischen Gemeinschaften Richtlinie des Rates vom 22. nd September 2010 (2010/63 / EU). 1. Vorbereitung <ol><li> Erhalten Krebse, Pacifastacus leniusculus (Dana), beider Geschlechter ≥8 cm groß. Stellen Sie sicher, dass die Tiere sind von entscheidender Bedeutung und den Bauch und Bauch Gliedmaßen intakt sind. </li><li> Achten Sie darauf, um den Panzer zu untersuchen und dass diese Schuppenschicht ist hart und steif. Vor- und postmolt Tiere haben einen weichen Panzer und werden, weil während der Häutungsprozess viele Parameter verändern nicht für Experimente geeignet (zB Verringerung der Bewegungsaktivität). </li><li> Montieren Sie alle Werkzeuge und Materialien während der Präparation verwendet, Pinning und desheathing der Nervenstrang in Abbildung 2 dargestellt und in den Ergänzungen geliefert wurde. </li></ol><img alt="Aufbau eines Präpariermikroskops mit chirurgischen Instrumenten für die Analyse biologischer Proben; inklusive Lichtquelle." src="/files/ftp_upload/52109/52109fig2highres.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2: (1) großen Eimer mit Eis gefüllt; (2) Krebse Kochsalzlösung; (3) Kochsalzspender; (4) Dissektionsmikroskop; (5) Dissektion Gericht; (6) starke Schere; (7) Pinzetten (8) Frühling Schere; (9) Petrischale mit klaren Sylgard gesäumten; (10) Befestigungsstifte; (11) kalt Lampenquelle. 2. Brutto-Dissektion <ol><li> Anesthetize Tier auf Eis für 15 - 20 min. Führen Sie den ersten Teil des Brutto-Dissektion bei einem Labortisch in der Nähe der Spüle, da sie einen Schritt Ausbluten und die Probe muss während des Verfahrens regelmäßig mit Flusskrebsen Kochsalzlösung gespült werden. </li><li> Halten Tierbauchseite nach oben und nutzen starke Schere beide Klauen an ihren Basen in der Nähe des Brustkorbs (Abbildung 3-1) zu schneiden. Entfernen Sie links und rechts Uropod (Abbildung 3-2). </li><li> Legen Sie das Tier Bauchseite nach oben in der Dissektion Gericht mit schwarzen Sylgard ausgekleidet. Elevate Cephalothorax indem Eis unter und stecken Sie den Bauch an Telsons (4A). </li><li> Füllen Sie den Salzspender mit ~ 60 ml gekühltes Krebse Kochsalzlösung. Perfuse Krebse mit kalter Kochsalzlösung durch die Krallenöffnung (4B). Überschüssiges Salz wird durch die Einschnitte bei den Uropoden abtropfen. Bedecken Sie Krebse mit Eis während Ausbluten </li><li> Enthaupten das Tier mit einem einzigen Quer schneiden nur die Augen der Tiere mit starken Schere (5A) posterior. Entfernen Sie alle Laufbeinen in der Nähe der Grundgelenke, wie in 5B dargestellt. </li><li> Isolieren Sie den Bauch mit den letzten Thoraxsegmente vom Rest Cephalothorax. Einen ersten Schnitt in der Ebene der zweiten Schreitbeine (Brustsegment 3) durch Einführen der Spitze der Schere in die Öffnung des zweiten Schreitbein und Schneiden auf der gegenüberliegenden Seite. (6A-1). </li><li> Verlängern Sie diesen ersten Schnitt zu beiden Seiten durch ter Cephalothorax (6A-2). </li><li> Klappen Sie den Tier offen machen einige der inneren Organe sichtbar. Drücken Sie die prominente Verdauungsdrüse (6B-3) auf den vorderen Teil der Probe und verwenden Pinzette, um die Fortpflanzungsorgane aus der Bauchhöhle zu entfernen. </li><li> Entfernen Sie den vorderen Teil des Cephalothorax (6C). Verwenden seitliche Schnitte, die seitlichen Teile des Panzers, die die Kiemen decken auf beiden Seiten des verbleibenden Brustkorb (6D-4) zu entfernen. Entfernen Sie die Kiemen und spülen Sie die Probe mit kaltem Salzlösung. </li><li> Weiterhin die Präparation mit einem Schnitt durch die gesamte Länge des Brustbeinplatte, wie in 6E-5 angegeben. Machen Sie diesen Schnitt bei maximaler seitlichen Positionen zwischen pleuron und swimmerets (6E rote Markierung). Gehen Sie auf der anderen Seite mit einem gleichen Schnitt. Spülen Sie die Probe mit kaltem Salzlösung. </li><li> Führen Sie die verbleibenden Dissektion unter DISSECTIOn Mikroskop. Zeigen Bauch Bauchseite der Flusskrebs ist in der Dissektion Gericht mit schwarzen Sylgard gesäumten und mit Flusskrebsen Kochsalzlösung gefüllt, so dass es die Probe umfasst. HINWEIS: In den folgenden Schritten (2,12 bis 4,8) enthalten Richtungsanweisungen, die Rechtshänder Experimentatoren anzuwenden. In den folgenden Schritten (2,12 bis 6,8) ist es wichtig, Krebse Kochsalzlösung in regelmäßigen Abständen mit kalter Kochsalzlösung zu ersetzen, alle 20-30 Minuten, um das Nervensystem gesund zu halten. </li><li> Befestigen Sie die Probe mit Insektenstifte hinten an der Telson und nach vorn auf die Überreste des Panzers. Legen Sie die Probe, so dass die telson Punkte links und parallel zu der Tischkante. </li><li> Verwenden Grobzange in der linken Hand, um durch eine Laufbeinöffnung (7A) zu packen und ziehen Sie die Probe geöffnet (7B weißer Pfeil). Identifizieren Sie die großen zwei Rückenbeugemuskelstränge (7B-1 und C-1) und schneiden ihre ventraleBasis, wie in 7B gezeigt. </li><li> Identifizieren Sie die Brustbeinschlagader (7C-2), die von Rücken (das Herz), senkt sich auf ventralen, auf der 4. Brustsegment. Diese Arterie liegt direkt über dem Nervenstrang (7C-3), bevor sie Projekte unter dem Nervenstrang und bilden die Bauchschlagader. </li><li> Durchschneiden die Brustbeinarterie. Wie in 7C gezeigt, heben Sie die Arterie ersten, mit einer Klinge der Schere, und nur unterbrochen, wenn das ventral Nervenstrang sichtbar ist. </li><li> Befestigen Sie die Rückenbeugemuskeln nach vorn (nach rechts). Dies sollte in maximal gestreckte Lage mit Stiften getan, damit sie nicht Vision zu sperren und die Probe bleibt gespannt. Wenn die Rückenmuskelstränge fixiert (Figur 8-1), die erste Abdominalganglien, A1 und A2, mit zugeordneten Nerven N1, N2 und N3 sind sichtbar (Figur 8). </li><li> Verwenden einer Pinzette in der linken Hand, um die Spezifikation zu packenimen an einer Öffnung der Laufbeine. In der folgenden Sektion Schritte ziehen Sie vorsichtig, um die Probe offen zu halten. </li><li> Durchschneiden die Nerven N3 an der entferntesten Position von der Nervenstrang. (Bild 8-3). </li><li> Schneiden Sie die Beugemuskeln in der Nähe des ventralen apodeme wie in Abbildung 8-4 gezeigt. Achten Sie darauf, den Nervenstrang oder die Nerven N2 beschädigen. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2.18 und 2.19 für die Nerven N3 und die Beugemuskeln des verbleibenden Bauchganglien A2 bis A5. </li><li> Bei der letzten Abdominalganglion, A6, schneiden Sie die Rückenbeugemuskeln von der ventralen apodeme und sollte die Probe, wie in Abbildung 9 gezeigt aussehen. </li><li> Schneiden Sie die Sternalplatte posterior an den Nerven der A6 (Bild 9-1) und halten Sie die Bauchteil (Bild 9-2). Entsorgen Sie das Rückenteil mit Beugemuskeln (Bild 9-3). Befestigen Sie die Sternalplatte vorne mit Nadeln durch die Öffnungen der Laufbeinen,und nach hinten bis A6. </li></ol> 3. Fein Dissection <ol><li> Legen Sie die Probe unter dem Mikroskop mit dem vorderen Teil weg gerichtet und den hinteren Teil in Richtung der Tabellen Rand. </li><li> Pinzette benutzen, wie in Figur 10A gezeigt ist, um die vorderen Teile der kephalothorakalen sterna entfernen. HINWEIS: Die Brustganglien und Nerven verbunden sind teilweise durch die Beinmuskulatur und kephalothorakalen sterna bedeckt. Kephalothorakalen sterna bilden ein Gerüst, das die seitlich angeordneten Hohlräume der Laufbeine voneinander und von der medialen Hohlraum, in dem die Bauchmark befindet trennt. </li><li> Schneiden die Muskeln zwischen den verbleibenden exoskeletal Strukturen, wie in 10B angegeben -1 und B2. Verwenden einer Pinzette zu greifen und heben Sie das vordere Ende des Bauchmark (Abbildung 10C). HINWEIS: Der Nervenstrang wird dabei beschädigt werden, vermeiden Abheben des nerve Kabel mehrmals. </li><li> Schneiden Sie die Thorakalnerven seitlich beim Anheben der Nervenstrang (10C-3). Bewahren Sie diese Nerven bei geeigneter Länge für das