Name: Das olfaktorische System als Modell zur Axonal Wachstumsmuster und Morphologie Studieren In Vivo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-30T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 29 s
Description: Erfahren Sie die Markierung olfaktorischer sensorischer Neuronen mittels Elektroporation zur Visualisierung axonaler Morphologie und Entwicklung in vivo. Diese Methode ermöglicht Zeitrafferbildgebung zur Untersuchung neuronaler Wachstumsmuster.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde unterstützt durch das DFG-Schwerpunktprogramm 1392 (Projekt MA 4113/2-2), Exzellenzcluster und DFG-Forschungszentrum Nanoskalige Mikroskopie und Molekulare Physiologie des Gehirns (Projekt B1-9), und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF; Projekt 1364480).

HINWEIS: Animal Handling und Experimente wurden durchgeführt, wie durch die Universität Göttingen Kommission für Ethik in Tierversuchen bestätigt. 1. Herstellung der Instrumente und Pipette Fabrication <ol><li> Stellen Sie sicher, dass die Elektroporation Setup besteht aus einem Stereomikroskop mit großen Arbeitsabstand und mit Fluoreszenzbeleuchtung und Filtersätze für das verwendete Farbstoff ausgestattet. </li><li> Zur Elektroporation verwenden entweder eine dedizierte Einzelzelle Elektroporator oder eine generische Rechteckimpulsgenerator an ein Oszilloskop angeschlossen. Schließen Sie die Elektroporator Ausgänge in einen Pipettenhalter und einem Bad Elektrode. Den Pluspol des Impulsgenerators an die Mikropipette Halter und dem negativen Anschluß zu dem Bad Elektrode. Sorgen sowohl der Pipettenhalter und die Badelektrode enthalten Silberdrähte mit einer dünnen Schicht von Silberchlorid überzogen ist. </li><li> Montieren Sie den Pipettenhalter auf einem Mikromanipulator zur exakten Positionierung ermöglichen. </li&gt; <li> Fabrizieren Elektroporation Mikropipetten aus Borosilikatglas Kapillaren mit Innen Filament. </li><li> Verwenden eine horizontale Pipettenziehvorrichtung und Anwendung einer modifizierten Protokoll für die Herstellung von Pipetten für Patch-Clamp-Experimente wie Bestman et al. 13 beschrieben. </li><li> Parameter anzupassen, um einen längeren Schaft und einen kleineren Spitzenöffnung, was zu einer höheren Pipettenwiderstand von ca. 15-20 MOhm für Einzelzelle Elektroporation herzustellen. Die Pipettenwiderstand niedriger sein sollte, beispielsweise, 3-4 MOhm, zur Beschriftung von Gruppen von Zellen. </li><li> Messung der Pipettenwiderstand entweder direkt mit einer eigenen Einzelzell -Elektroporator oder berechnen sie mit dem Ohmschen Gesetz nach Messen des Stromflusses mit einem Oszilloskop nach dem Anlegen eines Spannungsimpulses definiert. </li></ol> 2. Herstellung der Lösung Electroporation <ol><li> Löse Fluorophor-gekoppelten Dextran in Frosch Rufton (98 mM NaCl, 2 mM KCl, 1 mM CaCl 2, 2 mM MgCll 2, 5 mM Glucose, 5 mM Na-Pyruvat, 10 mM HEPES, pH 7,8 eingestellt, Osmolarität betrug 230 mOsmol / l) bei einer Konzentration von 3 mM. Die Zellen können nicht so hell markierten niedrigeren Farbstoffkonzentrationen verwendet werden. Bereiten Sie ein großes Volumen Stammlösung und teilen sie in kleine Aliquots. Frieren Sie sie für die Lagerung (über Monate stabil). HINWEIS: Dextrane sind in verschiedenen Größen und einer Vielzahl von Emissions / Anregungsspektren (zB Alexa 488-Dextran 10kD, Alexa 546-Dextran 10kD, Alexa 568-Dextran 10kD, Alexa 594-Dextran 10kD, TMR-Dextran 3 kD liegen.). </li><li> Verfüllung der Mikropipette mit einem langgestreckten Pipettenspitze mit einem kleinen Volumen von Dextran-Lösung (1-5 ul). Sorgfältig Fingern an die Mikropipette mit dem Finger, um Restluftblasen aus der Pipettenspitze zu entfernen. </li><li> Montieren Sie die Mikropipette in der Pipettenhalter. Stellen Sie sicher, dass der Silberdraht in der Pipette ist in Kontakt mit der Farbstofflösung. </li></ol> 3. Auswahl der Larven X. laevis &lt;/ Em&gt; <ol><li> Verwenden Albino Larven von X. laevis für die Experimente. Wildtyp-Tiere besitzen Pigment gefüllten Melanophoren, die Autofluoreszenzemission während konfokalen / Multiphotonen-Bildgebung zeigen und daher nicht geeignet für den beschriebenen Experimenten. </li><li> Inszenieren premetamorphotic Kaulquappen nach Nieuwkoop und Faber 14. Wählen Kaulquappen der Stufen 45-53 für die Experimente. </li></ol> 4. Elektroporation von Fluorophor-gekoppelten Dextrane <ol><li> Legen Sie ein kleines Stück Gewebe in einer Petrischale und decken Sie es mit einer kleinen Menge Wasser, das 0,02% Tricaine (Ethyl-3-aminobenzoat Methansulfonat, auf pH 7 eingestellt). </li><li> Anesthetize die Kaulquappen im Wasser, das 0,02% Tricaine. Nach einigen Minuten werden die Tiere nicht mehr bewegt. Überprüfen Sie die Narkose durch Berühren Kaulquappen. Sie sollten nicht reagiert werden. </li><li> Die Kaulquappe aus der Narkose vorsichtig in das Gewebe abgedeckt Petrischale. </li><li> Stellen Sie sicher, das Bad elektrOde schließt die Elektroporation Kreis. Sicherzustellen, dass die Elektrode in Kontakt mit dem Feuchttuch; ein direkter Kontakt mit der Kaulquappe ist nicht erforderlich. </li><li> Positionieren Sie den Mikropipettenspitze in der Nähe des Riechorgan mit Hilfe der Mikromanipulator. </li><li> Durchdringen die Haut, welche die Riechorgan mit der Pipettenspitze und vorsichtig voran die Spitze in der zentral gelegenen sensorischen Neuronenschicht des Haupt Riechepithel oder vomeronasalen Epithel. </li><li> Auslösen positive quadratische Spannungsimpulse an Farbstoff in sensorischen Neuronen übertragen. Anwendung einer einzigen Spannungspuls (z. B. 25 V, Impulslänge 25 msec) oder Zügen von mehreren Impulsen (z. B. 50 V, Pulslänge von 300 &amp; mgr; s, 400 ms Folgedauer bei 200 Hz). HINWEIS: Bestimmen Sie die optimale Spannungspulsparameter für den gewünschten Umfang der Kennzeichnung. Spannung verringern Impulsamplitude, Dauer und Anzahl der Wiederholungen, die Zahl der markierten Zellen zu senken. Anwendung höherer Spannung die Impulsamplitude, Dauer und Anzahl von pulses für eine breitere Markierung. </li><li> Visualisieren erfolgreiche Farbstoff Extrusion und Elektroporation von ausgelösten Impulse mit Fluoreszenzbeleuchtung des Stereomikroskops. Der Farbstoff breitet sich schnell in Zellkörper und Dendriten nach erfolgreicher Elektroporation. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 4,5-4,9 für den zweiten Riechorgan der Kaulquappe. </li><li> Übertragen Sie die Kaulquappe in einen Becher mit frischem Wasser für die Wiederherstellung gefüllt. Nach ca. 5 min die Kaulquappen aufwachen aus der Narkose und starten normalen Schwimmbewegungen. </li><li> Nach 24 Stunden das elektroporierte Farbstoff Spreads in den sensorischen Neuronen und erreicht den Riechkolben über axonalen Transport schließlich. </li></ol> 5. Montage Tiere für die in vivo Visualisierung von Zellen und Nervenbahnen steuert Prozesse <ol><li> Anesthetize die Kaulquappen im Wasser, das 0,02% Tricaine. </li><li> Sorgfältig übertragen Kaulquappen in eine Abbildungskammer, zB, überdachte ein kleines Silikongummi Petrischale mit einer Kaulquappe großen Aussparung. &lt;/ Li&gt; <li> Schneiden Sie ein kleines Rechteck in einem Streifen Parafilm. Decken Sie die Kaulquappe mit dem Parafilm, so dass die vordere Telenzephalon durch die ausgeschnittenen Fenster belichtet. Befestigen Sie den Parafilm mit Nadeln auf dem Teller ohne Verletzung der Kaulquappe. </li><li> Achten Sie darauf, die Kaulquappe wird in ausreichend Wasser mit 0,02% Tricaine getaucht. </li><li> Montieren Sie den Imaging-Kammer auf der Bühne eines aufrechten Multiphotonen-Mikroskop oder konfokalen Mikroskop. </li><li> Erwerben eines dreidimensionalen Stapel von Bildern des Riechkolbens. Sicherzustellen, dass das Bildgebungsverfahren ist so kurz wie möglich und ist 10-15 min nicht überschreiten. </li><li> Liefert die Kaulquappe in normales Wasser in einem separaten Tank und verhindern, dass im Licht. Nach 5 min, wacht die Kaulquappe aus der Narkose. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 5.1-5.7 nach bestimmten Zeitabständen, z. B. täglich. </li></ol> 6. Montage Tiere für die ex vivo Visualisierung von Zellen und Nervenbahnen steuert Prozesse <ol><li> Alternativ zu Abschnitt 5des Protokolls, verwenden Sie ein ausgeschnitten Gehirn Vorbereitung, um die markierten sensorischen Neuronen zu visualisieren. </li><li> Anesthetize und töten die Kaulquappe durch Durchtrennung des Gehirns am Übergang zum Rückenmark. Auszuschneiden einen Block von Gewebe, das die Geruchsorgane, die Geruchsnerven und die vordere Telenzephalon. </li><li> Übertragen Sie die Gewebeblock zu Froschringerlösung und entfernen Bindegewebe mit einer feinen Schere, um die Bauchseite des Gehirns aus. </li><li> Übertragen Sie die Gewebeblock zu einer Abbildungskammer und befestigen Sie sie mit einem Platin-Rahmen mit Nylonfäden bespannt. </li><li> Montieren Sie den Imaging-Kammer auf der Bühne eines konfokalen / Multiphotonen-Mikroskop. </li><li> Erwerben eines dreidimensionalen Stapel von Bildern des Riechkolbens. </li></ol> 7. Bildverarbeitung und Datenauswertung <ol><li> Optimieren und anzuwenden, nicht lokale mittels Filterung, um die Bildqualität und die Visualisierung von neuronalen Strukturen zu verbessern, wie durch Coupé, P. et al. 15. HINWEIS: Die Daten aus bildgebenden Experimenten in tieferen Gewebeschichten lebender Exemplare sind oft laut. </li><li> Erstellen maximale Intensität Projektionen der Bildstapel für einen Überblick. </li><li> Für Zeitraffer Bildschirm Imaging Experimente Datensätze für Einzel eindeutig identifizierbar Axone der sensorischen Neuronen. </li><li> Rekonstruktion der Zellmorphologie über softwaregestützte Ablaufverfolgung von neuronalen Prozessen von Peng et al. 16 beschrieben. </li></ol>

