Name: Maus Pneumonektomie Modell der Ausgleichs Lung Wachstum (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 22 s
Description: Lernen Sie die Pneumonektomie bei der Maus zur Untersuchung des kompensatorischen Lungenwachstums. Diese Methode ermöglicht Einblicke in Mechanismen der Alveolarregeneration und Lungenentwicklung.

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Die Autoren möchten sich bei der Cincinnati Children's Hospital Division of Veterinary Services für ihre Unterstützung bedanken. Dieses Manuskript wurde unterstützt von den National Institutes of Health K12 HD028827. Anna Perl, PhD, lehrte die Autoren dieses chirurgische Verfahren.

HINWEIS: Tier Verwendung Aussage: Alle Verfahren in dieser Studie wurden mit Genehmigung und nach den Richtlinien der Institutional Animal Benutzung und Pflege Committee (IACUC) in Cincinnati Kinderklinik durchgeführt. Acht Wochen alte C57BL / 6J männliche Mäuse wurden von Jackson Laboratories (Bar Harbor, ME) erhalten und man ließ sie für eine Woche vor dem Gebrauch akklimatisieren. Bis der Operation wurden die Tiere in einem pathogenfreien Barriere Anlage untergebracht und zur Verfügung gestellt autoklaviert Chow und gefiltertes Wasser ad libdium. Jede Maus Käfig wurde mit einer dedizierten Luft und Wasser versorgt, und die Zimmer wurden auf einem 12 Stunden Tag-Nacht-Zyklus gehalten. Nach Erholung von der Operation wurden die Mäuse in Käfigen mit gefiltertem Spitzen aufrechterhalten, sofern autoklaviert Futter ad libidum und sofern aus einer Wasserflasche gefiltertes Wasser. 1. Herstellung des Instruments <ol><li> Stellen Sie 6 Haut Wundhaken mit Büroklammern und Pins. Twist bogene Büroklammern auf den Schäften der Papier-Pins, lTraufe eine 5 cm gerader Stahldraht an einem Ende und machen eine einzige 0,5 cm &quot;U&quot; förmigen Haken am Ende des Drahtes. </li><li> Stellen ca. 15 x 15 cm im Quadrat-OP-Abdeckungen mit Plastikfolie. Bereiten Sie eine Umkleide pro Maus. Setzen Sie ein Papierturm zwischen den einzelnen Wickel. </li><li> Sterilisieren Sie alle chirurgische Instrumente zusammen mit einem Stapel von 12 x 12 Zoll Korkplatten, Gaze, und Wattestäbchen. </li></ol> 2. Maus Vorbereitung <ol><li> Induzieren Anästhesie mit 2% Isofluran. Wiegen Tier. </li><li> In einem speziellen Operationsvorbereitungsbereich rasieren linken Brust und Nackenbereich mit elektrischen Rasierer. </li><li> Geben Sie einen Tropfen der künstliche Tränen Salbe die Augen die Maus. </li><li> Dekontaminieren Hals und linken Brust mit Chlorhexidin und Isopropylalkohol. Wiederholen Sie zweimal. </li></ol> 3. Maus-Oro-Intubation und Beatmung <ol><li> Haben Sie ein nicht-sterilen OP-Techniker statt mit der Maus auf dem Rücken in der vorgewärmten OP-Bereich.</li><li> Narkosetiefe Bestätigen Dokumentation Fehlen einer Reaktion auf die Pfote Prise. </li><li> Nach dem Waschen der Hände und das Anziehen OP-Kleidung, Maske und Hut, don sterile Handschuhe. </li><li> Nach Drapierungen und unter aseptischen Bedingungen, machen Sie einen 1 cm vertikale Inzision über der vorderen Mitte Nacken, den Kehlkopf freizulegen. Leicht einfahren Halsmuskulatur mit gebogenen, gezackten 10 cm Pinzette und setzen den Kehlkopf und Luftröhre durch die Streuung der Halsmuskulatur mit der Spitze einer geraden Schere. </li><li> Oral legen Sie eine 22 G stumpfen Spitze Angiokatheter in die Mitte der Luftröhre (1A) und optisch Platzierung (1B) zu bestätigen. Pflegen Anästhesie und belüften mit 1-3% Isofluran durch Nagetierventilator (225 ul pro Hub; 200 Stokes pro min). Verwenden Sie ein Druckgrenze von 15 cm H 2 O </li></ol> 4. Maus Pneumonektomie <ol><li> Legen Sie die Maus in die richtige Seitenlage mit der Maus den Rücken vorder Betreiber (links oben). Verwenden Sie einen selbstdichtenden Plastikfolie als sterilen Tuch. Schneiden durch den Faltenwurf, verwenden stumpfer Spitze gebogene Schere, einen 2 cm langen Schnitt parallel zu den Rippen auf der 4. und 5. Zwischenrippenraum zu machen. Legen Sie die stumpfe Spitze gebogene Schere und sezieren die Haut von den zugrunde liegenden Rippen und Rippenmuskeln. </li><li> Ziehen Sie die Haut mit vier Wundhaken, um ein Quadrat aussetzen 