Feststecken. Entfernen Sie den gepressten Teil der Kette der Ganglien, die sich mit einer Pinzette aufgenommen wurde, durch Wegschneiden alle Gewebe anterior T4 (10C-4). </li><li> Legen Sie die Probe mit dem vorderen Teil auf der linken Seite und konzentrieren sich auf A1. Schneiden die Nerven N1 und N2 von A1 an einer geeigneten Länge (max. 1 cm) dem Pinnen sie aus. </li><li> Konzentrieren Sie sich auf A2 und identifizieren die Nerven N1, N2 und N3 in diesem Segment (Abbildung 11). Die Nerven N1 Abdominalganglien A2-A5 liegen zwischen zwei Sternalpe kutikulären Einfaltungen in jedes Segment (11A-1) und von Muskeln bedeckt. Machen Sie einen Schnitt entlang der hinteren Brustbein Kutikula Einfaltung. Beginnen am seitlichen Rand der Bauch und dann in Richtung der Mittellinie, wie in 11A gezeigt. </li><li> Wenn die Ziel N1 noch Buchtrot mit Gewebe, wie in Figur 11B (roter Pfeil) gezeigt, entlang der Muskelbündel geschnitten, aber diesmal vorderen sowohl sternal kutikulären Einstülpungen und die Nerven N1 (11B-2). </li><li> Schneiden Nerven N1 als distal wie möglich (11C-3). Nerve N1 vollständig sichtbar ist und die vorderen und hinteren Niederlassung identifiziert werden können (Abbildung 11C). </li><li> Fahren Sie mit der kontralateralen Nerven N1 und ersten Schnitt die Muskeln entlang der hinteren Brustbein Kutikula Einfaltung, beginnend medial, in der Nähe des Ganglion (11D). Wenn der Nerv noch von Gewebe bedeckt ist, auf der Muskelbündel geschnitten, aber diesmal vorderen sowohl sternal kutikulären Einstülpungen und die Nerven N1, ähnlich zu 11B-2 Abbildung. Schneiden Sie den Nerven N1 als distal wie möglich. </li><li> Schneiden Sie die Nerven N2 dieses Ganglion auf eine geeignete Länge (ca. 0,5 cm) für das Feststecken. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3,7 bis 3,11 für die Nerven der A3-A5. </li><li> Schneiden Sie den Download vonves von Ganglien A6 als distal wie möglich (Abbildung 12A). Verwenden einer Pinzette, um mehrere Nerven des A6 zu greifen, diese Ganglien heben und starten Isolierung der Kette von Ganglien von der Brustbeinplatte. </li><li> Heben Sie den Nervenstrang, ziehen Sie es vorsichtig in die vordere Richtung wie in 12B (weißer Pfeil) demonstriert. Da die einzelnen Ganglien aufgehoben werden, entfernen Sie die Bauchschlagader, die auf der Bauchseite der Nervenstrang (12C) befestigt werden kann. Setzen Sie diese (leicht) Pull-Schnitt-Sequenz, bis der Nervenstrang ist komplett isoliert. </li><li> Übertragen Sie die isoliert Kette von Ganglien in eine Petrischale mit klaren Sylgard gesäumten und mit Flusskrebsen Salzlösung (12D) gefüllt. </li></ol> 4. abstecken Nervenstrang in die Petrischale HINWEIS: Verwenden Sie kleine Stifte aus Edelstahldraht geschnitten (siehe Ergänzungsmittel), um den Nervenstrang zu befestigen. Berühren Sie nur die Nervenende mit der Zange und nicht squeezE die Verknüpfungen oder Ganglien. <ol><li> Pin der Kette von Ganglien in einer geraden Linie, während leichtem Stretch. </li><li> Ordnen Sie den Nervenstrang in der Petrischale mit der Rückenseite nach oben (Abbildung 13, schwarze Linie). Die ventrale Seite des Ganglien kann durch seine Konvexität identifiziert werden; die Rückenseite ist flach. Stecken Sie die Brustnerven an den Seiten. Weiterhin mit den Nerven A6, Strecken des Nervenstrang entlang seiner Längsachse. </li><li> Pinanordnung die Nerven der A1 in einem 90 ° Winkel relativ zu dem Nervenstrang. </li><li> Fahren Sie mit A2 und Pin die Nerven N2 in einem Winkel von 35 bis 45 ° gegenüber der Nervenstrang (1A). </li><li> Trennen Sie die Nerven N1 in ihrem vorderen und hinteren Äste vor Pinning wie in Abbildung 14 gezeigt. Mit zwei Paar feinen Pinzette zu holen mit einer Pinzette die vordere und mit der anderen den hinteren Ast des Nervus N1. Achten Sie darauf, nur den distalen Ende abholens der Nervenäste. Nun ziehen Sie sie sorgfältig auseinander. </li><li> Pin der vordere Ast des Nervus N1 in einem 90 ° Winkel relativ zu dem Nervenstrang (1A). Pin den hinteren Ast des Nervus N1 zwischen der vorderen N1 Zweig und dem Nerven N2. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 4,4-4,6 für die Nerven der Ganglien A3-A5. Während Fixierung der Nervenstrang Strecke in Längs- als auch in Querrichtung. </li></ol> 5. Desheathing die Ganglien <ol><li> Stellen Sie das Präparat in der Weise, dass die Hände des Experimentators werden immer auf eine stabile Ebene ruhen, um zu vermeiden Schütteln. Um desheath beleuchten die Ganglien des Nervenstrang von unten. </li><li> Konzentrieren Sie sich auf jeden Abdominalganglion A1 bis A5. Verwenden Sie feinen Federschere, einen kleinen seitlichen Schnitt durch das Ganglion Mantel machen, posterior zum Ganglion und zwischen die Nerven N2 und N3 (15A roter Pfeil). </li><li> Nehmen Sie den Ganglien Mantel mit sehr fine Pinzette und quer über die Hülle über die Verknüpfungen zu schneiden, wie in 15A-1 angegeben. Achten Sie darauf, nicht zu drücken oder schneiden Sie den Nervenstrang mit der Schere. </li><li> Noch halten und Anheben des Ganglion Mantel mit einer Pinzette es weiterhin entlang der seitlichen Ränder des Ganglion (15B-2 und -3) geschnitten. Entfernen Sie den Mantel. Alternativ Pin es zu beiden Seiten der Verknüpfungen in einer Weise, dass sie befestigt ist aber der Nervenstrang nicht gequetscht. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 5,2-5,4 für alle Bauchganglien A1 bis A5. </li><li> Desheathe den Brustganglien und die Ganglien A6 in ähnlicher Weise. Um A6 Start vorderen zum Ganglion desheathe und fahren nach posterior. Pin das Ganglion Hülle des A6 bis zum hinteren Ende der Kette von Ganglien. </li></ol> 6. extrazellulären Recordings von Motoneuronen <ol><li> Montieren Sie alle Werkzeuge und Materialien für angezeigt i extrazelluläre Ableitungen verwendetn 16B und in den Ergänzungen aufgeführt. Ein Überblick über die Aufnahme-Setup ist in 16A gezeigt. Starten Sie alle Geräte in diesem Experiment (Abbildung 16C) verwendet, so dass die Verstärker können sich für mindestens 30 Minuten vor der Aufnahme zu wärmen. Schalten Sie den Computer und starten Sie die Aufnahme-Software. </li><li> Die Kette der Ganglien auf dem Mikroskoptisch und beleuchten von unten. Legen Sie die Aufnahme-Elektrode in die Sylgard in der Nähe des Zielnerven und der Referenzelektrode in einer Position in der Nähe, aber lateral der Ganglien (17A und B). Biegen Sie die Zielnerven um die Aufzeichnungselektrode (17C). </li><li> Dehnen Sie den Nerven leicht, um den Kontakt zwischen der Elektrode und dem Nerven gewährleisten und stecken Sie es auf der Seite (B ild 17D). Befestigen Sie die Elektrodenkabel mit dem Mikroskoptisch mit Modelliermasse, so dass sie in der gewünschten Position zu bleiben. </li><li> Verwenden Sie einSpritze mit Vaseline und einer 20-Gauge-Nadel (mit abgerundeten Spitze) gefüllt (17E-3), um das Zielnerven aus der Badlösung zu isolieren. Erste dab etwas Vaseline auf die Sylgard um die Aufzeichnungselektrode. Das Ergebnis ist eine Schicht Vaseline Abdecken der Sylgard in der Nähe der Aufzeichnungselektroden (17E-4). Achten Sie darauf, direkt auf die Nerven in dieser Schicht tupfen und vermeiden Sie Luftblasen. </li><li> Verschließen Sie die Aufzeichnungselektrode mit Vaseline von allen Seiten bis an die Oberfläche Ebene der Kochsalzlösung (17F). </li><li> Wiederholen Sie diesen Vorgang für alle Zielnerven, deren Aktivität überwacht werden soll. </li><li> Starten Sie die Aufnahme. Verwenden Sie eine kontinuierliche oder eine Lücke frei Erfassungsmodus und eine Abtastrate von 5 kHz. Set für die extrazelluläre Verstärkers mit den folgenden Parametern; gewinnen, um 1000 (verstärkt das Signal 1000 mal darauf achten, dass diese Verstärkungsparameter in den Erfassungssoftware Einstellungen umfassen) einda Bandpassfilter Bereich von 300 Hz (Low Cut) auf 2000 Hz (high cut). </li></ol>

