Name: Atomic Force Microscopy von Red-Light Photorezeptoren Mit Peakforce Quantitative Nanomechanische Eigenschaftenzuordnung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 13 s
Description: Lernen Sie die hochauflösende Bildgebung von Protein-Photorezeptoren mittels Atomic Force Microscopy mit PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung intakter Proteindimere auf Glimmeroberflächen in biologisch relevanten Umgebungen.

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Die NSF-MRT-Programm (CHE: 1229103) ist für die Finanzierung des Kaufs von neuen Steuerelektronik, Software, Flüssigkeitszellen und andere Geräte benötigt, um eine Dual-AFM / STM zusammen anerkannt. Wir erkennen die gemeinsamen Einrichtungen an der Universität von Chicago NSF-MRSEC Programm (DMR-0820054) für die Unterstützung bei AFM Instrumentierung, Ausbildung und Bildgebung, und für Systemzeit von der Materialforschung Einrichtungen Network (DMR-0820054) zur Verfügung gestellt. Wir danken besonders Dr. Qiti Guo, Dr. Justin Jureller, und Prof. Ka Yee Lee für vor die Finanzierung des NSF-MRT Vorschlag, dass die notwendige Messtechnik, um unsere Campus gebracht begrüßen unsere Studenten. Wir erkennen die Finanzierung aus einem Titel III STEM Grant (ID: P031C110157) Northeastern Illinois University verliehen, die Forschungsstipendien Sommer für Studierende und Lehr sowie Unterstützung für Verbrauchsmaterialien zur Verfügung gestellt. Schließlich erkennen wir Bruker-Nano, Inc. für die weitere instrumentale Unterstützung und für die Erlaubnis, reproduce ein Diagramm, das den Mechanismus der Peakforce QNM und das Wort ScanAsyst verwenden, um die automatische Software zu beschreiben.