1,5 x 1,5 cm Operationsfenster (Abbildung 2A). Sichern Sie die Wundhaken an den Kork Bord. </li><li> Präparieren Sie auf Rippen mit einer gebogenen Pinzette, und verwenden Sie eine Spitze der gebogenen Pinzette, um die Brusthöhle zu gelangen. </li><li> Mit Hilfe der stumpfen Spitze Mikroscheren, verwenden Sie die Untermesser, um die Brusthöhle zu gelangen. Machen Sie eine 0,5 cm Einschnitt zwischen den Rippen, und wiederholen Sie in die entgegengesetzte Richtung. </li><li> Mit den beiden verbleibenden Wundhaken, öffnen Sie den Brustkorb in der Vorwärts-Rückwärts-Achse und die sichere die Retraktoren mit dem Kork Bord (2B). </li> &lt;li&gt; Mit gebogenen stumpfen Pinzette in der linken Hand das linke Lunge und verdrängen den oberen Teil der linken Lunge seitlich und unten durch die Thorakotomie, bis die linke Lungenarterie und Bronchien ausgesetzt sind (3A, B). </li><li> Halten Sie die geladenen Titan Gefäßmikroclip Applikator in die rechte Hand mit dem Körper des Applikators in der Handfläche und gebogene Spitze nach weg von der Handfläche (3C), schieben Sie die Applikatorspitze in den Brustkorb entlang der Krümmung der hinteren Seite des linken Lunge und Clip der linken Bronchus und Lungenschlagader (3D). </li><li> Entfernen Sie den Applikator aber halten Sie die linke Lunge eingefahren. Fassen Sie die stumpfe Spitze Mikro-Schere mit der rechten Hand und schneiden Sie die Bronchien und Lungenarterie distal der Clip und entfernen linken Lunge (3E). </li><li> Entfernen Sie die Rippenspreizer. </li><li> Mit den gebogenen stumpfen Pinzette zu kneifen bis 1 cm von der Haut schlechter als die incisiauf, sondern über dem Niveau der Membran und setzen Sie eine 24 G Angiokatheter durch die Haut und in die linke Brusthöhle (4A, B). </li><li> Verwenden Sie 5-0 Prolene Naht zu zwei Knopfnähten auf der 4. und 5. Rippen platzieren, um die Brusthöhle zu schließen. </li><li> Entfernen Sie die Haut Wundhaken. Verwenden Sie zwei Sätze von Pinzette, um die Haut entlang der Länge des Einschnitts nähern und kleben die Haut verschlossen. </li><li> Schließen Sie einen 3 ml Luer-Lock-Spritze mit dem Angiokatheter und entfernen Restluft durch leichten Ansaugen und Zurückziehen des Angiokatheter. </li><li> Kleben Sie den Halsschnitt geschlossen mit zwei Sätzen von Zangen wie zuvor. </li></ol> 5. Maus Sham Pneumonektomie <ol><li> Setzen Sie die linke Lunge wie in &quot;Maus Pneumonektomie&quot; Protokoll vermerkt. Heben Sie den Brustkorb mit gebogenen stumpfen Pinzette, um Luft in die linke Brusthöhle zu ermöglichen (5A, B). </li><li> Legen Sie eine 24 G Angiokatheter in die linke thoRacic Hohlraum wie oben darauf achten, daß die linke Lunge schädigen. </li><li> Mit 5-0 Prolene Nahtmaterial und darauf achten, daß die Lunge (5C) durchstoßen, indem Sie zwei Längen von Nahtmaterial in der 3. / 4 und 5. / 6. Rippenzwischenräumen (5D). Gebe beide Längen von Nahtmaterial vor den Bund, um die Risiken der linken Lunge Herniation zu verringern. Binden Sie die Nahtmaterial zu zwei unterbrochenen Stichen (5E) zu machen. </li><li> Kleben Sie die Haut über der Brust-Schnitt, entfernen Sie Restluft mit dem Angiokatheter und kleben Sie den Halsschnitt wie oben. </li></ol> 6. Wiederbelebung, Analgesie und Wiederherstellung <ol><li> Schalten Sie die Isofluran und Verwalten 0,1 mg / kg von Buprenorphin und 0,5 ml physiologischer Kochsalzlösung subkutan. </li><li> Wenn spontane Atmung wieder aufzunehmen, entfernen Sie den Endotrachealtubus. </li><li> Beachten Maus, bis es wieder ambulante ist. Wandern in der Regel Resum¯es mehrere Minuten nach der Entfernung des Endotrachealtubus. </li><li> Platzieren Sie die Maus in einem 27 ° C Inkubator (befeuchteten, Sauerstoff 25%) zu erholen O / N. HINWEIS: Legen Sie mehrere Pellets von Chow mit Wasser für die ersten 24 Stunden nach der Operation benetzt auf dem Käfigboden. </li><li> Verabreichen 0,1 mg / kg Buprenorphin durch intraperitoneale Injektion zweimal täglich für drei Tage nach der Operation. Darauf achten, dass die Operationsstelle beim Umgang mit Tieren zu öffnen. </li></ol> 7. Maus-Überwachung <ol><li> Wiegen Mäusen nach 1, 3, 5 und 7 Tage nach der Operation. </li></ol>