<ol><li>Hughes, G. M., Wiersma, C. A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Co-Ordination+of+Swimmeret+Movements+in+the+Crayfish%2C+Procambarus-Clarkii+%28Girard%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">The Co-Ordination of Swimmeret Movements in the Crayfish, Procambarus-Clarkii (Girard).</a> J Exp Biol. 37 (4), 657-670 (1960).</li>
<li>Mulloney, B., Smarandache, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fifty+Years+of+CPGs%3A+Two+Neuroethological+Papers+that+Shaped+the+Course+of+Neuroscience%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Behav+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Fifty Years of CPGs: Two Neuroethological Papers that Shaped the Course of Neuroscience.</a> Front Behav Neurosci. 4, 45(2010).</li>
<li>Murchison, D., Chrachri, A., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Separate+Local+Pattern-Generating+Circuit+Controls+the+Movements+of+Each+Swimmeret+in+Crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">A Separate Local Pattern-Generating Circuit Controls the Movements of Each Swimmeret in Crayfish.</a> J Neurophys. 70 (6), 2620-2631 (1993).</li>
<li>Mulloney, B., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+organization+of+crayfish+abdominal+ganglia.+III.+Swimmeret+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Functional organization of crayfish abdominal ganglia. III. Swimmeret motor neurons.</a> J Comp Neurol. 419 (2), 233-243 (2000).</li>
<li>Davis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lobster+Righting+Responses+and+Their+Neural+Control%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+R+Soc+Ser+B-Bio%22%5BJournal%5D)">Lobster Righting Responses and Their Neural Control.</a> Proc R Soc Ser B-Bio. 170 (1021), 435-456 (1968).</li>
<li>Mulloney, B., Smarandache-Wellmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurobiology+of+the+crustacean+swimmeret+system%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Neurobiology of the crustacean swimmeret system.</a> Prog Neurobiol. 96 (2), 242-267 (2012).</li>
<li>Huxley, T. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHuxley%2C+TH+%22The+crayfish%3A+An+introduction+to+the+study+of+zoology%22">The crayfish: An introduction to the study of zoology</a>. , MIT Press. Cambridge, MA. (1980).</li>
<li>Smarandache-Wellmann, C., Weller, C., Wright, T. M., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Five+types+of+nonspiking+interneurons+in+local+pattern-generating+circuits+of+the+crayfish+swimmeret+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Five types of nonspiking interneurons in local pattern-generating circuits of the crayfish swimmeret system.</a> J Neurophys. 110 (2), 344-357 (2013).</li>
<li>Skinner, F. K., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intersegmental+coordination+of+limb+movements+during+locomotion%3A+mathematical+models+predict+circuits+that+drive+swimmeret+beating%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Intersegmental coordination of limb movements during locomotion: mathematical models predict circuits that drive swimmeret beating.</a> J Neurosci. 18 (10), 3831-3842 (1998).</li>
<li>Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((During+fictive+locomotion%2C+graded+synaptic+currents+drive+bursts+of+impulses+in+swimmeret+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">During fictive locomotion, graded synaptic currents drive bursts of impulses in swimmeret motor neurons.</a> J Neurosci. 23 (13), 5953-5962 (2003).</li>
<li>Smarandache-Wellmann, C., Grätsch, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+coordination+in+distributed+neural+circuits%3A+Encoding+coordinating+information%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of coordination in distributed neural circuits: Encoding coordinating information.</a> J Neurosci. 34 (16), 5627-5639 (2014).</li>
<li>Mulloney, B., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+commissural+interneurons+integrate+information+from+intersegmental+coordinating+interneurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Local commissural interneurons integrate information from intersegmental coordinating interneurons.</a> J Comp Neurol. 466 (3), 366-376 (2003).</li>
<li>Mulloney, B., Harness, P. I., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bursts+of+information%3A+Coordinating+interneurons+encode+multiple+parameters+of+a+periodic+motor+pattern%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Bursts of information: Coordinating interneurons encode multiple parameters of a periodic motor pattern.</a> J Neurophys. 95 (2), 850-861 (2006).</li>
<li>Smarandache, C., Hall, W. M., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordination+of+Rhythmic+Motor+Activity+by+Gradients+of+Synaptic+Strength+in+a+Neural+Circuit+That+Couples+Modular+Neural+Oscillators%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Coordination of Rhythmic Motor Activity by Gradients of Synaptic Strength in a Neural Circuit That Couples Modular Neural Oscillators.</a> J Neurosci. 29 (29), 9351-9360 (2009).</li>
<li>Smarandache-Wellmann, C., Weller, C., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+Coordination+in+Distributed+Neural+Circuits%3A+Decoding+and+Integration+of+Coordinating+Information%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of Coordination in Distributed Neural Circuits: Decoding and Integration of Coordinating Information.</a> J Neurosci. 34 (3), 793-803 (2014).</li>
<li>Chrachri, A., Neil, D., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((State-Dependent+Responses+of+2+Motor+Systems+in+the+Crayfish%2C+Pacifastacus+leniusculus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+A%22%5BJournal%5D)">State-Dependent Responses of 2 Motor Systems in the Crayfish, Pacifastacus leniusculus.</a> J Comp Physiol A. 175 (3), 371-380 (1994).</li>
<li>Chrachri, A., Neil, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+and+Synchronization+between+2+Abdominal+Motor+Systems+in+Crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Interaction and Synchronization between 2 Abdominal Motor Systems in Crayfish.</a> J Neurophys. 69 (5), 1373-1383 (1993).</li>
<li>Skinner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Structure+of+the+4th+Abdominal-Ganglion+of+the+Crayfish%2C+Procambarus-Clarki+%28Girard%29+II.+Synaptic+Neuropils%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) II. Synaptic Neuropils.</a> J Comp Neurol. 234 (2), 182-191 (1985).</li>
<li>Skinner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Structure+of+the+4th+Abdominal-Ganglion+of+the+Crayfish%2C+Procambarus-Clarki+%28Girard%29+I.+Tracts+in+the+Ganglionic+Core%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) I. Tracts in the Ganglionic Core.</a> J Comp Neurol. 234 (2), 168-181 (1985).</li>
<li>Mulloney, B., Tschuluun, N., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Architectonics+of+crayfish+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc+Res+Techniq%22%5BJournal%5D)">Architectonics of crayfish ganglia.</a> Microsc Res Techniq. 60 (3), 253-265 (2003).</li>
<li>Braun, G., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cholinergic+modulation+of+the+swimmeret+motor+system+in+crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Cholinergic modulation of the swimmeret motor system in crayfish.</a> J Neurophys. 70 (6), 2391-2398 (1993).</li>
<li>Davis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motoneuron+Morphology+and+Synaptic+Contacts+-+Determination+by+Intracellular+Dye+Injection%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Motoneuron Morphology and Synaptic Contacts - Determination by Intracellular Dye Injection.</a> Science. 168 (3937), 1358-1360 (1970).</li>
<li>Altman, J. S., Tyrer, N. M. Filling Selected Neurons with Cobalt through Cut Axons. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAltman%2C+JS+%22Neuroanatomical+Techniques%22">Neuroanatomical Techniques</a>. Strausfeld, N. J., Miller, T. A. , Springer. New York, NY. 373-402 (1980).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