1. Computer und Mikroskop Set Up <ol><li> Öffnen Sie das Ventil der N 2-Zylinder, und stellen Sie die Regler, um sicherzustellen, dass die Lufttisch schwimmt und Niveau. </li><li> Schalten Sie den Computer, Controller und Faseroptik-Licht in dieser Reihenfolge. </li><li> Stellen Sie den Scanner an AFM / LFM-Modus und in der Mitte der Kamera über der AFM Kopf. </li><li> Offene Software. Wählen Experiment Kategorie &quot;Nanomechanische Eigenschaften&quot;, &quot;Quantitative Nano Mapping&quot; unter Experiment-Gruppe und &quot;Peakforce QNM in Fluid&quot; unter Experiment. Klicken Sie auf Laden Experiment und dann einrichten. </li><li> Fokussieren Sie die Kamera mit dem Ziel, den Z Oberfläche der Bühne zu sehen. Verwendung des groben oben / unten bewegen Piezos die Bühne etwa 1 mm unter der Oberfläche des AFM Kopföffnung. </li></ol> 2. Herstellung von Glimmer-Oberfläche <ol><li> Drücken eines Aufklebers auf das Gesicht eines sauberen Probenträgerplatte (15 mm Durchmesser, 0,8 mm dick). Schieben Sie einen Glimmer V-4Grade Platte (25 x 25 x 26 mm) auf die Klebe bis fest angeschlossen ist. </li><li> Reiben ein Stück Tesafilm auf das Glimmer gewährleisten sie vollständig ohne Luftblasen eingehalten werden. Ziehen Sie das Band vor der Glimmer von einer Seite zur gleichmäßig spalten. Bei Bedarf wiederholen, um sicherzustellen, der Glimmer ist flach. </li><li> Fassen Sie die Stützscheibe, sauber Glimmer Seite nach oben, mit einem Paar von Kreis Pinzette (Plattengreifer) und legen Sie den Scanner ein. Der Glimmer sollte unter dem Niveau des AFM Kopföffnung sein. </li></ol> 3. Flüssigkeitszelle Versammlung und Imaging von Glimmeroberfläche <ol><li> Spülen der Fluidzelle, O-Ring, Spritzenadapter, Schlauch-Adapter, und die Ausstoßschlauch in 100% Ethanol. Spülen Sie die Flüssigkeitszelle in DI-Wasser. Lassen Sie alle Teile Luft vollständig trocknen. </li><li> Schieben Sie den Schlauchadapter in den Anschluss auf der sauberen Flüssigkeitszelle. O-Ring drücken Sie vorsichtig in die Mitte der Vertiefung Fluidzelle mit Flachkopf Pinzette. </li><li> Drücken Sie die Feder leicht auf die Sonde Halteclip und drehen Sie es weg von der Groove für den Tipp. </li><li> Fassen Sie die Sonde am langen Ende von der Spitze mit Flachkopf Pinzette. Die Sonde in die Nut mit der Spitze zur Mitte der Zelle. Schieben Sie den Frühling in und stellen Sie die Halteklammer über die Sonde, um sie (Abbildung 1B) zu sichern. </li><li> Überprüfen Sie die Klemme an der AFM, um sicherzustellen, es ist vollständig eingefahren (Abbildung 1c). </li><li> Legen Sie die Flüssigkeitszelle, O-Ring und die Sonde nach unten, oben auf dem Glimmer Probe. Lassen Sie die Flüssigkeit Zelle, um auf die Bolzen des AFM Ruhe. Senken Sie die Klammer zur Stabilisierung der Zellflüssigkeit auf der Bühne. Drücken Sie die Down-Schalter auf dem Mikroskop, bis eine visuelle Inspektion zeigt die O-Ring fest zwischen der Trägerscheibe und der Fluidzelle zusammengedrückt. </li><li> Während Sie den Monitor, konzentrieren sich die Grobtrieb, um die Spitze der Fluidzelle auf dem Bildschirm sichtbar zu machen. </li><li> Bewegen Sie den Mikroskop, bis es ein klares Bild von der Spitze über die X / Y-Stellknöpfe und die Z-Ziel. Die Spitze wird AppOhr wie eine metallische, goldene Dreieck. Bewegen der Spitze näher an die Probenoberfläche unter Verwendung der unten piezoHebel am Mikroskop. Konzentrieren Sie sich auf die Reflexion der Spitze. Verfolgen Sie die aktuellen Freischwinger in Beziehung zu seinen Überlegungen. In diesem Stadium sollten sie aneinander ausgerichtet werden, jedoch nicht vollständig überlappen. </li><li> Befestigen Sie den Spritzenadapter in eine sterile 1 ml Spritze. Ein Ende des Ausstoßschlauch mit dem Spritzenadapter und das andere Ende des Schlauchs in den Behälter der Pufferlösung. Ziehen Sie die Kolben der Spritze. </li><li> Befestigen Sie den Schlauch an den Schlauchadapter an der Fluidzelle. Drücken Sie den Kolben, bis die Flüssigkeit die mittlere Kammer vollständig ausfüllt. Prüfen Sie die Zelle, um sicherzustellen, dass sich keine Luftblasen. Überprüfen, um zu sehen, gibt es keine Flüssigkeit auslaufen aus der Fluidzelle auf das Mikroskop. Legen Sie die Spritze auf einem festen Träger angehoben. </li><li> Verwenden Sie die Kamera-Feed und die X / Y-Knöpfe Übersetzung, um den Laser auf dem Bildschirm (ein diffuser roter Punkt) zu lokalisieren. Mit dem Laser movement Bedienknöpfe, bewegen Sie den Laser auf die Spitze. </li><li> Feineinstellung der Laser und Spiegel kontrolliert, bis das Summensignal auf dem Mikroskop angezeigt wird maximiert (Wert = 4 - 6). </li><li> Stellen Sie den Winkel des Quadranten-Diode mit den Knöpfen an der linken hinteren Seite und der linken oberen Seite der Scankopf an die vertikalen und horizontalen Auslenkungen am Mikroskop so nahe wie möglich bei Null (± 0,1) angezeigt senken. </li><li> In der Software, wählen Akquisitionsmöglichkeiten. Auf ein Minimum, wählen Höhe (Spur und Rück), Spitzenkraft Fehler und Deformation. Die anderen Optionen sind benutzerabhängig und kann auf der Grundlage der von der Experimentator gewünschten spezifischen Informationen angepasst werden. </li><li> Wählen Sie &quot;Linie&quot; für RT Flugzeug Fit in jedem Aufnahmefenster. Wählen Sie &quot;None&quot; für die OT Flugzeug Fit in den hohen Fenstern. Stellen Sie die X und Y-Offset und Scanwinkel auf Null, wenn nicht bereits geschehen. </li><li> Stellen Sie die Abtastrate auf 1 Hz, der Probe pro Zeile bis 256, die ScanAsyst Selbststeuerungeinzelne, und ScanAsyst Auto Z Grenze ab. Ändere die Z Grenze bis 500 nm aufweist. Stellen Sie Scangröße bis 1 um. </li><li> Klicken einrasten. An diesem Punkt ist die Spitze der Oberfläche nähert. Während die Spitze nähern, beobachten Z Piezo Spannungsänderung in der unteren linken Ecke des Bildschirms. Wenn die Spitze außerhalb des Bereichs liegt, ziehen Sie die Spitze und Re-Ansatz. Wenn dies nicht erfolgreich ist, muss die Spitze, um einen erfolgreichen Ansatz umgestellt werden. Sobald die Spitze eingeschaltet ist, werden die Linien beginnen, sich auf jede der Erwerb Fenster, die ein Bild zu komponieren erscheint. </li><li> Nehmen Sie Bilder von Glimmer mit 1 x 1 um und vergrößern sich langsam, um zu gewährleisten, dass die Glimmeroberfläche eben und sauber ist. Klicken Sie auf die kontinuierliche Aufnahme das Speichern von Bildern, wie sie erscheinen. Vergrößern und bewegen sich um die Oberfläche nach Wunsch. </li></ol> 4. Proteinablagerung und Herstellung der Probe für Imaging <ol><li> Erhalten gereinigtes Protein Probe 38 und auf Eis zu halten. Wenn in einem Gefrierschrank gelagert, aufgetaut Probe aufEis für 5 min. </li><li> Verdünnen das Protein zu 0,0010 mg / ml unter Verwendung von Kühl Bildgebung Pufferlösung. Die Abbildungspuffer verwendet hier 15 mM Tris-HCl (pH = 8,0), 150 mM NaCl und 15 mM MgCl 2. </li><li> Füllen Sie ein 4-Kammer (100 x 15 mm) Petrischale mit Kühl Bildgebung Pufferlösung. Füllen Sie jede Kammer mit mindestens 5 ml Lösung. Vorsichtig mischen die verdünnte Proteinlösung mit der Spitze auf Mikropipette befestigt. </li><li> Anwenden 200 ul der verdünnten Proteinlösung auf der Oberfläche von Glimmer bereits vorbereitet. Nach 30 sec, holen die Protein / Glimmer-Oberfläche mit den kreisförmigen Pinzette (Plattengreifer). Halten Sie die Probe parallel zu dem Labortisch. </li><li> Während die Probe hält, tauchen sofort die Probe in der im ersten Quadranten der Petrischale (Schritt 4.2) enthaltenen Pufferlösung, während sichergestellt wird, dass die Probe parallel zum Becken der Petrischale ist. Nach 1 sec, entfernen Sie die Probe. </li><li> Weiter, um die Probe parallel zum Becken haltender Petrischale, wiederholen Sie Schritt 4.5 für die restlichen drei Quadranten. </li><li> Legen Sie die Festplatte auf einem trockenen staubfreien Tuch zu tanken überschüssige Feuchtigkeit und übertragen Sie die Festplatte auf die Bühne des Mikroskops. Die eigentliche Oberfläche nicht berühren mit dem Tuch. Erlauben nicht die Probe zu trocknen. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3,6 bis 3,16. </li></ol> 5. Imaging Proteine ​​auf Glimmer- <ol><li> Klicken Sie auf Prüfparameter-Box auf der linken Seite des Bildschirms. Frühling Größe und Spitzenradius sollte basierend auf der Spitze eingesetzt eingestellt werden. </li><li> Klicken einrasten. Ähnlich wie bei der bildgebenden Verfahren Glimmer (Schritt 3.17), beobachten die z-Piezo-Fenster, wie die Spitze Ansätze. </li><li> Lassen Sie den Scanner, um Bild die gleiche Fläche für mindestens zwei aufeinander folgenden Durchgängen. Klicken Sie auf die kontinuierliche Aufnahme, jede gesammelt Bild zu speichern. </li><li> Bewegen Sie den Scanner an einen neuen Region und / oder ändern Sie die Bildgröße nach Wunsch. </li><li> Nach der automatisierten Software Einstellen des fertig istScan-Parameter für eine bestimmte Bildgröße, drehen Sie die Software aus. </li><li> Manuell einstellen Scanrate, Z-Limit, die Anzahl der Zeilen und die Spannung, um die Feineinstellung des Fokus des Bildes. Wenn das Bild wird zu weit aus dem Fokus, drehen Software zurück auf die ursprüngliche Ausgangsposition zurück. Um die Auflösung eines Bildes beim Zoomen auf einem Protein zu erhöhen, verringern Sie die Scan-Rate und erhöhen die Anzahl der Linien proportional. </li><li> Nach dem Versuch, reinigen Sie die Flüssigkeit-Zelle mit 100% Ethanol und spülen Sie mit DI H 2 O. Lassen Sie die Flüssigkeit Zelle vollständig trocken. </li><li> Öffnen Sie die Daten Software, um Rohdaten-Bilder verarbeiten. Erste, glätten Sie das Bild durch Klicken auf die Flatten-Symbol. Wählen Sie Null-ter Ordnung und klicken Sie auf Ausführen. Je nach Bild kann eine Ebene passen notwendig sein, eine entsprechend flache Bild zu erhalten. In diesem Fall wählen Sie die Ebene fit Symbol und ziehen Sie eine Ebene einer flachen Bereich des Bildes mit dem Cursor. Klicken Sie auf Ausführen. Bei Bedarf wiederholen </li><li> Select die Registerkarte Querschnitt, um die Dimensionen des Proteins messen. Ziehen Sie eine Linie mit dem Cursor bewegen Sie ihn über das Molekül oder Bereich analysiert werden. Wiederholen für mehrere Bereiche und die Software wird eine Überlagerung zu erzeugen. Exportieren Sie das Bild oder die verwendet werden, um Bild in einem Format kompatibel zu anderen Software-und Zeichenprogrammen erzeugen Daten. </li></ol>