<ol><li>Strueby, L., Thebaud, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+bronchopulmonary+dysplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+review+of+respiratory+medicine%22%5BJournal%5D)">Advances in bronchopulmonary dysplasia.</a> Expert review of respiratory medicine. , (2014).</li>
<li>Donn, S. M., Sinha, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+the+understanding+and+management+of+bronchopulmonary+dysplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+fetal+%26+neonatal+medicine%22%5BJournal%5D)">Recent advances in the understanding and management of bronchopulmonary dysplasia.</a> Seminars in fetal & neonatal medicine. 14, 332(2009).</li>
<li>Molen, T., Miravitlles, M., Kocks, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((COPD+management%3A+role+of+symptom+assessment+in+routine+clinical+practice%5BTitle%5D)+AND+%22International+journal+of+chronic+obstructive+pulmonary+disease%22%5BJournal%5D)">COPD management: role of symptom assessment in routine clinical practice.</a> International journal of chronic obstructive pulmonary disease. 8, 461-471 (2013).</li>
<li>Seifert, A. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skin+shedding+and+tissue+regeneration+in+African+spiny+mice+%28Acomys%29%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Skin shedding and tissue regeneration in African spiny mice (Acomys).</a> Nature. 489, 561-565 (2012).</li>
<li>Vidal, P., Dickson, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+the+distal+phalanx.+A+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+hand+surgery%22%5BJournal%5D)">Regeneration of the distal phalanx. A case report.</a> Journal of hand surgery. 18, 230-233 (1993).</li>
<li>Potter, P. C., Levine, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+Regeneration+Following+Chronic+Suppurative+Osteitis+of+the+Distal+Phalanx%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+surgery%22%5BJournal%5D)">Bone Regeneration Following Chronic Suppurative Osteitis of the Distal Phalanx.</a> Annals of surgery. 80, 728-729 (1924).</li>
<li>McKim, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+the+Distal+Phalanx%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Medical+Association+journal%22%5BJournal%5D)">Regeneration of the Distal Phalanx.</a> Canadian Medical Association journal. 26, 549-550 (1932).</li>
<li>Brown, L. M., Rannels, S. R., Rannels, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implications+of+post-pneumonectomy+compensatory+lung+growth+in+pulmonary+physiology+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Res%22%5BJournal%5D)">Implications of post-pneumonectomy compensatory lung growth in pulmonary physiology and disease.</a> Respir Res. 2, 340-347 (2001).</li>
<li>Holder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+and+compensatory+growth%5BTitle%5D)+AND+%22British+medical+bulletin%22%5BJournal%5D)">Regeneration and compensatory growth.</a> British medical bulletin. 37, 227-232 (1981).</li>
<li>Hsia, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lessons+from+a+canine+model+of+compensatory+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Top+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Lessons from a canine model of compensatory lung growth.</a> Curr Top Dev Biol. 64, 17-32 (2004).</li>
<li>Butler, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+adult+lung+growth+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Evidence for adult lung growth in humans.</a> N Engl J Med. 367, 244-247 (2012).</li>
<li>Konerding, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+dependence+of+alveolar+angiogenesis+in+post-pneumonectomy+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Angiogenesis%22%5BJournal%5D)">Spatial dependence of alveolar angiogenesis in post-pneumonectomy lung growth.</a> Angiogenesis. 15, 23-32 (2012).</li>
<li>Kho, A. T., Liu, K., Visner, G., Martin, T., Boudreault, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+dedifferentiation+and+redevelopment+phases+during+postpneumonectomy+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Identification of dedifferentiation and redevelopment phases during postpneumonectomy lung growth.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, 542-554 (2013).</li>
<li>Wang, W., Nguyen, N. M., Guo, J., Longitudinal Woods, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+Monitoring+of+Compensatory+Lung+Growth+in+Mice+after+Pneumonectomy+via+%283%29He+and+%281%29H+Magnetic+Resonance+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Cell+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Noninvasive Monitoring of Compensatory Lung Growth in Mice after Pneumonectomy via (3)He and (1)H Magnetic Resonance Imaging.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 49, 697-703 (2013).</li>
<li>Gibney, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+murine+post-pneumonectomy+lung+regeneration+by+18FDG+PET+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22EJNMMI+research%22%5BJournal%5D)">Detection of murine post-pneumonectomy lung regeneration by 18FDG PET imaging.</a> EJNMMI research. 2, 48(2012).</li>
<li>Rawlins, E. L., Perl, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+a%27MAZE%27ing+world+of+lung-specific+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Cell+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">The a'MAZE'ing world of lung-specific transgenic mice.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 46, 269-282 (2012).</li>
<li>Ochs, M., Muhlfeld, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+microscopy+of+the+lung%3A+a+problem-based+approach.+Part+1%3A+basic+principles+of+lung+stereology%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Quantitative microscopy of the lung: a problem-based approach. Part 1: basic principles of lung stereology.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L15-22 (2013).</li>
<li>Ysasi, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+unilateral+diaphragmatic+paralysis+on+postpneumonectomy+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effect of unilateral diaphragmatic paralysis on postpneumonectomy lung growth.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L439-445 (2013).</li>
<li>Dane, D. M., Yilmaz, C., Estrera, A. S., Hsia, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separating+in+vivo+mechanical+stimuli+for+postpneumonectomy+compensation%3A+physiological+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+applied+physiology%22%5BJournal%5D)">Separating in vivo mechanical stimuli for postpneumonectomy compensation: physiological assessment.</a> Journal of applied physiology. 114, 99-106 (2013).</li>
<li>Mortola, J. P., Magnante, D., Saetta, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expiratory+pattern+of+newborn+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+applied+physiology%22%5BJournal%5D)">Expiratory pattern of newborn mammals.</a> Journal of applied physiology. 58, 528-533 (1985).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+applied+physiology%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of applied physiology. 106, 984-987 (2009).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Wir haben die detaillierte Beschreibung der Maus PNX und Maus Schein PNX Verfahren bis heute berichtet vorgesehen. Wir haben die Leser bewusst einige der häufigsten Fallstricke, dass die Ermittler das Erlernen der häufigsten Verfahren stoßen gemacht, und wir haben verschiedene Techniken, die von unserem Labor entwickelt, um gegen diese Gefahren zu mildern skizziert. Andere Labors nutzen dieses Modell können andere Technik Modifikationen entwickelt haben, oder verwenden Sie verschiedene Instrumente. Bei der Bewertung der...