<ol><li>Huard, J. M., Youngentob, S. L., Goldstein, B. J., Luskin, M. B., Schwob, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+olfactory+epithelium+contains+multipotent+progenitors+that+give+rise+to+neurons+and+non-neural+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Adult olfactory epithelium contains multipotent progenitors that give rise to neurons and non-neural cells.</a> J. Comp. Neurol. 400 (4), 486-4810 (1998).</li>
<li>Schwob, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+regeneration+and+the+peripheral+olfactory+system%5BTitle%5D)+AND+%22Anat.+Rec%22%5BJournal%5D)">Neural regeneration and the peripheral olfactory system.</a> Anat. Rec. 269 (1), 33-49 (2002).</li>
<li>Leung, C. T., Coulombe, P. A., Reed, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+olfactory+neural+stem+cells+to+tissue+maintenance+and+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Contribution of olfactory neural stem cells to tissue maintenance and regeneration.</a> Nat. Neurosci. 10 (6), 72-726 (2007).</li>
<li>Lodovichi, C., Belluscio, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odorant+receptors+in+the+formation+of+the+olfactory+bulb+circuitry%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+%28Bethesda%22%5BJournal%5D)">Odorant receptors in the formation of the olfactory bulb circuitry.</a> Physiology (Bethesda. 27 (4), 212-2110 (2012).</li>
<li>Mori, K., Sakano, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+is+the+olfactory+map+formed+and+interpreted+in+the+mammalian+brain%29%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">How is the olfactory map formed and interpreted in the mammalian brain).</a> Annu. Rev. Neurosci. 34, 467-499 (2011).</li>
<li>De Vry, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+electroporation+of+the+central+nervous+system%3A+a+non-viral+approach+for+targeted+gene+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">In vivo electroporation of the central nervous system: a non-viral approach for targeted gene delivery.</a> Prog. Neurobiol. 92 (3), 227-244 (2010).</li>
<li>Hovis, K. R., Padmanabhan, K., Urban, N. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+of+in+vitro+electroporation+allows+visualization%2C+recording%2C+and+calcium+imaging+of+local+neuronal+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A simple method of in vitro electroporation allows visualization, recording, and calcium imaging of local neuronal circuits.</a> J. Neurosci. Methods. 191 (1), 1-10 (2010).</li>
<li>Chen, C., Smye, S. W., Robinson, M. P., Evans, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane+electroporation+theories%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Biol.+Eng.+Comput%22%5BJournal%5D)">Membrane electroporation theories: a review.</a> Med. Biol. Eng. Comput. 44 (1-2), 5-14 (2006).</li>
<li>Haas, K., Jensen, K., Sin, W. C., Foa, L., Cline, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+electroporation+in+Xenopus+tadpoles+in+vivo--from+single+cells+to+the+entire+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Differentiation%22%5BJournal%5D)">Targeted electroporation in Xenopus tadpoles in vivo--from single cells to the entire brain.</a> Differentiation. 70 (4-5), 148-154 (2002).</li>
<li>Hewapathirane, D. S., Haas, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+cell+electroporation+in+vivo+within+the+intact+developing+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Single cell electroporation in vivo within the intact developing brain.</a> J. Vis. Exp. (17), (2008).</li>
<li>Gliem, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bimodal+processing+of+olfactory+information+in+an+amphibian+nose%3A+odor+responses+segregate+into+a+medial+and+a+lateral+stream%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Mol.+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Bimodal processing of olfactory information in an amphibian nose: odor responses segregate into a medial and a lateral stream.</a> Cell. Mol. Life Sci. 70 (11), 1965-1984 (2013).</li>
<li>Hassenklöver, T., Manzini, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Olfactory+wiring+logic+in+amphibians+challenges+the+basic+assumptions+of+the+unbranched+axon+concept%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Olfactory wiring logic in amphibians challenges the basic assumptions of the unbranched axon concept.</a> J. Neurosci. 33 (44), 17252-1710 (2013).</li>
<li>Bestman, J. E., Ewald, R. C., Chiu, S. -L., Cline, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+single-cell+electroporation+for+transfer+of+DNA+and+macromolecules%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">In vivo single-cell electroporation for transfer of DNA and macromolecules.</a> Nat. Protoc. 1 (3), 1272-1210 (2006).</li>
<li>Nieuwkoop, P. D., Faber, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNieuwkoop%2C+PD+%22Normal+table+of+Xenopus+laevis%22">Normal table of Xenopus laevis</a>. Nieuwkoop, P. D., Faber, J. , Garland Publishing, Inc. New York and London. (1994).</li>
<li>Coupé, P., Munz, M., Manjón, J. V., Ruthazer, E. S., Collins, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+CANDLE+for+a+deeper+in+vivo+insight%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Image+Anal%22%5BJournal%5D)">A CANDLE for a deeper in vivo insight.</a> Med. Image Anal. 16 (4), 849-864 (2012).</li>
<li>Peng, H., Ruan, Z., Long, F., Simpson, J. H., Myers, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((V3D+enables+real-time+3D+visualization+and+quantitative+analysis+of+large-scale+biological+image+data+sets%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">V3D enables real-time 3D visualization and quantitative analysis of large-scale biological image data sets.</a> Nat. Biotechnol. 28 (4), 348-353 (2010).</li>
<li>Falk, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroporation+of+cDNA%2FMorpholinos+to+targeted+areas+of+embryonic+CNS+in+Xenopus%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Electroporation of cDNA/Morpholinos to targeted areas of embryonic CNS in Xenopus.</a> BMC Dev. Biol. 7 (107), (2007).</li>
<li>Nezlin, L. P., Schild, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Individual+olfactory+sensory+neurons+project+into+more+than+one+glomerulus+in+Xenopus+laevis+tadpole+olfactory+bulb%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Individual olfactory sensory neurons project into more than one glomerulus in Xenopus laevis tadpole olfactory bulb.</a> J. Comp. Neurol. 481 (3), 233-239 (2005).</li>
<li>Nagayama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+simultaneous+tracing+and+Ca2%2B+imaging+of+local+neuronal+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">In vivo simultaneous tracing and Ca2+ imaging of local neuronal circuits.</a> Neuron. 53 (6), 789-803 (2007).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die hier beschriebenen Versuchsdurchführung ermöglicht die Kennzeichnung sensorischen Neuronen des Riechorgan der Larven X. laevis durch Elektroporation von Fluorophor gekoppelt Dextrane und anschließende Visualisierung der sensorischen Axonen Wachstum der lebenden Tieres. Durch Variation der Parameter der in vivo Elektroporation ist es möglich, die Anzahl der markierten sensorischen Neuronen steuern. Dadurch ist es möglich, große Gruppen von Neuronen einer sensorischen Epithel, sehr wenige oder sogar einzelne Zellen zu markieren. Um sicherzustellen, das gewünschte Ausmaß der neuronalen Kennzeichnung ist es wichtig, besonders vorsichtig über die Mikropipette Eigenschaften und der Elektroporation Impulse zu sein. Höhere Pipettenwiderstände und die Verringerung der Spannungsimpulsamplitude, Dauer und Anzahl der Wiederholungen kann die Menge der markierten Zellen zu verringern, während eine Verringerung Pipettenwiderstände und Hochspannungsimpulsamplitude, Dauer und Anzahl von Impulsen auf, stärkeren Kennzeichnung führen. The Verwendung von fluoreszierenden Dextrane für die Elektroporation bietet sofortiges visuelles Feedback, wenn die angewendeten Einstellungen geeignet sind. Achten Sie darauf, dass mit Hilfe von Parametern für Amplitude, Dauer und Anzahl der Impulse, die die in dem Protokoll vorgesehenen Werte überschreiten kann potenziell zu Zellschäden führen oder sogar zum Zelltod 17. Verstopfte oder zerbrochen Spitzen Mikropipetten können auch erfolgreiche Elektroporation behindern. In vivo Elektroporation im Riechorgan X. laevis ist larvalen Stadien beschränkt, da die Haut von Fröschen postmetamorphotic ist härter und kann nicht einfach mit einer Mikropipette durchstoßen werden. Die in vivo Darstellung von neuronalen Prozesse können durch Streuung der Anregungs- / Emissionslicht in tieferen Bereichen des Gehirns oder durch Blutgefäße verhindert werden. Dieses Problem wird besonders deutlich in höhere Larvenstadien aufgrund einer größeren Gehirn und kann zu verrauschten Signalen macht die eindeutige Identifizierung von feinen axonalen Prozessen schwieriger zu führen. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; Das vorgestellte Protokoll erlaubt die sensorischen Neuronen im intakten olfaktorische System ohne Zerlegung der Tier, die Zellen zu schädigen beim Etikettieren, die Vorbereitung von Gewebeschnitten oder Fixieren des Gewebes nach alternativen Methoden wie nötig, wie die Kennzeichnung in Ganzzell Patch visualisieren -clamp Experimenten 18. Bei der Kombination der Kennzeichnung von wenigen oder einzelnen sensorischen Neuronen mit in vivo Zeitraffer Bildgebung, ist es möglich, die glomeruläre Verbindungen einzelner reifer sensorischen Neuronen über lange Zeitintervalle zu visualisieren. Auf diese Weise ist es auch möglich, die Entwicklung der axonalen Projektionsmuster von unreifen sensorischen Neuronen über mehrere Wochen überwacht. Diese letztere Möglichkeit ist besonders interessant, denn sie ermöglicht die Überwachung der Wachstumsmuster einzelner Axone im lebenden Tier. Dies eröffnet die Möglichkeit, zelluläre und molekulare Mechanismen, die Axon Führung und Wegfindung steuern zu untersuchen. Mehrere Faktoren, darunter Geruchsrezeptor-Expression, verschiedene axon Führung Moleküle und Duftstoff-induzierte / spontanen Aktivität sensorischer Neuronen ist gezeigt worden, um die Zielstellung der sensorischen Nervenbahnen 4,5 regulieren. Die Anwendung des Protokolls ist nicht auf Riechzellen beschränkt, sondern kann auch angewandt, um andere Zelltypen, beispielsweise zu untersuchen., Stamm / Vorläuferzellen der neurogenen Zonen des sich entwickelnden Gehirns oder Mitralklappen Zellen im Riechkolben. Zusätzlich zeigte der Technik kann auch in Kombination mit Calcium-empfindlichen Dextrane verwendet oder eingebracht werden membranpermeabler Calcium Farbstoffe, funktionelle Informationen über die markierten Neuronen und / oder der angeschlossenen Schaltungs 7,19 zu erhalten. Die Verfügbarkeit einer Vielzahl von Fluorophoren Dextrane gekoppelt ermöglicht Kennzeichnung einer Vielzahl einzelner Zellen oder Populationen mit verschiedenen Farben. Auch Plasmid-DNA-Lösung, beispielsweise Codierung für fluoreszierende Proteine, geeignet für die Elektroporation und die versatili weiter zu verbessernty und die Nützlichkeit der Methode 6. Das Protokoll kann weiter verbessert werden, damit die kombinierten Elektroporation von DNA und Dextrane oder geladenen Morpholino Genexpression 13,17 zu manipulieren. Das beschriebene Verfahren stellt sicherlich ein neues Tool, das komplexe und immer noch nicht vollständig verstanden Prozesse, die axonalen Führung in der Wirbeltier-Geruchssystem regulieren zu untersuchen.

