Name: Eine Methode der Ganglien nodosum Injection in Sprague-Dawley-Ratte (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 28 s
Description: Erfahren Sie die Methode der lokalen Injektion von Neurochemikalien in das Nodose-Ganglion bei Sprague-Dawley-Ratten. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung der Vagusnerv-Aktivität und physiologischer Reaktionen in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Diese Studie wurde vom National Institutes of Health (Grants 1UM1HL112856) unterstützt.

Alle Verfahren und Protokolle wurden von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee der University of Illinois in Chicago genehmigt. Hier beschriebenen Experimente sind akute nicht-Überlebensversuchen, und es gab keine Verwendung von Augensalbe. Aufrechterhaltung steriler Bedingungen nur auftritt, wenn chirurgische Instrumente mit 70% Ethanol in DiH 2 O gewaschen Opferung Ratten am Ende des Experiments erfolgte durch Überdosierung von IV Ketamin / Xylazin. 1. Vorbereitung der Instrumente und Chemikalien <ol><li> Bereiten Stammlösung von 0,05 M 5-HT-HCl in PBS. Dann verdünnt Lager mit PBS zu einer endgültigen 5-HT-Konzentration von 0,203 mM. </li><li> Verdünne Dronabinol in Sesamöl in einer Konzentration von 20 ug / ul. </li><li> Schneiden 20 cm Länge aus Polyethylen (PE) -50-Schlauch (0,58 mm ID, OD 0,965 mm). An einem Ende des Schlauches, schneiden eine Schräge Spitze mit einer Schere, und am anderen Ende Platz, legen Sie eine 23 g Nadel. Verbinden Sie diese 23 g Nadel in einen 1 mlSpritze und füllen Sie es mit 0,3 ml von 50 U / ml Heparin. </li><li> Schneiden Sie vier Stücke von 4-0 geflochtenen Seidenfaden und zur Seite gesetzt. </li><li> Sterilisieren chirurgischer Scheren, 2 gekrümmt Graefe Pinzette und 3 Mikroschellen mit 70% Ethanol in DIH 2 O. </li></ol> 2. Katheterisierung der Oberschenkelvene Protokoll zur Katheterisierung von Jespersen et al modifiziert. 21 <ol><li> Anesthetize eine Sprague-Dawley-Ratte mit intraperitoneale (IP) Ketamin / Xylazin (100 mg / kg: 10 mg / kg). Drücken Sie den Fuß von der Ratte und beobachten jede Bewegung, um ein angemessenes Niveau der Anästhesie zu bestätigen. Rasieren Sie die ventralen Seite des linken Oberschenkels und der ventralen Seite des Halses. Wenn von der lokalen Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss Bedarf wenden Sie Augensalbe zur Trockenheit zu verhindern. </li><li> Sichere Ratte in Rückenlage auf einer chirurgischen Bord. Verwenden chirurgische Schere in die linke Hinterschenkel wegschneiden Haut. </li><li> Mit einer Pinzette, Verhalten stumpfen DISSECTIOn der oberflächlichen Muskeln, um die Vena femoralis freizulegen. Verwenden Sie die Pinzette, um die Vene aus der Oberschenkelarterie auf der Vena femoralis zu trennen, und legen Sie zwei Threads. </li><li> Verwenden Sie die Pinzette gebogen Graefe Pull-up die Vene um den Blutfluss zu stoppen. Mit einem 22 G Injektionsnadel, Punktion der Vena femoralis und legen Sie die abgeschrägte Ende des PE-50-Schlauch in die Vene. </li><li> Prüfen, ob das PE-Schlauch 50 vollständig durch Zurückziehen des Kolbens der Spritze eingesetzt wurde. Blut sollte gesehen in die PE-50-Schlauch werden. Binden Sie 2 Knoten um die Vene und PE-50-Schlauch mit den zwei Themen. </li></ol> 3. 