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<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Pymol+Molecular+Graphic+System+v.1.5.0.1%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">The Pymol Molecular Graphic System v.1.5.0.1.</a> , Schrodinger, LLC. Forthcoming.</li>
<li>Yang, X., Stojkovic, E. A., Kuk, J., Crystal Moffat, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((structure+of+the+chromophore+binding+domain+of+an+unusual+bacteriophytochrome%2C+RpBphP3%2C+reveals+residues+that+modulate+photoconversion%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">structure of the chromophore binding domain of an unusual bacteriophytochrome, RpBphP3, reveals residues that modulate photoconversion.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104, 12571-12576 (2007).</li>
<li>Yang, X., Kuk, J., Moffat, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crystal+structure+of+Pseudomonas+aeruginosa+bacteriophytochrome%3A+photoconversion+and+signal+transduction%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Crystal structure of Pseudomonas aeruginosa bacteriophytochrome: photoconversion and signal transduction.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105, 14715-14720 (2008).</li>
<li>Woitowich, N. K., Garrido, C., Ozarowski, W., Stojkovic, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preliminary+X-ray+Crystallographic+and+Structural+Analyses+of+a+Bacteriophytochrome+from+Stigmatella+aurantiaca%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">Preliminary X-ray Crystallographic and Structural Analyses of a Bacteriophytochrome from Stigmatella aurantiaca.</a> The FASEB Journal. 25, 928(2011).</li>
<li>Wagner, J. R., Zhang, J., Brunzelle, J. S., Vierstra, R. D., Forest, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+resolution+structure+of+Deinococcus+bacteriophytochrome+yields+new+insights+into+phytochrome+architecture+and+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">High resolution structure of Deinococcus bacteriophytochrome yields new insights into phytochrome architecture and evolution.</a> J. Biol. Chem. 282, 12298-12309 (2007).</li>
<li>Wagner, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutational+analysis+of+Deinococcus+radiodurans+bacteriophytochrome+reveals+key+amino+acids+necessary+for+the+photochromicity+and+proton+exchange+cycle+of+phytochromes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Mutational analysis of Deinococcus radiodurans bacteriophytochrome reveals key amino acids necessary for the photochromicity and proton exchange cycle of phytochromes.</a> J. Biol. Chem. 283, 12212-12226 (2008).</li>
</ol>

Es bestehen keine konkurrierenden finanziellen Interessen oder Interessenkonflikte.

AFM ist ein Rastersondenmikroskopie Verfahren vollständig in der Lage Abbildung von Proteinen und anderen biologischen Makromolekülen in physiologisch relevanten Bedingungen. Im Vergleich zu Röntgenkristallographie und NMR, eine Begrenzung der AFM ist ihre Unfähigkeit, die gleiche Auflösung, insbesondere die laterale Auflösung zu erzielen. Bei der Verwendung von AFM, ein Molekül auf einer Oberfläche zu analysieren, müssen die Auswirkungen der Oberfläche und der Sonde auf dem Bild des Moleküls auch bei der Daten analysie...