Der lebenslange Umsatz sensorischer Neuronen unterscheidet das olfaktorische System von vielen anderen sensorischen und neuronalen Systemen1,2. Neu gebildete sensorische Neuronen werden kontinuierlich im basalen Teil des Riechepithels3 gebildet und verlängern ihre Axone in den Riechkolben, die erste Relaisstation des Riechsystems4. Die zellulären und molekularen Mechanismen, die die Bildung und Aufrechterhaltung der olfaktorischen Karte steuern, sind jedoch noch lange nicht vollständig verstanden4,5.
Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Markierung sensorischer Neuronen des Riechorgans der Larve X. laevis durch in vivo Elektroporation von Fluorophor-gekoppelten Dextranen. Das vorgestellte Protokoll ermöglicht die Visualisierung der axonalen Morphologie und Konnektivität, die Verfolgung der axonalen Entwicklung im Laufe der Zeit und die Untersuchung von Mechanismen, die die axonale Verdrahtung und Führung regulieren.
Elektroporation ist eine gut etablierte Methode, um geladene Makromoleküle, wie Dextran-gekoppelte Farbstoffe und DNA, in Zellen einzuführen6,7. Die Zellmembran wird durch Anlegen von Kurzspannungspulsen permeabilisiert und die Moleküle werden elektrophoretisch in das Zytosol8 abgegeben. Die räumlich eingeschränkte Elektroporation mit einer Mikropipette ermöglicht die selektive Markierung von Zellen einschließlich Neuronen und wurde in verschiedenen neuronalen Systemen einschließlich des visuellen Systems von X. laevis9,10 angewendet.
Wir zeigen, wie die elektroporierten Tiere verwendet werden können, um axonale Wachstumsmuster und Morphologie in lebenden Tieren mit konfokalem Laserscanning oder Multiphotonenmikroskopie zu untersuchen. Das beschriebene Verfahren ermöglicht die Identifizierung der groben Topologie axonaler Projektionen sensorischer Neuronen des Haupt- und akzessorischen olfaktorischen Systems11,12. Mit Hilfe der In-vivo-Zeitrafferbildgebung eignet es sich auch zur Überwachung der glomerulären Verbindungen einzelner reifer sensorischer Neuronen und zur Überwachung der Evolution der axonalen Projektionsmuster unreifer sensorischer Neuronen12. Das beschriebene Protokoll kann angewendet werden, um die Struktur und Bildung von olfaktorischen Schaltkreisen im intakten Tier zu untersuchen und kann an andere Zelltypen innerhalb des olfaktorischen und anderen neuronalen Systems angepasst werden.