5-HT-induzierte Apnoe durch IV-Infusion <ol><li> Legen Sie eine piezoelektrische Dehnungsmessstreifen auf der Ratte, um die Atmung zu messen. </li><li> Ändern der Einstellungen für Verstärkung Ebene der elektronischen Verstärker über den Verstärker-Software auf dem Computer: zu verstärken (100x) und Bandpassfilter (1-10 Hz) die Atemsignale von der DMS erhalten, setzen Sie &quot;Hochpassfilter&quot; auf &amp; #8220; AC @ 1 HZ &quot;und&quot; Tiefpassfilter &quot;auf&quot; 10 Hz &quot;, und stellen Sie die Verstärkung durch die Eingabe von&quot; 10 &quot;für die&quot; Initial Gain &quot;und&quot; 100 &quot;für&quot; Total Gain &quot;.. </li><li> Ändern Sie die Einstellungen für die Abtastrate durch Öffnen &quot;Analog Input&quot; über-Recording-Software auf dem Computer. Zu digitalisieren (500 Hz Abtastrate) mit einem Analog-Digital-Wandler, &quot;Probe&quot; auf &quot;1000 Hz&quot; und &quot;Überspringen&quot; jeden zweiten Aufnahmepunkt von &quot;1&quot; (effektive Abtastrate 500 Hz), und nehmen Sie dann das Signal mit Recording-Software. </li><li> Entfernen Sie die 1-ml-Spritze aus dem Katheter und legen Sie eine 500 ul Präzisionsglasspritze mit 0,203 mM 5-HT gefüllt in den Katheter. </li><li> Legen Sie die 500 ul Präzisionsglasspritze in einer Infusionspumpe. Infundieren 12,5 ug / kg pro 350 ul / kg 5-HT-Lösung mit einer Rate von 63 ml / Std. Führen Sie mehrere Infusionen und beobachten Apnoe bei Ratte, was gesehen wird einsa in Atmung (≥ 2,5 s) in den aufgezeichneten Atemsignale auf dem Computermonitor anzuhalten. </li><li> Bevor mit Hals-Chirurgie fortfahren, überwachen die Atmung Muster und überprüfen Sie die Schmerzreflex von der Zehe Prise bei der Ratte. Bei unregelmäßiger Atmung oder, wenn es eine Schmerzreflex von der Zehe Prise, zu verwalten IP Ketamin / Xylazin (100 mg / kg: 5 mg / kg) und dann erneut bestätigen eine angemessene Gabe von Betäubungsmitteln. </li></ol> 4. Hals-Chirurgie zu nodose Ganglia Expose <ol><li> Sichere Ratte in Rückenlage auf einer chirurgischen Bord. Machen Sie eine Mittellinie Längsschnitt mit chirurgische Schere am Hals. </li><li> Mit stumpf auf dem Platysma (mit 2 Mikroklemmen, diese Muskel klar von der Operationsstelle zu halten), setzen die sternohyoideus und omohyoideus Muskeln. Trennen Sie die Muskeln um die innere Halsschlagader und einer ihrer Geschäftsstellen, die pterygopalatina Arterie freizulegen. </li><li> Beachten Sie den Vagusnerv, wie es läuft entlang der A. carotis interna und dann entlang th<html> e pterygopalatina Arterie. Beobachten Sie, wie die Vagusnerv und pterygopalatina Arterie, zusammen mit dem N. glossopharyngeus (Hirnnerven IX) und der N. accessorius (Hirnnerv XI), geben Sie die hintere zerrissen Foramen an der Basis des Schädels. </li><li> Beachten Sie, dass das Ganglion nodosum als Schwellung der Vagusnerv rechts, bevor es die Hinter zerrissen Foramen tritt angezeigt. Beachten Sie auch, dass die Rachen- und Kehlkopfnervenäste kommen von den vorderen und hinteren Aspekte bzw. des Ganglion nodosum. 5 </li><li> Mit den Graefe Pinzette, trennen Sie den Vagusnerv von den Arterien, und legen Sie ein Stück Faden um den Vagusnerv. Legen Sie eine Klemme auf dem Thread, um leichte Spannung auf den Vagusnerv gelten, und reinigen Sie die Ganglion nodosum aller Bindegewebe auf weniger Widerstand bieten, wenn die Injektion. </li><li> Wiederholen Sie die 5-HT-induzierte Apnoe, wie in Abschnitt 3 angegeben, um zu bestätigen, dass kein Schaden an den Ganglien nodosum getan. </li></ol>itel &quot;&gt; 5. Intranodose Ganglia Injektion von Dronabinol <ol><li> Füllen Sie eine 10 &amp; mgr; gasPräzisionsGlasSpritze mit einem maßgeschneiderten 28 g Halbzoll-Spritzennadel mit einer 35 ° abgeschrägten Spitze mit 5 ul von Dronabinol in Sesamöl versehen. </li><li> Legen Sie eine Mikroklemme am Faden leichter Spannung auf den Vagusnerv anwenden und durchbohren die Ganglion nodosum dabei nicht zu durchbohren. Drücken Sie den Spritzen langsam (≥ 60 sec), um den gesamten Inhalt der Spritze zu injizieren. Beachten Sie, dass einige der Spritzeninhalt wird aus dem Ganglion austreten. </li><li> Wiederholen Sie die 5-HT-induzierte Apnoe, wie in Kapitel 3 angegeben. </li></ol>