<html> Die Anatomie der Krebse und ihre Bauchganglien zuvor 5, 18, ​​19, 20 beschrieben, und es wird empfohlen, vor der Dissektion, um Schneiden von wichtigen Nerven zu vermeiden mit ihnen vertraut machen. Es ist entscheidend, um die Vorbereitung bei Temperaturen unter 23 ° C zu halten, um den Abbau des isolierten Nervenstrang zu vermeiden. Dies kann einfach durch Austausch der Badlösung alle 20-30 min mit kaltem Krebse Salz erreicht werden. Unter diesen Umständen ist die Kette der...

Die swimmerets von Krebsen dienen eine Funktion in Lageregelung und schlugen rhythmisch, wenn die Tiere schwimmen freuen, lüften ihre Höhlen oder Weibchen ihre Eier belüften 5, 6. Die swimmerets der Signalkrebs, Pacifastacus leniusculus treten paarweise vom zweiten bis zum fünften Abdominalsegment, mit einem Schenkel auf jeder Seite des Bauches 7. Das Zentralnervensystem produziert eigener rhythmischen Motor Rüttler, der die swimmeret Bewegung in intakten Tier als auch in der isolierten Nervenstrang Herstellung antreibt. Wenn es keine sensorische Rückmeldung oder absteige gegenwärtigen Eingangs die erzeugte rhythmische Motormuster heißt fiktive Lokomotion 1, 2. Im swimmeret System dieser Motor Muster nicht in jedem Parameter aus der Aktivität der swimmerets im intakten Tier gemessen abweichen. Die Bewegung jedes swimmeret wird durch eine Mikroschaltung, die in sich und mit einem c beschränkt angetriebenhenden hemiganglion. 1 - 3 In jedem Mikro es eine Mustererzeugungs Kernel, der fünf identifizierten nicht Spiking Inter umfasst. Sie können funktionell als charakterisiert werden entweder Inhibitor of Power Stroke (IPS) oder Inhibitor of Return Stroke (IRS) 8. Diese IPS und IRS Inter nicht endogene Oszillatoren, sondern ihre Wechselaktivität wird durch reziproke Hemmung 9 angetrieben. Da diese Inter direkt hemmen die swimmeret Motoneurone wird die Wechsel PS-RS Bewegung erzeugt 10. Locomotion jedoch erfordert nicht nur die Erzeugung der Aktivität, sondern auch die Koordination der verschiedenen unabhängigen Mikroschaltungen. Im swimmeret System wird von der koordinierenden Mikroschaltung, die gewährleistet, dass Gliedmaßen richtigen Zeiten aktiv sind, eine solche Koordinierung etabliert. Diese Mikroschaltung wird von drei identifizierten Neuronen in jedem Segment 11 bis 15 aufgebaut. Dieses Protokoll sieht the erstmals ein Schritt-für-Schritt-Dissektion Führung, um die Kette der Ganglien (T4 bis A6, 1) zu isolieren. Wir zeigen, wie man den Stift isoliert Bauchnervenstrang und desheathe jedes Ganglion. In diesem isoliert Nervensystem Vorbereitung sind die Neuronen für swimmeret Bewegung verantwortlich bereit für den Einsatz in elektrophysiologischen und morphologischen Experimente. Der zweite Teil dieses Protokolls zeigt die Hauptmerkmale des Motor swimmeret Muster. Dies beinhaltet eine Schritt-für-Schritt-Anleitung zum extrazellulär Rekord die Aktivität swimmeret Motoneuronen. Axone RS Motorneuronen projizieren durch den vorderen Ast von Nerven N1, während Axone PS Motorneuronen projizieren durch den hinteren Ast desselben Nerven (Abbildung 1) 4. Daher kann ihre Tätigkeit den folgenden Buchhandlungen mit Differenzstiftelektroden aufgezeichnet werden. <img alt="Neuronales Strukturdiagramm und beschriftete Illustration für die Anatomiestudie, die Nervenäste hervorhebt." fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig1highres.jpg" width="200" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figur 1"> 1: Getrenntes Nervensystems aus Brustganglion 4 (T4) zu Abdominalganglion 6 (A6) und ein schematisches Diagramm davon T4. Brustganglion 4; T5: thorakalen Ganglion 5; A1, A2 ... A6 Abdominalganglion 1, Abdominalganglion 2 ... Abdominalganglion 6; N1: Nerven N1; N2: Nerven N2; N3: Nerven N3; PS: Macht-Takt; RS: Rücktakt. Directional Abkürzungen: A = Front; P = posterior. Diese Dissektion Verfahren und die elektrophysiologische Technik gezeigt, sind geeignet für Studenten und Schüler können Praktika in der Physiologie zu ergänzen. Die isolierte Kettenganglien wurde in einer Reihe von Versuchen verwendet worden, um Funktion des Nervensystems, Koordination oder Modulation swimmeret Mikro 6 sowie neuronalen Steuerung der adaptiven Verhaltens der Lokomotion 16, 17 untersucht werden. Das Krebs swimmeret System stellt somit einen enormen von interessanten Unterricht oder tregnet Möglichkeiten, die alle beginnen mit der Präparation der Bauchmark von Flusskrebsen und extrazelluläre Aufnahme der fiktiven Motor Muster.

