Name: Kultur von embryonalen Maus Cochlear Explantate und Gentransfer durch Elektroporation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-12T14:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 3 s
Description: Lernen Sie die Kultur embryonaler Mäuse-Cochlea-Explantate und Gentransfer durch Elektroporation zur Untersuchung der Cochlea-Entwicklung. Diese Methode ermöglicht die Analyse von Genfunktionen im Innenohr.

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Wir möchten Dr. Bradley Schulte für seine Kommentare zu diesem Protokoll danken. Diese Arbeit wurde durch das Stipendium R00 (5R00DC010220) der National Institutes of Health unterstützt. Dieses Projekt wurde in einem renovierten Laborraum durchgeführt, der von Grant C06RR014516 unterstützt wurde.

HINWEIS: Alle Protokolle mit lebenden Tieren müssen überprüft und durch ein Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) zugelassen worden sein und offiziell anerkannte Methoden für die Pflege und Verwendung von Labortieren folgen. Alle Sektionen sollte mit einer sterilen Technik auf eine saubere Sterilbank werden. Handschuhe und eine Maske, falls erwünscht, sollte bei diesem Verfahren getragen werden. 1. Präparation der embryonalen Maus-Ear- <ol><li> Einrichten für Corti-Organ Explantatkulturen: <ol><li> Sterilisieren der Laminarströmung Gewebekulturhaube durch Einschalten UV-Licht für ungefähr 30 min und desinfiziert die Oberfläche mit 70% igem Ethanol vor der Verwendung. Zusätzlich zu sterilisieren alle Dissektionsinstrumente einschließlich feiner Dissektion Werkzeuge und Sylgard-beschichtete Platten für Embryo Dissektion über Autoklaven oder durch Eintauchen in 70% Ethanol für mindestens 20 Minuten vor dem Gebrauch. Gießen Sie 70% Ethanol und lassen Sie die Speisen und Instrumente an der Luft trocknen in einem sauberen laminare Strömung clean Bank vor der Verwendung. </li><li> Vorbereitung steriler Hanks Balanced Salt Solution (HBSS) / (4- (2-Hydroxyethyl) -1-piperazinethansulfonsäure) (HEPES) Mischung durch Zugabe von 10% 10x HBSS und 0,5% HEPES und den pH-Wert auf etwa 7,2 und Filter sterilisieren endgültige Lösung und bei 4 ° C. Führen Sie alle Sektionen in gekühlt HBSS / HEPES-Lösung zu einer besseren Erhaltung der Gewebe während des gesamten Verfahrens. </li><li> Beschichtung von Glasbodenschalen mit Basalmembranmatrix durch Zugabe von 5 ml kaltem (4 ° C) sterile Dulbeccos Modified Eagle Medium (DMEM) zu einem 300 &amp; mgr; l Aliquot von Basalmembran-Matrix in einem sterilen 15 ml-Polypropylenröhrchen. Vortexen Inhalt und mit 150 ul der Basalmembranmatrix-DMEM Mischung auf die Mitte jeder Kulturschale, so dass es den in der Mitte der Schale gut vorliegenden gesamte Kultur umfasst. Decken Sie die Speisen und an einem 37 ° C Inkubator für mindestens 45 Minuten vor dem Gebrauch. </li><li> Gießen Sie 4-5 ml gekühlt HBSS umgree sterile Polystyrol-Petrischalen und verlassen in der Haube geschlossen ist. </li><li> Bereiten Kulturmedium in einem sterilen 15 ml-Polypropylenröhrchen durch Zugabe von 9 ml DMEM werden 100 ul N2 Ergänzungen, 10 g / ml Cipro und 1 ml FBS. </li></ol></li><li> Die Isolierung der Embryonen: HINWEIS: In diesem Verfahren zum Kultivieren von Cochlea-Explantate aus embryonalen Mäuse, Ernte Innenohren aus embryonalen Tag (E) 13 Schläfenbeine mit dem Tag nach der Befruchtung als E1 9 berücksichtigt. Das Protokoll kann auch mit embryonalen Maus inneren Ohren beginnend von E12 bis E18 verwendet werden. <ol><li> Euthanize eine zeitgesteuerte schwangeren Maus mit CO 2 und opfern Tier durch Genickbruch oder entsprechend zugelassenen Protokollen. Führen Sie die Euthanasie von Laminar-Flow-Gewebekultur Haube, um die Sterilität in der Gewebekulturraum zu erhalten. </li><li> Zeigen eingeschläfert Maus auf Papiertuch mit Bauch nach oben und desinfizieren Bauch mit 70% Ethanol. </li><li> Öffnen Sie die Bauchhöhle durch Greifen der Hautmit einer gebogenen Pinzette mit einer Hand und schnitt Epidermis und Muskeln entlang der Mittellinie mit einer Schere mit einer anderen Hand. Machen Sie zwei senkrechte Schnitte auf beiden Seiten und ziehen Sie den Uterus sorgfältig durch Anheben bilateralen Gebärmutterhörner mit einer Pinzette und entfernen Sie sie von unten Binde mit Gewebe Schere. </li><li> Setzen Sie den embryonalen Kette in einer Petrischale