<table><tbody><tr><td>SZX16</td><td>Olympus</td><td></td><td>Stereomikroskop mit fluoreszierender Beleuchtung</td></tr><tr><td>Axon Axoporator 800A</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td>Einzelzell-Elektroporator</td></tr><tr><td>ELP-01D</td><td>npi elektronischer</td><td></td><td>Elektroporator</td></tr><tr><td>MMJ</td><td>M&auml; rzh&auml; Benutzer Wetzlar</td><td></td><td>Manueller Mikromanipulator</td></tr><tr><td>P-1000</td><td>Sutter</td><td></td><td>Horizontaler Mikropipettenabzieher</td></tr><tr><td>G150F-4</td><td>Warner Instruments</td><td></td><td>Glaskapillaren für die Herstellung von Elektroporationspipetten; internes Filament erleichtert das Verfüllen</td></tr><tr><td>Alexa 488-dextran 10 kD</td><td>Life Technologies</td><td>D22910</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 546-dextran 10 kD</td><td>Life Technologies</td><td>D22911</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 568-dextran 10 kD</td><td>Life Technologies</td><td>D22912</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 594-dextran 10 kD</td><td>Life Technologies</td><td>D22913</td><td></td></tr><tr><td>TMR-dextran 3 kD (micro-Ruby)</td><td>Life Technologies</td><td>D7162</td><td></td></tr><tr><td>Microloader-Pipettenspitzen</td><td>Eppendorf</td><td>930001007</td><td></td></tr><tr><td>Tricain (Ethyl-3-aminobenzoat-Methansulfonat)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E10521</td><td>Anästhetikum; Handschuhe verwenden</td></tr><tr><td>A1-MP</td><td>Nikon</td><td></td><td>Multiphotonenmikroskop</td></tr><tr><td>LSM 780</td><td>Zeiss</td><td></td><td>Konfokalmikroskop</td></tr><tr><td>Imaris</td><td>Bitplane</td><td></td><td>Alternative Software für neuronales Tracing</td></tr></tbody></table>