<table><tbody><tr><td>Extrazellulärer 4-Kanal-Verstärker: MA 102&nbsp;</td><td>Amplifier</td><td>Elektroniklabor, Zoologie, Universit&auml; t zu K&ouml; ln, Deutschland</td><td></td></tr><tr><td>air-table</td><td></td><td>Technical Manufacturing Corporation (TMC) ein Geschäftsbereich von AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA</td><td>63-534</td></tr><tr><td>Axon Digidata 1440A</td><td>Digitizer</td><td>Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA</td><td>DD1440A</td></tr><tr><td>großer Eimer&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Clampex & Clampfit</td><td>pClamp 10, Aufzeichnungs- und Analysesoftware</td><td>Molecular Devices Design, Union City, CA</td><td>pClamps 10 Standard-Kaltlampenquelle</td></tr><tr><td></td><td>mit flexiblem Lichtleiter (Glasfaserbündel)</td><td>Euromex Mikroskope Holland, Arnheim, BD</td><td>LE.5211 & LE.5235</td></tr><tr><td>Computer und Monitor</td><td>ausgestattet mit Aufzeichnungssoftware</td><td></td><td></td></tr><tr><td>, Behälter und Pipette für flüssige Abfälle&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Krebs-Kochsalzlösung&nbsp;</td><td>enthält (in mM): 5,4 KCl, 2,6 MgCl2, 13,5 CaCl2 und 195 NaCl, gepuffert mit 10 mM Tris-Base und 4,7 mM Maleinsäure; 3 Stunden lang belüftet. Bei einem pH-Wert von 7,4 einstellen.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>dextran, Texas Red (3000MW, lysin fixierbar)</td><td>Fluoreszenzfarbstoff, lysin fixierbar</td><td>Life Technologies GmbH, Darmstadt, Deutschland</td><td>D3328</td></tr><tr><td>Dissektionsschale&nbsp;</td><td>(L x B x H) 15x7x5 cm; ausgekleidet mit schwarzem Silikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Faraday Cage</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fixierstifte</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinzette (Biologie, Dumont #5)</td><td>Pinzette: Biologie, Spitze 0,05 x 0,02 mm, Länge 11cm, INOX</td><td>Fine Science Tools (FST), Deutschland</td><td>11252-20</td></tr><tr><td>Pinzette (Biologie, Dumont #55)</td><td>Pinzette: Biologie, Spitze 0,05 x 0,02 mm, Länge 11cm, INOX</td><td>Fine Science Tools (FST), Deutschland</td><td>11255-20</td></tr><tr><td>Pinzette (elektronisch, Dumont #5)</td><td>Pinzette: Standard, Spitze 0,1 x 0,06 mm, Länge 11cm, INOX</td><td>Fine Science Tools (FST), Deutschland</td><td>11251-20</td></tr><tr><td>intrazelluläre Elektrode</td><td>Kapillaren aus Borosilikatglas (Außen-/Innendurchmesser: 1mm/0,5mm), mit Filament</td><td>Sutter Instruments, Novato, CA</td><td>BF100-50-10</td></tr><tr><td>Leica S8 Apo StereoZoom</td><td>Sezier-Mikroskop&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Zoom 1x - 8x</td><td>Leica, Deutschland</td><td>10446298</td></tr><tr><td>Mikroskoptischspiegel</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>zur Beleuchtung der Präparation von unten</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Modelliermasse</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Olympus SZ61</td><td>Dissektionsmikroskop&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Zoom 0,67x - 4,5x</td><td>Olympus, Deutschland</td><td></td></tr><tr><td>Petrischale&nbsp;</td><td>94 x 16 mm; gefüttert mit klarem Silikon</td><td>Greiner bio-one, Deutschland</td><td>633180</td></tr><tr><td>Ringschere</td><td>ThoughCut, Schneide: scharf/stumpf, gerade: 13cm</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>14054-13</td></tr><tr><td>Federschere oder alternativ: Vannas Federschere</td><td>Schneide: 8 mm, Spitzendurchmesser: 0,2 mm, gerade: 10 cm oder Schneide 2,5 mm, Spitzendurchmesser 0,075 mm, gerade: 8cm</td><td>Fine Science Tools (FST), Deutschland</td><td>15024-10 oder&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; 15000-08</td></tr><tr><td>student Vannas&nbsp; Federschere oder alternativ:&nbsp; Moria Federschere</td><td>Schneide: 5mm, Spitzendurchmesser: 0.35mm, gerade: 9cm oder Schneide: 5mm, Spitzendurchmesser 0,1 mm, gerade: 8 cm</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>91500-09 oder &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; 15396-00</td></tr><tr><td>sylgard</td><td>184 Silikonelastomer-Basis und Härter; für schwarzes Sylgard Aktivkohle hinzufügen</td><td>Dow Corning, Midland, MI, USA</td><td></td></tr><tr><td>Spritze gefüllt mit Vaseline und ausgestattet mit einer 20er Gauche-Nadel mit abgerundeter Spitze</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