Die Hauptfunktion der Lunge ist für Sauerstoff und Kohlendioxid Austausch zwischen einem Organismus und der Atmosphäre bereitzustellen. Beim Menschen eine Vielzahl von angeborenen und erworbenen Bedingungen führen zu verminderter Lungenfläche, die zu einer Beeinträchtigung der Lungenfunktion führt. Dh Lungen - Obwohl eine Vielzahl von Therapien wie inhalativen Kortikosteroiden, Bronchodilatatoren, zusätzlichen Sauerstoff und chronische mechanische Belüftung verwendet werden, um die Folgen der Beeinträchtigung der Lungenfunktion 1-3 abzuschwächen, wäre die ideale Therapie für diesen Bedingungen Nachwachsen der funktionellen Lungengewebe zu fördern Regeneration. Säugetiergeweberegeneration ist gut dokumentiert worden. Die Afrikanische Stachelmaus können große Bereiche der Haut ohne Narbenbildung 4 zu regenerieren. Die Phalanx beim Menschen nach einer Verletzung oder Amputation 5-7 regenerieren. Nach Pneumonektomie (PNX) tritt Ausgleichslungenwachstum bei Mäusen, 8, 9 Ratten, zu tungs 10 und 11 Menschen. Per Definition beinhaltet Ausgleichslungenwachstum nicht nur Ausbau der bestehenden Lufträume, aber erneut Septierung dieser vergrößerten Lufträume mit der Expansion des zugehörigen Mikrozirkulation 12. Genexpressionsanalyse hat gezeigt, dass dieses Modell rekapituliert viele der Signalwege der Lungenentwicklung 13. Vier Wochen nach der Maus PNX ist Alveolaroberfläche äquivalent zu der scheinoperierten Tieren 14. In diesem Manuskript beschreiben wir die Maus PNX und Schein PNX Verfahren.