das olfaktorische system als modell zur axonal wachstumsmuster und morphologie studieren in vivo

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

Das olfaktorische System hat die ungewöhnliche Fähigkeit, während der gesamten Lebensdauer eines Organismus neue Neuronen zu erzeugen. Olfaktorische Stammzellen im basalen Teil des Riechepithels lassen kontinuierlich neue sensorische Neuronen entstehen, die ihre Axone in den Riechkolben verlängern, wo sie vor der Herausforderung stehen, sich in bestehende Schaltkreise zu integrieren. Aufgrund dieser besonderen Eigenschaft stellt das olfaktorische System eine einzigartige Möglichkeit dar, die axonale Verdrahtung und Führung zu überwachen und die Synapsenbildung zu untersuchen. In dieser Arbeit beschreiben wir ein Verfahren zur in vivo Markierung von sensorischen Neuronen und der anschließenden Visualisierung von Axonen im olfaktorischen System von Larven der Amphibie Xenopus laevis. Um sensorische Neuronen im Riechorgan zu färben, wenden wir die Elektroporationstechnik an. Die In-vivo-Elektroporation ist eine etablierte Technik, um Fluorophor-gekoppelte Dextrane oder andere Makromoleküle in lebende Zellen zu bringen. Gefärbte sensorische Neuronen und ihre axonalen Fortsätze können dann im lebenden Tier entweder mit konfokalem Laserscanning oder Multiphotonenmikroskopie überwacht werden. Durch die Reduzierung der Anzahl der markierten Zellen auf wenige oder einzelne Zellen pro Tier können einzelne Axone in den Riechkolben verfolgt und ihre morphologischen Veränderungen über Wochen hinweg überwacht werden, indem eine Reihe von In-vivo-Zeitraffer-Bildgebungsexperimenten durchgeführt wird. Während das beschriebene Protokoll ein Beispiel für die Markierung und Überwachung olfaktorischer sensorischer Neuronen ist, kann es auch auf andere Zelltypen innerhalb des olfaktorischen und anderen Systems übertragen werden.