mit Kalt Dissektion Lösung (HBSS / HEPES-Gemisch) und Transfer zum Laminar-Flow-Sterilbank. </li><li> Embryonen vorsichtig aus Plazenta und legen Sie sie in einem der sterile Petrischalen mit Dissektion Lösung. Wenn die Lösung färbt sich blutig, verschieben Sie sie in eine neue Petrischale. HINWEIS: An dieser Stelle können Embryonen mit einem Theiler Inszenierung Führung statt. </li><li> Enthaupten Embryonen durch Kneifen im Halsbereich mit einem Paar von sauberen Pinzette oder Schere und legen die Köpfe in einer Petrischale mit frisch gekühlt Sezieren Lösung. </li></ol></li><li> Dissection der inneren Ohren: <ol><li> Ort one Embryokopf in einem sterilen Sylgard Schale mit kaltem Seziertisch </li><li> Lösung. Arbeiten unter einem Binokular mit einer Vergrößerung von ~ 1,6X, immobilisieren den Embryo Kopf, indem Minutien Stifte oder um näher an Augenbereich (1A). </li><li> Mit zwei Paar sterile Pinzette vorsichtig die Haut und die Öffnung des Schädels auf der Rückenseite entlang der Mittellinie (Abbildung 1B). Entfernen Gehirn von Schädelhöhle und Innenohren im Schläfenbeine befindet, kann in diesem Stadium (1C, D) identifiziert werden. Die Auskleidung des Blutgefäßes, die normalerweise um den Innenohren vorhanden ist, kann als Bezugspunkt für die Identifizierung des Innenohrs in dieser Phase (1D) verwendet werden. </li><li> Präparieren Sie die Innenohr von der zeitlichen Knochen, indem die Zange unterhalb des Gewebes und Isolierung des Innenohrs von der Schädelbasis und in ein neues Gericht, das kalt Sezieren Lösung (1E, F). </li></ol></li></ol> 2. Erzeugung von Corti-Organ Explantatkulturen HINWEIS: In diesem Stadium der Entwicklung wird das Gewebe Knorpel und kann mit einer Pinzette leicht präpariert werden. <ol><li> Richten Sie das Innenohr, so dass Bauchseite nach oben zeigt (Abbildung 2A) und Stabilisierung des Innenohrs durch leichtes Einsetzen des scharfen Ende Minutien Stifte durch die vestibulären Teil des Innenohrs (2B). </li><li> Mit ultrafeinen Zange aufgeschnitten das darüber liegende Knorpel durch einen Einschnitt mit einem Ende der Zange in der Nähe von dem ovalen Fenster und entfernen Sie vorsichtig den Knorpel aus der Hörschnecke (2C). Hinweis: Es ist wichtig, sicherzustellen, dass Zange nicht zu tief in den Knorpel einge als darüberliegenden Knorpel wird manchmal mit dem Schneckengang in diesem Fall ist es hilfreich, geschlossener Zange verwenden, um Knorpel von dem darunterliegenden Schneckengang frei durch Abkratzen unter der kondensierte sberfl des Knorpels. In diesem Stadium der Entwicklung, ist die Spirale der Cochlea nur drei Viertel einer Umdrehung in der Länge. </li><li> Als nächstes setzen die Sinnesepithel indem die Zange in dem bevorzugten Bereich der Schneckengang entweder der Basis oder an der Spitze sehr, und sanft herausziehen das Dach der Cochlea (2D). HINWEIS: Das Dach der Cochlea muss vollständig entfernt werden, da es die Sinnesepithel behindern die Analyse maskieren. HINWEIS: Dieses Verfahren muss vorsichtig erfolgen, da es einfach ist, die Sinnesepithel reißen werden. </li><li> Als letzter Schritt, vorsichtig die zugrunde liegenden Bindegewebe von der freiliegenden Sinnesepithel so dass die Basis der Cochlea-Explantat gleichmäßig flach. </li><li> Isolieren Sie die seziert Cochlea von der vestibulären Teil des Innenohrs mit einer Pinzette. Dies kann vor oder nach dem Schritt 2.4 (2E) durchgeführt werden. </li><li> Übertragen Sie die seziert Cochlea Sinnesepithel in einen Keller membrane Matrix-beschichteten Kultur auch mit einem 1,5 mm sterile scooper (2F). </li><li> Richten Sie die Cochlea-Explantat mit der Lumenoberfläche des Epithels nach oben ein und saugen Sie den Basalmembranmatrix-DMEM-Lösung sorgfältig zu glätten das Gewebe und ersetzen Sie es mit 150 ml frisches Kulturmedium durch sanftes Zugabe in die Schale. Ist darauf zu achten, um sicherzustellen, dass jedes Explantat haftet gut auf der beschichteten Glasdeckglas und wird nicht in das Kulturmedium schwimm werden. Stellen Sie sicher, dass die Spitze der Zange wird darauf hingewiesen, während der Anbringung des Glases auch um eine Beschädigung der Cochlea Explantation. </li><li> Die Kulturschale vorsichtig Führung in eine sterile 150 mm Kulturschale und in eine Gewebekultur-Inkubator bei 37 ° C mit 5% CO 2 für eine gewünschte