<table><tbody><tr><td>6 Zoll Gefäßclip-Applikator</td><td>Teleflex Medical (WECK)</td><td>137062</td><td></td></tr><tr><td>Horizon kleiner titanroter Clip</td><td>Teleflex Medical (WECK)</td><td>1201</td><td></td></tr><tr><td>Schmales Muster 12 cm gebogene Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11003-12</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene gezackte 10 cm Graefe Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Nadelhalter</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Gerade 9 cm Strabismusschere (stumpfe Spitze)</td><td>Fine Science Tools</td><td>14075-09</td><td></td></tr><tr><td>Gerade 8,5 cm gehärtete Feinschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>Gerade Federschere Cohan-Vannas Federschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-12</td><td></td></tr><tr><td>Hautkleber</td><td>Gluture</td><td>32046</td><td></td></tr><tr><td>22 G Angiokatheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>24 G Angiokatheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3 ml Luer-Lock-Spritze</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4 Kurze Retraktoren</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2 Lange Retraktoren</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>5-0 Prolene auf gebogener Schneidenadel</td><td>Ethicon</td><td>8698G</td><td></td></tr><tr><td>0,5 ml Spritze auf 27 G Nadel</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Normale Kochsalzlösung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Press-n-Seal Wrap</td><td>Glad Products Company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>12 x 12 Zoll Korkplatte Stapel</td><td>Office Depot</td><td></td><td></td></tr><tr><td>70% Ethanol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Maus Beatmungsgerät</td><td>Hugo Sachs Elektronnik</td><td>Minivent Type 845</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran-Verdampfer</td><td>OHMEDA</td><td>Excel 210 SE</td><td></td></tr><tr><td>Künstliche Tränensalbe</td><td>Puralube</td><td>NDC: 17033-211-38</td><td></td></tr></tbody></table>

maus pneumonektomie modell der ausgleichs lung wachstum

Mouse Pneumonectomy Model of Compensatory Lung Growth

Beim Menschen trägt eine gestörte Reparatur und Umbau der verletzten Lunge zu einer Vielzahl von akuten und chronischen Lungenerkrankungen bei, die letztendlich zu Behinderung oder Tod führen können. Verletzungsbasierte Tiermodelle der Lungenreparatur und -regeneration sind durch verletzungsspezifische Reaktionen begrenzt, was es schwierig macht, Veränderungen im Zusammenhang mit der Verletzungsreaktion und der Verletzungsauflösung von Veränderungen im Zusammenhang mit der Lungenreparatur und Lungenregeneration zu unterscheiden. Die Verwendung von Tiermodellen zur Identifizierung dieser Reparatur- und Regenerationssignalwege ist jedoch entscheidend für die Entwicklung neuer Therapien zur Verbesserung der Lungenfunktion nach Lungenverletzungen. Das Maus-Pneumonektomie-Modell nutzt das kompensatorische Lungenwachstum, um diese Reparatur- und Regenerationssignale zu isolieren und die Mechanismen der alveolären Reseptation klarer zu definieren. Hier beschreiben wir unsere Technik zur Durchführung der Mauspneumonektomie und der Scheinpneumonektomie. Diese Technik kann in Verbindung mit der Abstammungsverfolgung oder anderen transgenen Mausmodellen verwendet werden, um den molekularen und zellulären Mechanismus der Lungenreparatur und -regeneration zu definieren.