<ol><li>Zhuo, H., Ichikawa, H., Helke, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurochemistry+of+the+nodose+ganglion%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Neurochemistry of the nodose ganglion.</a> Prog. Neurobiol. 52 (2), 79-107 (1997).</li>
<li>Carley, D. W., Radulovacki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacology+of+vagal+afferent+influences+on+disordered+breathing+during+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Physiol.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Pharmacology of vagal afferent influences on disordered breathing during sleep.</a> Respir. Physiol. Neurobiol. 164 (1-2), 197-203 (2008).</li>
<li>Kuo, P., Holloway, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+acid+suppression%3A+new+pharmacologic+approaches+for+treatment+of+GERD%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Gastroenterol.+Rep%22%5BJournal%5D)">Beyond acid suppression: new pharmacologic approaches for treatment of GERD.</a> Curr. Gastroenterol. Rep. 12 (3), 175-180 (2010).</li>
<li>Maher, S. A., Dubuis, E. D., Belvisi, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((G-protein+coupled+receptors+regulating+cough%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">G-protein coupled receptors regulating cough.</a> Curr. Opin. Pharmacol. 11 (3), 248-253 (2011).</li>
<li>Greene, E. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGreene%2C+EC+%22Anatomy+of+the+rat%22">Anatomy of the rat</a>. , Hafner. (1963).</li>
<li>Li, Y., Wu, X., Zhou, S., Owyang, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-affinity+CCK-A+receptors+are+coexpressed+with+leptin+receptors+in+rat+nodose+ganglia%3A+implications+for+leptin+as+a+regulator+of+short-term+satiety%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Gastrointest.+Liver+Physiol%22%5BJournal%5D)">Low-affinity CCK-A receptors are coexpressed with leptin receptors in rat nodose ganglia: implications for leptin as a regulator of short-term satiety.</a> Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 300 (2), 217-227 (1152).</li>
<li>Powley, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagal+afferent+innervation+of+the+lower+esophageal+sphincter%5BTitle%5D)+AND+%22Auton.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Vagal afferent innervation of the lower esophageal sphincter.</a> Auton. Neurosci. 177 (2), 129-142 (2013).</li>
<li>Neuhuber, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensory+vagal+innervation+of+the+rat+esophagus+and+cardia%3A+a+light+and+electron+microscopic+anterograde+tracing+study%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Auton.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">Sensory vagal innervation of the rat esophagus and cardia: a light and electron microscopic anterograde tracing study.</a> J. Auton. Nerv. Syst. 20, 243-255 (1987).</li>
<li>Rogers, R. C., Nasse, J. S., Hermann, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-cell+imaging+methods+for+the+study+of+vagal+afferents+within+the+nucleus+of+the+solitary+tract%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Live-cell imaging methods for the study of vagal afferents within the nucleus of the solitary tract.</a> J. Neurosci. Methods. 150 (1), 47-58 (2006).</li>
<li>Wan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presynaptic+melanocortin-4+receptors+on+vagal+afferent+fibers+modulate+the+excitability+of+rat+nucleus+tractus+solitarius+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Presynaptic melanocortin-4 receptors on vagal afferent fibers modulate the excitability of rat nucleus tractus solitarius neurons.</a> J. Neurosci. 28 (19), 4957-4966 (2008).</li>
<li>Verberne, A. J., Lewis, S. J., Jarrott, B., Louis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bezold-Jarisch+reflex+is+inhibited+by+excitotoxin-induced+destruction+of+vagal+primary+afferent+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Bezold-Jarisch reflex is inhibited by excitotoxin-induced destruction of vagal primary afferent neurons.</a> Eur. J. Pharmacol. 139 (3), 365-367 (1987).</li>
<li>Lewis, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitotoxin-induced+degeneration+of+rat+vagal+afferent+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Excitotoxin-induced degeneration of rat vagal afferent neurons.</a> Neuroscience. 34 (2), 331-339 (1990).</li>
<li>Wallick, D. W., Dunlap, M. E., Stuesse, S. S., Thames, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Denervation+of+vagal+cardiopulmonary+receptors+by+injection+of+kainic+acid+into+the+nodose+ganglia+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Auton.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Denervation of vagal cardiopulmonary receptors by injection of kainic acid into the nodose ganglia in dogs.</a> Auton. Neurosci. 102 (1-2), 85-89 (2002).</li>
<li>Muroi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+inhibition+of+vagal+afferent+nerve+pathways+regulating+cough+using+Nav+1.7+shRNA+silencing+in+guinea+pig+nodose+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Regul.+Integr.+Comp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Selective inhibition of vagal afferent nerve pathways regulating cough using Nav 1.7 shRNA silencing in guinea pig nodose ganglia.</a> Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 304 (11), 1017-1023 (2011).</li>
<li>Kollarik, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgene+expression+and+effective+gene+silencing+in+vagal+afferent+neurons+in+vivo+using+recombinant+adeno-associated+virus+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Transgene expression and effective gene silencing in vagal afferent neurons in vivo using recombinant adeno-associated virus vectors.</a> J. Physiol. 588 (21), 4303-4315 (2010).</li>
<li>Zhang, Z., Zhang, C., Zhou, M., Xu, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+opioid+mu-receptors%2C+but+not+delta-+or+kappa-receptors%2C+switches+pulmonary+C-fiber-mediated+rapid+shallow+breathing+into+an+apnea+in+anesthetized+rats%29%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Physiol.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Activation of opioid mu-receptors, but not delta- or kappa-receptors, switches pulmonary C-fiber-mediated rapid shallow breathing into an apnea in anesthetized rats).</a> Respir. Physiol. Neurobiol. 183 (3), 211-217 (2012).</li>
<li>Calik, M. W., Radulovacki, M., Carley, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranodose+ganglion+injections+of+dronabinol+attenuate+serotonin-induced+apnea+in+Sprague-Dawley+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Physiol.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Intranodose ganglion injections of dronabinol attenuate serotonin-induced apnea in Sprague-Dawley rat.</a> Respir. Physiol. Neurobiol. 190, 20-24 (2014).</li>
<li>Yoshioka, M., Goda, Y., Togashi, H., Matsumoto, M., Saito, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+characterization+of+5-hydroxytryptamine-induced+apnea+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Pharmacological characterization of 5-hydroxytryptamine-induced apnea in the rat.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 260 (2), 917-924 (1992).</li>
<li>Kopczynska, B., Szereda-Przestaszewska, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((5HT2+and+5HT3+receptors%27+contribution+to+modeling+of+post-serotonin+respiratory+pattern+in+cats%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sci%22%5BJournal%5D)">5HT2 and 5HT3 receptors' contribution to modeling of post-serotonin respiratory pattern in cats.</a> Life Sci. 75 (19), 2281-2290 (2004).</li>
<li>Fan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cannabinoid+agonists+inhibit+the+activation+of+5-HT3+receptors+in+rat+nodose+ganglion+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Cannabinoid agonists inhibit the activation of 5-HT3 receptors in rat nodose ganglion neurons.</a> J. Neurophysiol. 73 (2), 907-910 (1995).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling%2C+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), (2012).</li>
<li>Barann, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+inhibition+by+cannabinoids+of+human+5-HT3A+receptors%3A+probable+involvement+of+an+allosteric+modulatory+site%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Direct inhibition by cannabinoids of human 5-HT3A receptors: probable involvement of an allosteric modulatory site.</a> Br. J. Pharmacol. 137 (5), 589-596 (2002).</li>
<li>Bonaz, B., Picq, C., Sinniger, V., Mayol, J. F., Clarencon, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagus+nerve+stimulation%3A+from+epilepsy+to+the+cholinergic+anti-inflammatory+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol.+Motil%22%5BJournal%5D)">Vagus nerve stimulation: from epilepsy to the cholinergic anti-inflammatory pathway.</a> Neurogastroenterol. Motil. 25 (3), 208-221 (2013).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Die entscheidenden Schritte für eine erfolgreiche Injektion von Neurochemikalien in den Ganglien nodosum sind: 1) die Identifizierung und Reinigung des Bindegewebes an der Ganglien nodosum; 2) Bestätigung der Integrität der nodose Ganglien vor Injektion; 3) und unter Verwendung einer kleinen Nadel, um fein zu injizieren, aber nicht vollständig durch Punktierung nodosum ganglia. Der Vagusnerv innerviert viele Organe in den Hals und Bauch, und gibt wichtige Informationen wie Herzfrequenz, Blut...

