Rattenmodell der photochemisch-induzierte Posterior ischämische Optikusneuropathie

Das Ziel dieses Videos ist es, ein photochemisch induziertes Modell der posterioren ischämischen Optikusneuropathie zu demonstrieren und seine Auswirkungen auf die retrograde Lende von retinalen Ganglienzellen bei Patienten über 50 Jahren zu bewerten. Die ischämische Optikusneuropathie ist die häufigste Form der akuten Optikusneuropathie. Die Erkrankung kann je nach Quelle der spezifischen betroffenen Blutversorgung und klinischem Erscheinungsbild als einer von zwei Subtypen auftreten: anteriore ischämische Optikusneuropathie oder posteriore ischämische Optikusneuropathie.

Während die Pathogenese der anterioren ischämischen Optikusneuropathie ausgiebig untersucht wurde, ist die posteriore ischämische Optikusneuropathie aufgrund ihrer geringen Prävalenz, ihres variablen Erscheinungsbildes und ihrer schlecht definierten diagnostischen Kriterien nach wie vor wenig verstanden. Darüber hinaus gibt es keine Behandlungen, die den Sehverlust bei anteriorer oder posteriorer ischämischer Optikusneuropathie wirksam verhindern oder rückgängig machen können. Daher ist ein reproduzierbares und zuverlässiges Tiermodell der posterioren ischämischen Optikusneuropathie von großem Wert, um den Krankheitsprozess in vivo zu untersuchen und neue Therapieschemata für Neuroprotektion und Axonregeneration zu testen. Photochemisch induzierte ischämische Schädigung des Mikrogefäßsystems, die zu vasogenen Ödemen und Thrombosen führt, führt effektiv zu einer regionalen Gewebeischämie.

Die ischämische Schädigung breitet sich auf benachbarte Bereiche aus und wird durch die mikrovaskuläre Kompression aufgrund eines begleitenden vasogenen Ödems weiter verschlimmert. Wir induzierten diese Form der Ischämie selektiv durch den Direktor des Bbar-Sehnervs, um die durch die posteriore ischämische Optikusneuropathie verursachte Schädigung widerzuspiegeln. Hier demonstrieren y Wang und Dale Brown Schritt für Schritt das Verfahren.

Unseres Wissens nach wurde das Modell der ischämischen Verletzung des hinteren Sehnervs so weit entwickelt, dass dieses Modell eine Ischämie hervorruft und gleichzeitig ein physisches Trauma vermeidet. So können physiologische Prozesse der posterioren ischämischen Optikusneuropathie besser nachgeahmt werden. In diesem Video zeigen wir das gesamte Verfahren unseres Rep-Modells der posterioren ischämischen Optikusneuropathie nach chirurgischer Freilegung der Eryri Biene des hinteren Sehnervs.

Ein photosensibilisierender Farbstoff wird intravenös injiziert und ein Laserstrahl auf die Oberfläche des Sehnervs fokussiert. Die photochemische Wechselwirkung zwischen Eryri B und dem Laser während der I-Bestrahlung schädigt das Gefäßendothel und führt zu einem mikrovaskulären Verschluss, der durch Thrombozytenthrombose und aöse Kompression vermittelt wird. Die daraus resultierende ischämische Schädigung führt zu einem allmählichen, aber ausgeprägten Absterben der retinalen Ganglienzellen aufgrund eines Verlusts des axonalen Inputs, einer Fernverletzung, die induziert und klinisch relevant ist.

YA-Laser mit 532 Nanometern und 300 Milliwatt maximaler Leistung. Als nächstes kommt ein Strahlhubschrauber, der mit 250 Hertz arbeitet und verwendet wird, um die durchschnittliche Leistung auf 7,5 % seiner Spitzenleistung zu reduzieren. Wir haben einen normalerweise geschlossenen ENC-Strahlverschluss mit einem kleinen Loch mit einem Durchmesser von 100 Mikrometern, um im geschlossenen Zustand einen schwachen Zielstrahl zu erzeugen.

