Name: Ableiten Retinapigmentepithel (RPE) von induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen) von verschiedenen Größen von Embryoidkörpern (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 18 s
Description: Lernen Sie die Herleitung von Retina-Pigmentepithel aus iPS-Zellen mit optimierter Embryoidkörper-Größe. Diese Methode steigert die Differenzierungseffizienz für die regenerative Netzhautforschung erheblich.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die hierin enthaltenen Meinungen oder Behauptungen sind die privaten Ansichten der Autoren und sind nicht als offiziell auszulegen oder als die Ansichten des Department of the Army oder des Department of Defense zu verstehen. Diese Forschung wurde durchgeführt, während die Autoren Alberto Muñiz, Ramesh R. Kaini, Whitney A. Greene und Jae-Hyek Choi eine Postdoktorandenstelle des National Research Council an der USAISR innehatten. Diese Arbeit wurde durch das U.S. Army Clinical Rehabilitative Medicine Research Program (CRMRP) und das Military Operational Medicine Research Program (MOMRP) unterstützt.

1. Vorbereitung der Reagenzien und Kultur Kulturplatten <ol><li> Bereiten Feeder-freien Stammzellkulturmedium durch Zugabe von 100 ml 5x serumfreien Ergänzung zu 400 ml der Stammzell Basalmedium. Das Medium ist bei 4 ° C für bis zu 2 Wochen und bei -20 ° C für 6 Monate stabil. </li><li> In 10 uM Lösung von Rho-assoziierten, Coiled-Coil, die Proteinkinase (Rock) Inhibitor (Y-27362) zu handelsüblichen Embryoidkörper (EB) Bildung Medium. </li><li> Bereiten Differenzierungsmedium durch Zugabe von 0,1 mM β-Mercaptoethanol, 0,1 mM nicht-essentiellen Aminosäuren, 2 mM L-Glutamin, 10% knockout Serumersatz (KSR) und 10 ug / ml Gentamycin in Dulbeccos Modified Eagle Medium / Nutrient Mixture F-12 (DMEM / F12). </li><li> Bereiten iPS-RPE Medium durch Zugabe 1x N1 Ergänzung, 0,1 mM nicht-essentielle Aminosäuren, 250 ug / ml Taurin, 13 ng / ml triiodo-L-thyronin-Natriumsalz, 20 ng / ml Hydrocortison, 5 ug / ml Gentamicin, und 15% Fötales Rinderserum (FBS) &lt;sup&gt; 21 bis Minimum Essential Medium Eagle (MEM). Den pH-Wert auf 7,4. </li><li> Bereiten Triiod-L-Thyronin Natriumsalz-Stammlösung. Lösen Sie 1 mg Triiod-L-Thyronin Natriumsalz in 1 N Natronlauge durch vorsichtiges Schwenken. Hinzufügen 49 ml MEM auf 50 ml von 20 ug / ml triiodo-L-thyronin-Natriumsalz zu machen. Bereiten Aliquots und bei -20 ° C, bis sie benötigt. Verwenden Sie geeignete Lautstärke, um die gewünschte Konzentration in Endmedium erzielen. </li><li> Bereiten Sie Hydrocortison-Stammlösung. Solubilisieren 1 mg Hydrocortison in 1 ml 100% Ethanol leicht gerührt. Fügen Sie 19 ml MEM auf 20 ml 50 ug / ml Hydrocortison-Stammlösung zu machen. Aliquotieren und bei -20 ° C, bis es benötigt. Verwenden Sie geeignete Lautstärke, um die gewünschte Konzentration in der fertigen Kulturmedium zu erreichen. </li><li> Vorbereiten einer Arbeitslösung Dispase von 1 mg / ml in DMEM / F12. </li><li> Herstellung der Matrix beschichteten Platten <ol><li> Bereiten Proteinmatrix von Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) extrahiert mouse Sarkomzellen in DMEM / F12 bis 0,08 mg / ml. Coat jede Vertiefung einer Platte mit 6 Vertiefungen mit 1 ml der Matrixlösung. Inkubieren der beschichteten Platten bei Raumtemperatur für 1 Std. </li><li> Nach 1 h Inkubation aspirieren die überschüssige DMEM / F12. 0,5 ml von Feeder-freien Stammzellkulturmedium, um das Trocknen der Vertiefungen zu verhindern. Die Matrix beschichteten Platten sind gebrauchsfertig. </li></ol></li><li> Bereiten Mikrotiterplatten durch Spülen jedes Well mit 2 ml DMEM / F12. Entfernen DMEM / F12, und fügen Sie 0,5 ml EB Bildung Medium mit Rock-Inhibitor in jede Vertiefung ergänzt. Zentrifugieren Sie die Platte bei 2.000 xg für 5 min, um Luftblasen zu entfernen. </li><li> Bereiten FACS Färbepuffer durch Vermischen von 2% FBS und 0,09% Natriumazid in phosphatgepufferter Salzlösung (PBS). Stellen Sie den Puffer auf pH 7,4. </li><li> Bereiten Trypsin Neutralisierungslösung durch Zugabe von 10% FBS zu DMEM / F12. </li></ol> 2. iPS Kultur <ol><li> Vor der iPS-Zellaussaat, warm Einzug freie Spindelzellkulturmedium auf 37 ° C, und die matrix beschichteten Platten bereit. </li><li> Tauen schnell die IMR90-1 iPS-Zellen in einem 37 ° C Wasserbad. Entfernen Sie dann die Kryo-Röhrchen aus dem Wasserbad und wischen Sie das Fläschchen mit 70% Ethanol. Übertragen der Zellen in ein 15 ml konisches Röhrchen mit einer 2 ml-Pipette zum Brechen von Zellklumpen zu minimieren. </li><li> 5 ml warmem Feeder-freien Stammzellkulturmedium zu den Zellen tropfenweise und vorsichtig mischen. Zentrifugieren Sie die Zellen bei 300 xg für 5 Minuten bei Raumtemperatur und Überstand. </li><li> Die Zellklumpen vorsichtig resuspendieren in 2 ml von Feeder-freien Stammzellkulturmedium und das Seeding von Zellklumpen in die Vertiefungen matrixbeschichteten Platte. Legen Sie die Platte in eine 37 ° C-Inkubator mit 5% CO 2, 95% Luftfeuchtigkeit. </li><li> Ändern Sie den iPS-Zellkulturmedium täglich. Beachten undifferenzierte