die swimmeret system der crayfish: ein praktischer leitfaden für die dissektion der nervenstrang und extrazellulären recordings der motor pattern

The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Hier zeigen wir die Dissektion der Krebse Bauchnervenstrang. Die Herstellung umfasst den letzten zwei Thoracalganglien (T4, T5) und die Kette der Abdominalganglien (A1 bis A6). Diese Kette von Ganglien umfasst den Teil des zentralen Nervensystems (ZNS), die koordinierte Bewegungs der Pleopoden (swimmerets) treibt: der swimmeret System. Es ist für mehr als fünf Jahrzehnten, die in Flusskrebse jeweils swimmeret wird durch eine eigene, unabhängige Mustererzeugungs Kernel, der rhythmischen Wechselaktivität 1-3 erzeugt angetrieben bekannt. Die Motoneuronen innervieren die Muskulatur jeder swimmeret anatomisch und funktionell unterschiedliche Populationen 4 umfassen zwei. Einer ist für den Rückzug (Arbeitstakt, PS) des swimmeret verantwortlich. Die andere treibt die Verschleppung (Rücklauf, RS) des swimmeret. Motoneuronen des swimmeret Systems sind in der Lage, spontan eine fiktive Motor Muster, welches identisch mit dem in vivo aufgezeichnete Muster ist </em&gt; 1. Das Ziel dieses Berichts ist es, eine interessante und bequeme Modellsystem zur Untersuchung Rhythmus erzeugenden Netzwerke und Koordination von unabhängigen Mikroschaltungen aus praktischen Laborkurse Schüler einzuführen. Die zur Verfügung gestellten Protokoll enthält Schritt-für-Schritt-Anleitung für die Präparation der Bauchnervenstrang der Krebse ist, Pinning der isoliert Kette von Ganglien, desheathing die Ganglien und die Aufzeichnung der swimmerets fiktiven Motor Muster extrazellulär aus dem isolierten Nervensystem. Darüber hinaus können wir die Aktivität von Neuronen swimmeret intrazellulär von Dendriten, aufgezeichnet. Hier beschreiben wir kurz auch diese Techniken und stellen einige Beispiele. Weiterhin kann die Morphologie swimmeret Neuronen mit Färbetechniken beurteilen. Hier stellen wir Beispiele für intrazelluläre (durch Iontophorese) Farbstoff gefüllt Neuronen und Hinterfüllungen von Pools von swimmeret Motoneuronen. In unserem Laborwir diese Vorbereitung auf die Grundfunktionen des fiktiven Fortbewegung, die Wirkung der sensorischen Rückmeldung über die Aktivität des ZNS, und die Koordinierung zwischen Mikroschaltungen auf zellulärer Ebene zu untersuchen.

Mit der gleichzeitigen extrazelluläre Ableitungen von RS und PS, Motorneuronen von einem Ganglion, das Wechselaktivität dieser Motorneuronenpools, kann überwacht werden (Abbildung 18), die die fiktive Fortbewegungsmuster. <img alt="Neuronale Impulsanalyse, Diagramm mit markierten Signalen RS, PS; Experimenteller Aufbau und Wellenformen." src="/files/ftp_upload/52109/52109fig18highres.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="18"> Abbildung 18: Schematische ...

Hier beschreiben wir die Dissektion des Bauchnervenstrangs der Krebse. Wir demonstrieren auch eine elektrophysiologische Technik zur Aufzeichnung der fiktiven Fortbewegung von Swimmeret-Motoneuronen.

Die swimmeret System der Crayfish: Ein praktischer Leitfaden für die Dissektion der Nervenstrang und extrazellulären Recordings der Motor Pattern