Rasterkraftmikroskopie (AFM) ist ein sehr wichtiges Werkzeug für die Untersuchung der strukturellen und mechanischen Eigenschaften von Oberflächen, dünne Filme und Einzelmoleküle seit seiner Erfindung im Jahr 1986 (Abbildung 1). 1-3 Verwendung einer flüssigkeits Zelle hat das Verfahren werden in einem physiologisch relevanten Umwelt besonders nützlich in Studien von biologischen Makromolekülen und sogar lebende Zellen. 4-10 Tapping-Mode-AFM ist traditionell für die Abbildung von weichen Materialien oder locker gebundenen Moleküle an die Oberfläche, da der Kontakt-Modus AFM verwendet worden ist in der Regel nicht geeignet aufgrund auf die Schäden, die durch die seitlichen Kräfte verursacht auf die Probe ausgeübt durch den Freischwinger. Tapping-Modus 11 AFM wesentlich reduziert diese Kräfte, indem er die Spitze weise die Oberfläche berühren und nicht in ständigem Kontakt. In diesem Modus wird der Ausleger an oder nahe seiner Resonanzfrequenz normal zu der Oberfläche in Schwingungen versetzt. Ähnlich wie bei Kontaktmodus AFM ist Topographie analdurch Auftragen der Bewegung der Z-Piezo als eine Funktion der xy-(Abstand) yzed. Die Ausleger Dynamik bei oder nahe der Resonanz sehr instabil; daher sind sie sehr schwierig, außerhalb eines &quot;steady-state&quot; Situation zu automatisieren. Genauer gesagt, diese Dynamik hängen sowohl von der Probeneigenschaften und Scan-Umgebung. Für eine weiche Molekül auf eine Fest (er) Oberfläche adsorbiert, kann eine gut abgestimmte Rückkopplungsschleife für das Molekül zu Rückkopplungsschwingung für die Oberfläche führen. Betrieb in Fluid erschwert die Abstimmung des Auslegers. Änderungen der Temperatur oder Flüssigkeitsstände erfordern ständige Nachjustierung der Sollwert, Gewinne und andere Bildparameter. Diese Anpassungen sind in der Regel sehr zeitaufwendig und anspruchsvoll für die Nutzer. Spitzenkraft Quantitative Nano Property Mapping (PF-QNM), wie Tapping Mode AFM, vermeidet lateralen Wechselwirkungen von intermittierend Kontaktieren der Probe (Abbildung 2). 12-15 &lt;/ Sup&gt;, arbeitet jedoch PF-QNM in nicht-resonanten Modus und Frequenzen viel niedriger als Tapping-Mode-AFM. Dadurch entfällt die Abstimmung Herausforderungen Tapping-Mode-AFM, insbesondere durch das Vorhandensein der Flüssigkeit verstärkt. Mit PF-QNM werden Bilder, indem sie eine Kraft-Antwort-Kurve an jedem Kontaktpunkt gesammelt. Mit dem Zusatz von ScanAsyst Software können 15 Einstellung der Scan-Parameter automatisiert werden und ein hochauflösendes Bild in einer Angelegenheit von Minuten mit dem auch unerfahrene Benutzer erhalten. Sobald der Benutzer mehr mit dem AFM wird, können einige oder alle der automatisierten Parameter zu jeder Zeit, die die Bildqualität der Experimentator manuell ermöglicht die Feineinstellung deaktiviert. Seit seiner Gründung PF-QNM wurde angewandt, um Bakteriorhodopsin, ein Membranprotein und andere native Proteine ​​auf der submolekularen Ebene abzubilden. 16-18 Für Bakteriorhodopsin, gibt es eine direkte Korrelation zwischen Proteinflexibilität und Röntgenkristallstrukturen. PF 12 -QNM ist verwendet worden, lebende Zellen mit einer hohen Auflösung zu untersuchen. 19,20 Darüber hinaus hat PF-QNM Daten aufgeklärt wichtige Verbindungen zwischen Struktur und Mechanik in der Erythrozytenmembran, die für die Zellintegrität und Funktion sind. 21. Wir haben Rastersondenmikroskopie (SPM) Verfahren eingesetzt, darunter 22 AFM, 23, um die Struktur der Rotlicht-Photorezeptoren genannt Bakteriophytochrome (BphPs) zu studieren. 24,25 Sie bestehen aus einer Lichtsensormodul kovalent an eine Signal-Effektor-Modul verlinkten Histidin-Kinase (HK). 26 Die Lichterfassungsmodul enthält typischerweise einen Bilin-Chromophor, der bei der Absorption eines Photons strukturelle Umwandlung erfährt, mit einer Reihe von strukturellen Veränderungen Erreichen der Signal-Effektor-Modul und die zu einer globalen Transformation des gesamten Proteins . 24,27-29 Basierend auf dieser Transformation gibt es zwei unterschiedliche Lichtabsorptions sTates von BphPs, einem roten und dunkelrotem Licht absorbierenden Zustand, als Pr und Pfr bezeichnet. Pr ist thermisch stabil, dunkeladaptierten Zustand für die meisten BphPs. 28. Die molekularen Grundlagen der Pr / Pfr-Photo nicht vollständig aufgrund der begrenzten Strukturwissen dieser Proteine ​​zu verstehen. Mit Ausnahme einer Struktur von D. durans, sind 30 alle veröffentlichten Röntgenkristallstrukturen dieser Proteine ​​in der dunkeladaptierten Zustand und Effektor-Domäne fehlt. Die intakten BphPs sind zu groß, um wirksam durch Kernspinresonanz (NMR) untersucht werden und sind notorisch schwierig in ihrer intakten Form kristallisieren (insbesondere in der Licht adaptierten Zustand) für Röntgen-Kristallographie. BphPs wurden vor kurzem als Infrarot-Fluoreszenzproteinmarker entwickelt worden (IFP). 31. Strukturelle Charakterisierung dieser Proteine ​​kann Hilfe in effektive IFP Design zu fördern. 32-36 Der Schwerpunkt dieses Artikels ist es, ein Verfahren für präsentierenAbbildung BphPs mit Flüssig-Zelle über AFM PF-QNM. Das Verfahren wird durch Untersuchungen der licht adaptierten Zustand des Bakteriophytochrom RpBphP3 (P3) aus dem Photosynthesebakterium R. nachgewiesen palustris. Das hier vorgestellte Verfahren AFM ist bequem und einfacher Ansatz zur Darstellung von Proteinen und anderen biologischen Makromolekülen. Mit diesem Verfahren können strukturelle Einzelheiten der einzelnen Moleküle in einem kurzen Zeitraum, ähnlich einer oberen Ebene Wissenschaft natürlich Laborsitzung gesammelt werden. Über Messquerschnitte und Erfüllen weiteren eindimensionalen Analysen können experimentelle Daten, um nützliche Rechenmodelle verglichen werden. 37-42