. Ein Grundstück von PNX und scheinoperierten Maus Gewichte ist in Abbildung 6 vorgesehen In unseren Händen, ist das Überleben konsequent 95-100% für beide PNX und Schein Pneumonektomie. Eine Beschreibung, wie die rechte Lunge wieder wächst in diesem Modell und dem erwarteten zeitlichen Verlauf, verweisen wir den Leser auf Manuskripte Gibney et al. 15 und Wang et al. 14 Einige häufige Fehler zu vermeiden, um die Maus PNX und Maus Schei...

Die Maus-Pneumonektomie ist ein häufig verwendetes Modell des kompensatorischen Lungenwachstums. Dieses Verfahren kann in Verbindung mit der Abstammungsverfolgung oder transgenen Mausmodellen verwendet werden, um die zugrundeliegenden Mechanismen aufzuklären.

Maus Pneumonektomie Modell der Ausgleichs Lung Wachstum

In humans, disrupted repair and remodeling of injured lung contributes to a host of acute and chronic lung disorders which may ultimately lead to ...

Das Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine linke Pneumonektomie durchzuführen, um das kompensatorische Wachstum des rechten Lungenflügels zu induzieren. Dies wird erreicht, indem zunächst eine linke Thorakotomie durchgeführt und der linke Hilus freigelegt wird. Der zweite Schritt des Verfahrens besteht in der Ligatur des linken Hilus und der linken Arteria pulmonalis.Der dritte Schritt besteht darin, den linken Lungenflügel zu entfernen. Der letzte Schritt ist die Schließung der Thorakotomie. Das Maus-Pneumonektomie-Modell des kompensatorischen Lungenwachstums kann in Kombination mit anderen biometrischen oder biochemischen Methoden verwendet werden, um die Mechanismen des alveolären Wachstums und der Regeneration aufzuklären.Mit dieser Methode können einige zentrale Fragen auf dem Gebiet der Lungenentwicklung und -regeneration beantwortet werden, beispielsweise, welche zellulären Prozesse bei der Septierung eine Schlüsselrolle spielen und welche kritischen zellulären molekularen Prozesse notwendig sind, um die Septierung erneut einzuleiten. In der Regel haben Forscher, die mit dieser Technik noch nicht vertraut sind, Schwierigkeiten bei einem oder mehreren entscheidenden Arbeitsschritten. Möglicherweise bereitet ihnen die Trachealkanülierung Probleme.Sie könnten Schwierigkeiten haben, ein ausreichendes chirurgisches Fenster zu schaffen. Außerdem könnte es schwierig sein, das Hilum zu identifizieren und abzuklemmen, sowie Verletzungen der linken Lunge während einer Schein-Thorakotomie zu vermeiden. Diese Prozedur wird Shang Lu, eine leitende Laborassistentin in meinem Labor, demonstrieren. Um zu beginnen, nachdem die Anästhesie beim Maus mit 2% Isofluran induziert wurde, rasieren Sie den linken Thorax- und Halsbereich mit einem elektrischen Rasierer, tragen Sie eine künstliche Tränen-Salbe auf die Augen der Maus auf und desinfizieren Sie den Bereich, indem Sie diesen dreimal mit Chlorhexidin abwischen, gefolgt von dreimaligen Abwischen mit Isopropylalkohol und anschließend erneut mit Chlorhexidin.Dreimal. Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie, indem Sie das Fehlen einer Reaktion auf einen leichten Quetschreiz dokumentieren, nachdem Sie einen einen Zentimeter langen vertikalen Schnitt über der vorderen Halsmitte gemacht haben, um den Kehlkopf freizulegen. Verwenden Sie gezahnte 10-Zentimeter-Zangen, um die Halsstrangmuskeln leicht zurückzuziehen. Verwenden Sie dann die Spitzen einer geraden Schere, um die Halsstrangmuskeln auseinanderzuspreizen.Als Nächstes oral einen 22-Gauge-Blunt-Tip-Angiokatheter in die mittlere Luftröhre einführen und die korrekte Platzierung visuell durch den Schnitt bestätigen. Die Maus auf einen Nagetierbeatmungsapparat legen und die Anästhesie mit 2 % Isofluran und einer Druckbegrenzung von 15 Zentimetern Wasser beibehalten. Die weiterhin anästhesierte Maus in Rückenlinksseitenlage positionieren, wobei die linke Rückenseite dem Operateur zugewandt ist.Legen Sie eine selbstverschließbare Plastikfolie über den Körper der Maus als steriles Tuch. Verwenden Sie stumpfe, gekrümmte Scheren, um einen zwei Zentimeter langen Schnitt parallel zu den Rippen im vierten und fünften Interkostalraum anzulegen. Führen Sie dann die Scherenspitzen ein und dissezieren Sie die Haut von den darunterliegenden Rippen und Interkostalmuskeln ab. Platzieren Sie vier Hakenhalter an der Haut, um ein chirurgisches Fenster von 1,5 mal 1,5 Zentimeter zu bilden. Befestigen Sie jeden Hakenhalter an der Korkplatte. Verwenden Sie gebogene Pinzetten, um bis zu den Rippen freizulegen, und führen Sie dann eine stumpfe Präparation des Interkostalraums durch.Um die vierte und fünfte Rippe freizulegen, verwenden Sie eine Spitze einer gebogenen Pinzette, um ein Loch zu erzeugen, durch das in die Brusthöhle eingedrungen wird. Benutzen Sie nun die untere Klinge eines Paares stumpfer Mikroscheren, um entlang des Schnitts nach unten zu drücken, bis die untere Klinge in die Brusthöhle eindringt. Führen Sie einen 0,5 cm langen Schnitt zwischen den Rippen durch und wiederholen Sie dies in entgegengesetzter Richtung.