Als nächstes folgt eine plankonvexe Linse mit einer Brennweite von 25 Zentimetern und schließlich ein rotes Winkelprisma, um den Strahl nach unten auf den Sehnerv zu lenken. Nachdem der Laserstrahl von seiner Quelle ausgegangen ist, durchläuft er den Zerkleinerer, wodurch die durchschnittliche Leistung auf 7,5 % seiner Spitzenleistung reduziert wird. Der Chop-Strahl wird dann vom Verschluss abgefangen, der im geschlossenen Zustand einen sehr schwachen Zielstrahl erzeugt, indem er den Strahl durch das Loch mit einem Durchmesser von 100 Mikrometern räumlich filtert.

Dieser schwache Strahl wird dann von der Linse gebündelt und im rechten Winkel nach unten umgelenkt. Das Prisma auf den freiliegenden hinteren Sehnerv I Die Bestrahlung wird gestartet, indem ein Sicherheitsfilter in den Strahlengang eines Operationsmikroskops geschaltet und der Strahlverschluss mit einer Sekunde Verzögerung geöffnet wird. An diesem Punkt wird der Chop-Strahl mit voller Leistung fokussiert und nach unten auf den freiliegenden Sehnerv gerichtet.

Bei einer Wechselwirkung zwischen dem Strahl und der im Blutkreislauf gelösten Ethinbiene wird dieses 5 32 Nanometer große grüne Laserlicht effizient von dem zirkulierenden ery absorbiert, und der B-Farbstoff und die Fluoreszenz sind gelber molekularer Sauerstoff, der mit einem Farbstoffmolekül im Triplett-Zustand kollidiert, akzeptieren seine Anregungsenergie und werden zu Singulett-Sauerstoff, der hochreaktiv ist. Der CT-Sauerstoff oxidiert dann direkt das vaskuläre Endothel und verursacht eine punktuelle Schädigung der Barriere, die spezifisch Blutplättchen anzieht und auch das Austreten von Plasma in das Parenchym erleichtert. Dieser Schädigungsprozess führt somit sowohl durch Thrombose als auch durch vasogenes Ödem infolge der mikrovaskulären Kompression zu einem Gefäßverschluss, die Leiter bewirkt eine Ausdehnung der Läsion über die Eindringtiefe des Laserlichts hinaus.

Wenn die Technik richtig durchgeführt wird, enthält das Blutplättchenthrombin keine Ballaststoffe. Damit unterscheidet sich diese Methode von dem wesentlich weniger effizienten wärmeabhängigen Fußkoagulationsprozess. Der Betrieb mit hoher Spitzenleistung erhöht die effektive Eindringtiefe in den opaleszierenden Sehnerv und reduziert gleichzeitig die durchschnittliche Leistung über den Strahl auf 7,5 %.

Das Hacken trägt dazu bei, dass ein chemischer Prozess des Fußes und kein thermischer Prozess bei unseren anästhesierten Ratten mit einer intraperitonealen Injektion des Ketamins Diaz im Cocktail zu einer Gewebeverletzung führt. Nach der Betäubung legen Sie sanft eine Zunge nach vorne, um Erstickung zu verhindern, rasieren Sie die Operationsstellen und wenden Sie die Replikation an, verstärken Sie sie auf beide Augen, um ein Ziehen der Hornhaut während der Operation zu verhindern. Beurteilen Sie die Anästhesieschritte, um sicherzustellen, dass das Tier während der Operation keine Schmerzen verspürt.

Beginnen Sie mit der Katheterisierung der Oberschenkelvene. Befestigen Sie vor chirurgischen Eingriffen ein sterilisiertes und mit Kochsalzlösung gespültes Schlauchstück an einer Ein-ml-Spritze, die eine vordosierte 2%eryri B-Lösung enthält. Bei einer Dosis von 20 Milligramm pro Kilogramm Körpergewicht montieren Sie die Spritze in eine Infusionspumpe, die auf eine Geschwindigkeit von 600 Mikrolitern pro Minute eingestellt ist.

Reinigen Sie die Operationsstelle, indem Sie den Bereich mit 10 % Povidon-Jod und 70 % Ethanol abwischen. Machen Sie einen Schnitt an der Basis des rechten Oberschenkels mit einer Klinge mit der Nummer 15. Schneiden und spreizen Sie mit einer Schere durch die Membran und trennen Sie den Muskel mit einer Zange, bis der Ast der Oberschenkelvene sichtbar wird.