<table><tbody><tr><td>Tris-HCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>O4997-100</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Acros Organics</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Acros Organics</td><td>7791-18-6</td><td></td></tr><tr><td>Multimode 8 AFM</td><td>Bruker-Nano</td><td>492-008-011</td><td>ausgestattet mit Nanoscope V Controller und J Scanner</td></tr><tr><td>Sonde</td><td>Bruker-Nano</td><td>SNL-10, ScanAsyst-Fluid+</td><td></td></tr><tr><td>Klopfmodus Flüssigzelle</td><td>Bruker-Nano</td><td>MTFML</td><td></td></tr><tr><td>Glimmer V-4 Grade</td><td>SPI liefert</td><td>1150503</td><td>25 x 25 x .26 mm</td></tr><tr><td>Probenstützscheibe</td><td>nanoSurf</td><td>BT02236</td><td></td></tr><tr><td>Petrischale</td><td>Plasta-Medic, Inc.</td><td></td><td>100 mm x 15 mm;</td></tr><tr><td>Mikropipetten</td><td>Denville Scientific</td><td>XL 3000i</td><td></td></tr><tr><td>RpBphP3</td><td></td><td></td><td>Vorbereitet gemäß den zitierten Referenzen</td></tr><tr><td>Nanoskop-Software</td><td>Bruker-Nano</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiber Optic Light</td><td>Digital Instruments Inc.</td><td>F0-50</td><td></td></tr><tr><td>Pelco AFM Disc Gripper</td><td>Ted Pella Inc</td><td>1668</td><td>12 mm</td></tr><tr><td>1 ml Spritze</td><td>McKesson</td><td>102-ST1C</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Röhrchen</td><td>Denville Scientific</td><td>C2171</td><td></td></tr><tr><td>Das Pymol Molecular Graphic System v.1.5.0.1</td><td>Schrödinger, LLC</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

atomic force microscopy von red-light photorezeptoren mit peakforce quantitative nanomechanische eigenschaftenzuordnung

Atomic Force Microscopy of Red-Light Photoreceptors Using PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping

Rasterkraftmikroskopie (AFM) verwendet eine Pyramidenspitze auf einem Ausleger angebracht ist, um die Kraftantwort der Oberfläche zu untersuchen. Die Auslenkungen der Spitze kann durch einen Laser und Detektor in Sektoren, die Topographiebild umgerechnet werden können gemessen werden, um ~ 10 pN. Amplitudenmodulation oder &quot;Tapping Mode&quot; AFM umfasst die Sonde so intermittierenden Kontakt mit der Oberfläche beim Oszillieren bei seiner Resonanzfrequenz, um ein Bild zu erzeugen. In Verbindung mit einer Fluidzelle verwendet, Tapping-Mode-AFM ermöglicht die Abbildung von biologischen Makromolekülen, wie Proteinen in physiologisch relevanten Bedingungen. Tapping-Mode AFM erfordert manuelle Abstimmung der Sonde und häufige Anpassungen aus einer Vielzahl von Scan-Parameter, die schwierig sein kann für unerfahrene Anwender. Um qualitativ hochwertige Bilder zu erhalten, sind diese Anpassungen die meiste Zeit. Peakforce Quantitative Nano Property Mapping (PF-QNM) erzeugt ein Bild durch die Messung einer Kraft Verantse Kurve für jeden Berührungspunkt mit der Probe. Mit ScanAsyst Software können PF-QNM automatisiert werden. Diese Software passt den Sollwert, Antriebsfrequenz, Abtastrate, Gewinne und andere wichtige Scan-Parameter automatisch für eine bestimmte Probe. Nicht nur, dass dieses Verfahren zum Schutz sowohl zerbrechlich Sonden und Proben, es reduziert die erforderliche Zeit, um Bilder mit hoher Auflösung zu erhalten. PF-QNM ist für AFM in Flüssigkeit kompatibel; Daher war es umfangreiche Anwendung zur Abbildung biologisch relevanten Materialien. Die in diesem Papier vorgestellte Methode beschreibt die Anwendung von PF-QNM, um Bilder von einer bakteriellen Rotlicht-Photorezeptor, RpBphP3 (P3) zu erhalten, aus photo R. palustris in seinem Licht-adaptierten Zustand. Unter Verwendung dieses Verfahrens wurden einzelne Protein Dimere von P3 und Aggregate von Dimeren auf einer Glimmer-Oberfläche in Gegenwart eines bildgebenden Puffer beobachtet. Mit entsprechenden Anpassungen an die Oberfläche und / oder der Konzentration der Lösung, wobei dieses Verfahrenkann allgemein auch für andere biologisch relevante Makromoleküle und weichen Materialien angewendet werden.

Vertreter AFM-Bilder von einem Photorezeptor-Protein, P3, in seinem Licht-adaptierten Zustand sind in den 3 und 4 dargestellt. Ein frisch geschnittenen Glimmer-Substrat (3A) ist eine geeignete, ebene Fläche für Protein-Adsorption. Sammeln eines Bildes saubere Glimmer als Negativkontrolle ist aus mehreren Gründen wichtig. Zunächst versichert es der Flüssigkeitszelle ist sauber und keine Reststoffe aus früheren Experimenten wird die Oberfläche verunreinigen. Zweitens prüf...

Eine Methode zur Untersuchung der Struktur eines Protein-Photorezeptors mittels Rasterkraftmikroskopie (AFM) wird in diesem Artikel beschrieben. PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) zeigt intakte Proteindimere auf einer Glimmeroberfläche.