Kolonien fünf bis sieben Tage nach der Aussaat. Prüfen Sie, ob undifferenzierte Kolonien, die bereit sind für den Durchgang (Kolonien mit einem dichten Zentrum) unter einem Lichtmikroskop sind. </li></ol> 3. Passagieren von iPS-Zellen <ol><li> Vor Beginn um den Durchgang der iPS-Zellen, warm das Dispase-Lösung, DMEM / F12 und Feeder-freien Stammzellkulturmedium auf 37 ° C im Wasserbad. </li><li> Vor der Passage iPS-Zellen, entfernen Sie alle Bereiche der Differenzierung durch Abschaben der Gegend und Absaugen des Mediums. Die iPS-Zellen vorsichtig spülen Sie mit 2 ml DMEM / F12. </li><li> 1 ml von 1 mg / ml Dispase in jede Vertiefung und Inkubieren bei 37 ° C für 7 min. Saugen Sie das Dispase und sanft spülen Sie die Zellkolonien mit 2 ml DMEM / F12 zweimal. Nach dem Spülen, 2 ml Feeder freie Spindelzellkulturmedium in jede Vertiefung. </li><li> Mit einem 5 ml-Pipette sanft kratzen die Kolonien von der Platte, um Zellklumpen zu bilden. Übertragen Sie die freistehende Zellklumpen zu einem 15 ml konischen Röhrchen. Ausreichend Einzug freie Spindelzellkulturmedium, um den nächsten Durchgang von Zellen Saatgut. </li></ol> 4. Erzeugung von EVG Mit Mikrotiterplatten <ol><li> Herstellung einer Einzelzellsuspension von iPS <ol><li> Entfernen Sie die medium von den iPS-Zellen und spülen Sie die iPS-Zellen mit 2 ml DMEM / F12. Fügen Sie 750 ul von Accutase zu iPS-Zellen in jedem Well der 6-Well-Platte. Inkubieren der Zellen bei 37 ° C und 5% CO 2, um damit die Zellen von der Platte (ca. 5-10 min) löst. </li><li> Verwende eine Pipette, um sanft dissoziieren jegliche verbleibenden Zellen und um jegliche verbleibenden Zellen auf der Plattenoberfläche zu lösen. Übertragen der Zellen in ein 50 ml konischen Röhrchen. Spülen der Platte mit 5 ml DMEM / F12 und verbinden das gespült DMEM / F12 mit den Zellen in dem konischen Rohr. Übergeben Sie die Zellsuspension durch ein 40 um Zellsieb um mögliche Restzellklumpen zu entfernen. </li><li> Zentrifugiere die Zellen bei 300 g für 5 min bei RT, die Accutase entfernen. Zellpellet in EB Bildung Medium, so daß die Zellkonzentration etwa 0,5-1,0 x 10 7 Zellen / ml. </li><li> Bestimmung der Anzahl der lebensfähigen Zellen durch Zählen der Zellen mit Trypan-Blau und einem Hämocytometer. </li></ol></li><li> Einrig Zelldichte in Mikrogröße gesteuerte EVGs zu bilden <ol><li> Stellen Sie die Anzahl der Zellen in jede Vertiefung der Mikrotiterplatte, um die gewünschten EB Größen erzeugen. In Zellen, um die Vertiefungen der in Schritt 1.9 vorbereitet Platten, Verteilen Sie die Zellen durch vorsichtiges Pipettieren Sie die Zellen mehrmals. HINWEIS: Anzahl der Zellen pro Vertiefung required = gewünschte Anzahl von Zellen pro EB x Anzahl der Vertiefungen pro Vertiefung. </li><li> Stellen Sie die EB Bildung Medium mit Fels Inhibitor zu einem Endvolumen von 2,0 ml, ergänzt in den Vertiefungen. Verteilen Sie die Zellen durch vorsichtiges Pipettieren jede Vertiefung. Zentrifugieren Sie die Mikrotiterplatten bei 100 × g für 3 min. Legen Sie die Platten in einem Inkubator bei 37 ° C mit 5% CO 2 und 95% Feuchtigkeit für 24 Stunden. </li></ol></li><li> Ernten EBs aus den Mikrotiterplatten <ol><li> Ernte-EVG von Vertiefungen pipettiert Medium in der gut nach oben und unten mit einer 1 ml Mikropipette, die meisten der EVG zu entfernen. Übergeben Sie die EB Suspension durch ein umgekehrtes 40 um ZellSieb auf einem 50 ml konischen Röhrchen um einzelne Zellen zu entfernen. </li><li> 5 mal Waschen Sie die Mikrotiterplatte mit 1 ml DMEM / F12, um alle EVG entfernen. Sammeln Sie wäscht und übergehen das invertierte Zellsieb. Drehen Sie den Zellsieb rechten Seite nach oben auf ein neues 50 ml konischen Röhrchen. Sammeln Sie die EVG durch Waschen mit EB Bildung Medium. Graf EVG, um die Ausbeute zu bestimmen. </li></ol></li></ol> 5. Überzug EVG und Initiieren Differenzierung <ol><li> Platte der EVG auf Proteinmatrix beschichtet sechs Well-Platten (wie in Schritt 1.8.1) mit einer Dichte von &lt;1,000 EVG / Vertiefung in EB Bildung Medium plus 10 uM Felsen Inhibitor. EBS Bei 37 ° C mit 5% CO 2 und 95% Luftfeuchtigkeit für 24 Stunden. </li><li> 24 h nach der EB-Beschichtung, ersetzen mit Differenzierungsmedium zur Differenzierung zu initiieren. Ändern Hälfte des Differenzierungsmedium alle zwei Tage, bis die Zellen werden für die weitere Analyse gesammelt. </li><li> Proben werden an Tag 6, 17, 29 und 60 bis RT-PCR durchzuführen, immunocytochemistry und FACS, die Expression von charakteristischen RPE Gene und Proteine ​​zu validieren. </li></ol> 6. RNA-Extraktion und PCR <ol><li> Extrahieren von RNA aus den EB Proben entsprechend den Anweisungen in dem im Handel erhältlichen Kit bereitgestellt. RNA-Konzentration zu bestimmen, unter Verwendung eines Spektrophotometers. </li><li> Führen Sie die reverse Transkription auf 100 ng Gesamt-RNA nach handelsüblichen RNA in cDNA umgekehrter Transkript Kit. </li><li> Führen PCR mit 10 ng der cDNA unter Verwendung der folgenden Primer (Tabelle 1) bei einer Konzentration von 10 umol / 10 ng cDNA. Stellen Sie die PCR wie