Öffnen Sie dann den Brustkorb entlang der anteroposterioren Achse, indem Sie zwei Retraktoren einsetzen und sie am Korkbrett befestigen. Laden Sie nun den Mikroklammerapplikator. Greifen Sie anschließend mit einer gebogenen stumpfen Pinzette, die in der nicht-dominanten Hand gehalten wird, die linke Lunge und verlagern den oberen Teil lateral und kaudal durch die Thorakotomie, bis die linke Lungenarterie und der Bronchus freigelegt sind.Danach halten Sie den beladenen titanbeschichteten vaskulären Mikroclip-Replikator in der dominanten Hand, wobei der Applikatorkörper in der Handfläche liegt und die gekrümmte Spitze von der Handfläche wegzeigt. Führen Sie die Applikatorenspitze entlang der Krümmung der hinteren Fläche des linken Lungenflügels in das Thoraxinnere ein und verschließen Sie den linken Bronchus und die Lungenarterie mit einem Clip. Entfernen Sie den Applikator, lassen Sie die linke Lunge jedoch weiterhin reträhiert.Greifen Sie mit der rechten Hand die stumpfe Spitze der Mikroschere und schneiden Sie den Bronchus und die Lungenarterie distal zur Klemme durch, um die linke Lunge zu entfernen. Nach Entfernung der Lunge nehmen Sie die Rippenretraktoren heraus. Anschließend heben Sie mit der gebogenen stumpfen Pinzette etwa einen Zentimeter Haut unterhalb des Schnittes, aber oberhalb der Diaphragmahöhe, an und führen einen 24-Gauge-Angiokatheter durch die Haut in den linken Thoraxraum ein.Als Nächstes zwei unterbrochene 5-0-Prolin-Nähte um den vierten und fünften Rippenbogen anlegen. Um die Brusthöhle zu verschließen, die Hautretraktoren entfernen und mit zwei Pinzetten die Haut entlang der Inzision aneinanderführen und dann mit Gewebekleber verschließen. Abschließend eine 3-mL-Luer-Lock-Spritze an den Angiokatheter anschließen und die restliche Luft durch sanfte Absaugung entfernen, während der Angiokatheter zurückgezogen wird.Beenden Sie den Vorgang, indem Sie den Hals zukleben; die Inzision wird unter Verwendung von zwei Pinzettenpaaren wie beim Verschluss der thorakalen Inzision geschlossen. Nachdem wie zuvor gezeigt die linke Lunge der anesthetisierten Maus freigelegt wurde, heben Sie mit einer gebogenen stumpfen Pinzette den Rippenbogen an, um Luft in den linken Brustkorb einzulassen. Führen Sie einen 24-Gauge-Laser-Angiokatheter in den linken Thoraxraum ein, wie zuvor dargestellt, wobei darauf zu achten ist, die linke Lunge nicht zu verletzen. Verwenden Sie eine 5-0-Proline-Naht und achten Sie darauf, die Lunge nicht zu durchstechen.Platzieren Sie zwei Stücke Nahtmaterial in den dritten und vierten sowie fünften und sechsten Rippenraum. Platzieren Sie beide Nahtmaterialstücke, bevor sie verknotet werden, um das Risiko einer Herniation der linken Lunge zu verringern. Knoten Sie das Nahtmaterial, um zwei einzelne Nähte anzulegen. Kleben Sie die Haut über der thorakalen Inzision. Entfernen Sie restliche Luft mit dem Angiokatheter und verschließen Sie die Halsinzision wie zuvor gezeigt. Schalten Sie das Isofluran aus und verabreichen Sie 0,1 Milligramm pro Kilogramm Buprenorphin und 0,5 Milliliter physiologische Kochsalzlösung subkutan.Wenn die spontane Atmung wieder einsetzt, entfernen Sie den endotrachealen Tubus. Beobachten Sie die Maus, bis sie wieder lauffähig ist. Das Gehen setzt typischerweise mehrere Minuten nach der Entfernung des endotrachealen Tubus wieder ein.Verabreichen Sie 0,1 Milligramm pro Kilogramm Buprenorphin zweimal täglich über drei Tage hinweg mittels intraperitonealer Injektion nach der Operation. Überwachen Sie das Tier während dieser drei Tage sorgfältig und achten Sie darauf, die Operationsstelle beim Umgang mit den Tieren nicht zu öffnen. Diese Abbildung zeigt den Gewichtsverlust nach der Operation.24 Stunden nach der Operation verlieren die Mäuse nach einer Pneumonektomie im Durchschnitt 1,5 Gramm und die Schein-Operation-Mäuse im Durchschnitt 1,1 Gramm. Beide Gruppen erreichen ihr präoperative Gewicht bis zum dritten postoperativen Tag wieder. Dieses fluoreszierende Bild zeigt die Tropoelastin-Immunfluoreszenz-Färbung des Accessorius-Lappens unter Kontrollbedingungen.Hier ist die Tropoelastin-Immunfluoreszenz des Accessoriuslappens 72 Stunden nach Pneumotomie dargestellt, wobei die vorhandenen Lufträume vergrößert sind. Dieses abschließende Tropoelastin-Immunfluoreszenzbild zeigt den Accessoriuslappen vier Wochen nach Pneumotomie. Beachten Sie das Lappenwachstum und die Reaktion.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man das Maus-Pneumonektomie-Modell des kompensatorischen Lungenwachstums durchführt, und wie die Schein-Thorakotomie durchgeführt wird, die als Kontrolle für dieses Verfahren dient.