Atomic Force Microscopy von Red-Light Photorezeptoren Mit Peakforce Quantitative Nanomechanische Eigenschaftenzuordnung

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, hochauflösende Bilder von Photorezeptorproteinen mit Hilfe der Rasterkraftmikroskopie zu sammeln. Dies wird erreicht, indem zunächst eine Probe des Photorezeptors entnommen und verdünnt wird. Der zweite Schritt besteht darin, die Proteinprobe für etwa 30 Sekunden auf eine frisch gespaltene und saubere Glimmeroberfläche aufzutragen.Dann wird die MICA mit Puffer gespült, um ungebundene und lose anhaftende Moleküle zu entfernen. Anschließend wird die Probe an einer Flüssigkeitszelle befestigt, die mit einer entsprechenden Sonde ausgestattet ist. Diese Baugruppe wird auf den Scanner geladen.Nachdem Sie die Flüssigkeitszelle mit Pufferlösung gefüllt haben, greifen Sie mit der Spitze in die Probe ein und beginnen Sie mit dem Scanvorgang. Letztendlich die Rasterkraftmikroskopie unter Einbeziehung der Spitzenkraft. Die quantitative Kartierung nanomechanischer Eigenschaften wird verwendet, um Bilder von einzelnen Photorezeptorproteinen auf der Probenoberfläche zu sammeln.Die Rasterkraftmikroskopie, die die Spitzenkräfte q und m berücksichtigt, kann Schlüsselfragen auf dem Gebiet der Molekularbiologie beantworten, z. B. welche wichtigen strukturellen und chemischen Eigenschaften die Funktion biologisch aktiver Makromoleküle bestimmen. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber gängigen Methoden wie NMR und Röntgenkristallographie besteht darin, dass hochauflösende Bilder von intakten Proteinen und anderen biologischen Makromolekülen in einer biologisch relevanten Umgebung erhalten werden können. Im Allgemeinen haben Personen, die mit dieser Methode noch nicht vertraut sind, Schwierigkeiten, da die Abstimmung der Sonde und der Lösung mehrere Schritte erfordert, von denen einige recht komplex sind.Mit peak force q und m und automatisierter Software werden mehrere dieser Schritte vereinfacht, wodurch der Prozess für neue Benutzer und Studenten erheblich vereinfacht wird. Dieses Verfahren wird von drei Studenten aus meinem Forschungslabor demonstriert, Marie Kroger, Blair Sorenson und Jessica Thomas. Diese Studenten werden im kommenden Jahr ein Aufbaustudium in den Bereichen Mikrobiologie, Chemieingenieurwesen und Chemie absolvieren.Diese Elemente müssen in einer bestimmten Reihenfolge aktiviert werden. Zuerst den Computer, dann den Controller und schließlich das faseroptische Licht. Das Mikroskop muss ein FM und LF fm lesen.Die Kamera muss in der Software über dem optischen Kopf eines FM zentriert werden. Folgendes sollte ausgewählt werden. Die Versuchskategorie sind die mechanischen Eigenschaften.Die Experimentgruppe ist quantitative nanomechanische Kartierung, und das Experiment ist die Spitzenkraft q und m in Flüssigkeit. Wenn die Einstellungen richtig gewählt sind, kann das Experiment geladen und eingerichtet werden. Der Kamerafokus sollte zuerst mit dem Z-Objektiv eingestellt werden, gefolgt von der Verwendung der Kurssteuerung, um den Tisch zu positionieren, das Ziel ist es, die A-FM-Kopfblende einen Millimeter vor der Tischoberfläche zu platzieren, um die Probenscheiben mit frisch gespaltenem Glimmer mit kreisförmigen Scheibengreiferpinzetten zu manipulieren.Beginnen Sie mit dem Zusammenbau der Flüssigkeitszelle aus makellos gereinigten Teilen. Befestigen Sie zunächst den Schlauchadapter an den Anschluss an den sauberen Flüssigkeitszellen. Drücken Sie dann mit einer Flachkopfpinzette sehr vorsichtig den O-Ring in seine Vertiefung auf der Flüssigkeitszelle.Drücken Sie dann auf den Sondenhalterclip leicht auf die Feder und drehen Sie sie von der Nut weg. Fassen Sie die Sonde mit derselben Pinzette an und schieben Sie sie in die Rille, so dass die Spitze zur Mitte der Zelle zeigt. Befestigen Sie dann die Sonde mit dem Clip.Der nächste Schritt besteht darin, zu überprüfen, ob die Klemme an der A-FM.It vollständig eingefahren sein muss. Platzieren Sie die Baugruppe mit der Vorderseite nach unten auf der Probe. Montieren Sie die Baugruppe zur Stabilisierung auf die Bolzen des A FM.Senken Sie die Klemme ab. Um den O-Ring zu inspizieren, drücken Sie den Abwärtsschalter am Mikroskop, bis der O-Ring zu sehen ist. Es sollte zwischen der Stützscheibe und der Fluidzelle fest zusammengedrückt werden.Die Fluidzelle kann über den groben Einstellknopf scharf gestellt werden. Fokussieren Sie sich anschließend mit der XY-Einstellung auf die Sondenspitze. Es sieht aus wie ein metallisches goldenes Dreieck.Bewegen Sie nun mit dem Pizo-Hebel nach unten die Spitze nahe an die Probenoberfläche, stellen Sie den Fokus auf die Spitzen und die Reflexion ein und überwachen Sie die Position des Auslegers in Bezug auf diese Reflexion. Derzeit sollten sie eng ausgerichtet sein, sich aber nicht vollständig überlappen. Bereiten Sie nun die Spritze vor.Füllen Sie es mit einem Milliliter Pufferlösung und befestigen Sie den Adapter. Befestigen Sie dann die Spritze am Auswurfschlauch und fahren Sie den Kolben vollständig aus. Befestigen Sie dann den Schlauch mit einem Adapter an der Flüssigkeitszelle, um die Kammer zu füllen, und drücken Sie vorsichtig auf den Kolben, bis die Mitte der Kammer voll ist.Es sollten keine Luftblasen entstehen oder aus der Flüssigkeitszelle auf das Mikroskop gelangen. Platzieren Sie dann die Spritze in einer gut gestützten Position über der Kammer. Verwenden Sie als Nächstes den Kamera-Feed und die XY-Verschiebungsknöpfe.Um den Laser auf dem Bildschirm zu lokalisieren, sollte er als diffuser roter Punkt erscheinen. Sobald Sie es gefunden haben, verwenden Sie die Lasersteuerung, um es zur Sonde zu bewegen. Stellen Sie nun die Laser- und Spiegelsteuerung ein, bis das Summensignal am Mikroskop auf vier bis sechs maximiert ist, und stellen Sie die Quadrantendiode ein.Verwenden Sie dann die Knöpfe am Scankopf, um die vertikalen und horizontalen Auslenkungen