Die afferente Signalübertragung über den Vagusnerv (Hirnnerv X) überträgt wichtige allgemeine viszerale Informationen an das Zentralnervensystem (ZNS) von Baro-, Chemo-, hepatischen Osmo-, Herz-, Lungen- und Magenrezeptoren, die sich in den Organen des Abdomens und des Thorax befinden. Der Vagusnerv übermittelt Informationen von Reizen wie Herzfrequenz, Blutdruck, bronchopulmonaler Reizung und gastrointestinaler Dehnung an den Kern des Solitärtrakts (NTS) der Medulla. Die Zellkörper der pseudounipolaren Neuronen des Vagusnervs befinden sich in den Ganglien nodosis und petrosal, von denen sich der Großteil in den ersteren befindet. Nodose-Ganglienzellen enthalten eine Fülle von Rezeptoren für Aminosäuren, Monoamine, Neuropeptide und andere Neurochemikalien, die, wenn sie aktiviert werden, die Aktivität des afferenten Vagusnervs verändern können. 1 Zahlreiche Innervationen des afferenten Vagusnervs in Verbindung mit der Vielfalt der Rezeptoren, die sich auf den Nodose-Ganglien befinden, veranschaulichen die biologische Bedeutung dieses Hirnnervs, und systemische Medikamente, die nicht in das ZNS eindringen und auf Rezeptoren auf Nodose-Ganglien abzielen, können zur Behandlung verschiedener Krankheiten wie Schlafapnoe, gastroösophageale Refluxkrankheit verwendet werden. oder chronischer Husten. 2-4
Der leichte Zugang zu den Nodose-Ganglien eignet sich für experimentelle Manipulation durch einen Längsschnitt in der Mittellinie, der am Hals gemacht wird. Der Vagusnerv tritt aus dem hinteren zerrissenen Foramen an der Schädelbasis aus und zeigt sofort eine Schwellung des Nervs, bei dem es sich um das Ganglion nodose handelt. Das Ganglion nodose ist leicht an zwei Nervenästen zu erkennen, die aus ihm hervorgehen: anterior der Pharynxast; und hinterer oberer Kehlkopfast. 5 Frühere experimentelle Manipulationen der Nodose-Ganglien umfassten elektrophysiologische Aufzeichnungen,6 Injektionen von immunhistochemischen oder immunfluoreszierenden Verbindungen zur Nervenverfolgung,7-10 Superfusionen oder Injektionen von Neuroexcitotoxinen,11-13 Injektionen von Adeno-assoziierten Viren zu Knockdown-Rezeptoren,14,15 und Injektionen von rezeptorspezifischen Neurochemikalien, um die Aktivität des Vagusnervs zu verändern. 16,17 kg
Systemische Injektionen von Neurochemikalien sind insofern problematisch, als die systemische Behandlung sowohl das periphere als auch das zentrale Nervensystem betrifft. Daher isoliert die systemische Behandlung nicht die Wirkung von Neurochemikalien auf die Aktivität des afferenten Vagusnervs. Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren unter Verwendung leicht verfügbarer Geräte für Intranodosis-Injektionen bei der Sprague-Dawley-Ratte, das die Aktivität des Vagusnervs moduliert, ohne das Zentralnervensystem zu beeinflussen. Die Stimulation von Serotonin-Typ-3-Rezeptoren (5-HT3) an Nodose-Ganglien durch intravenöse (IV) Infusion von Serotonin (5-HT) induziert den Bezold-Jarich-Reflex, eine vagale Reaktions-Trifecta aus Bradykardie, Hypotonie und Apnoe, die durch die supranodose Vagatomie aufgehoben werden kann. 11,17-19 Apnoe lässt sich leicht messen, indem ein Atemschallkopf um den Bauch der Ratte gelegt wird. 17,18 Cannabinoide verringern den 5-HT-induzierten Strom in Nodose-Ganglienzellen,20 und Intranodose-Ganglien-Injektionen von Dronabinol schwächen die 5-HT-induzierte Apnoe.