Das beschriebene Protokoll kann erfolgreich für die Elektroporation und die in vivo Darstellung von axonalen Prozessen der sensorischen Neuronen des olfaktorischen Systems von betäubten X. angewendet laevis, mittels konfokaler Laser-Scanning oder Multiphotonen-Mikroskopie (Abbildung 1). Elektroporation ermöglicht Fluorophor-gekoppelten Dextranen zu betreten und schnell innerhalb der Zellen des Riechorgan zu verbreiten. Es ist hilfreich, Fluoreszenzbeleuchtung gelten für erfolgreiche Kennzeichnung nach dem Auslösen der Spannungsimpulse zu überprüfen. Je nach den Parametern der Elektroporation, z. B., Pipettenwiderstand, Gruppen von Zellen (2A, B) oder einzelne Zellen (2C) des Riechorgan markiert sind. Axone markierten sensorischen Neuronen in den Riechnerv (2D) visualisiert und axonalen Prozesse können auch in den Riechkolben der Regel 24 Stunden nach Elektroporation erfolgreiche beobachtet werden,(Abbildung 3). Elektroporation von Gruppen von sensorischen Neuronen ermöglicht die Visualisierung der Grobverdrahtungsmuster im Riechkolben (3A). Einzelzelle Elektroporation kann angewendet werden, um einzelne axonalen Projektionsmuster, axonale Verzweigungen und Anbindung an Glomeruli im Riechkolben (3C-E) zu untersuchen. Transparent Albino Kaulquappen von X. laevis Erlaubnis in vivo konfokalen oder Multiphotonen-Imaging von markierten sensorischen Neuronen im intakten Gehirn von anästhesiert Kaulquappe. Die Entwicklung der axonalen Wachstumsmuster kann über mehrere Tage / Wochen verfolgt werden durch in vivo Visualisierung der gleichen markierten sensorischen Neuronen (Abbildung 4) wiederholt. Je nach Laufzeit der sensorischen Neuronen im Zeitpunkt der Elektroporation das Axon Muster im Riechkolben kann erheblich variieren. Ältere Neuronen bereits aufwendige axonalen Verzweigungen, die Büschel verfügen besitzened Bereichen verbunden Glomeruli. Die axonalen Wachstumsmuster von reifen Neuronen ist ziemlich stabil, aber Dehnung von Axon Niederlassungen und Verfeinerungen der glomerulären Büschel beobachtbar sind (4A-E). Sensorischen Neuronen in vivo für längere Zeiträume zu beobachten, z. B., mehr als drei Wochen (4F-I). Andererseits sind die Axone von unreifen Neuronen noch im Prozess des anfänglichen Wachstums nicht getuftet Verzweigungen besitzen und noch nicht ihre endgültige glomerulären Ziele verbunden. Das experimentelle Protokoll ermöglicht die Verfolgung der Entwicklung dieser Neuronen während der Reifung, zB., Axon Dehnung, Gabelungen und Etablierung von Tufting Verzweigungen (4J-L). Weitere Beispiele siehe auch Hassenklöver und Manzini 12. <img alt="Figur 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig1highres.jpg" width="500"> Abbildung 1. Schematische Darstellung des experimentellen Protokolls. (A) sensorischen Neuronen im Haupt Riechepithel (MOE) oder Vomeronasalorgan (VNO) der Riechorgan von betäubten X. laevis-Larven werden durch Elektroporation unter Verwendung einer Glaspipette mit fluoreszierenden Dextran-Lösung gefüllt markiert. Die Axone der markierten Neuronen durch den Riechnerv (ON) folgen und schließlich den Riechkolben (OB) zu erreichen. (B) Die Kaulquappe anästhesiert und die markierten Neuronen werden wiederholt unter Verwendung eines konfokalen Mikroskops oder Multi in bestimmten Zeitabständen untersucht. (C) Das inkrementelle Entwicklung der axonalen Wachstumsmuster der markierten Zellen können über Zeiträume von Tagen bis Wochen folgen. <img alt="Figur 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig2highres.jpg" width="500"> Abbildung 2. Electroporation der sensorischen Neuronen im Riechorgan. (A) Die Elektroporation mit niedrigem Widerstand Pipetten führt zu Kennzeichnung von mehreren Zellen im Riechorgan. In diesem repräsentativen Beispiel mehrere olfaktorische Rezeptorneuronen (ORN, gefüllt Pfeilspitzen) und zwei säulenförmigen Stützzellen (VZ, Sternchen) wurden gefärbt. Gestrichelte Linien grenzen die Grenzen des olfaktorischen Epithels (OE). (B) Verfeinerung der Elektroporation Parameter, z. B. Erhöhung der Pipettenwiderstand, schränkt die Anzahl der markierten Zellen. In diesem Beispiel wurden eine einzelne sensorischen Neuronen (gefüllte Pfeilköpfe) und einem benachbarten tragenden Zelle (Sternchen) nach der Elektroporation gefärbt. Beachten Sie die einzelnes Axon Verlassen des olfaktorischen Epithels (offene Pfeilspitzen). (C) Erfolgreiche Einzelzelle Elektroporation führt zu exklusiven Kennzeichnung eines einzelnen sensorischen Neuronen (gefüllte Pfeilspitze) und seine angeschlossenen Axon (offene Pfeilspitzen) im Riechepithel. <img alt="Figur 3" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig3highres.jpg" width="400"> Abbildung 3. Visualisierung Riech Axon Projektionen im geschnitten Riechkolben. (A) Die grobe Topologie axonalen Projektionen der sensorischen Neuronen im Riechkolben kann mit geringeren Widerstand Elektroporation Pipetten visualisiert werden. Ein Riechkolben Hemisphäre und die damit verbundenen Geruchsnerv (ON) sind dargestellt. Vier Dextrane auf unterschiedliche Fluorophore gekoppelt wurden an vier entfernten Orten des Riechorgan elektroporiert: lateral (grün), Mittelstufe (gelb), medial MOE (rot) und VNO (orange). Dies ermöglicht die Visualisierung der akzessorischen olfaktorischen Bulbus (AOB) und die drei Projektionsfelder des Hauptriechkolben (MOB). <strong verschiedene axonalen wachstumsmuster einzelner riechzellen auf die struktur des riechkolbens dargestellt werden kombiniert dreidimensionale rekonstruktionen von mehreren einzelzellf aus verschiedenen larvenproben abgeleitet.>(CE) Beispiele für Einzel olfaktorischen Axone in den Riechkolben ragt und Bilden Tufting Verzweigungen / Synapsen im kugelförmigen Glomeruli (gefüllte Pfeilspitzen). Beachten Sie, dass in X. laevis olfaktorischen Axone gabeln regelmäßig (offene Pfeilspitzen) vor dem Anschluss an ein, zwei oder mehrere Glomeruli (gefüllte Pfeilspitzen, siehe auch Hassenklöver und Manzini 12). <img alt="Figur 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig4highres.jpg" width="500"> Abbildung 4. In vivo Zeitraffer-Bildgebung einzelner Riechnervenbahnen. (AE)Nach erfolgreicher Einzelzelle Elektroporation der markierte Axon kann wiederholt im Riechkolben (OB) visualisiert werden. Dieses Beispiel zeigt einen einzelnen Axon, für eine Woche untersucht wurde. Die Gesamt Morphologie nicht wesentlich ändern und zwei Hauptverzweigungspunkte identifiziert werden können (offene Pfeilspitzen). Beachten Sie, dass über den Zeitverlauf, einer glomerulären Büschel erfährt kontinuierliche Reduktion (gefüllte Pfeilspitze), während die beiden anderen glomerulären Büschel stabil bleiben (Sternchen). (FI) Diese repräsentative Beispiel zeigt die Lebensfähigkeit von Langzeitbeobachtungen, wie diese spezifische Axon wurde untersucht länger als drei Wochen. Keine offensichtliche Änderung der Wachstumsmuster detektiert werden kann. (JL) Ein Beispiel eines unreifen sensorischen Axonen in den Wachstumsprozess dargestellt. Es ist noch nicht angeschlossen, um Glomeruli und charakteristische glomerulären Büschel fehlen. Nach 5 Tagen die axonalen Verzweigungen verlängert sind, gegabelt das Axon mehrfach und feine Verzweigungen sindetabliert.

Wir beschreiben ein Protokoll für die in vivo-Markierung von olfaktorischen sensorischen Neuronen durch Elektroporation und anschließende konfokale Laser-Scanning- oder Multiphotonenmikroskopie, um die neuronale Morphologie und ihre Entwicklung im Laufe der Zeit zu visualisieren.