Zeitdauer, in der Regel 3-6 Tage in vitro (DIV). Nach 1 DIV, untersuchen Sie die Kulturen unter einem Binokular, um sicherzustellen, dass die Cochlea-Explantat wurde auch in die Kulturschale eingehalten werden. </li><li> Nach dem incubation in vitro für die gewünschten Zeitdauern werden die Kulturen für die Immunhistochemie verarbeitet. HINWEIS: Die Explantatkulturen Regel werden 6 DIV das entspricht Entwicklungsstufe, P0 inkubiert. Nach Inkubation in vitro können Kulturen für Downstream-Anwendungen wie die Immunhistochemie (3B) verarbeitet werden, RT-PCR, in situ-Hybridisierung und / oder Western Blot. </li></ol> 3. Elektroporation vermittelte Gentransfer <ol><li> Die Einrichtung für die Elektroporation: <ol><li> Sterilisieren Sie einen 100 mm Sylgard-beschichtete Glasschüssel durch Autoklavieren oder Eintauchen in 70% Ethanol für etwa 20 Minuten und an der Luft trocknen in einer Sterilbank vor der Verwendung. </li><li> Bereiten DNA aus einem Expressionsvektor der Wahl mit geeigneten Maxi- oder Midi-Prep-Kits. Die in diesem Protokoll verwendeten Expressionsvektoren sind pIRES2-Atoh1.EGFP und pCLIG-NeuroD1.EGFP. Die Endkonzentration der DNA sollte mindestens 1 ug / ul in sterilem DNA sein /RNase-freies Wasser. </li></ol></li><li> Elektroporation DNA in embryonale Cochlea Explantate: <ol><li> Fügen Sie 10 ul der Plasmid-DNA-Lösung auf eine frische 100 mm Sylgard beschichtete Schale und übertragen eine komplett zerlegt Cochlea Explantation (aus Schritt 2.5 erhalten) in die DNA-Lösung. </li><li> Mit Lumenoberfläche des Epithels nach oben, kippen Sie das Cochlea leicht, so dass es senkrecht zur Ebene der Schale. </li><li> Die Elektrode Schaufeln auf beiden Seiten der Cochlea mit negativen Paddel (Kathode) in Richtung des sensorischen Epithels und der positiven Paddel (Anode), die benachbart zu der Basis der Cochlea. Hinweis: Da die DNA negativ geladen ist, von negativ nach positiv Elektrode und durch die Plazierung einer Kathode Ende der Sonde angrenzend an das Riechepithel wandert es; die DNA wird vor allem durch die Oberfläche des Sinnesepithel gehen. </li><li> Mit Elektroporator liefern 9-10 Pulse von 24 mV, 30 ms Pulsdauer mit dem Fußschalter auf T-er Elektroporator, und fügen Sie 100 ul von warmem Kulturmedium, um die elektroporierten Cochlea. </li><li> Die Schritte 3.2.1-4 für alle Cochlea Explantate und DNA der Gene von Interesse und übertragen die elektroporierten Cochleae in die Basalmembran-Matrix-beschichtete Schale zum Plattieren (Schritt 2.7). Kultur ganze elektroporiert Cochleae in einem 37 ° C, 5% CO 2 befeuchteten Inkubator für gewünschte Zeitdauern, die dann für Immunzytochemie verarbeitet werden. HINWEIS: Die Schnecke aus einem ganzen Wurf von CD1 Maus (ungefähr 8-12 Welpen) isoliert werden, mikrodissezierten, elektroporiert und in &lt;4 Stunden überzogen. </li></ol></li></ol> 4. Analyse der Cochlear Explantatkulturen HINWEIS: Die Kulturen werden in der Regel für 6 DIV, die äquivalent zu der Entwicklungsstufe, P0 ist, inkubiert. Nach Inkubation in vitro werden die Kulturen fixiert und für Immunzytochemie verarbeitet. <ol><li> Nach gewünschte Länge incubation Entfernen Kulturmedium schnell und gründlich die Cochlea Explantat in phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) und Inkubation in 4% Paraformaldehyd (in PBS) für 15 min bei Raumtemperatur. </li><li> 15 min Waschen Sie die Fixiermittel durch Zugabe von PBS und spülen in PBS dreimal. </li><li> Permeabilisieren Verwendung von PBS-T (PBS + 0,5% Tween) für 30 min vor dem Blockieren mit PBS-T, enthaltend 10% Ziegenserum. </li><li> Inkubiere in primären Antikörperlösung, die Primärantikörpers in PBS-T mit 1% Ziegenserum über Nacht bei 4 ° C. </li><li> Dreimal Waschen Sie die Cochlea bei Raumtemperatur mit PBS-T jede 15 Minuten, bevor Sie entsprechende Alexa-konjugierten Sekundärantikörper. </li><li> Da der Cochlea Explantat auf Glasdeckgläschen kultiviert sie können einzeln durch Isolierung des Deckglases von der Schale und die Montage auf einer Folie verarbeitet werden. Dies kann durch Eintauchen der Kulturschale in OS30 Lösungsmittel für mindestens 1 Stunde bei Raumtemperatur erreicht werden. Mit dem sterilen Rasierklinge, nehmen Sie den Deckglas aus der dish und montieren auf einer Folie und sichtbar unter einem Fluoreszenzmikroskop. </li></ol>