einzustellen, bis die Werte am Mikroskop wieder so nahe wie möglich an Null liegen. Stellen Sie sicher, dass Sie die entsprechenden Akquisitionsoptionen auswählen, bevor Sie fortfahren. Stellen Sie die Abtastrate im Fenster "Abtastungen pro Zeile" auf etwa ein Hertz ein.Geben Sie 256 ein. Für die automatische Steuerung des Scan-Assists. Wählen Sie eine Person für die automatische Z-Begrenzungsauswahl der Scan-Unterstützung aus.Die Z-Grenze sollte 500 Nanometer betragen, und die Scangröße sollte ein Mikrometer betragen. Wenn Sie die Einstellungen richtig eingestellt haben, messen Sie die Sonde. Beobachten Sie die Änderung der Z-Pazo-Spannung, wenn sich die Sondenspitze der Oberfläche nähert.Wenn die Spitze außerhalb des Bereichs liegt, sich zurückzieht und sich wieder nähert, muss die Sondenspitze möglicherweise ausgetauscht werden. Wenn dies nicht funktioniert, sollten beim Einrasten der Spitze Linien in jedem der Erfassungsfenster angezeigt werden, und diese Linien erstellen ein Bild. Beginnen Sie mit der kontinuierlichen Aufnahme von Bildern des Glimmers.Vergrößern Sie die Kamera langsam, um sicherzustellen, dass die MICA-Oberfläche sowohl flach als auch sauber ist. Bereiten Sie eine Petrischalen mit vier Kammern mit gekühlter Pufferlösung für die Bildgebung vor. Jede Kammer benötigt mindestens fünf Milliliter.Bevor Sie ein Aliquot aus verdünntem Protein einnehmen, rühren Sie es vorsichtig mit der Mikropipette um. Nehmen Sie dann ein 200-Mikroliter-Aliquot und tragen Sie das verdünnte Protein auf die MICA-Oberfläche auf. Warten Sie etwa 30 Sekunden, bis sich die Lösung auf der Oberfläche befindet.Heben Sie dann mit den Scheibengreifern die Scheibe an, ohne sie zu kippen, und tauchen Sie sie sofort in den ersten Pool mit Pufferlösung. Stellen Sie eine Sekunde lang sicher, dass die Scheibe parallel zur Bank bleibt. Es ist sehr wichtig, die Probe während des Spülschritts parallel zur Petrischale zu halten.Diese weichen, flexiblen Moleküle können auf der Oberfläche durch starke Ströme wässriger Lösung verzerrt werden. Tauchen Sie dann die Disc jeweils eine Sekunde lang pro Pool kurz in jeden der anderen drei Pools ein. Übertragen Sie dann die Disc auf ein trockenes und staubfreies Tuch.Lassen Sie die überschüssige Feuchtigkeit auf das Tuch übertragen, aber lassen Sie die Disc nicht vollständig trocknen. Lassen Sie das Tuch die Probe nicht berühren. Nehmen Sie die Probe vorsichtig mit den Scheibengreifern aus dem Tuch und legen Sie die Probe auf den A FM-Scanner. Platzieren Sie die Flüssigkeitszelle auf der Probe und fahren Sie mit der Einrichtung und Bildgebung fort.Nachdem alle Parameter für die Sonde korrekt eingestellt sind, sind die Federgröße und der Spitzenradius richtig eingestellt. Messen Sie die Sonde wie bei der Bildgebung. Micah, beobachte das ZP-Azo, wie sich die Spitze der Oberfläche nähert.Lassen Sie den Scanner beim Aufnehmen von Bildern mindestens zwei aufeinanderfolgende Durchgänge lang denselben Bereich abbilden. Verwenden Sie die kontinuierliche Aufnahme, um jedes Bild zu speichern. Passen Sie die Bildgröße und den Speicherort wie gewünscht an.Sobald die automatisierte Software die Scanparameter für eine bestimmte Bildgröße angepasst hat. Schalten Sie die Software auf fine aus. Passen Sie den Fokus des Bildes manuell an, passen Sie die Scanrate, die Z-Grenze, die Anzahl der Zeilen und den Sollwert an.Wenn das Bild zu unscharf wird, schalten Sie die Software wieder ein, um zur ursprünglichen Ausgangsposition zurückzukehren. Wenn Sie auf ein Protein zoomen, verringern Sie die Abtastrate und erhöhen Sie die Anzahl der Zeilen proportional, um die Auflösung des Bildes zu erhöhen. Später. Wenn Sie die Bilder analysieren, glätten Sie zunächst das Bild, indem Sie auf das Symbol "Abflachen" klicken.Wählen Sie die nullte Ordnung aus und führen Sie die Operation aus. Manchmal ist es notwendig, eine glatte Passform zu verwenden, um entsprechend flache Bilder zu erhalten. Wählen Sie das Symbol für die einfache Passform aus und zeichnen Sie mit dem Cursor eine Ebene über einen flachen Bereich im Bild.Führen Sie die glatte Passung aus, und wiederholen Sie den Vorgang nach Bedarf. Wählen Sie als Nächstes die Registerkarte Querschnitt aus, um die Abmessungen des Proteins zu messen. Zeichnen Sie mit dem Cursor eine Linie über das zu analysierende Molekül oder den zu analysierenden Bereich.Wiederholen Sie diesen Vorgang in mehreren Bereichen. Wenn ein Overlay gewünscht ist, kann eine beliebige Anzahl biologischer Moleküle mit einem FM für ein Photorezeptorprotein in seinem lichtadaptierten Zustand untersucht werden, ein frisch gespaltenes Glimmersubstrat ist eine geeignete ebene Oberfläche für die Proteinabsorption. Einzelne Photorezeptorprotein-Dimere waren mit dem Spitzenkraft-QNM-Modus beobachtbar.Die Pfeile zeigen auf einzelne Dimere und das Sternchen kennzeichnet ein Proteinaggregat mit Hilfe einer Bildanalysesoftware. Querschnitte der Proteine können gemessen werden, nachdem das Bild abgeflacht wurde. XY-Daten korrelieren mit den Höhenmessungen.Diese können für eine Vielzahl von Berechnungen verwendet werden. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie in der Lage sein, ein A FM-Experiment einzurichten, um hochauflösende Bilder von Proteinen auf einer Oberfläche in einer biologisch relevanten Umgebung zu sammeln. Mit der Spitzenkraft q und m Einmal gemeistert, kann diese Technik in etwa drei bis vier Stunden durchgeführt werden.Daher ist die Spitzenkraft q und m eine geeignete Form der Rasterkraftmikroskopie, um Studenten vorzustellen, die in Laborkursen wie instrumenteller Analyse, Biochemie und moderner Physik eingeschrieben sind. Nach ihrer Entwicklung ebnet diese Methode Forschern auf dem Gebiet der Rastersondenmikroskopie den Weg, biologische Moleküle wie Proteine, Nukleinsäuren und sogar lebende Zellen in biologisch relevanten Medien zu erforschen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Engineering