folgt: Denaturierung DNA bei 95 ° C für 5 Minuten, zu amplifizieren mit 35 Zyklen bei 95 ° C für 15 sec, 60 ° C für 30 sec, 72 ° C für 1 min, gefolgt von einem abschließenden Zyklus bei 72 &amp; deg; C für 10 min. Führen des PCR-Produkts auf einem 1% Agarose-Gel. </li></ol> 7. Immunocytochemistry <ol><li> Zweimal bei RT Waschen Sie die EVG mit PBS. Befestigen Sie die EVG bei RT in 4% paraformaldehyde für 10 min. Einmal mit PBS spülen bei RT. Lagerung von Proben in PBS bei 4 ° C bis zur Färbung verwendet. </li><li> Auf Färbung Tag behandeln die fixierten Zellen mit Fixierung und Permeabilisierung Reagenzien. Die Proben mit Blockierungslösung (10% Ziegenserum in Permeabilisierung Lösung) für 1 Stunde bei RT inkubiert. </li><li> Führen Immun in 10% Ziegenserum in Permeabilisierung Lösung mit den folgenden primären Antikörpern bei den angegebenen Verdünnungen: anti-Pax6 (1:10), anti-RX (1: 200), anti-MITF (1:30) und anti- NV1 (1: 100). Proben inkubieren mit entsprechenden Antikörpern O / N bei 4 ° C. </li><li> Am nächsten Tag, nehmen Sie den primären Antikörper aus den Zellen und dreimal spülen Sie die Proben mit PBS. Proben mit Fluorophor-konjugierten sekundären Antikörper, Inkubation für 1 h bei RT. </li><li> Entfernen Sie die sekundäre Antikörper aus den Zellen und dreimal spülen Sie die Proben in PBS. Montieren Sie die Deckgläser auf Glasobjektträger mit DAPI, die Einschlussmittel und erlauben Proben O / N in einem dunklen Raum eingestellt.Verwenden Sie ein Fluoreszenzmikroskop, um die Färbung zu visualisieren. </li></ol> 8. Die Färbung für die FACS-Analyse <ol><li> Zweimal waschen kultiviert EVG in PBS. Die EVG mit 0,5 ml 0,25% Trypsin inkubieren 5-10 Minuten, um eine Einzelzellsuspension zu machen. Neutralisieren des Trypsins mit Trypsin Neutralisierungslösung (1 ml / Vertiefung). </li><li> Übertragen der Einzelzellsuspension in ein 15 ml konisches Röhrchen und zentrifugiert bei 600 g für 10 min. </li><li> Überstand verwerfen und 10 ml DMEM / F12, um die Zellen in der Röhre. Vorsichtig umdrehen, um die Zellen zu mischen. Zentrifuge bei 600 x g. Nach dem Zentrifugieren den Überstand verwerfen und die Zellen resuspendieren in FACS Färbepuffer. </li><li> Zählen der Gesamtzahl der Zellen. Zentrifuge bei 600 × g für 10 min. Nach Zentrifugation Ablagestand. Fixieren die Zellen unmittelbar durch Zugabe von 0,5 ml 4% Paraformaldehyd. Gut mischen durch vorsichtiges Vortexen. Inkubieren der Zellen bei 4 ° C für 20 min. </li><li> Zentrifugieren bei 600 · g für 10 Minuten und entfernen Sie dieÜberstand. Vortex vorsichtig, um das Zellpellet zu stören. Permeabilisierung der Zellen durch Zugabe von 1 ml gekühltem Permeabilisierung Lösung. Vortex vorsichtig mischen und Inkubation auf Eis für 30 min. </li><li> Zentrifugieren bei 600 · g für 10 Minuten, und entfernen Sie den Überstand. 3 ml FACS Färbepuffer und resuspendieren. Wiederholen Sie diesen Schritt noch einmal. Die Zellen in FACS-Färbepuffer bei einer Endkonzentration von 5 x 10 6 Zellen / ml. </li><li> Dann 100 ul der Zellsuspension (0,5 x 10 6 Zellen) in jedes Mikroröhrchen und fügen die empfohlene Volumen des primären Antikörpers. Für Pax6 werden 5 ul PE anti-Pax6 in 100 &amp; mgr; l Zellsuspension. Für MITF werden 5 ul Anti MITF in 100 &amp; mgr; l Zellsuspension. </li><li> Mischen und Inkubation bei Raumtemperatur für 60 min. 3 ml FACS Färbepuffer. Mischen Sie und Zentrifuge bei 600 g für 10 min. Überstand verwerfen und wiederholen 8,16 für zwei weitere Male. </li><li> Für MITF Färbung, Inkubation der Zellen in sekundären Antibody, Ziegen-Anti-Maus-Alexa Fluor 488 bei einer Verdünnung von 1: 2000 für 1 Stunde bei 4 ° C. Für Pax6 Färbung, vermeiden Sie diesen Schritt. </li><li> Die Zellen werden mit 5 ml FACS-Färbung Puffer und Zentrifugieren bei 600 × g für 10 min. Wiederholen Sie den Vorgang für zwei weitere Male. </li><li> Die Zellen in 500 ul FACS Färbepuffer und vortexen, um die Zellpellets zu stören. Die Proben sind bereit für die Durchflusszytometrie. </li></ol> 9. iPS-RPE Isolierung und Kultur <ol><li> Am Tag 29, vorsichtig um die ausgewählten pigmentierte Kolonien von der Kulturplatte unter Verwendung eines 200 &amp; mgr; l-Pipettenspitze geschnitten. Übertragen Sie die schwimmenden Kolonien zu einem 15 ml konischen Röhrchen. Zentrifugieren Sie die Kolonien bei 600 g für 10 Minuten bei Raumtemperatur und Überstand. </li><li> Resuspendieren der Zellkolonien in 10 ml DMEM / F12 und zentrifugiert bei 600 g für 10 min. Entfernen Sie den Überstand. </li><li> Vorbereiten einer Einzelzellsuspension durch Inkubation der Kolonien mit 2 ml 0,25% Trypsin bei 37 ° C für 7-10 min. Vortexen Sie vorsichtig die Zellsuspension, die Kolonien zu distanzieren. </li><li> Neutralisieren des Trypsins durch Zugabe von 2 ml von iPS-RPE Medium. Zentrifugieren bei 600 · g für 10 min und den Überstand verwerfen. Resuspendieren der einzelnen Zellen in 2 ml von iPS-RPE Medium. Übertragen der Zellen in einer Proteinmatrix beschichtet 6-Well-Platte und in einen Inkubator bei 37 ° C, 5% CO 2 und 95% Luftfeuchtigkeit. </li></ol>