<ol><li>Sobkowicz, H. M., Bereman, B., Rose, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organotypic+development+of+the+organ+of+Corti+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurocytol%22%5BJournal%5D)">Organotypic development of the organ of Corti in culture.</a> J Neurocytol. 4 (5), 543-572 (1975).</li>
<li>Zheng, J. L., Gao, W. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overexpression+of+Math1+induces+robust+production+of+extra+hair+cells+in+postnatal+rat+inner+ears%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Overexpression of Math1 induces robust production of extra hair cells in postnatal rat inner ears.</a> Nat Neurosci. 3 (6), 580-586 (2000).</li>
<li>Zheng, J. L., Shou, J., Guillemot, F., Kageyama, R., Gao, W. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hes1+is+a+negative+regulator+of+inner+ear+hair+cell+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Hes1 is a negative regulator of inner ear hair cell differentiation.</a> Development. 127 (21), 4551-4560 (2000).</li>
<li>Woods, C., Montcouquiol, M., Kelley, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Math1+regulates+development+of+the+sensory+epithelium+in+the+mammalian+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Math1 regulates development of the sensory epithelium in the mammalian cochlea.</a> Nat Neurosci. 7 (12), 1310-1318 (2004).</li>
<li>Jones, J. M., Montcouquiol, M., Dabdoub, A., Woods, C., Kelley, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibitors+of+differentiation+and+DNA+binding+%28Ids%29+regulate+Math1+and+hair+cell+formation+during+the+development+of+the+organ+of+Corti%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Inhibitors of differentiation and DNA binding (Ids) regulate Math1 and hair cell formation during the development of the organ of Corti.</a> J Neurosci. 26 (2), 550-558 (2006).</li>
<li>Dabdoub, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sox2+signaling+in+prosensory+domain+specification+and+subsequent+hair+cell+differentiation+in+the+developing+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Sox2 signaling in prosensory domain specification and subsequent hair cell differentiation in the developing cochlea.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105 (47), 18396-18401 (2008).</li>
<li>Doetzlhofer, A., Basch, M. L., Ohyama, T., Gessler, M., Groves, A. K., Segil, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hey2+regulation+by+FGF+provides+a+Notch-independent+mechanism+of+maintaining+pillar+cell+fate+in+the+organ+of+Corti%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Cell%22%5BJournal%5D)">Hey2 regulation by FGF provides a Notch-independent mechanism of maintaining pillar cell fate in the organ of Corti.</a> Dev Cell. 16 (1), 58-69 (2009).</li>
<li>Puligilla, C., Dabdoub, A., Brenowitz, S. D., Kelley, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sox2+induces+neuronal+formation+in+the+developing+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Sox2 induces neuronal formation in the developing cochlea.</a> J Neurosci. 20 (2), 714-722 (2010).</li>
<li>Kaufman, M. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKaufman%2C+MH+%22The+Atlas+of+Mouse+Development%22">The Atlas of Mouse Development</a>. , Academic Press. San Diego. (1995).</li>
<li>Sher, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+embryonic+and+postnatal+development+of+the+inner+ear+of+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Otolaryngol+Suppl%22%5BJournal%5D)">The embryonic and postnatal development of the inner ear of the mouse.</a> Acta Otolaryngol Suppl. 285, 1-77 (1971).</li>
<li>Torres, M., Giraldez, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+the+vertebrate+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Mech+Dev%22%5BJournal%5D)">The development of the vertebrate inner ear.</a> Mech Dev. 71 (1-2), 5-21 (1998).</li>
<li>Brown, S. T., Martin, K., Groves, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+basis+of+inner+ear+induction%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Top+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Molecular basis of inner ear induction.</a> Curr Top Dev Biol. 57, 115-119 (2003).</li>
<li>Puligilla, C., Kelley, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Building+the+world%E2%80%99s+best+hearing+aid%3B+regulation+of+cell+fate+in+the+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Genet+Dev%22%5BJournal%5D)">Building the world’s best hearing aid; regulation of cell fate in the cochlea.</a> Curr Opin Genet Dev. 19 (4), 368-373 (2009).</li>
<li>Wu, D. K., Kelley, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+mechanisms+of+inner+ear+development%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Perspect+Biol%22%5BJournal%5D)">Molecular mechanisms of inner ear development.</a> Cold Spring Harb Perspect Biol. 4 (8), a008409(2012).</li>
<li>Holt, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Viral-mediated+gene+transfer+to+study+the+molecular+physiology+of+the+mammalian+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Audiol+Neurootol%22%5BJournal%5D)">Viral-mediated gene transfer to study the molecular physiology of the mammalian inner ear.</a> Audiol Neurootol. 7 (3), 157-160 (2002).</li>
<li>Stone, I. M., Lurie, D. I., Kelley, M. W., Poulsen, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adeno-associated+virus-mediated+gene+transfer+to+hair+cells+and+support+cells+of+the+murine+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Adeno-associated virus-mediated gene transfer to hair cells and support cells of the murine cochlea.</a> Mol Ther. 11 (6), 843-848 (2005).</li>
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Es wurden keine Interessenkonflikte angegeben.