Here we demonstrate the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. The preparation comprises the last two thoracic ganglia (T4, T5) and the chain of ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, den Bauchnervenstrang vom Krebs zu trennen, um ihn in elektrophysiologischen Studien zu verwenden. Dies wird erreicht, indem der Krebs zunächst betäubt wird. Als nächstes wird eine grobe Dissektion durchgeführt, um die Bauchplatte des Krebses zu isolieren.Dann wird eine Feindissektion durchgeführt, um das Zentralnervensystem von den Ganglien rais bis zu den Bauchganglien vollständig zu isolieren. Eine Sechs. Schließlich wird die Ganglienscheide von allen Ganglien entfernt, um elektrophysiologische Experimente zu ermöglichen.Letztendlich wird die Kette der Bauchganglien für zusätzliche oder intrazelluläre Aufzeichnungen verwendet. Um die Koordination zentraler Mustergeneratoren zu untersuchen oder um die Morphologie und den synaptischen Kontext identifizierter Neuronen zu untersuchen. Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich der Neurowissenschaften zu beantworten, wie z.B. die Bereitstellung praktischer Erfahrungen über die Funktion des Nervennetzwerks, um die fic FLA-Bewegung im isolierten Nervensystem aufzeichnen zu können, oder die Charakterisierung der Morphologie von Bauchganglien oder der von spezifischen Neuronen.Diese Methode kann jedoch einen Einblick in das Schwimmratensystem von Krebsen geben. Es kann auch auf andere Systeme angewendet werden, wie z.B. ein neuronales Netzwerk, das das Schwanzschlagverhalten bei Krebsen steuert. Arbeiten mit dem Krebs Pacific Stacia Linea Guus. Nachdem Sie ein Tier gemäß dem Textprotokoll betäubt haben, halten Sie es mit der Bauchseite nach oben und schneiden Sie mit einer starken Schere beide Krallen an ihren Basen in der Nähe des Thorax ab.Entfernen Sie dann die linken und rechten Europods. Legen Sie das Tier mit der Bauchseite nach oben in eine mit schwarzer Sarde ausgelegte Sezierschale, bevor Sie mit kalter Kochsalzlösung durch die Krallenöffnung perfundieren. Als nächstes machst du mit einer starken Schere einen einzelnen Querschnitt direkt hinter den Augen des Krebses, um ihn zu enthaupten.Entfernen Sie dann alle Gehbeine in der Nähe der Basisgelenke, um den Bauch zusammen mit den letzten Brustsegmenten vom Rest des Brustkorbs zu isolieren. Führen Sie die Spitze der Schere in die Öffnung des zweiten Laufbeins ein und schneiden Sie zur gegenüberliegenden Seite. Nachdem Sie den Schnitt zu beiden Seiten durch den Thorax verlängert und einige der inneren Organe freigelegt haben, wie im Textprotokoll beschrieben, entfernen Sie den vorderen Teil des Thorax.Entfernen Sie nun die inneren Organe und spülen Sie das Tier mit kalter Kochsalzlösung ab. Setzen Sie die Dissektion mit einem Schnitt in maximaler lateraler Position zwischen dem Lumon und den Schwimmratten über die gesamte Länge der Brustbeinplatte fort. Machen Sie den gleichen Schnitt auf der anderen Seite.Lege den Bauch des Krebses mit der Bauchseite nach oben in die Sezierschale. Verwenden Sie Insektenstifte, um das Exemplar nach hinten am Tellson und nach vorne an den Resten der Carabase zu befestigen. Füllen Sie die Schale mit Krebssalzlösung, so dass sie das Exemplar bedeckt.Greifen Sie mit einer groben Pinzette in der linken Hand durch eine Laufbeinöffnung und ziehen Sie die Probe auf. Identifiziere die beiden großen Stränge der dorsalen Beugemuskulatur. Fixieren Sie sie und schneiden Sie ihre ventralen Basen sowie die Brustbeinarterie durch.Legen Sie die ersten Bauchganglien A eins und die zugehörigen Nerven N eins N zwei frei. Kommen wir nun zum zweiten Bauchsegment. Entfernen Sie die Basis der Muskelstränge in der Nähe der ventralen Basis.Zu sehen ist nun das Bauchganglion A zwei mit den zugehörigen Nerven N eins, N zwei und N drei. Die Nerven N drei an der am weitesten vom Nervenstrang entfernten Stelle durchschneiden. Wiederholen Sie diese Schritte für die nächsten drei Bauchsegmente mit den Bauchganglien.Eine Drei bis eine Fünf. Beim Erreichen des Bauchganglion wird eine Sechs. Schneiden Sie die Sternumplatte hinter den Nerven einer Sechs.Behalten Sie den ventralen Teil und stecken Sie ihn fest. Mit der Rückenseite nach oben in der mit Kochsalzlösung gefüllten Schale unter dem Mikroskop. Verwenden Sie eine Pinzette, um die vordersten Teile des Cephalon thorakalis zu entfernen.Schneide dann die Muskeln zwischen den verbliebenen Exoskelett-Strukturen durch. Nachdem Sie das vordere Ende des ventralen Nervenstrangs vorsichtig angehoben haben, schneiden Sie die Thoraxnerven seitlich durch. Fokussiere dich auf eine Eins und schneide die Nerven N eins und N zwei von eins mit maximal einem Zentimeter Länge durch, um sie festzustecken.Gehen Sie als nächstes zu A zwei und identifizieren Sie die Nerven N eins, N zwei und N drei dieses Segments. Die Nerven n einer der Bauchganglien, eine zwei bis eine fünf. Sie befinden sich zwischen zwei sternalen Kutikularen in Entfaltungen in jedem Segment und sind von der Muskulatur bedeckt.Dann, beginnend am lateralen Rand des Bauches, machen Sie einen Schnitt entlang der hinteren sternalen Kutikularfaltung und fahren Sie in Richtung Mittellinie fort, nachdem Sie N eins gemäß dem Textprotokoll freigelegt haben. Gegebenenfalls den Nerv so distal wie möglich durchtrennen. Fahren Sie mit der kontralateralen Seite fort und beginnen Sie, den Nerv N eins von der Mittellinie in der Nähe des Ganglions in Richtung des lateralen Randes zu isolieren, indem Sie entlang der hinteren sternalen kutikulären Hülle schneiden.Schneiden Sie nun die Nerven N zwei dieses Ganglions auf eine geeignete Länge zum Feststecken. Wiederholen Sie dann die für die Bauchganglien gezeigten Schritte. Eine Zwei für eine Drei bis eine Fünf so distal wie möglich.Schneiden Sie die Nerven des Ganglions eine Sechs. Greife mit einer Pinzette mehrere Sechsernerven, um das Ganglion anzuheben und die Ganglienkette von der Sternumplatte zu isolieren. Nachdem Sie den Nervenstrang vollständig isoliert haben, übertragen Sie die Ganglienkette in eine Petrischale, die mit einem durchsichtigen Schwellerschutz ausgekleidet und mit Kochsalzlösung gefüllt ist, indem Sie kleine Stifte aus Edelstahldraht verwenden, während Sie eine sanfte Dehnung anwenden.Stecken Sie die Ganglienkette in einer geraden Linie fest, wobei der Nervenstrang mit der dorsalen Seite nach oben angeordnet ist. Behalten Sie nur die letzten beiden Brustganglien und stecken Sie die Brustnerven zur Seite. Stecken Sie die Nerven einer Eins in einem 90-Grad-Winkel relativ zum Nervenstrang fest.Fahren Sie dann mit einer Zwei fort und stecken Sie die Nerven N zwei in einem Winkel von 35 bis 45 Grad relativ zum Nervenstrang. Sobald die Nerven N eins getrennt und gemäß dem Textprotokoll festgesteckt sind, wird der vordere Ast des Nervs N eins in einem 90-Grad-Winkel an den Nervenstrang geheftet. Stecken Sie dann den hinteren Ast des Nervs N eins zwischen den vorderen N einen Ast und den Nerv N zwei.Da alle Bauchganglien ummantelt werden müssen, wird mit einer feinen Federschere ein kleiner seitlicher Schnitt durch die Ganglienscheide hinter dem Ganglion und zwischen den Nerven N zwei und N drei gemacht. Quer über die Scheide oberhalb des Verbindungsgewebes schneiden. Schneiden Sie es dann weiter entlang der seitlichen Ränder des Ganglions, bevor Sie die Scheide entfernen.Verwenden Sie bei Bedarf eine feine Pinzette, um die Hülle anzuheben, um extrazelluläre Aufzeichnungen durchzuführen. Nach dem Aufbau der Werkzeuge und Reagenzien, die im Textprotokoll aufgeführt sind, legen Sie die Ganglienkette auf den Mikroskoptisch und beleuchten Sie sie von unten. Die Aufzeichnungselektrode wird in der Nähe des Zielnervs und die Referenzelektrode in der Nähe, aber lateral der Ganglien, in den Sylschutz eingeführt.Beugen Sie dann den Zielnerv um die Aufnahme. Nachdem Sie den Nerv gedehnt und gesichert haben, verwenden Sie eine mit Vaseline gefüllte Spritze und eine 20-Gauge-Nadel mit abgerundeter Spitze, um den Zielnerv von der Badelösung zu isolieren. Wiederholen Sie dies für alle Nerven, deren Aktivität aufgezeichnet werden soll.Beginnen Sie schließlich mit der Aufnahme, wie hier gezeigt, beginnt die extrazelluläre PS-Aktivität von ipsilateralen PS zwei bis PS fünf Motoneuronen mit einem PS-Ausbruch in einer Fünf und die Erregungswelle breitet sich in anteriore Richtung aus. Darüber hinaus bleibt die Zeit, die vom Beginn eines Bursts bis zum Beginn des nächsten Bursts in jedem Segment gemessen wird, konstant und ist definiert als die Periode der Rhythmusperioden und des Bursts. Die Dauer kann zwischen verschiedenen Präparationen variieren, aber die Phasenverzögerung zwischen den Segmenten bleibt unabhängig von der Frequenz des Rhythmus bei etwa einem Viertel des Zyklus konstant.Diese Koordinationsmuster lassen sich am besten in den hier gezeigten Phasenhistogrammen erkennen. Hier zeigen intrazelluläre Ableitungen aus den Dendriten von Ps.Motoneuronen mit Hilfe von scharfen Mikroelektroden Enphase-Oszillationen einzelner Neuronen mit der extrazellulär aufgezeichneten Aktivität aller PS-Motoneuronen desselben Hemiganglions. Um intrazellulär aufgezeichnete Neuronen zu identifizieren, können Zellen mit scharfen Mikroelektroden und Iontophorese gefüllt werden.In dieser Abbildung befindet sich das ventrale Soda von zwei gefüllten PS-Motoneuronen hinter der Basis des Nervs N eins. Der primäre Neurit projiziert nach anterior und verzweigt sich innerhalb der lateralen Neuropille. Das Axon projiziert durch den hinteren Ast des Nervs N eins zur Muskulatur.Einmal gemeistert, kann diese Technik in 45 Minuten bis zu einer Stunde durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird. Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, ist es wichtig, daran zu denken, die Kochsalzlösung in regelmäßigen Abständen zu wechseln, um das Nervengewebe gesund zu halten. Im Anschluss an dieses Verfahren können weitere Methoden wie die intrazelluläre Aufzeichnung von Motoneuronen oder Interneuronen durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, wie z.B. die Analyse des zellulären Koordinationsmechanismus, die Messung von Ionenströmen oder die Untersuchung der Wirkung von Neuromodulatoren auf die rhythmische Aktivität bestimmter Zellen.