<ol><li>Takahashi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+pluripotent+stem+cells+from+fibroblast+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Induction of pluripotent stem cells from fibroblast cultures.</a> Nat Protoc. 2 (12), 3081-3089 (2007).</li>
<li>Reubinoff, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+stem+cell+lines+from+human+blastocysts%3A+somatic+differentiation+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Embryonic stem cell lines from human blastocysts: somatic differentiation in vitro.</a> Nat Biotechnol. 18 (4), 399-404 (2000).</li>
<li>Thomson, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+stem+cell+lines+derived+from+human+blastocysts%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts.</a> Science. 282 (5391), 1145-1147 (1998).</li>
<li>Takahashi, K., Yamanaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+pluripotent+stem+cells+from+mouse+embryonic+and+adult+fibroblast+cultures+by+defined+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors.</a> Cell. 126 (4), 663-676 (2006).</li>
<li>Yu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induced+pluripotent+stem+cell+lines+derived+from+human+somatic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells.</a> Science. 318 (5858), 1917-1920 (2007).</li>
<li>Buchholz, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Derivation+of+functional+retinal+pigmented+epithelium+from+induced+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Derivation of functional retinal pigmented epithelium from induced pluripotent stem cells.</a> Stem Cells. 27 (10), 2427-2434 (2009).</li>
<li>Ukrohne, T. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+retinal+pigment+epithelial+cells+from+small+molecules+and+OCT4+reprogrammed+human+induced+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Generation of retinal pigment epithelial cells from small molecules and OCT4 reprogrammed human induced pluripotent stem cells.</a> Stem Cells Transl Med. 1 (2), 96-109 (2012).</li>
<li>Subba, R. M., Sasikala, M., Nageshwar, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thinking+outside+the+liver%3A+induced+pluripotent+stem+cells+for+hepatic+applications%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Gastroenterol%22%5BJournal%5D)">Thinking outside the liver: induced pluripotent stem cells for hepatic applications.</a> World J Gastroenterol. 19 (22), 3385-3396 (2013).</li>
<li>Yoshida, Y., Yamanaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((iPS+cells%3A+a+source+of+cardiac+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">iPS cells: a source of cardiac regeneration.</a> J Mol Cell Cardiol. 50 (2), 327-332 (2011).</li>
<li>Mak, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+molecules+greatly+improve+conversion+of+human-induced+pluripotent+stem+cells+to+the+neuronal+lineage%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Int%22%5BJournal%5D)">Small molecules greatly improve conversion of human-induced pluripotent stem cells to the neuronal lineage.</a> Stem Cells Int. 2012, 140427(2012).</li>
<li>Bauwens, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+human+embryonic+stem+cell+colony+and+aggregate+size+heterogeneity+influences+differentiation+trajectories%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Control of human embryonic stem cell colony and aggregate size heterogeneity influences differentiation trajectories.</a> Stem Cells. 26 (9), 2300-2310 (2008).</li>
<li>Cour la, M., Tezel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Retinal+Pigment+Epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Organ+Biology%22%5BJournal%5D)">The Retinal Pigment Epithelium.</a> Advances in Organ Biology. 10, 253-273 (2006).</li>
<li>Vaajassari, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toward+the+defined+and+xeno-free+differentiation+of+functional+human+pluripotent+stem+cell-derived+retinal+pigment+epithelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Vis%22%5BJournal%5D)">Toward the defined and xeno-free differentiation of functional human pluripotent stem cell-derived retinal pigment epithelial cells.</a> Mol Vis. 17, 558-575 (2011).</li>
<li>Carr, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effects+of+human+iPS-derived+retinal+pigment+epithelium+cell+transplantation+in+the+retinal+dystrophic+rat%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Protective effects of human iPS-derived retinal pigment epithelium cell transplantation in the retinal dystrophic rat.</a> PLoS One. 4 (12), e8152(2009).</li>
<li>Muniz, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinoid+uptake%2C+processing%2C+and+secretion+in+human+iPS-RPE+support+the+visual+cycle%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Retinoid uptake, processing, and secretion in human iPS-RPE support the visual cycle.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (1), 198-209 (2014).</li>
<li>Meyer, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+early+retinal+development+with+human+embryonic+and+induced+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Modeling early retinal development with human embryonic and induced pluripotent stem cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (39), 16698-16703 (2009).</li>
<li>Bratt-Leal, A. M., Carpenedo, R. L., McDevitt, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+the+embryoid+body+microenvironment+to+direct+embryonic+stem+cell+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol+Prog%22%5BJournal%5D)">Engineering the embryoid body microenvironment to direct embryonic stem cell differentiation.</a> Biotechnol Prog. 25 (1), 43-51 (2009).</li>
<li>Kurosawa, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+inducing+embryoid+body+formation%3A+in+vitro+differentiation+system+of+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biosci+Bioeng%22%5BJournal%5D)">Methods for inducing embryoid body formation: in vitro differentiation system of embryonic stem cells.</a> J Biosci Bioeng. 103 (5), 389-398 (2007).</li>
<li>Itskovitz-Eldor, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+human+embryonic+stem+cells+into+embryoid+bodies+compromising+the+three+embryonic+germ+layers%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Differentiation of human embryonic stem cells into embryoid bodies compromising the three embryonic germ layers.</a> Mol Med. 6 (2), 88-95 (2000).</li>
<li>Ng, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Forced+aggregation+of+defined+numbers+of+human+embryonic+stem+cells+into+embryoid+bodies+fosters+robust%2C+reproducible+hematopoietic+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Forced aggregation of defined numbers of human embryonic stem cells into embryoid bodies fosters robust, reproducible hematopoietic differentiation.</a> Blood. 106 (5), 1601-1603 (2005).</li>
<li>Maminishkis, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confluent+monolayers+of+cultured+human+fetal+retinal+pigment+epithelium+exhibit+morphology+and+physiology+of+native+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Confluent monolayers of cultured human fetal retinal pigment epithelium exhibit morphology and physiology of native tissue.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 47 (8), 3612-3624 (2006).</li>
<li>Maintenance of hESCs and hiPSCs. mTESR1 and mTESR2. , Stem Cell Technologies. Available from: 
 