Alle Zellen innerhalb des membranösen Labyrinth des Maus Innenohres einschließlich sensorischer, nonsensory und die Spiralganglienneuronen sind alle aus placodally abgeleiteten otocyst benachbart zu dem Hinterhirn des Ektoderms rund E8 10-14 abgeleitet ist. Bei E11 ventralen Bereich des otocyst erstreckt, um den Schneckengang zu bilden, und die Entwicklung geht weiter, eine Gruppe von Epithelzellen in der Cochlea als auch in anderen Bereichen des otocyst, werden als prosensory Patches, anschließend Hieraus wi...

Das Säugetierorgan Corti besteht aus einem Mosaik spezialisierter Zelltypen, darunter zwei Arten von mechanosensorischen Haarzellen sowie mindestens vier Arten von nicht-sensorischen Unterstützungszellen, was es zu einem idealen Modellsystem macht, um normale zelluläre Prozesse wie Proliferation, Schicksalsspezifikation, Differenzierung und Musterbildung zu untersuchen. Darüber hinaus ist die normale Entwicklung dieser verschiedenen Zelltypen essentiell für eine normale Hörfunktion. Daher ist es wichtig, die molekularen und zellulären Faktoren zu verstehen, die ihre Entwicklung regulieren. Die geringe Größe der Maus-Cochlea sowie ihre Unzugänglichkeit stellen jedoch eine besondere Herausforderung für Genexpressionsstudien dar. Darüber hinaus finden die meisten Spezifizierungs- und Musterungsereignisse des Zellschicksals während der embryonalen Zeitperioden statt und sind meist vor der Geburt abgeschlossen. Daher ist die Identifizierung und Charakterisierung von Signalereignissen während embryonaler Zeiträume unerlässlich, um Einblicke in die molekularen Grundlagen der Cochlea-Morphogenese zu erhalten. 
Hier demonstrieren wir eine Methode, um intakte Cochlea in vitro aus embryonalen Mausinnenohren zu kultivieren. Der Grund für die Anwendung dieser Technik ist, dass kultivierte Cochleae ihre molekularen und morphologischen Eigenschaften beibehalten und somit ein wertvolles Modell für die Untersuchung potenzieller Kandidatengene und die Erforschung der Mechanismen der Cochlea-Morphogenese darstellen. Obwohl transgene Mäuse für Genexpressionsstudien verwendet werden können, wird häufig ein In-vitro-System zur Überwachung spezifischer Genfunktionen benötigt. Darüber hinaus können Cochlea-Kulturen aus transgenen Mausembryonen etabliert werden, um deren Entwicklung und Reaktion auf verschiedene lösliche Faktoren und Antagonisten in vitro zu untersuchen. Obwohl in diesem Protokoll Embryonen am Tag 13 (E13) verwendet werden, können Kulturen von E12 oder E14 bis hin zu frühen postnatalen Innenohren ähnliche Ergebnisse liefern. 
Wir präsentieren auch eine Gentransfertechnik in kultivierten embryonalen Cochlea-Explantaten mittels Rechteck-Elektroporation. Nach der Isolierung der Cochlea-Explantate kann die Elektroporation verwendet werden, um DNA-Plasmide von Genen von Interesse in einzelnen Zellen innerhalb des Cochlea-Gangs zu exprimieren. Diese Technik dient als komplementärer Ansatz zu Studien mit transgenen Mäusen, um Einblicke in die molekularen Signalwege zu gewinnen, die dem zellulären Phänotyp zugrunde liegen. Mit dieser Methode des Gentransfers werden eine Vielzahl von Epithelzelltypen innerhalb der embryonalen Cochlea transfiziert, wodurch Funktionsverlust- und -gewinnanalysen auf Einzelzellebene möglich sind. Darüber hinaus können elektrophysiologische Untersuchungen auch in Cochlea-Explantatkulturen durchgeführt werden8. Diese Methode der In-vitro-Elektroporation ist relativ einfach und unkompliziert, kombiniert mit minimaler Schädigung des Gewebes, was zu einer raschen Ausweitung dieser Technik geführt hat.