Ingenieurwesen

Dieses Papier zeigt ein Protokoll, um die mechanischen Eigenschaften von lebenden Zellen mittels Mikroindentation mit einem Atomic Force Microscope (AFM) zu charakterisieren.

Messung der mechanischen Eigenschaften von lebenden Zellen mit Atomic Force Microscopy

Wir beschreiben eine Technik zur gleichzeitigen Messung der kraftregulierten Einzelrezeptor-Liganden-Bindungskinetik und Echtzeit-Bildgebung der Kalzium-Signalübertragung in einem einzelnen T-Lymphozyten.

Fluoreszenz Biomembrane Kraft Sonde: Concurrent Quantifizierung von Rezeptor-Ligand-Kinetik und Binding-induzierte intrazelluläre Signaling auf Einzelzell

Vor kurzem wurde eine Reihe von FRET-basierten Kraft-Biosensoren entwickelt, die die proteinspezifische Auflösung der intrazellulären Kraft ermöglichen. In diesem Protokoll zeigen wir, wie einer dieser Sensoren, der für den Linker des Nukleoskelett-Zytoskelett (LINC)-Komplexproteins Nesprin-2G entwickelt wurde, zur Messung von Aktomyosinkräften auf den nukleären LINC-Komplex verwendet werden kann.

Ein Protokoll für die Verwendung von Förster Resonance Energy Transfer (FRET) -force Biosensoren mechanische Kräfte über den Kern LINC-Komplex zu messen

Wir beschreiben die detaillierte Verfahren und Strategien zur Messung der mechanischen Eigenschaften und mechanische entfaltenden Wege der einzelnen Protein-Moleküle mit einem Rasterkraftmikroskop. Wir zeigen auch repräsentative Ergebnisse als Referenz für die Auswahl und Begründung der gute einzelne Protein-Molekül-Aufnahmen.

Kraft-Spektroskopie einzelner Proteinmoleküle, die mit einem Rasterkraftmikroskop

Hier zeigen wir die experimentellen Techniken verwendet, um den Vorsprung Kräfte auszuwerten, die Podosomes auf einem konformen Film, von der Vorbereitung des Films für die automatisierte Analyse von topographische Bilder gelten.

Vorsprung-Kraft-Mikroskopie: Eine Methode, um Kräfte entwickelt von Zelle Vorsprünge zu quantifizieren

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die gleichzeitige Verwendung von Förster Resonance Energy Transfer-basierte Spannung Sensoren zur Messung der Belastung und Fluoreszenz Proteingewinnung nach Immunofluoreszenz Proteindynamik ermöglichen die Messung der Kraft-und Kleinschreibung messen Proteindynamik innerhalb von lebenden Zellen.

Messung von Kraft-und Kleinschreibung Proteindynamik in lebenden Zellen mit einer Kombination von fluoreszierenden Techniken

Hier stellen wir ein Protokoll vor, um die intrazellulären mechanischen Eigenschaften isolierter embryonaler Zebrafischzellen im dreidimensionalen Einschluss mit direkter Kraftmessung durch eine optische Falle zu untersuchen.

Direkte Kraftmessungen der subzellulären Mechanik im Einschluss mit optischen Pinzetten

Hier stellen wir ein Protokoll zur Rekonstitution von Mikrotubulibündeln in vitro und zur direkten Quantifizierung der in ihnen ausgeübten Kräfte durch simultanes optisches Einfangen und Totalreflexionsfluoreszenzmikroskopie vor. Dieser Assay ermöglicht die Messung der Kräfte und Verschiebungen, die von Proteinensembles in aktiven Mikrotubuli-Netzwerken erzeugt werden, auf Nanoskala-Ebene.

Direkte Messung von Kräften innerhalb rekonstituierter aktiver Mikrotubulibündel

Die Quantifizierung der Kontaktfläche und der Kraft, die von einer Rasterkraftmikroskop-Sondenspitze (AFM) auf eine Probenoberfläche ausgeübt wird, ermöglicht die Bestimmung der mechanischen Eigenschaften im Nanobereich. Best Practices zur Implementierung von AFM-Cantilever-basierter Nanoindentation in Luft oder Flüssigkeit an weichen und harten Proben zur Messung des Elastizitätsmoduls oder anderer nanomechanischer Eigenschaften werden diskutiert.

Rasterkraftmikroskopie Cantilever-basierte Nanoindentation: Messungen mechanischer Eigenschaften auf der Nanoskala in Luft und Flüssigkeit

Hier beschreiben wir eine magnetische Hochgeschwindigkeitspinzette, die nanomechanische Messungen an kraftsensitiven Biomolekülen mit einer maximalen Rate von 1,2 kHz durchführt. Wir stellen seine Anwendung auf DNA-Haarnadeln und SNARE-Komplexe als Modellsysteme vor, aber es wird auch auf andere Moleküle anwendbar sein, die an mechanobiologischen Ereignissen beteiligt sind.

Hochgeschwindigkeits-Magnetpinzette für nanomechanische Messungen an kraftempfindlichen Elementen

Lernen Sie die hochauflösende Bildgebung von Protein-Photorezeptoren mittels Atomic Force Microscopy mit PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung intakter Proteindimere auf Glimmeroberflächen in biologisch relevanten Umgebungen.

Atomic Force Microscopy von Red-Light Photorezeptoren Mit Peakforce Quantitative Nanomechanische Eigenschaftenzuordnung

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