<table><tbody><tr><td>5-HT HCl</td><td>MP Biomedicals</td><td>215376591</td><td>12,5 & Mikro; g/kg pro 350 &μ; l/kg</td></tr><tr><td>Dronabinol (Marinol) 10 mg Kapseln (80 & Mikro; g/&micro; l)</td><td>AbbVie</td><td>NDC 0051-0023-21</td><td>Mit Sesamöl auf 20 & Mikro verdünnen; g/&micro; l</td></tr><tr><td>Sesamöl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3547</td><td></td></tr><tr><td>Intramedic Polyethylen-50</td><td>BD</td><td>427411</td><td>Bestellt bei VWR (Kat. # 63019-047)</td></tr><tr><td>Graefe Pinzette</td><td>Roboz</td><td>RS-5138</td><td>Zwei werden benötigt</td></tr><tr><td>Johns Hopkins Bulldog Klemme</td><td>Roboz</td><td>RS-7441</td><td>Drei werden benötigt</td></tr><tr><td>Piezoelektrischer Dehnungsmessstreifen</td><td>Ambu</td><td>813255-100</td><td></td></tr><tr><td>Datenerfassung USB-Subsysteme</td><td>DataWave Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sciworks Experimenter Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CyberAmp</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spritze, 500 & Mikro; l, Modell 1750 TLL</td><td>Hamilton Company</td><td>81220</td><td></td></tr><tr><td>Spritze, 10 & Mikro; l, Modell 1801 RN</td><td>7659-01</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nadel, 28 g, kleine Nabe RN</td><td>7803-02</td><td>Spitze Ausführung 4, Winkel 35, Länge 0,5 Zoll</td><td></td></tr></tbody></table>