 <a target="_blank" href="http://www.stemcell.com">http://www.stemcell.com</a> (2010).</li>
<li>The Analysis of DNA or RNA using its wavelengths: 230 nm. 260 nm. 280nm.. About Biotechnology. 230, Available from: 
 <a target="_blank" href="http://archive.today/0qTh">http://archive.today/0qTh</a> (2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Um die volle Versprechen der pluripotenten Stammzellen für die Zelltherapie zu realisieren, ist es notwendig, ihre Differenzierung konsistent und reproduzierbar zu regeln. Dieser Bericht beschreibt Protokolle Größe gesteuerte EVGs mit Mikrotiterplatte Technologie bilden, initiieren die Differenzierung in Richtung RPE und identifizieren Protein und Gen-Marker der RPE. Um die in vitro Differenzierung synchronisiert wurden homogene Größen EVG durch eine bekannte Anzahl von iPS-Zellen in Mikrotiterplatten durch Zwa...

Pluripotenten Stammzellen (iPS) -Zellen sind eine Art von pluripotenten Stammzellen durch Umprogrammieren erwachsenen Zellen mit extrinsische Faktoren 1 abgeleitet. Demgegenüber embryonale Stammzellen (WSR), eine andere Art von pluripotenten Stammzelle, aus der inneren Zellmasse des Blastozysten 2-3 erzeugt. Trotz ihrer unterschiedlichen Herkunft iPS-Zellen und WSR in ihrer unbegrenzte Fähigkeit, in vitro und in ihrer Fähigkeit, sich in jeden Zelltyp differenzieren 4-5 replizieren vergleichbar. Diese Eigenschaften der iPS-Zellen machen sie zu idealen Kandidaten für Anwendungen in der personalisierten regenerativen Medizin. Neueste Forschungsanstrengungen auf die Entwicklung von robusten Differenzierungsprotokolle zur Herstellung spezialisierten adulten Zellen einschließlich retinalen Pigmentepithel (RPE) 6-11 konzentriert. Für mögliche klinische Anwendungen von iPS-abgeleiteten Zellen, ist eine gerichtete Differenzierung für den spezifischen Zelltyp wesentlich. Es gibt verschiedene Methodenzur gerichteten Differenzierung beider WSR und iPS-Zellen in RPE, die sich stark in ihrer Effizienz 6-7, 12-16 variiert veröffentlicht. Wir wissen noch nicht, viele der molekularen Ereignisse, die die Zell- / Gewebe Schicksal während der Entwicklung oder Differenzierung zu regieren. In den letzten Jahren wurden Anstrengungen unternommen, um das Protokoll, das die Differenzierung der Embryonalentwicklung so viel wie möglich nachahmen kann entwickeln. Während der Blastocysten Phase nicht gebundenen Population von Stammzellen sind zusammen in einer dreidimensionalen Mikroumgebung. So wurden verschiedene Strategien angewandt, um die ESC / iPS-Zellen zusammengebaut machen und wachsen sie in drei Dimensionen. Diese Stammzellaggregate Embryoidkörpern (EVG) genannt. Studien haben gezeigt, dass EB Differenzierung von Stammzellen zu imitieren frühen Stadium der Embryoentwicklung und können spontan entstehen primitive Endoderm auf seiner Außenfläche. Später, als EB Entwicklung fortschreitet, differenziert Zellphänotypen aller drei Keimlinien erscheinen 17-18. Therefore haben EVG basiert Differenzierungsprotokolle viel Aufmerksamkeit für die in vitro Differenzierung von ESC / iPS-Zellen angezogen und sind ein guter Kandidat für RPE-Generation von pluripotenten Stammzellen 13. EVG kann mit verschiedenen Methoden von ESC / iPS-Zellen hergestellt werden. Zunächst wurden EBs durch Abschaben adhärenten Kolonien und ihre Beibehaltung in nicht-haftenden Suspensionskultur gemacht. Dagegen ergibt die dieser Ansatz heterogene Population von EVG, die geringe Reproduzierbarkeit führt. Hängenden Tropfen der Zellkultur und Mikrowell basierend EVG Bildung sind weitere beliebte Techniken zur EVG Formation, die homogene EVG definierter Größen, die in hohem Maße reproduzierbar sind zu erhalten. Weiterhin kann die Mikrowelltechnik Vielzahl von Aggregaten mit weniger Aufwand zu erhalten. Differenzierung von Zellen im EVG durch einen Multiplex von morphogenen Hinweise aus der extra- und intrazellulären Mikro geregelt. Im Gegensatz zur Differenzierung in einem monolayer Format EVG bieten eine Plattform für komplexe Montage von Zellen und interzellulären Signalübertragung auftreten 17. Interessanterweise ist die Anzahl der pluripotenten Stammzellen verwendet, um einzelne EBs machen wurde beobachtet, um das Schicksal von Zellen beeinflussen. Zum Beispiel wird in einer hämatopoetischen Differenzierung Studium menschlicher WSR, wurde beobachtet, daß 500-Zellen EB gefördert Differenzierung gegen myeloider Abstammung wohin 1.000-Zell EB geschoben Richtung Erythroidlinie 20. In einer anderen Studie kleineren EBs begünstigt Endoderm Differenzierung während größere EBs Richtung Neuro Ektoderm Differentiation 11, 17 gefördert. Diese früheren Studien legen nahe, dass die Zahl der verwendet, um einzelne EVG machen ESC / iPS-Zellen beeinflussen die EVG basierte Differenzierung zu allen Zelltypen. Jedoch nach unserer Kenntnis gibt es keine aktuellen Studien, die die Wirkung der EBs Größe in seiner Neigung aufgeklärt haben, auf RPE unterscheiden. Das Ziel dieser Studie ist es, den Einfluss der kennEB Größe für induzierte pluripotente Stammzellen (iPS-Zellen) - retinalen Pigmentepithel (iPS-RPE) Differenzierung und um die optimale Anzahl von Zellen, die EVG für gerichtete Differenzierung gegen RPE-Linie machen, zu identifizieren.