Präparieren Sie bei Bedarf mit Schere und Pinzette weiter nach unten, um das Gefäß bei Bedarf vom umgebenden Gewebe zu trennen. Reinigen Sie den Operationsbereich mit kaltsterilem BSS, um die Visualisierung der Vene zu erleichtern. Trennen Sie vorsichtig die Hülle, die die Vene, die Arterie und den Nerv umgibt, vom darunter liegenden Gewebe.

Isolieren Sie dann die Vene mit einer stumpfen Dissektion an den Seiten. Führen Sie zwei Nadellisten Nylonnähte unter die Vene, indem Sie das Gefäß vorsichtig anheben, eine Pinzette mit feiner Spitze darunter platzieren und sie greifen und hinüberziehen. Löse die distale Vene fest und mache einen lockeren Knoten um die proximale Vene.

Machen Sie einen Teilschnitt der Vene in der Nähe der distalen Ligatur und erweitern Sie sie nach Bedarf. Führen Sie mit einer Pinzette, die die Venenwand am Schnitt hält, den Kochsalzspülschlauch vorsichtig in das Gefäß ein. Ziehen Sie dann den losen proximalen Knoten um den Schlauch fest. Verankern Sie den Schlauch, indem Sie ihn an die distale Naht binden.

Nachdem Sie die Qualität der Katheterisierung überprüft und sichergestellt haben, dass sie frei von Verstopfungen oder Undichtigkeiten ist, schließen Sie den Schnitt vorübergehend mit Nähten, um die Katheterisierung und das Gewebe zu schützen. Bereiten Sie die Operationsstelle mit 10 % Poon-Jod-Waschmittellösung und 70 % Ethanol vor. Machen Sie mit einer Klinge mit der Nummer 15 einen Schnitt entlang der Haut hinter dem Auge und schneiden Sie dann das Bindegewebe mit einer Venice-Verstauchungsschere.

Fahren Sie mit dem Präparieren durch das Bindegewebe entlang des oberen Ries des Sehknochens fort. Achten Sie darauf, die lokalen Blutgefäße nicht zu stören. Präparieren Sie durch optisches Gewebe, bis der Musculus rectus superior sichtbar ist.

Der Sehnerv liegt darunter. Er zieht den Hautlappen und das Bindegewebe seitlich und nach unten zurück. Das Auge dreht sich nach vorne und außen.

Führen Sie vorsichtig eine scharfe Pinzette ein und dehnen Sie sie parallel zum Nerv aus, um ihn freizulegen. Das Netzwerk von Mikrogefäßen, die es speisen, wird während der Laserbestrahlung ins Visier genommen. Achten Sie darauf, während der Bedienung des Laserbestrahlungsgeräts immer eine orangefarbene Schutzbrille zu tragen, um sich vor dem Laserlicht zu schützen.

Schalten Sie den Laser ein und passen Sie die Spitzen- und Durchschnittsleistung einige Minuten lang an. Vor allen Bestrahlungsverfahren. Setzen Sie das Tier vorsichtig auf das Gerät und positionieren Sie es so, dass der Zielstrahl in der Nähe der Stelle der Freilegung des Sehnervs scheint.

Legen Sie dann die Länge des Sehnervs vorsichtig mit einer Pinzette mit feiner Spitze wieder frei. Nehmen Sie kleine Anpassungen in der Positionierung vor, so dass der Zielstrahl den Sehnerv zwischen drei und vier Millimetern hinter dem Sehnervenkopf trifft. Injizieren Sie die Lösung von 2%iges Kolophonium B durch Aktivierung der Infusionspumpe und lassen Sie sie während dieser Zeit einige Sekunden lang mit einem kleinen Tropfen BSS zirkulieren, um die Oberfläche des Sehnervs zu befeuchten.