eine methode der ganglien nodosum injection in sprague-dawley-ratte

A Method of Nodose Ganglia Injection in Sprague-Dawley Rat

Die afferente Signalübertragung über den Vagusnerv überträgt wichtige allgemeine viszerale Informationen an das zentrale Nervensystem von vielen verschiedenen Rezeptoren, die sich in den Organen des Bauches und des Thorax befinden. Der Vagusnerv übermittelt Informationen von Reizen wie Herzfrequenz, Blutdruck, bronchopulmonale Reizung und gastrointestinale Blähungen an den Kern des Solitärtrakts der Medulla. Die Zellkörper des Nervus vagus befinden sich in den Ganglien nodosis und petrosal, von denen sich die meisten in den ersteren befinden. Die Nodose-Ganglien enthalten eine Fülle von Rezeptoren für Aminosäuren, Monoamine, Neuropeptide und andere Neurochemikalien, die die Aktivität des afferenten Vagusnervs modifizieren können. Die Modifikation vagaler Afferenzen durch systemische periphere medikamentöse Behandlungen, die auf die Rezeptoren auf den Nodose-Ganglien abzielen, hat das Potenzial, Krankheiten wie Schlafapnoe, gastroösophageale Refluxkrankheit oder chronischen Husten zu behandeln. Das Protokoll beschreibt hier eine Methode zur Injektion von Neurochemikalien direkt in das Nodose-Ganglion. Die direkte Injektion von Neurochemikalien in die Nodose-Ganglien ermöglicht die Untersuchung von Wirkungen, die ausschließlich auf Zellkörper wirken, die die Aktivität der afferenten Nerven modulieren, und verhindert die Komplikation der Beteiligung des Zentralnervensystems, wie sie bei der systemischen neurochemischen Behandlung zu beobachten ist. Mit leicht verfügbaren und kostengünstigen Geräten können Intranodosis-Ganglieninjektionen bei anästhesierten Sprague-Dawley-Ratten problemlos durchgeführt werden.