<table><tbody><tr><td>mTeSR1 Medium + 5x Supplement</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>5850</td><td></td></tr><tr><td>Y-27632 (Rock Inhibitor)</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>72304</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F12</td><td>Life Technologies</td><td>11330-032</td><td></td></tr><tr><td>2-Mercaptoethanol</td><td>Sigma</td><td>M-7154</td><td></td></tr><tr><td>Nicht-essentielle Aminosäuren</td><td>Hyclone (Fisher)</td><td>SH30853.01</td><td></td></tr><tr><td>Knockout-Serumersatz</td><td>Life Technologies</td><td>10828-028</td><td></td></tr><tr><td>Gentamicin&nbsp;</td><td>Life Technologies</td><td>15750-060</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamin</td><td>Life Technologies</td><td>25030-081</td><td></td></tr><tr><td>MEM Medien</td><td>Life Technologies</td><td>10370-021</td><td></td></tr><tr><td>N1 Nahrungsergänzungsmittel</td><td>Sigma</td><td>N-6530-5ML</td><td></td></tr><tr><td>Taurin</td><td>Sigma</td><td>T-8691-25G</td><td></td></tr><tr><td>Hydrocortison</td><td>Sigma</td><td>H0888-1G</td><td></td></tr><tr><td>Fötales Rind Serum</td><td>Hyklon (Fisher)</td><td>SH3008803HI</td><td></td></tr><tr><td>Trijod-L-Thyronin Natrium & nbsp; Salz</td><td>Sigma</td><td>T6397</td><td></td></tr><tr><td>Natriumhydroxid</td><td>Sigma</td><td>S5881</td><td></td></tr><tr><td>Dispase</td><td>Life Technologies</td><td>17105-041</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel</td><td>BD Biosciences</td><td>354277</td><td></td></tr><tr><td>Phosphat gepufferte Kochsalzlösung</td><td>Hyklon (Fisher)</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>Aggrewell 400 Platte</td><td>Stammzelltechnologien</td><td>27940</td><td></td></tr><tr><td>AggreWell Medium</td><td>Stammzelltechnologien</td><td>5893</td><td></td></tr><tr><td>Accutase</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>7920</td><td></td></tr><tr><td>BD Cytofix/Cytoperm Fixierung/Permeabilisierung Kit</td><td>BD Biosciences</td><td>554714</td><td></td></tr> Maus <tr><td>Anti-PAX6-Antikörper-Entwicklungsstudien</td><td> Hybridoma Bank</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rabbit Anti-RX Antikörper</td><td>Abcam</td><td>Ab23340</td><td></td></tr><tr><td>Maus&nbsp; Anti-MITF-Antikörper</td><td>Thermo Scientific</td><td>MS-772-P</td><td></td></tr><tr><td>Kaninchen Anti-ZO-1-Antikörper</td><td>Invitrogen</td><td>40-2200</td><td></td></tr><tr><td>RNeasy plus Mini-Kit</td><td>Qiagen</td><td>74134</td><td></td></tr><tr><td>PCR-Mastermix</td><td>Promega</td><td>M7502</td><td></td></tr><tr><td>RNA-zu-cDNA-Kit mit hoher Kapazität</td><td>Life Technologies</td><td>4387406</td><td></td></tr></tbody></table>

ableiten retinapigmentepithel (rpe) von induzierten pluripotenten stammzellen (ips-zellen) von verschiedenen größen von embryoidkörpern

Deriving Retinal Pigment Epithelium (RPE) from Induced Pluripotent Stem (iPS) Cells by Different Sizes of Embryoid Bodies

Pluripotente Stammzellen besitzen die Fähigkeit, sich unbegrenzt zu vermehren und sich in fast jeden Zelltyp zu differenzieren. Darüber hinaus hat die Entwicklung von Techniken zur Umprogrammierung somatischer Zellen in induzierte pluripotente Stammzellen (iPS) Interesse und Begeisterung für die Möglichkeit einer maßgeschneiderten persönlichen regenerativen Medizin geweckt. Die Effizienz der Stammzelldifferenzierung in Richtung einer gewünschten Abstammungslinie bleibt jedoch gering. Das Ziel dieser Studie ist es, ein Protokoll zur Ableitung von retinalem Pigmentepithel (RPE) aus iPS-Zellen (iPS-RPE) zu beschreiben, indem ein Tissue-Engineering-Ansatz angewendet wird, um homogene Populationen von Embryoidkörpern (EBs) zu erzeugen, ein häufiges Zwischenprodukt bei der in vitro-Differenzierung. Das Protokoll wendet die Bildung einer spezifischen Größe von EBs unter Verwendung der Mikrotiterplattentechnologie an. Die Methoden zur Identifizierung von Protein- und Genmarkern von RPE durch Immunzytochemie und Reverse-Transkriptase-Polymerase-Kettenreaktion (RT-PCR) werden ebenfalls erläutert. Schließlich wird die Effizienz der Differenzierung in verschiedenen Größen von EBs beschrieben, die durch Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung (FACS) Analyse von RPE-Markern überwacht werden. Diese Techniken werden die Differenzierung von iPS-Zellen in RPE für zukünftige Anwendungen erleichtern.

In diesem Experiment wurden iPS-Zellen kultiviert und differenziert in die RPE-Linie von EVG. EVG kontrollierter Größen wurden mit Mikrowell-Platten gebildet. Wie in Abbildung 1 EB Bildung gesehen homogen war in den Mikrotiterplatten. Diese EBs wurden dann gesammelt und auf Platten mit 6 Vertiefungen ausplattiert (Abbildung 2). RPE können durch ihre klassischen hexagonaler Morphologie, Pigmentierung und Expression von RPE-Marker identifiziert werden. Nach 12...

Das Ziel dieses Berichts ist es, die Protokolle zu beschreiben, um die retinale Pigmentepithel (RPE) von induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen) mit unterschiedlichen Größen Embryoidkörpern abzuleiten.

Ableiten Retinapigmentepithel (RPE) von induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen) von verschiedenen Größen von Embryoidkörpern