<table><tbody><tr><td>HBSS</td><td>Gibco</td><td>14065-056</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Gibco</td><td>15630-080</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco' s Modifiziertes Medium</td><td>Gibco</td><td>12430-054</td><td></td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum</td><td>Gibco</td><td>10082</td><td></td></tr><tr><td>N-2 Ergänzung (100x)</td><td>Gibco</td><td>17502-048</td><td></td></tr><tr><td>Ciprofloxacinhydrochlorid</td><td>Cellgro</td><td>61-277-RF</td><td></td></tr><tr><td>Glasschale 60 mm</td><td>Kimble Chase</td><td>23062-6015/23064-6015</td><td></td></tr><tr><td>Glasschale 100 mm</td><td>Kimble Chase</td><td>23064-10015/23062-10015</td><td></td></tr><tr><td>Minutien Pins</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-15</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinzetten</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10</td><td></td></tr><tr><td>Impulsgenerator</td><td>Protech International Inc</td><td>CUY21Vivo-SQ</td><td></td></tr><tr><td>Kulturschalen mit Glasboden</td><td>MatTek</td><td>P35G-0-10-C</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel-Matrix</td><td>BD Biosciences</td><td>356237</td><td></td></tr><tr><td>Kulturschale, 60 x 15 mm</td><td>Becton Dickinson</td><td>353037</td><td></td></tr><tr><td>Gewebekulturschalen</td><td>Greiner Bio-one</td><td>639160</td><td></td></tr><tr><td>Phosphatgepufferte Kochsalzlösung</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>OS-30</td><td>Dow Corning</td><td>4021768</td><td></td></tr><tr><td>Fluoromount</td><td>Southern Biotech</td><td>0100-01</td><td></td></tr><tr><td>Konische Röhrchen, 15 ml</td><td>Greiner Bio-one</td><td>188261</td><td></td></tr><tr><td>Myosin 6</td><td>Proteus Biosciences Inc</td><td>25-6791</td><td></td></tr><tr><td>Myosin 7a</td><td>Proteus Biosciences Inc</td><td>25-6790</td><td></td></tr><tr><td>TuJ1</td><td>Sigma</td><td>T2200</td><td></td></tr></tbody></table>

kultur von embryonalen maus cochlear explantate und gentransfer durch elektroporation

Culture of Embryonic Mouse Cochlear Explants and Gene Transfer by Electroporation

Auditorische Haarzellen, die sich im Mausorgan von Corti befinden, erkennen und leiten Schallinformationen an das zentrale Nervensystem weiter. Die mechanosensorischen Haarzellen sind in einer Reihe von inneren Haarzellen und drei Reihen von äußeren Haarzellen ausgerichtet, die sich entlang der basalen bis apikalen Achse der Cochlea erstrecken. Die hier beschriebene Explantatkulturtechnik bietet eine effiziente Methode zur Isolierung und Erhaltung von Cochlea-Explantaten aus dem embryonalen Innenohr der Maus. Auch die Morphologie und die molekularen Eigenschaften von sensorischen Haarzellen und nicht-sensorischen Stützzellen in den Cochlea-Explantatkulturen ähneln denen, die in vivo beobachtet wurden, und können in ihrer intrinsischen zellulären Umgebung untersucht werden. Die Cochlea-Explantate können als wichtige experimentelle Werkzeuge für die Identifizierung und Charakterisierung molekularer und genetischer Signalwege dienen, die an der zellulären Spezifizierung und Musterbildung beteiligt sind. Obwohl transgene Mausmodelle einen effektiven Ansatz für Genexpressionsstudien bieten, stirbt eine beträchtliche Anzahl von Mausmutanten während der Embryonalentwicklung ab, was die Analyse und Interpretation von Entwicklungsphänotypen behindert. Das Corti-Organ von mutierten Mäusen, die vor der Geburt sterben, kann kultiviert werden, so dass ihre in vitro Entwicklung und Reaktionen auf verschiedene Faktoren analysiert werden können. Darüber hinaus beschreiben wir eine Technik zur Elektroporation embryonaler Cochlea-Explantate ex vivo, die zur Herunter- oder Überexpression bestimmter Gene verwendet werden kann, um ihre potentielle endogene Funktion zu analysieren und zu testen, ob ein spezifisches Genprodukt in einem gegebenen Kontext notwendig oder ausreichend ist, um die Cochlea-Entwicklung von Säugetieren zu beeinflussen1-8.

Wir beschreiben eine Methode zur Isolierung der Cochlea aus embryonalen Innenohren und zur mikrochirurgischen Dissektion, um das sensorische Epithel freizulegen. Nach der Dissektion können die Präparate als intakte Cochleagleise kultiviert (Abbildung 3) und mittels Immunhistochemie analysiert werden. Die kultivierten Cochleaausläufer stellen ein nützliches Testsystem dar, um die Wirkung verschiedener löslicher Faktoren und pharmakologischer Substanzen auf die Cochlearentwicklung zu untersuchen. Nach der ...