Das olfaktorische System als Modell zur Axonal Wachstumsmuster und Morphologie Studieren In Vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, olfaktorische sensorische Neuronen in vivo zu markieren, um die axonale Morphologie und Entwicklung sichtbar zu machen. Dies wird erreicht, indem zunächst Fluor-Vier-gekoppeltes Dextran in einzelne olfaktorische sensorische Neuronen poriert wird. Der zweite Schritt besteht darin, 24 Stunden zu warten, damit sich der Farbstoff in den axonalen Fortsätzen der sensorischen Neuronen ausbreiten kann.Als nächstes wird eine Kaulquappe anästhesiert und ein dreidimensionaler Bildstapel des Riechkolbens mittels Multiphotonenmikroskopie aufgenommen. Der letzte Schritt besteht darin, das markierte Neuron im selben Tier nach bestimmten Zeitintervallen wiederholt zu untersuchen. Letztendlich ermöglicht die Rekonstruktion der zellulären Morphologie die Visualisierung von Veränderungen in der axonalen Morphologie.Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen der Neurowissenschaften zu beantworten, z. B. wie Axone in Richtung der Zielregionen im Vorderhirn wachsen und wie Synapsen gebildet werden. Vor dem Experiment. Stellen Sie sicher, dass der Elektroporationsaufbau aus einem Stereomikroskop mit großem Arbeitsabstand besteht und mit einer Fluoreszenzbeleuchtung und Filtersets für den Farbstoff ausgestattet ist.Für die Elektroporation wird entweder eine dedizierte Einzelzellen-Elektroporation oder ein generischer Rechteckimpulsgenerator verwendet, der an ein Oszilloskop angeschlossen ist. Verbinden Sie die Elektroporationsausgänge mit einem Pipettenhalter und einer Badelektrode. Stellen Sie sicher, dass sowohl der Pipettenhalter als auch die Badelektrode Silberdrähte enthalten, die mit einer dünnen Schicht Silberchlorid beschichtet sind.Montieren Sie anschließend den Pipettenhalter auf einen Mikromanipulator, um eine präzise Positionierung zu ermöglichen. Stellen Sie danach die Mikropipetten für die Elektroporation mit Bo-Silikatglaskapillaren mit einem internen Filament her. Stellen Sie die Parameter der polaren Mikropipette ein, um eine Mikropipette mit längerem Schaft und kleinerer Spitzenöffnung mit hohem Pipettenwiderstand für die Einzelzell-Elektroporation herzustellen.Messen Sie dann den Pipettenwiderstand direkt mit der speziellen elektroporierten Einzelzelle. Bei diesem Verfahren löst man vierfach gekoppeltes Fluordextran im Froschring in einer Konzentration von drei Millimolaren. Teilen Sie diese Stammlösung in kleine Aliquote und bewahren Sie das Aliquote für die zukünftige Verwendung im Gefrierschrank auf.Füllen Sie anschließend die Mikropipette mit ein bis fünf Mikrolitern Dextranlösung auf. Schnippen Sie vorsichtig mit der Mikropipette, um Restluftblasen von der Pipettenspitze zu entfernen. Montieren Sie dann die Mikropipette in den Pipettenhalter.Stellen Sie sicher, dass der Silberdraht in der Pipette mit der Farbstofflösung in Kontakt kommt. Legen Sie nun ein kleines Stück Taschentuch in eine Petrischale und bedecken Sie es mit einer kleinen Menge Wasser mit 0,02% Trica. Als nächstes betäuben Sie eine prämetamorphe Kaulquappe in dem Wasser, das 0,02% trica enthält.Bestätigen Sie die richtige Anästhesie, indem Sie es berühren und sicherstellen, dass es nicht ansprechbar ist. Übertragen Sie dann die Kaulquappe vorsichtig in die mit Gewebe bedeckte Petrischale. Stellen Sie sicher, dass die Elektrode mit dem feuchten Gewebe in Kontakt kommt, und positionieren Sie die Mikropipettenspitze mit einem Mikromanipulator nahe am Riechorgan der Kaulquappe.Dringen Sie danach in die Haut ein, die das Riechorgan bedeckt. Schieben Sie die Spitze mit der Pipettenspitze vorsichtig in die zentral gelegene sensorische Neuronenschicht des Hauptriechepithels oder MRO-Nasenepithels vor. Lösen Sie nun die positiven Rechteckspannungsimpulse aus, um den Farbstoff in die sensorischen Neuronen zu übertragen, indem Sie einen einzelnen Spannungspol oder mehrere Impulsfolgen anlegen.Visualisieren Sie dann die erfolgreiche Farbstoffextrusion und Elektroporation mit einem Fluoreszenz-Stereomikroskop. Der Farbstoff verteilt sich nach einer erfolgreichen Elektroporation schnell im Zellkörper und in den Dendriten. Nachdem Sie die Verfahren für das zweite Riechorgan der Kaulquappe wiederholt haben, geben Sie die Kaulquappe zur Erholung in ein mit frischem Wasser gefülltes Becherglas und lassen Sie den elektroporierten Farbstoff sich auf die sensorischen Neuronen und den Riechkolben ausbreiten.Mindestens 24 Stunden nach der Elektroporation die Kaulquappe in dem Wasser betäuben, das 0,02 % Trica enthält. Bringen Sie dann die Kaulquappe vorsichtig in eine Bildgebungskammer. Schneide ein kleines Rechteck aus einem Streifen Param aus.Bedecken Sie dann die Kaulquappe mit dem Param, wobei Sie das vordere Schwanz-Cephalon durch das ausgeschnittene Fenster lassen. Befestigen Sie den Param mit Nadeln an der Schale, ohne die Kaulquappe zu verletzen, und stellen Sie sicher, dass die Kaulquappe in ausreichend Wasser mit 0,02 % Trica getaucht ist. Montieren Sie die Bildgebungskammer anschließend auf dem Tisch eines aufrechten Multiphotonenmikroskops oder eines konfokalen Mikroskops.Nehmen Sie einen dreidimensionalen Stapel von Bildern des Riechkolbens auf und stellen Sie sicher, dass das Bildgebungsverfahren 10 bis 15 Minuten nicht überschreitet. Stellen Sie die Kaulquappe danach in einem separaten Tank wieder in normales Wasser und verhindern Sie, dass sie Lichteinwirkung erhält. In diesem Bild wurden vier Deckstränge, die an verschiedene Fluoro-Vierer gekoppelt waren, an vier entfernten Stellen des Riechorgans elektroporiert, lateral durch grün, intermediär durch gelb medial mit rot und das Nasenorgan des Vomers mit orange gekennzeichnet.Dies ermöglicht die Visualisierung des akzessorischen Riechkolbens und der drei Hauptprojektionsfelder des Haupt-Riechkolbens. Dieses Bild zeigt dreidimensionale Rekonstruktionen verschiedener axonaler Wachstumsmuster einzelner olfaktorischer sensorischer Neuronen, die die Struktur des Riechkolbens überlagern, und hier ist ein Beispiel für ein einzelnes olfaktorisches sensorisches Neuron-Axon, das in den Riechkolben projiziert und eine büschelförmige Arborisation im sphärischen Glomerular bildet. Wie hier in Opus Levu zu sehen, gabeln sich diese Axone regelmäßig, bevor sie sich mit einem, zwei oder mehreren GMER verbinden.Dies ist ein repräsentatives Beispiel für ein einzelnes olfaktorisches sensorisches Neuron, das wiederholt durch in vivo Zeitraffer-Bildgebung untersucht wurde und kontinuierliche Veränderungen in der axonalen Morphologie zeigt. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man olfaktorische sensorische Neuronen durch Elektroporation markiert und wie man ihre Entwicklung mit Hilfe der In-vivo-Zeitrafferbildgebung überwacht.