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Bronchiolitis obliterans ist der Schlüssel Hindernis für die langfristige Überleben der Lunge Transplantatempfänger und das Fehlen einer robusten präklinischen Modell schließt die Prüfung Bronchiolitis obliterans Immunpathogenese. Im Gegensatz zu anderen Organtransplantationen hat vaskularisierten Maus Lungentransplantation erst vor kurzem entwickelt worden. Hier zeigen wir unser eigenständig entwickeltes Modell Bronchiolitis obliterans nach murinen orthotopen Single-Lungen-Transplantation.

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Hier präsentieren wir ein Protokoll zur einfachen und zuverlässigen Messung der Lungendruck-Volumen-Kurve bei Mäusen und zeigen, dass es ausreichend empfindlich ist, um phänotypische parenchymale Veränderungen bei zwei häufigen Lungenpathologien, Lungenfibrose und Emphysem, zu erkennen. Diese Metrik bietet ein Mittel, um die strukturellen Veränderungen der Lunge mit der Entwicklung der Pathologie zu quantifizieren.

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Diese Studie beschreibt die erfolgreiche Generierung von ein neues Tiermodell für die chronisch obstruktive Lungenerkrankung (COPD), indem man immer wieder Mäuse, um hohe Konzentrationen von Ozon.

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Diagnostische Ultraschallbildgebungs hat sich als wirksam bei der Diagnose von verschiedenen Atemwegserkrankungen bei Menschen und Tieren sein. Wir zeigen eine von Dr. Zuo Labor genutzt werden, um Membran Kinetik speziell in Mausmodellen analysieren umfassende Ultraschall-Protokoll. Dies ist auch eine nicht-invasive Technik, die Forschung quantitative Informationen über Maus Atemmuskelfunktion bereitstellen kann.

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