Pluripotent stem cells possess the ability to proliferate indefinitely and to differentiate into almost any cell type. Additionally, the development of ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, den Einfluss der Körpergröße des Embryos auf die RPE-Differenzierung von IPS-Zellen zu charakterisieren, um die Differenzierung des Embryokörpers in Richtung der RPE-Linie zu lenken. Dies wird erreicht, indem zunächst die Mikrotitertechnik verwendet wird, um homogene Embryokörper definierter Größe zu erzeugen. Im zweiten Schritt wird die gerichtete Differenzierung der IPS-Zellen in Richtung der retinalen Linie eingeleitet, und dann werden die I-P-S-R-P-E-Zellen identifiziert und isoliert.Im letzten Schritt werden die I-P-S-R-P-E Zellen angereichert und expandiert. Letztendlich können die I-P-S-R-P-E-Zellen auf ihre Expression von I-P-S-R-P-E-spezifischen Markern analysiert werden. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der spontanen Differenzierung besteht darin, dass unsere Technik zu einem höheren RP führt. Diese Materie kann helfen, die gerichtete Differenzierung von IPS-Zellen zur RP-Linie zu optimieren.Die Implikationen dieser Technik erstrecken sich auf die Therapie von degenerativen Netzhauterkrankungen wie Makuladegeneration, Retinitis, Figment oder Morbus Stargardt. Da der Ersatz von erkranktem RPE durch gesundes RPE, das aus IPS-Zellen gewonnen wird, die beste Option sein kann, um den Verlust des Sehvermögens zu verhindern, werden Einzelpersonen, die neu in dieser Methode sind, im Allgemeinen Schwierigkeiten haben, da Stammzellen sehr empfindlich sind und subtile Veränderungen in ihrem Griff den Differenzierungsprozess beeinflussen können. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist von entscheidender Bedeutung, da der Schritt der Entnahme des Embryokörpers aus der Mikrowelle schwierig ist.Vor der Aussaat erwärmen Sie das feederfreie Stammzellkulturmedium auf 37 Grad Celsius und erwärmen Sie dann die IMR 90 dash one IPS-Zellen schnell in einem 37 Grad Celsius warmen Wasserbad. Wenn die Zellen aufgetaut sind, fügen Sie fünf Milliliter warme, feederfreie Stammzellkultur, Medium zu den Zellen, tropfenweise hinzu und mischen Sie vorsichtig. Als nächstes schleudern Sie die Zellen herunter und resuspendieren die Zellklumpen vorsichtig in zwei Millilitern feederfreier Stammzellkultur.Medium sät die Klumpen in einzelnen Vertiefungen einer matrixbeschichteten Platte aus und legt die Zellen dann in einen Zellkultur-Inkubator bei 37 Grad Celsius mit 5 % Kohlendioxid und 95 % Luftfeuchtigkeit und täglichem Mediumwechsel. Fünf bis sieben Tage später beobachten Sie die undifferenzierten Kolonien mit einem dichten Zentrum, die für den Durchgang unter einem Lichtmikroskop bereit sind. Wenn die Zellen fertig sind, geben Sie ein Milligramm pro Milliliter 37 Grad Celsius warmen Raum in jede Vertiefung und inkubieren Sie die Platte sieben Minuten lang bei 37 Grad Celsius.Anschließend wird der DYS-Raum angesaugt und die Zellkolonien vorsichtig mit zwei Millilitern vorgewärmtem DM MF 12 gespült. Zweimal. Geben Sie nach dem Spülen zwei Milliliter feederfreies Stammzellkulturmedium in jede Vertiefung und verwenden Sie eine Fünf-Milliliter-Pipette, um die Kolonien vorsichtig abzukratzen und die Zellklumpen freizusetzen.Übertragen Sie dann die abgelösten Klumpen in ein konisches 15-Milliliter-Röhrchen und fügen Sie ausreichend feederfreies Stammzellkulturmedium hinzu, um die nächste Zellpassage zur Erzeugung der Embryokörper zu säen. Spülen Sie zuerst die IPS-Zellen mit zwei Millilitern DMMF 12 und geben Sie dann 750 Mikroliter Accutane für fünf bis 10 Minuten in jede Vertiefung der Sechs-Well-Platte. Wenn sich die Zellen in einem Zellkultur-Inkubator abzulösen beginnen, dissoziieren Sie die Zellen mit einer Pipette vorsichtig in eine Einzelzellsuspension und überführen sie dann in ein konisches 50-Milliliter-Röhrchen.Spülen Sie die Platte mit fünf Millilitern DM MF 12 aus und geben Sie die Spülung mit den Zellen in das konische Rohr. Führen Sie dann die Zellsuspension durch ein 40-Mikrometer-Zellsieb, um alle verbleibenden Zellklumpen zu entfernen. Schleudern Sie nun die Zellen herunter, um das Accutane und die Wiederbelebung zu entfernen.Das Pellet wird in einem Medium zur Bildung des Embryos auf eine Konzentration von 0,5 bis eins mal 10 bis sieben Zellen pro Milliliter suspendiert. Nachdem Sie die Anzahl lebensfähiger Zellen durch Trianblau-Ausschluss bestimmt haben, fügen Sie die entsprechende Anzahl von Zellen zu jeder Vertiefung einer Mikrotiterplatte hinzu, um den gewünschten Embryo zu erzeugen. Körpergrößen.Pipettieren Sie die Kulturen vorsichtig, um eine gleichmäßige Verteilung der Zellen zu ermöglichen, und stellen Sie dann das mit Gesteinsinhibitor versetzte Medium zur Bildung des Embryos auf ein Endvolumen von 2,0 Millilitern ein. Nach einem schonenderen Pipettieren schleudern Sie die Mikrotiter-Zellkulturen herunter und inkubieren die Platte 24 Stunden lang in einem Zellkultur-Inkubator. Am nächsten Tag pipettieren Sie das Medium mit einer Ein-Milliliter-Mikropipette auf und ab in jede Mikrovertiefung, um den größten Teil des Embryokörpers zu entnehmen, und leiten Sie dann die Embryokörpersuspension durch ein umgedrehtes 40-Mikrometer-Zellsieb, um einzelne Zellen zu entfernen.Spülen Sie anschließend die Mikrotiterplatte fünfmal mit einem Milliliter DMMF 12, um den Rest der Embryokörper zu entfernen, die die Waschungen durch das Sieb leiten. Drehen Sie dann das Zellsieb in einer Petrischale auf den Kopf und filtern Sie die gesammelten Embryokörper mit mehr Embryokörperbildungsmedium. Nach der Zählung inkubieren die gesammelten Zellen die Embryokörper auf einer Proteinmatrix-beschichteten Platte mit sechs Vertiefungen bei weniger als 1000 Embryokörpern pro Vertiefung in einem Embryokörperbildungsmedium, ergänzt mit 10 mikromolaren Gesteinsinhibitoren in einem Zellkulturinkubator für 24 Stunden.Ersetzen Sie schließlich das Embryokörperbildungsmedium durch ein Differenzierungsmedium, um die Differenzierung zu initiieren. Entnahme von Proben an den Tagen 6, 17, 29 und 60, um die entsprechende nachgelagerte Analyse durchzuführen. Nach 12-wöchiger Kultivierung entwickeln 200-zellige Embryokörper eine Astrozyten- und Fibroblastenmorphologie ohne sichtbare Pigmentierung, während die größeren Embryokörper eine Monoschicht aus klassischer RPE-Morphologie und Pigmentierung entwickeln, wie in diesen Bildern gezeigt Immunchemie zum Nachweis der RPE-Marker, MITF und ZO.In dieser Grafik wurde der neuroektodermale Marker PAC six in unterschiedlich großen Embryokörpern zu unterschiedlichen Zeitpunkten mittels Durchflusszytometrie gemessen. Zum Beispiel waren in den 3000-zelligen Embryokörpern am sechsten Tag der Kultur etwa 50 % der analysierten Zellen positiv für PAC sechs. Darüber hinaus ergab eine Faxanalyse des RPE-Markers MITF an Embryokörpern unterschiedlicher Größe, dass 20% der Zellen bis zum 60. Tag der Differenzierung MITF exprimierten.Kultivierte RPE zeichnen sich auch durch ihre Fähigkeit aus, ihre Pigment- und polygonale Morphologie zu verlieren und bei der Verpackung einen Fibroblasten-Phänotyp zu erhalten. Hier sind zum Beispiel neu passagerte Zellen zu sehen, die ihr Pigment verloren haben und eine Fibroblastenmorphologie angenommen haben. Diese Zellen vermehren sich dann, erhalten beim Zusammentreffen ihre klassische polygonale Morphologie zurück und erhalten innerhalb weniger Wochen ihre Pigmentierung zurück.Beim Versuch dieses Verfahrens ist es wichtig, daran zu denken, die IPS RP-Kolonien nach ihrer Entwicklung richtig zu identifizieren und zu isolieren. Diese Technik ebnete Forschern auf dem Gebiet der Stammzellbiologie den Weg, die gerichtete Differenzierung zu vielen adulten Zelltypen zu erforschen, indem sie die normale embryologische Entwicklung nachahmte. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit im Gewebe und in virtuellen Laboren äußerst gefährlich sein kann und dass bei diesen Eingriffen immer Auswirkungen wie das Tragen von Beinmänteln, Handschuhen und Brillen auf sich genommen werden sollten.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man homogene Embryokörper in der gewünschten Größe erzeugt, um die Abholzung in Richtung I-P-S-R-P-E zu lenken und RPE-Zellen zu isolieren und anzureichern.