the-olfactory-system-as-model-to-study-axonal-growth-patterns

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Quelle: Portela-Lomba, M., et. al. Kokultur von axotomisierten retinalen Ganglienneuronen der Ratte mit olfaktorischer Enclosing-Glia, als In-vitro-Modell der axonalen Regeneration bei Erwachsenen. J. Vis. exp. (2020). Dieses Video zeigt die Bildgebung und Quantifizierung der axonalen Regeneration in axotomisierten retinalen Ganglienneuronen (RGNs) der Ratte, die mit immortalisierten menschlichen olfaktorischen Gliazellen kokultiviert wurden. RGNs sind immunmarkiert, mit roten Somas und grünen...

Bildgebung und Quantifizierung der axonalen Regeneration in axotomisierten retinalen Ganglienneuronen von Ratten

Hier beschreiben wir eine Schwann-Zellen (SC) Migration Assay, in dem SCs sind in der Lage zu entwickeln entlang erstreckt Axone.

Analyse Murine Schwann Zell Entwicklung entlang wachsenden Axone

Zwei-Photonen-Imaging, Laser Nanodissektions gekoppelt ist, sind nützliche Tools, degenerativen und regenerativen Prozessen im zentralen Nervensystem mit subzellulärer Auflösung zu studieren. Dieses Protokoll zeigt, wie beschriften, Bild-und sezieren einzigen Kletterfasern in der Kleinhirnrinde in vivo.

Laser-Nanochirurgie der Kleinhirn-Axone<em&gt; In Vivo</em

Olfaktorische sensorische Neuronen exprimieren eine Vielzahl von Axon-sortierenden Molekülen, um eine korrekte neuronale Schaltung zu etablieren. Dieses Protokoll beschreibt eine immunhistochemische Färbemethode, um kombinatorische Ausdrücke von Axon-sortierenden Molekülen an den Axon-Termini von olfaktorischen sensorischen Neuronen zu visualisieren.

Quadruple Immunfärbung der olfaktorischen Glühbirne zur Visualisierung von olfaktorischen sensorischen Axon Molecular Identity Codes

Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Visualisierung von Motoneuron-Projektion und Axon Arborization in transgenen Hb9::GFP -Maus-Embryonen. Nach Immunostaining für Motoneuronen verwendeten wir Fluoreszenz lichtblattmikroskopie Bild Embryonen für anschließende Quantitative Analyse. Dieses Protokoll gilt für andere Neuron Navigation Prozesse in das zentrale Nervensystem.

Visualisierung von motorischen Axon Navigation und Quantifizierung der Axon Arborization In Mausembryonen mit Fluoreszenz-Lichtblattmikroskopie

Xenopus Kaulquappen bieten eine einzigartige Plattform, um die Funktion des Nervensystems in vivo zu untersuchen. Wir beschreiben Methoden zur Bewertung der Verarbeitung der Geruchsinformation im Wohnzimmer Xenopus Larven unter Normalbedingungen Aufzucht oder nach Verletzungen.

Funktionsauswertung olfaktorische Wege im Leben Xenopus Kaulquappen

Ein ex vivo Slice-Assay ermöglicht es, das okulomotorische Nervenwachstum in Echtzeit abzubilden. Die Scheiben werden durch Einbetten von E10.5 Isl MN:GFP-Embryonen in Agarose erzeugt, auf einem Vibram geschnitten und in einem Bühnen-Top-Inkubator wachsen. Die Rolle der Axon-Beratungswege wird durch Dieminadien zu den Kulturmedien bewertet.

Ex Vivo Okulomotor Slice Culture von embryonalen GFP-ausdrückenden Mäusen für Time-Lapse Imaging of Oculomotor Nerve Outgrowth

Wir präsentieren ein In-vitro-Modell zur Beurteilung der olfaktorischen Ensheathing Glia (OEG) neuroregenerativen Kapazität, nach neuronalen Verletzungen. Es basiert auf einer Kokultur von axotomisierten adulten retinalen Ganglion neuronen (RGN) auf OEG-Monolayer und anschließende Studie der axonalen Regeneration, durch die Analyse von RGN axonalen und somatodendritischen Markern.

Cokultur von Axotomized Rat Retinal Ganglion Neurons mit olfactory Ensheathing Glia, als In-Vitro-Modell der erwachsenen axonalen Regeneration

Dieses Protokoll beschreibt das Dissektionsverfahren, den Kulturzustand und die Live-Bildgebung eines Antennen-Hirn-Explantationssystems zur Untersuchung der olfaktorischen Schaltkreisanordnung.

Ein Explantationssystem für Zeitraffer-Bildgebungsstudien der olfaktorischen Schaltkreismontage bei Drosophila

Dieses Protokoll demonstriert eine einfache und robuste Methode zur Untersuchung des In-situ-Axonwachstums und der Wachstumskegeldynamik. Es beschreibt, wie ex vivo physiologisch relevante akute Hirnschnitte hergestellt werden können und stellt eine benutzerfreundliche Analysepipeline zur Verfügung.

In situ Visualisierung des Axonwachstums und der Wachstumskegeldynamik in akuten ex vivo embryonalen Hirnschnittkulturen

Wir beschreiben hier Methoden zur Induktion und Analyse des olfaktorischen erfahrungsabhängigen Umbaus von synaptischen Glomeruli des Antennenlappens im juvenilen Gehirn von Drosophila .

Erfahrungsabhängiger Umbau der synaptischen Konnektivität von olfaktorischen sensorischen Neuronen im juvenilen Gehirn in einer kritischen Phase im frühen Leben

Erfahren Sie die Markierung olfaktorischer sensorischer Neuronen mittels Elektroporation zur Visualisierung axonaler Morphologie und Entwicklung in vivo. Diese Methode ermöglicht Zeitrafferbildgebung zur Untersuchung neuronaler Wachstumsmuster.

Das olfaktorische System als Modell zur Axonal Wachstumsmuster und Morphologie Studieren In Vivo

Weitere Videos entdecken