Wir stellen eine Methode vor, die die Isolierung und Kultur von Cochlea-Explantaten aus embryonalen Maus-Innenohren beschreibt. Wir demonstrieren auch eine Methode für den Gentransfer in Cochlea-Explantate mittels Rechteck-Elektroporation. Die In-vitro-Explantatkultur in Verbindung mit der Gentransfertechnik ermöglicht es den Forschern, die Auswirkungen einer Veränderung der Genexpression während der Entwicklung zu untersuchen.

Kultur von embryonalen Maus Cochlear Explantate und Gentransfer durch Elektroporation

Auditory hair cells located within the mouse organ of Corti detect and transmit sound information to the central nervous system. The mechanosensory hair ...

Ziel dieses Verfahrens ist es, die embryonale Cochlea exvivo der Maus zu kultivieren und elektrisch zu operieren. Um verschiedene Aspekte der Cochlea-Entwicklung zu untersuchen, einschließlich der Morphogenese, der Differenzierung und der Wachstumsereignisse, wird zunächst der Kopf von einem embryonalen Mausembryo am 13. Tag entnommen. Als nächstes legen Sie die Innenohren frei, indem Sie das Gehirn entfernen, und isolieren Sie sie vom sich entwickelnden Schläfenbein, indem Sie sie von der Schädelbasis lösen.Entfernen Sie dann den darüber liegenden Knorpel und öffnen Sie den Cochlea-Gang, um das sensorische Epithel der Cochlear zu erhalten. Der letzte Schritt besteht darin, die präparierte Cochlea mit oder ohne Elektroporation für bis zu einer Woche zu kultivieren. Letztendlich können die Implantate für die Bildgebung von lebenden Zellen oder die fixierte Immunfärbung analysiert und durch konfokale Bildgebung analysiert werden.Cochlear explan bietet ein hervorragendes System, um verschiedene Aspekte der Organogenese zu untersuchen, wie z. B. Proliferation, Sulfatspezifikation und Polarität in der sich entwickelnden Cochlea und wie diese Ereignisse zum Wachstum und zur Differenzierung beitragen. Diese Technik ermöglicht es also, pharmakologische Manipulationen durchzuführen und Genfunktionen ex vivo zu überwachen. Und so konnte man bei dieser Technik in Verbindung mit dem Gentransfer durch Elektroporation die Expression des interessierenden Gens verändern und seine Funktion auf Einzelzellebene überwachen.Zu Beginn dieses Verfahrens wird ein E 13-Mausembryokopf in eine sterile Schale mit kalter Präparierlösung gelegt. Unter einem Präpariermikroskop immobilisieren Sie den Embryokopf, indem Sie winzige Stifte um die Augenregion legen. Entfernen Sie dann mit zwei sterilen Pinzetten vorsichtig die Haut und öffnen Sie den Schädel auf der dorsalen Seite entlang der Mittellinie.Entfernen Sie danach das Gehirn aus der Schädelhöhle. Die Innenohren, die sich innerhalb der Schläfenknochen befinden, sind an der Auskleidung des Blutgefäßes um sie herum zu erkennen. Als nächstes präparieren Sie die Innenohren von den Schläfenknochen, indem Sie die Pinzette unter das Gewebe legen und das Innenohr von der Schädelbasis isolieren.Übertragen Sie anschließend die präparierten Innenohren in eine neue Schale mit kalter Präparierlösung. Richten Sie nun das Innenohr so aus, dass die Bauchseite nach oben zeigt. Stabilisieren Sie das Innenohr, indem Sie das scharfe Ende der Minuchinstifte vorsichtig durch den vestibulären Teil einführen.Schneiden Sie mit einer ultrafeinen Pinzette den darüber liegenden Knorpel auf, indem Sie in der Nähe des ovalen Fensters einen Schnitt machen. Achten Sie darauf, dass die Pinzette nicht zu tief in den Knorpel eingeführt wird, da der darüber liegende Knorpel manchmal mit dem Cochlea-Gang verschmolzen ist. Entfernen Sie dann vorsichtig den Knorpel aus der Cochlea.Legen Sie als Nächstes das sensorische Epithel frei, indem Sie die Pinzette an der Basis oder an der Spitze des Cochlea-Gangs platzieren und das Dach der Cochlea vorsichtig herausziehen. Als letzten Schritt wird das darunterliegende Bindegewebe vorsichtig aus dem freiliegenden sensorischen Epithel entfernt, so dass die Basis des Cochlea-Explans flach ist. Isolieren Sie danach die präparierte Cochlea vom vestibulären Teil des Innenohrs.