the-swimmeret-system-crayfish-practical-guide-for-dissection-nerve

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Nicht-invasive Messungen der neuronalen Aktivitätsmuster in frei lebenden Tier werden durch die Kombination neurophysiologischen Aufnahmen mit hoher Geschwindigkeit Videografie erhalten.

Recordings of Neural Circuits Aktivierung in Frei Behaving Tiere

Wirbellose zeigen eine autonome sympathische wie Reaktion ähnlich wie bei Wirbeltieren beschrieben. Die Koordination des Herz-Kreislauf-und Beatmungs-Systemen ermöglicht die Messung eines biologischen Index, in dem ein Organismus internen Zustand zu beurteilen.

Maßnahmen der Herz-und Ventilatorische Preise bei frei laufenden Crayfish

Der Opener Muskeln des Krebses Bein ist bekannt für seine historische Bedeutung und experimentelle Vielseitigkeit in Muskel-Phänotyp, synaptischen Physiologie und Plastizität vorgestellt.

Historische Ansicht und Physiologie Demonstration am NMJ der Crayfish Opener Muscle

Dieser Artikel beschreibt, wie elektrophysiologischen Ableitungen der synaptischen Antworten auf die Extensoren Verhalten in den Fuß Bein eines Krebse und wie die Nervenendigungen werden visualisiert, um die Brutto-morphologischen Unterschiede von High-und Low-Output-Nervenendigungen zeigen.

Physiologische Aufnahmen von High-und Low Output NMJs auf der Crayfish Leg Streckmuskel

Die Experimente zeigen, eine einfache Möglichkeit für Studenten, um Erfahrungen bei der Prüfung Muskulatur, synaptische Antworten, die Auswirkungen der Ionengradienten und Durchlässigkeit auf Membranpotentiale zu gewinnen. Auch ist ein sinnlich-ZNS-motor-Muskel-Schaltung vorgestellt, um ein Mittel, um Wirkungen von Verbindungen auf einem neuronalen Schaltkreis-Test zeigen.

Membranpotentiale, Synaptic Responses, neuronalen, Neuromodulation und Muscle Histologie Mit dem Crayfish: Schülerlabor Übungen

Der primäre Zweck dieses Experiments ist zu verstehen, wie primären sensorischen Neuronen Informationen gemeinsamer Bewegungen und Positionen als propriozeptive Informationen für ein Tier zu vermitteln. Ein weiteres Ziel dieses Berichts ist gegenwärtig die Anatomie der Vorbereitung durch Dissektion und Betrachten von Neuronen unter einem Binokular.

Muscle-Rezeptor-Organe in der Crayfish Abdomen: Ein Schülerlabor Übung in Propriozeption

Dies ist ein Beispiel dafür, wie biologische Membranen verstanden mit elektrischen Modelle. Wir zeigen auch Verfahren zur Erfassung Aktionspotentiale aus dem Bauchmark der Krebse für Schüler orientiert Labors.

Modellierung biologischer Membranen mit Leiterplatten und Messung elektrischer Signale in Axone: Schülerlabor Übungen

Physiologischen und anatomischen Techniken werden gezeigt, Funktion und Struktur für die gemeinsame Propriozeptoren und Muskelspannung Rezeptoren in Krebstier Fuß Gliedmaßen zu adressieren.

Propriozeption und Spannungsrezeptoren in Crab Gliedmassen: Schülerlabor Übungen

Ein Protokoll zur Untersuchung der Desensibilisierung und Empfindlichkeit sebung von Krebsphotorezeptoren als Funktion der zirkadianen Zeit wird vorgestellt.

Desensitisierung und Wiederherstellung von Krebse Photorezeptoren nach der Lieferung eines leichten Stimulus

Dieser Artikel stellt eine nicht-invasive Biomonitoring-System für die kontinuierliche Aufzeichnung und Analyse der Krebse Herz- und motorischen Aktivitäten. Dieses System besteht aus einem Nah-Infrarot-optischen Sensor, Video-Tracking-Modul und Software für die Bewertung der Krebse Herzschläge, spiegelt seine physiologischen Zustand und Krebse Verhalten während der Herzschlag Schwankungen charakterisiert.

Kontinuierliche nicht-invasive Messung der Krebse Herz- und Verhaltens-Aktivitäten

Lernen Sie die Präparation des abdominalen Nervenstrangs von Krebsen für elektrophysiologische Studien. Diese Methode ermöglicht die Aufzeichnung fiktiver Lokomotionsmuster von Schwimmbein-Motorneuronen.

Die swimmeret System der Crayfish: Ein praktischer Leitfaden für die Dissektion der Nervenstrang und extrazellulären Recordings der Motor Pattern (Video) | JoVE Journal

Die swimmeret System der Crayfish: Ein praktischer Leitfaden für die Dissektion der Nervenstrang und extrazellulären Recordings der Motor Pattern

Weitere Videos entdecken