deriving-retinal-pigment-epithelium-rpe-from-induced-pluripotent-stem

Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Die microRNA (miRNA)-Profile der menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen), retinale Pigmentepithel (RPE) aus menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen) (iPS-RPE) und fetale RPE abgeleitet, wurden verglichen.

MicroRNA Expressionsprofile der Menschen iPS-Zellen, Retinapigmentepithel Abgeleitet aus iPS und Fetal Retinapigmentepithel

Aus Stammzellen gewonnene retinale Pigmentepithelzellen (RPE) können für mehrere Anwendungen verwendet werden, einschließlich zellbasierter Therapien für Netzhautdegeneration, Krankheitsmodellierung und Medikamentenstudien. Hier stellen wir ein einfaches Protokoll zur reproduzierbaren Gewinnung von RPE aus Stammzellen vor.

Effiziente Ableitung von Retinapigmentepithel-Zellen aus Stammzellen

Hier präsentieren wir ein von der Community akzeptiertes Protokoll im Multimedia-Format für die subretinale Injektion eines Bolus von RPE-Zellen in Ratten und Mäuse. Dieser Ansatz kann zur Bestimmung von Rettungspotenzialen, Sicherheitsprofilen und Überlebenskapazitäten von transplantierten RPE-Zellen nach Implantation in Tiermodellen der Netzhautdegeneration verwendet werden.

Darstellende Subretinale Injektionen in Nagetiere zu retinalen Pigmentepithelzellen in Suspension liefern

Dieses Protokoll beschreibt die retinalen Pigment Epithelzellen (RPE) aus pluripotenten Stammzellen zu produzieren. Die Methode verwendet eine Kombination von Wachstumsfaktoren und kleine Moleküle, um die Differenzierung von Stammzellen in unreifen RPE in vierzehn Tagen und Reifen, funktionale RPE nach drei Monaten zu lenken.

Schnelle, gezielte Differenzierung der retinalen Pigment epithelialen Zellen aus menschlichen embryonalen oder induzierte pluripotente Stammzellen

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur retinalen Pigmentepithels (RPE) Pigmentzellen aus menschlicher pluripotenter Stammzellen tragen Patienten abgeleitet Mutationen zu unterscheiden. Die mutierten Zelllinien können für Funktionsanalysen einschließlich Immunoblotting, Immunfluoreszenz und Patch-Clamp verwendet werden. Dieser Krankheit im Gericht Ansatz umgeht die Schwierigkeit, native menschlichen RPE-Zellen.

Differenzierung, Wartung und Analyse der menschlichen Retina Pigment Epithelzellen: eine Krankheit im Gericht-Modell für BEST1 Mutationen

Die Produktion von spezialisierten netzhautzellen aus pluripotenten Stammzellen ist ein Wendepunkt in der Entwicklung der Stammzell-Therapie für Erkrankungen der Netzhaut. Der vorliegende Beitrag beschreibt eine einfache Methode für eine effiziente Erzeugung von retinalen Organellen und retinalen Pigment Epithel für Grund-, translationalen und klinischen Forschung.

Definierten Xeno-frei und Feeder-freie Kulturbedingungen für die Generation der menschlichen iPSC-abgeleitete Retinal Zellmodellen

Wir beschreiben eine Methode um eine netzhautgewebe bestehend aus retinalen Pigment epithelialen Zellen aus menschlichen pluripotenten Stammzellen gezüchtet auf menschliche amniotic Membranen und deren Vorbereitung für die Verpflanzung in Tiermodellen zu konstruieren.

Engineering-Transplantation geeignet retinalen Pigment Epithel Gewebe abgeleitet aus humanen embryonalen Stammzellen

Mit einer selbstorganisierenden Methode entwickeln wir ein Protokoll mit dem Zusatz von COCO, das die Bildung von Photorezeptoren signifikant erhöhen könnte.

Gerichtete Induktion retinaler Organoide aus humanen pluripotenten Stammzellen

Hier beschreiben wir ein optimiertes retinale Organoid-Induktionssystem, das für verschiedene humane pluripotente Stammzelllinien geeignet ist, netzhautähnliche Gewebe mit hoher Reproduzierbarkeit und Effizienz zu erzeugen.

Retinale Organoid-Induktionssystem zur Ableitung von 3D-Netzhautgewebe aus humanen pluripotenten Stammzellen

Dieses Protokoll beschreibt eine effiziente Methode zur Differenzierung von hiPS-Zellen in Augenfeld-Cluster und zur Erzeugung neuro-retinaler Organoide unter Verwendung vereinfachter Kulturbedingungen, die sowohl adhärente als auch Suspensionskultursysteme umfassen. Auch andere Augenzelltypen, wie das RPE und das Hornhautepithel, können aus reifen Augenfeldern in Netzhautkulturen isoliert werden.

Erzeugung retinaler Organoide aus gesunden und netzhautspezifischen, human-induzierten pluripotenten Stammzellen

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein optimiertes 3D-System zur Induktion neuronaler Netzhaut, das die Adhäsion und Fusion von Netzhautorganoiden mit hoher Wiederholbarkeit und Effizienz reduziert.

Erzeugung neuronaler Netzhaut aus humanen pluripotenten Stammzellen

Lernen Sie die Herleitung von Retina-Pigmentepithel aus iPS-Zellen mit optimierter Embryoidkörper-Größe. Diese Methode steigert die Differenzierungseffizienz für die regenerative Netzhautforschung erheblich.

Ableiten Retinapigmentepithel (RPE) von induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen) von verschiedenen Größen von Embryoidkörpern (Video) | JoVE Journal

Ableiten Retinapigmentepithel (RPE) von induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen) von verschiedenen Größen von Embryoidkörpern

Weitere Videos entdecken