Übertragen Sie das präparierte sensorische Epithel der Cochlea in die Basalmembran-Matrix Beschichtete Kulturvertiefung mit einem sterilen 1,5-Millimeter-Schaufel Wenn eine weitere Reinigung erforderlich ist, um zusätzliches Gewebe zu entfernen, kann dies in dieser Phase durchgeführt werden. Richten Sie dann das Cochlea-Explan mit der luminalen Oberfläche des Epithels nach oben aus. Aspirieren Sie die Basalmembranmatrix-DMEM-Lösung, um das Gewebe vorsichtig zu glätten, und geben Sie vorsichtig 150 Mikroliter frisches Nährmedium in die Schale.Stellen Sie sicher, dass jedes x explan a gut auf dem beschichteten Glasdeckglas haftet und nicht im Nährmedium schwimmt. Übertragen Sie anschließend die mikropräparierte Cochlea vorsichtig in eine sterile 150-Millimeter-Kulturschale und legen Sie sie in einen Gewebekultur-Inkubator. 37 Grad Celsius mit 5% Kohlendioxid für drei bis sechs DIV.Nach 1D IV.Untersuchen Sie die Kultur unter einem Präpariermikroskop, um sicherzustellen, dass der Cochlea-Explan gut an der Kulturschale haftet. Inkubieren Sie die Kultur dann für den gewünschten Zeitraum in vivo, bevor Sie sie für die Immunhistochemie verarbeiten, um sie für die Elektroporation vorzubereiten. Sterilisieren Sie zunächst eine 100 Millimeter große, mit Zigarren beschichtete Glasschale, indem Sie sie autoklavieren oder etwa 20 Minuten lang in 70%igem Ethanol einweichen.Lassen Sie es dann vor dem Gebrauch auf einer sauberen Bank an der Luft trocknen. Bereiten Sie nun die DNA aus einem Expressionsvektor Ihrer Wahl mit einem geeigneten Maxi- oder MIDI-Vorbereitungskit vor. Die in diesem Protokoll verwendeten Expressionsvektoren sind ein H-Konstrukt mit einem Ausdruck und ein neuro D-Konstrukt mit einem Expression.Und die Endkonzentration der DNA sollte mindestens ein Mikrogramm pro Mikroliter in sterilen DNA-RNAs betragen, die frei von Wasser sind, um die DNA in den enic Cochlea-Explan zu elektrobetreiben. Geben Sie 10 Mikroliter Plasma-DNA-Lösung in eine frische, mit 100 Millimeter Zigarre überzogene Schale. Übertragen Sie dann ein vollständig präpariertes Cochlea-Explan mit der luminalen Oberfläche des Epithels nach oben in die DNA-Lösung.Neigen Sie die Cochlea leicht, so dass sie senkrecht zur Ebene der Schale steht. Platzieren Sie dann das Paddel der negativen Elektrode in Richtung des sensorischen Epithels und das Paddel der positiven Elektrode mit dem Elektroator neben der Basis der Cochlea. Liefern Sie neun bis 10 Impulse mit einer Impulsdauer von 24 Millivolt und 30 Millisekunden.Geben Sie anschließend 100 Mikroliter warmes Nährmedium in das elektrobewertete Cochlear. Wiederholen Sie die Verfahren für den gesamten Cochlea-Explan und für die DNA aller interessierenden Gene, bevor Sie die elektrobewertete Cochlea zur Beschichtung in die mit Basalmembranmatrix beschichtete Schale übertragen. Kultivieren Sie dann die gesamte elektrisch bewertete Cochlea für den gewünschten Zeitraum in einem 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid befeuchteten Inkubator, der dann für die Immun-Zytochemie verarbeitet wird.Diese Bilder zeigen die embryonalen Tag 13 Cochlea-Implantate aus dem Wildtyp CD one Maus Pubs, die mit einem TH one, EEG FP oder Neuro D one EGFP Reporter Konstrukten elektroporiert werden. Sie wurden immunmarkiert mit einem spezifischen Marker für Haarzellen, einem Anti-Myo-Seven-A-Marker oder einem neuronalen Marker von zwei zu eins in Rot. Die elektrobewerteten Zellen, die durch EGFP-Expression sichtbar gemacht werden können, sind in den Zellen des Großen Epithelkamms, des Kleinen Epithelkamms und des sensorischen Epithels zu sehen.Die Neuro D one transfizierten Cochlea-Epithelzellen nach fünf DIV erwarben den neuronalen Phänotyp mit dendritischen Prozessen, von denen die meisten positiv für zwei Eins oder eine T oh H waren. Transfizierte Zellen waren positiv für myo seven. Ein Ausdruck Einmal gemeistert, kann diese Technik in drei bis vier Stunden für den Intel-Liter von acht bis 10 Pops durchgeführt werden.Dies gibt ausreichend Zeit für die Präparierkultur, die Elektroporation und die Plattierung des Explans.

culture-embryonic-mouse-cochlear-explants-gene-transfer

Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

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Isolierung und Kultivierung von primären Cochlea-Haarzellen aus neugeborenen Mäusen

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Kultur von embryonalen Maus Cochlear Explantate und Gentransfer durch Elektroporation

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