1 stellt Probenatmungsaufzeichnungs in Ratten, die Infusion von 5-HT-Apnoe vor und nach intranodose ganglia Injektionen von Dronabinol induziert hatte. 5-HT aktiviert 5-HT 3 -Rezeptoren auf der Knoten-Ganglien, die mit dem Bezold-Jarisch-Reflex Bradykardie, Hypotonie und Apnoe beitragen. 11,17-19 Intranodose ganglia Injektionen von Dronabinol aktivieren inhibitorische CB Rezeptoren oder allosterisch moduliert 5-HT 3 Rezeptoren, die die 5-HT-induzierte Anregung der Vagusn...

Die afferente vagale Signalgebung überträgt wichtige Informationen an das zentrale Nervensystem von Rezeptoren, die sich in den Organen des Abdomens und des Thorax befinden. Die Nodose-Ganglien des Vagusnervs enthalten viele Arten von Rezeptoren, die die vagale Aktivität modulieren. Dieses Protokoll beschreibt eine Methode der lokalen Injektion von Neurochemikalien in die Nodose-Ganglien.

Eine Methode der Ganglien nodosum Injection in Sprague-Dawley-Ratte

Afferent signaling via the vagus nerve transmits important general visceral information to the central nervous system from many diverse receptors located ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, lokale Injektionen von Neurochemikalien direkt in die Schlingenganglien durchzuführen, um die Wirkung von Neurochemikalien auf das physiologische Verhalten in Bezug auf den Vagusnerv zu untersuchen. Dies wird erreicht, indem zunächst eine Halsoperation durchgeführt wird, um die Schlingenganglien und Vagusnerven sichtbar zu machen. Der zweite Schritt besteht darin, die Schlingenganglien des Bindegewebes zu isolieren und zu reinigen.Injizieren Sie als Nächstes die interessierende Neurochemikalie in die Ganglien ohne Dosis. Der letzte Schritt besteht darin, die physiologischen und verhaltensbezogenen Auswirkungen der Modulation der vagalen Nervenaktivität durch lokale Injektionen von Neurochemikalien in die Ganglien ohne Dosis zu messen. Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich der Neurowissenschaften zu beantworten, z. B. ob lokal verabreichte Neurochemikalien die Aktivität des Vagusnervs modulieren oder nicht.Im Allgemeinen können Personen, die mit dieser Methode noch nicht vertraut sind, Schwierigkeiten haben, da es sehr feinmotorische Fähigkeiten erfordert, in die Ganglien ohne Dosis zu injizieren. Übung ist das A und O

a-method-of-nodose-ganglia-injection-in-sprague-dawley-rat

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Quelle: Cheah, M., et al. Injektion des Spinalwurzelganglion und Dorsale Root Crush Injury als Modell für die Regeneration des sensorischen Axons. J. Vis. exp. (2017). Dieses Video zeigt ein Schritt-für-Schritt-Verfahren zur Injektion einer Virussuspension in die Spinalganglien (DRGs) und zur Induktion einer kontrollierten axonalen Verletzung über einen dorsalen Wurzelcrush bei einer anästhesierten Ratte. Das Protokoll umfasst die Freilegung der DRGs, die Verabreichung eines wachstumsfördernden...

Modellierung der sensorischen Axonregeneration bei einer Ratte mittels Injektion des Spinalganglion und Dorsalwurzelquetschverletzung

Direkte Injektion in den Sehnerv der Ratte ist nützlich für die regenerative Forschung. Wir demonstrieren eine minimal-invasive Technik zur direkten Injektion in einen Sehnerv der Ratte, bei der der Schädel nicht geöffnet werden muss. Mit dieser Methode werden chirurgische Komplikationen minimiert und die Genesung ist schneller.

Minimal-invasive Technik für die Injektion in Ratten-Optic Nerve

Dieses Protokoll stellt die Verwendung einer Injektion eines dorsalen Wurzelganglions (DRG) mit einem viralen Vektor und einer gleichzeitigen Verletzung des dorsalen Wurzelquetsches bei einer erwachsenen Ratte als Modell zur Untersuchung der sensorischen Axonregeneration dar. Dieses Modell eignet sich, um den Einsatz von Gentherapie zur Förderung der sensorischen Axonregeneration zu untersuchen.