Nachdem Sie die Position des Zielstrahls überprüft haben, aktivieren Sie den Fußschalter-gesteuerten Sicherheitsfilter, gefolgt von einer Laserbestrahlung, und bestrahlen Sie 90 Sekunden lang. Gelbe Fluoreszenz, die durch den Filter orange erscheint, sollte von der oberen Oberfläche des Nervs aus beobachtet werden, und die Fluoreszenz sollte über den Sehnerv gleichmäßig gemacht werden. Bei leichten Positionsverstellungen der Ratte öffnet sich der Sicherheitsfilter nach der Bestrahlung automatisch.

In einigen Fällen kann eine Mikroblutung beobachtet werden, die die Traktion auf den zusätzlichen Augenmuskeln lindert, das Auge wieder in eine neutrale Position bringt und den Schnitt mit unterbrochenen Nähten schließt. Durchtrennen Sie die Nähte, die die Katheterisierung der Oberschenkelvene halten, und ziehen Sie den Schlauch vorsichtig heraus. Binden Sie die proximale Oberschenkelvene fest ab, um ein Auslaufen zu verhindern, und schließen Sie den Schnitt mit unterbrochenen Nähten.

Tragen Sie eine antibiotische Salbe auf beide Schnitte auf und überprüfen Sie den Fundus auf die vaskuläre Integrität der zentralen Netzhautvene und der Arterie. Bringen Sie das Tier zur Genesung in einen sauberen, beheizten Käfig, verabreichen Sie postoperative Schmerzmittel und pflegen Sie das Tier. Befolgen Sie die Richtlinien für die institutionelle Tierhaltung.

Untersuchen Sie das postoperative Tier häufig, um sicherzustellen, dass die Inzisionsstelle sauber und frei von Infektionen ist, untersuchen Sie Schmerzen und stellen Sie angemessene Schmerzmittel bereit und überwachen Sie eine angemessene Fütterung und andere Verhaltensweisen. Konfokale Bildgebung von retinalen flachen Monaten kann verwendet werden, um das Überleben von retinalen Spielzellen nach Induktion der posterioren ischämischen Optikusneuropathie mit Retro-Lipin von Flared im Vergleich zu Kontrolltieren zu quantifizieren. Zwei Wochen nach der Induktion von PI one sind bei Tieren signifikant weniger Ziegenblütenzellen vorhanden.

Es wird kein signifikanter Unterschied zwischen der Anzahl der retinalen Ganglienzellen bei der Kontrolle der Scheintiere beobachtet. Dies deutet darauf hin, dass der Zellverlust der Netzhautbande durch die Kombination von A B und Laserbestrahlung und nicht durch die Wärmeenergie des Lasers allein hervorgerufen wird. Der kritischste Teil des Eingriffs ist die Freilegung und Bestrahlung des Sehnervs.

Eine sorgfältige Dissektion ist notwendig, um eine Schädigung des Nervs durch die Haifischzange mit feiner Spitze oder durch Dehnung der Augenarterie zu vermeiden. Treten Sie etwa einen Millimeter vom Sehnervenkopf entfernt in den Sehnerv ein. Wenn eine Strahlung in einem Abstand von drei bis vier Millimetern vom Sehnervenkopf wichtig ist, um die Ischämie auf die Kapillarsuppe zu beschränken, die den Nerv versorgt, und nicht auf die Arterien und alle ihre Äste, die die innere Netzhaut versorgen. Die endoskopische Untersuchung ist erforderlich, um die vaskuläre Integrität der zentralen Netzhautarterie und der Vene nach dem Eingriff zu gewährleisten. Mit voreingestellten Parametern für die Laserstrahlung.

Dieses Modell hat einen reproduzierbaren zeitlichen Verlauf des Zelltods, da die Spitzenintensität und die Bestrahlungsdauer zwei Determinanten der ischämischen Schädigung sind. Eine Änderung des Schweregrads dieser Parameter kann vorgenommen werden, um den Schweregrad der resultierenden Schädigung der retinalen Ganglienzellen für verschiedene Studienziele mit weiterer Optimierung anzupassen. Dieses Modell bietet eine neuartige Plattform für die Erforschung der Pathogenese und der molekularen Veränderungen der posterioren ischämischen Optikusneuropathie und kann zum Screening von Medikamenten für diese und andere ischämische Erkrankungen des Zentralnervensystems verwendet werden.