Dorsalwurzelganglion Injection und dorsale Wurzel Quetschverletzungen als Modell für Sensory Axonregeneration

Wir beschreiben eine Methode zur Laminotomie bei Schweinen, die Zugang zu LWS Dorsal Root Ganglien (DRG) für die intraganglionic Injektion. Intraoperativ und histologisch bestätigt bis zu 21 Tage nach der Operation Injektion Fortschritte überwacht. Dieses Protokoll kann für zukünftige präklinischen Studien mit DRG-Injektion verwendet werden.

Laminotomie LWS Dorsal Root Ganglion-Zugriff und Injektion bei Schweinen

Intraspinal Injektion von Rekombinase abhängigen recombinant Adeno-assoziierte Virus (rAAV) kann verwendet werden, um jeden genetisch gekennzeichneten Zelltyp im Rückenmark zu manipulieren. Hier beschreiben wir, wie Neuronen im Hinterhorn des Rückenmarks lumbale transduzieren. Diese Technik ermöglicht funktionale Verhör des Subtyps manipulierten Neuron.

Adeno-assoziierten Virus-vermittelten Transgene Ausdruck in genetisch definierten Nervenzellen des Rückenmarks

Dieses Protokoll zeigt Injektion von Doppelthebel transportable viralen Vektoren in Ratte Rückenmark Gewebe. Der Vektor wird an der Synapse aufgegriffen und zum Zellkörper von Neuronen Ziel transportiert. Dieses Modell eignet sich für retrograde Tracing wichtige spinalen Bahnen oder gezielt Zellen für Gen-Therapie-Anwendungen.

Direkter Einspritzung von Lentivirale Vektor zeigt mehrere motorische Bahnen im Rückenmark Ratte

Hier beschreiben wir eine Methode zur Abgabe von Medikamenten an das zentrale Nervensystem der Ratte, indem wir einen Katheter in den lendenintrathekalen Raum der Wirbelsäule implantieren. Wir konzentrieren uns auf die Lieferung von Antisense-Oligonukleotiden, obwohl diese Methode auch für die Lieferung anderer therapeutischer Modalitäten geeignet ist.

Intrathekale Lieferung von Antisense Oligonukleotiden im Zentralen Nervensystem der Ratte

Dieses Protokoll beschreibt die detaillierte, inputarme Probenvorbereitung für die Einzelkernsequenzierung, einschließlich der Dissektion von Maus-Superior-Cervix- und Sternganglien, Zelldissoziation, Kryokonservierung, Nukleusisolierung und Hashtag-Barcoding.

Low-Input-Nukleus-Isolierung und Multiplexing mit Barcode-Antikörpern sympathischer Mausganglien für die Single-Nucleus-RNA-Sequenzierung

Eine lumbale intrathekale Injektion stellt einen translational relevanten Verabreichungsweg für die Verabreichung einer Gentherapie an das zentrale Nervensystem dar. Dieses umfassende standardisierte Protokoll für lumbale intrathekale Injektionen bei Neugeborenen, juvenilen und adulten Mäusen und Ratten soll Forscher bei der Übernahme dieser Technik für präklinische Gentherapiestudien unterstützen.

Lumbale intrathekale Injektion von Gentherapie-Vektoren für das Targeting des Zentralnervensystems bei Mäusen und Ratten

Wir stellen ein Protokoll für die direkte Injektion des Vagusnervs bei Ratten vor, das die direkte Verabreichung von Medikamenten in den Nerv ohne Komplikationen nach der Injektion ermöglicht. Diese Methode gilt für präklinische neurologische Studien, bei denen das autonome Nervensystem manipuliert wird. Es kann für die direkte Nerveninjektion für andere Nerven bei Ratten und anderen Spezies verwendet werden, mit den notwendigen Modifikationen.

Direktes Vagusnerv-Injektionsprotokoll für Ratten

Dieses Protokoll beschreibt eine einzigartige Technik, die einen transkonjunktivalen Ansatz verwendet, um Zugang zum Sehnerv der Ratte für Injektionen zu erhalten.

Transkonjunktivaler Zugang zur Injektion in den Sehnerv der Ratte

Erfahren Sie die Methode der lokalen Injektion von Neurochemikalien in das Nodose-Ganglion bei Sprague-Dawley-Ratten. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung der Vagusnerv-Aktivität und physiologischer Reaktionen in vivo.

Eine Methode der Ganglien nodosum Injection in Sprague-Dawley-Ratte

Weitere Videos entdecken